Manual de bioquimica medica

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONALESCUELA SUPERIOR DE MEDICINA

Departamento de Formación Básica DisciplinariaAcademia de Bioquímica Médica I

MANUAL DE LABORATORIO DEBIOQUÍMICA MÉDICA IPrimer Semestre 2013-2014

Julio 2013

Alumno:

Profesor:

Grupo: Grado: Equipo:

Escuela Superior de Medicina Laboratorio de Bioquímica Médica I

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Reglamento Interno de Bioquímica Médica I

CAPITULO I. DE LA INSCRIPCIÓN Y ORGANIZA-CIÓN DE LOS ALUMNOS

Artículo 1.La materia de Bioquímica Médica I es im-partida por los profesores de la Academia de Bio-química Médica I del Departamento de Formación Básica Disciplinaria.

Artículo 2.Para quedar inscritos y tener derecho a asistir al curso, los alumnos deberán:

a) Aparecer en las listas oficiales del Sistema de Administración Escolar del IPN.

b) Llenar y entregar una forma de registro y control interno que les proporcionarán los profesores de grupo el primer día de clases.

c) Entregar una fotografía reciente, de tamaño infan-til.

Artículo 3.Los incisos b y c mencionados en el artí-culo anterior, deben cumplirse a más tardar una se-mana después de iniciado el curso.

Artículo 4.Cada grupo deberá elegir en la primera semana de clases un representante, que será su vo-cero oficial, quien tratará los asuntos académicos re-lacionados con el curso ante sus profesores o la Academia.

CAPÍTULO II. DE LA ORGANIZACIÓN DEL CURSO

Artículo 5.El curso de Bioquímica Médica I es Teóri-co-Práctico y se desarrolla mediante tres tipos de ac-tividades:

a) Clases de Teoría. Se imparten en las aulas de la Escuela Superior de Medicina, asignadas a cada grupo al inicio del curso.

b) Prácticas de Laboratorio. Que se realizan en los Laboratorios de enseñanza del Departamento de Bioquímica.

c) Actividades complementarias. Las que sean asig-nadas por los profesores, y que complementen las actividades académicas.

Artículo 6.En las clases de Teoría se desarrollan los temas del programa con la participación activa de los alumnos.

Artículo 7.En las prácticas de Laboratorio los alum-nos realizan experimentos sobre temas que com-plementan la teoría, y resuelven problemas aplicati-vos.

Artículo 8.Las actividades complementarias, ver-sarán sobre tópicos de interés para la formación de los alumnos.

CAPITULO III. DE LA ASISTENCIA

Artículo 9.Como se indica en los incisos IV y VI del artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N., es obligación de los alumnos asistir con puntualidad y regularidad a las clases de teoría y prácticas de la-boratorio en los horarios que les serán notificados al inicio del curso.

Artículo 10.Los profesores controlarán la asistencia a clases de teoría y laboratorio, llamando lista de presentes al inicio de las sesiones, con un periodo de tolerancia de 15 minutos. No hay retardos. En las sesiones de laboratorio, los alumnos que lleguen después del periodo de tolerancia no podrán per-manecer en la sesión.

Artículo 11.Los alumnos asistirán a las clases de te-oría, prácticas de laboratorio y exámenes con uni-forme blanco, que incluye camisa o blusa blancos yzapatos blancos cerrados, NO TENIS y portando en la solapa izquierda del uniforme su credencial de alumno vigente, como lo marca el inciso VII del artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N. Quien no cumpla con este requisito no podrá permane-cer en la sesión, y se hará acreedor a la falta co-rrespondiente.

Artículo 12.Durante las sesiones tanto de Teoría como Laboratorio, los alumnos deberán activar el modo silencioso de sus teléfonos celulares, para no interrumpir el trabajo.

Artículo 13.Las inasistencias a teoría y laboratorio se podrán justificar dentro de los tres días hábiles si-guientes, con la documentación oficial pertinente. Debido a la falta de recursos, en caso de no asistir al laboratorio, el alumno podrá justificar la falta pero no reponer la práctica.

Artículo 14.Las actividades de otras materias, reali-zadas en el horario correspondiente a Bioquímica Médica I, no se consideran justificantes de falta.

CAPÍTULO IV. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-RIO

Artículo 15.Por razones de disciplina y seguridad, ninguna persona podrá trabajar en el laboratorio sin bata larga de laboratorio blanca y el equipo de segu-ridad. El alumno que no cumpla este requisito de-berá abandonar el recinto y se hará acreedor a la fal-ta respectiva.

Artículo 16.Queda estrictamente prohibido fumar e ingerir alimentos o bebidas en el laboratorio. En la misma forma, los alumnos deberán abstenerse de

Escuela Superior de Medicina Laboratorio de Bioquímica Médica I

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recibir visitas, así como sentarse en las mesas de trabajo, o realizar cualquier tipo de acciones indisci-plinadas.

Artículo 17.Para trabajar en el laboratorio los alum-nos formarán equipos, con base en las instrucciones que reciban del profesor al inicio del curso.

Artículo 18.Cada equipo de trabajo será responsa-ble del material de vidrio, utensilios, reactivos, apara-tos, etc. que utilice durante el desarrollo de la prácti-ca. Antes de iniciar la práctica deberán revisar cui-dadosamente dicho material y anotar en el vale cualquier anomalía que observe, ya que de no hacerlo se harán responsables de los daños que presente el material y deberán reponerlo en un plazo máximo de quince días, con nota de compra.

Artículo 19.Al terminar la práctica, el equipo deberá dejar la mesa de trabajo limpia y en orden, como la recibió.

Artículo 20.Los alumnos no podrán abandonar el la-boratorio hasta que la práctica termine, o cuando se-an autorizados por el maestro. Sí un alumno aban-dona el laboratorio sin autorización, se hará acreedor a la falta de ese día.

Artículo 21.El alumno deberá entregar un reporte escrito de la práctica, que formará parte de su eva-luación de laboratorio.

CAPITULO V. DE LA EVALUACIÓN

Artículo 22.La evaluación final de la materia, se hará con base en tres Evaluaciones Parciales Ordinarias, y los Exámenes Extraordinario y a Título de Sufi-ciencia.

Artículo 23.Las calificaciones quedarán registradas en el acta de examen correspondiente con un núme-ro entero de cero a diez. En calificaciones superiores a 6 con fracciones de cinco décimas o más, la califi-cación se aumentará al entero inmediato superior. En calificaciones inferiores a 6, las fracciones deci-males serán consideradas nulas.

Artículo 24.La evaluación parcial ordinaria de la ma-teria se hará tomando en cuenta los resultados obte-nidos en:

a) El examen parcial departamental de los temas re-visados en el aula.

b) La calidad del trabajo en el laboratorio y de los in-formes de práctica.

c) Las actividades académicas complementarias.

Artículo 25.Los exámenes departamentales ordina-rios, extraordinario y a título de suficiencia, se reali-zarán en el lugar, fecha y hora que se dará a cono-cer al inicio del curso.

Artículo 26.Todos los grupos deberán iniciar los exámenes departamentales a la hora programada. Los sinodales de examen controlarán la asistencia, llamando lista de presentes al inicio del examen, con un periodo de tolerancia de 15 minutos, los alum-

nos que lleguen después del periodo de toleran-cia no podrán presentar examen.

Artículo 27.Durante los exámenes, los alumnos no podrán llevar consigo teléfonos celulares.

Artículo 28.Para tener derecho a presentar cada uno de los exámenes departamentales ordinarios, los alumnos deberán tener un mínimo del 80% de asistencia global (en teoría y laboratorio) en el perio-do examinado, siempre y cuando no hayan acumu-lado más del 20% de faltas en el laboratorio (del total de prácticas del curso).

Artículo 29.Cuando por causa justificada (ver artícu-lo 13 del presente Reglamento) un alumno no pueda asistir a presentar un examen ordinario, deberá pro-ceder según el artículo 46 del Reglamento Generalde Estudios del IPN.

Artículo 30.Cada evaluación departamental ordina-ria se integrará por el 50% de la calificación del examen de teoría, más 30% de la calificación de la-boratorio, más 20% de la calificación de actividades complementarias del periodo correspondiente.

Artículo 31.La calificación final de la materia de Bio-química Medica I se obtendrá promediando las tres evaluaciones parciales ordinarias. La calificación mínima aprobatoria es de 6 (seis).

Artículo 32.Cuando un alumno no apruebe o intente mejorar su calificación ordinaria, deberá presentar el Examen Extraordinario, presentando el total de los contenidos de la materia.

Artículo 33.Para tener derecho a presentar el Exa-men Extraordinario de la materia, los alumnos de-berán contar con un mínimo de 80% de asistencia a las clases de teoría y también 80% de asistencia a las prácticas de laboratorio, del total de clases del curso.

Artículo 34.La calificación mínima aprobatoria del Examen Extraordinario será de 6 (seis). Cuando un alumno presente este examen para mejorar la califi-cación ordinaria obtenida, su calificación final será la más alta.

Artículo 35.Los alumnos que al término del curso tengan calificación reprobatoria y como mínimo 50% de asistencia a las sesiones de teoría y prácticas de laboratorio, tendrán derecho a presentar el Examen a Título de Suficiencia.

CAPITULO VI. OTROS

Artículo 36.Cualquier caso no contemplado en este Reglamento deberá someterse por escrito, a la Aca-demia de Bioquímica Médica I, para su discusión y resolución inapelable.

LA ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA IAgosto 2012

Laboratorio de Bioquímica Médica IEscuela Superior de Medicina

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Reglamento de Laboratorio de Bioquímica Médica I

CAPÍTULO I. DEL MATERIAL DE TRABAJO.Artículo 1.Cada grupo deberá entregar en el labora-torio 1000 hojas de papel Bond Xerox digital de 75 g/m2, tamaño carta, para copiadoras e impresoras laser y de inyección de tinta, antes de la primera se-sión de práctica. Comprar un rollo de papel encerado para trabajar en el laboratorio.

Artículo 2.Durante las sesiones de práctica cadaequipo de trabajo deberá contar con el material si-guiente: Franela, cerillos, masking tape, marcador indeleble, rollo de toallas de papel absorbente, 1 litro de agua destilada y un tubo de tiras reactivas para medir pH, con escala de 1 a 14.

Artículo 3.Para su protección, durante su perma-nencia en el laboratorio cada alumno debe contar con el equipo de protección siguiente: bata de labo-ratorio blanca larga y abotonada, gorro de cirujano,mascarilla de protección, NO GOGLES y guantes de cirujano.

CAPÍTULO II. DE LA ASISTENCIA.Artículo 4.Los(as) alumnos(as) que lleguen después del periodo de tolerancia, TENDRÁN FALTA Y NO PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO. NO HAY RETARDOS.

Artículo 5.Los(as) alumnos(as) que abandonen el laboratorio sin autorización del profesor, TENDRÁN FALTA Y NO PODRÁN PERMANECER EN EL LA-BORATORIO.

Artículo 6.Los alumnos que no cumplan con los re-quisitos de seguridad señalados en el Artículo 3 del presente reglamento, NO PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO Y SE HARÁN ACREEDO-RES A LA FALTA CORRESPONDIENTE.

Artículo 7.Cuando sea necesario tomar muestra, y no haya sido previamente designado algún o algu-nos donadores con un fin específico, el donador de cada equipo será el último(a) alumno(a) que llegue a esa sesión.

CAPÍTULO III. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-RIO.Artículo 8.Al asistir a las sesiones de práctica, los alumnos deberán entrar al laboratorio con su equipo de seguridad completo, bata blanca puesta abotona-da y llevar consigo su manual de laboratorio engar-golado con gusano de plástico y cubiertas de plásti-co transparente, debidamente rotulado con los si-guientes datos en la primera hoja:

a)Nombre del laboratorio.b)Nombre del alumno.c)Nombre del profesor.d)Número de equipo.e)Grupo y grado.

Artículo 9.La segunda hoja será el Reglamento In-terno de la materia, seguido del presente reglamento y la las Reglas de Seguridad del Laboratorio.

Artículo 10.El día martes anterior a la práctica, en el momento de tomar lista, cada equipo de laboratorio entregará un Formato de Reporte de Práctica, im-preso en computadora o escrito a máquina, rotulado con los siguientes datos en la primera hoja:

a)Nombre del laboratorio.b)Título de la práctica.c)Grupo.d)Número de equipo.e)Nombre de los integrantes del equipo que partici-

paron en la elaboración.f)Nombre del profesor.g)Fecha de entrega.h)Fecha de la práctica.

Artículo 11.El resto del formato debe incluir:

a)Objetivo y fundamento generales para toda la práctica.

b)Objetivo y fundamento específicos de cada expe-rimento.

c)Cuestionarios resueltos, incluyendo reacciones y cálculos.

d)Espacios apropiados para:i.registro de resultados (Tablas, Cuadros, Gráfi-cos, etc.)

ii.elaboración de datos experimentales (cálcu-los, transformaciones, etc.)

iii.discusión y conclusiones de cada experimen-to, y de la práctica completa.

e)Bibliografía consultada.

Artículo 12.Los equipos que no entreguen el Forma-to de Reporte de Práctica, en la forma y momento que se solicite, se harán acreedores a una califica-ción de cero en esta parte de su evaluación.

Artículo 13.Los equipos que hayan entregado en tiempo y forma su Formato de Reporte de Práctica, lo recibirán calificado, el miércoles siguiente para que efectúen, en el mismo documento, a mano las correcciones que se indiquen.


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Artículo 14.Al inicio de cada práctica, los profesores asignarán a cada alumno el experimento(s) que rea-lizarán en la sesión.

Artículo 15.Al final de la sesión de laboratorio y an-tes de retirarse, cada equipo entregará el Formato de Reporte de Práctica completo, incluyendo:

a)Para cada experimento:i. Nombre del alumno(a) que lo efectuó.ii. Registro de resultados.iii. Elaboración de datos experimentales.iv. Discusión de resultados.v. Conclusión.

b)Conclusiones generales de la práctica.

Artículo 16.Al terminar su trabajo y después de haber entregado el material de la práctica y su repor-te, los integrantes de cada equipo abandonarán el laboratorio, para no distraer a sus compañeros, de-jando su lugar de trabajo limpio y ordenado.

Artículo 17.El día hábil siguiente a cada sesión de práctica, en el salón de clase se realizará la discu-sión de resultados, para lo cual los alumnos deberán contar con los datos experimentales.

CAPÍTULO IV. DE LA EVALUACIÓN.Artículo 18.Formato Reporte de Práctica y muestras por Equipo. Es hasta el 20% de la calificación. Se evalúan:

a)Puntualidad en la entrega.b)La calidad de los objetivos y fundamentos de ca-

da experimento.

c)Respuesta de cuestionarios.d)Elaboración de cálculos.e)Que la(s) muestra(s) sea(n) adecuada(s).

Artículo 19.Trabajo Individual en el Laboratorio. Re-presenta hasta el 50% de la calificación. Incluye

a)Puntualidad en la asistencia.b)Resultados prácticos, obtenidos en los problemas

asignados en el laboratorio.c)La velocidad, orden, limpieza y disciplina con que

cada alumno realice su trabajo en el laboratorio.Artículo 20.Reporte de práctica. Representa hasta el 20% de la calificación. Se evalúa básicamente:

a)Puntualidad en la entregab)Discusión.c)Conclusiones.d)Respuestas de los cuestionarios.e)Elaboración e interpretación de cálculos y gráfi-

cas.Artículo 21.Participación en la sesión de discusión de resultados. Representa hasta el 10% de la califi-cación. Se toma en cuenta:

a)Participación en la discusión.b)Calidad de la participación.

Artículo 22.La calificación parcial ordinaria de Labo-ratorio será el promedio aritmético de las calificacio-nes obtenidas en las prácticas realizadas durante el periodo evaluado, ajustadas a valores enteros, como se indica en el Reglamento Interno de la materia.

PROFESORES DE TEORÍA Y LABORATORIOGRUPOS 2CM4 Y 2CM10

AGOSTO 2012


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Reglas de Seguridad en el Laboratorio de Bioquímica Médica I

El manejo inapropiado de sustancias, materiales y equipo que se encuentran en el laboratorio, repre-senta peligro tanto a la salud de las personas, como a la integridad de las instalaciones y equipo de traba-jo. Es por ello que se deben obedecer las Reglas de seguridad que se enlistan a continuación, clasifica-das en los siguientes grupos:

1. Sustancias químicas2. Material biológico y animales de laboratorio3. Material de vidrio4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas5. Orden y limpieza

1. Sustancias químicas.o Cada sustancia debe tener etiqueta de identifica-

ción, si no es así no los utilice.o Antes de utilizar una sustancia, verifique que se

trata del reactivo correcto y que tiene la concen-tración requerida.

o Identifique la naturaleza de la sustancia y el tipo de peligro que implica su manejo; ¿es veneno?, ¿qué tan tóxico es?, ¿es inflamable?, ¿es corrosi-vo?

o Evite el contacto o exposición innecesaria con sustancias químicas, utilice el equipo de protec-ción adecuado y disponible: bata larga, lentes, guantes, campana extractora, etc.

o No pipete sustancias químicas directamente. Siempre utilice la prepipeta.

o Evite inhalar productos químicos y sus vapores.o Trabaje y mantenga bajo la campana los reactivos

corrosivos o volátiles.o Los hidrocarburos ligeros y solventes deben ma-

nejarse lejos del fuego u otras fuentes de calor. Empleé baño maría para calentarlos.

o Para diluir los ácidos, estos deben verterse lenta-mente en el agua, agitando cuidadosamente.

o No vierta agua directamente sobre el ácido porque provocará salpicaduras

o No deje sobre la mesa tapones de frascos de áci-dos u otras sustancias corrosivas, porque se pue-den contaminar o dejar residuos corrosivos que podrían causar quemaduras.

2. Material biológico y animales de laboratorioo Para el manejo de estos materiales pretéjase ade-

cuadamente según sea el caso. Usando guantes, cubre boca, etc.

o Para la manipulación y el sacrificio de los anima-les de experimentación siga las indicaciones del Profesor.

o Maneje cuidadosamente las muestras biológicas (sangre, orina, saliva, etc.) para evitar contamina-ciones de personas y materiales.

o Todo el material biológico, equipos y de desecho (cadáveres, muestras biológicas, algodón, gasas, guantes, jeringas, etc.) deberán ser incinerados adecuadamente, para lo cual, deberá usted seguir las instrucciones del Profesor para dejarlos con-venientemente preparados.

3. Material de vidrioo Debe examinar todo el material de vidrio antes de

utilizarlo, para detectar la existencia de grietas o roturas. En el caso de que encuentre material de-fectuoso, repórtelo de inmediato al encargado del laboratorio para que se lo cambie.

o No use el material de vidrio con orillas cortantes, con cuarteadoras, o en general en mal estado.

o Debe transportar, mover o manipular sólo la canti-dad de material de vidrio que pueda manejar con seguridad.

o Use pinzas, franela o guantes de asbesto para transportar o mover recipientes de vidrio calientes.

o Nunca deje material roto para ser lavado, repórte-lo y tírelo a la basura.

o No deje vidrios rotos sobre la mesa o en cualquier otro lugar en donde pueda causar accidentes.

o Al calentar recipientes de vidrio, use llama suave al principio del calentamiento.

o Limpie inmediatamente los materiales que goteen o se derramen, mediante uso de la franela u otros materiales para embeber el líquido y evitar que se disperse.

o En caso de líquidos tóxicos derramados, pretéjase adecuadamente y ventile el área.

4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas.o No use equipo eléctrico defectuoso.o Verifique que los enchufes y conexiones estén en

buenas condiciones; en caso de que existan ca-bles desnudos o en mal estado, repórtelos inme-diatamente.

o Maneje el equipo eléctrico y sus conexiones con las manos secas y cerciórese que el piso se en-cuentra seco. Mantenga seco el espacio alrededor del equipo eléctrico.

o Antes de encender el mechero, revise que tanto éste como la manguera se encuentren en buen estado, verifique que esté adecuadamente conec-tado a la tubería de gas (tubos de color amarillo) y retire todo material inflamable cercano.


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o En caso de accidente, retírese inmediatamente y cierre la llave de paso que se encuentra bajo la tarja de cada mesa.

5. Orden y limpiezao Una vez verificado el buen estado del material de

vidrio, lávelo para asegurar su limpieza.o Mantenga siempre limpia y en orden su área de

trabajo.o No intercambie el contenido de los frascos de re-

activo. Use sólo los tapones de los recipientes co-rrespondientes.

o Cuando requiera volver a llenar sus frascos reacti-vos, transfiera del frasco de almacenamiento, la cantidad necesaria a través de un vaso de precipi-tados, no devuelva el sobrante al envase original, busque otro frasco reactivo y vierta el sobrante. Nunca emplee pipetas para efectuar este proce-dimiento.

ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA IEnero 2007


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Calendario de Prácticas de LaboratorioGrupos 2CM4 y 2CM10

Práctica Fecha

Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I 15 de Agosto

Propiedades de las Soluciones 22 de Agosto

Soluciones Electrolíticas y pH 29 de Agosto

Soluciones Reguladoras 5 de Septiembre

Propiedades de Proteínas 26 de Septiembre

Cinética Química y Catálisis 3 de Octubre

Cinética Enzimática 10 de Octubre

Propiedades de Glúcidos 17 de Octubre

Oxidaciones Biológicas 7 de Noviembre

Propiedades de Lípidos 14 de Noviembre

Propiedades de Ácidos Nucléicos 21 de Nociembre


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ContenidoREGLAMENTO INTERNO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I IREGLAMENTO DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I IIICAPÍTULO I. DEL MATERIAL DE TRABAJO. IIICAPÍTULO II. DE LA ASISTENCIA. IIICAPÍTULO III. DEL TRABAJO EN EL LABORATORIO. IIICAPÍTULO IV. DE LA EVALUACIÓN. IVREGLAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I VCALENDARIO DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO VIICONTENIDO VIIIINTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I 1Distribución de alumnos 1El Vale de material de laboratorio. 1Manejo del mechero Fisher. 2Como calentar un líquido en un tubo de ensaye. 2Manejo de reactivos líquidos. 3Manejo de reactivos sólidos. 4Como tarar tubos para centrifugación. 4PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES 6Medida de la presión osmótica. Método directo 6Preparación de una solución de NaCl 2% p/v 6Diálisis 7Preparación de una solución de CH3COOH 0.1M 8Titulación 9Difusión en líquidos 10SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS Y PH 11Disociación de una sal y Electrolisis del agua 11Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles 11Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes 12Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles. 13Acidez de titulación 14SOLUCIONES REGULADORAS 15Apreciación del poder regulador y efecto de la concentración 15Curva de titulación de Glicina 16Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido. 17PROPIEDADES DE PROTEÍNAS 18Determinación del punto isoeléctrico de la Caseína 18Reacción de Ninhidrina. 19Reacción del Biuret 19Reacción Xantoprotéica 20Reacción de Millon 20Reacción de aminoácidos azufrados. 21Precipitación de proteínas por metales pesados 22Precipitación de proteínas por ácidos fuertes. 23


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Precipitación por alcohol 23CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS 25Comprobación de la ley de acción de masas 25Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de Reacción 25Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción química 26Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química. 27Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de la Sacarosa 28Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de la Sacarosa 29CINÉTICA ENZIMÁTICA 30Preparación de la solución de Amilasa 30Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimática 30Efecto del pH sobre la actividad enzimática. 31Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reacción enzimática. 32Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reacción enzimática. 33PROPIEDADES DE GLÚCIDOS 35Determinación de la estructura cristalina de glúcidos. 35Formación de Osazonas 35Reacción de Molisch-Udransky 36Reacción de Fehling 37Reacción de Barfoed 37Reacción de Bial 38Reacción de Seliwanoff 38Reacción de Lugol 39OXIDACIONES BIOLÓGICAS 41Oxidación por pérdida de electrones 41Oxidación por deshidrogenación 42Obtención de la fracción mitocondrial del tejido 42Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica 43Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa. 44PROPIEDADES DE LÍPIDOS 46Reacción de Hanus o Índice de yodo 46Extracción de lípidos de Cerebro. 47Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina. 47Identificación de cerebrósidos. 48Reacción de la Acroleína. Identificación de acilglicéridos. 48Reacción de Liebermann-Burchards 49Grado de permeabilidad de una capa lipídica 49PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS 51Obtención de DNA del bazo 51Identificación y Cuantificación de DNA. 52Identificación y Cuantificación de RNA 53Identificación y Cuantificación de Fosfato Total 54APÉNDICE I. CURVA TIPO DE AZUCARES REDUCTORES 56APÉNDICE II. PUENTE DE WHEATSTONE 57


mlvm / maov / 1Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I

INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DEBIOQUÍMICA MÉDICA I

Distribución de alumnos

Desarrolloa) Antes de entrar al laboratorio, todos los alumnos deberán tener puesta y abotonada su

bata de laboratorio. También deben tener listo su material de trabajo.

b) Cuando el profesor lo indique, los alumnos colocarán su mochila en el lugar que les sea designado.

c) Siguiendo las instrucciones de su profesor, localice su mesa de trabajo e inmediatamen-te diríjase a ella.

d) En su mesa, localice tomas de corriente, desagües, tuberías y sitios donde puede traba-jar.

e) Ubique la posición de su mesa de trabajo, respecto de la mesa de la campana, instala-ciones de seguridad, extintores, zonas de seguridad y rutas de evacuación.

f) Con base en la explicación recibida, identifique el uso de cada una de las tuberías que encuentre en su mesa de trabajo y márquelas con masking tape. Espere a que su pro-fesor confirme que su etiquetado es correcto.

g) Localice la posición de las válvulas de seguridad de cada tubería.

Cuestionario1. Elabore un esquema de su mesa señalando la posición de las tomas de corriente, de-

sagües y válvulas de flujo.2. Elabore un esquema del laboratorio e indique en él, las zonas de seguridad, la posición

del equipo de seguridad y marque la ruta de evacuación desde su mesa.3. En el esquema de la mesa de trabajo que elaboró en el ejercicio anterior, marque la po-

sición de las válvulas de seguridad.

El Vale de material de laboratorio.

Desarrolloa) Tomando como referencia el vale de laboratorio, que se encuentra en la charola de ma-

terial, identifique y revise cuidadosamente, cada una de las piezas que se le proporcio-naron, indicando en el vale, cualquier defecto que encuentre.

b) Rotule cada pieza identificada con una etiqueta de masking tape. Reúna en la charola el material de nombre y/o empleo desconocidos, o de cuyo estado tenga duda, y pregún-telo a su profesor. Espere a que su profesor compruebe que su marcado es correcto.

c) Una vez revisado todo el material, complete la información que se solicita en el vale y entréguelo al personal técnico de laboratorio.

Cuestionario1. ¿Para qué se emplea cada una de las piezas de material de laboratorio siguientes?

Tubo de ensaye



Pipeta

Bureta

Probeta

Mortero

Manejo del mechero Fisher.

Desarrolloa) No encienda el mechero hasta que su profesor se lo indique.

b) Asegúrese que el tornillo de control de flujo de gas esté abierto aproximadamente a la mitad de su capacidad total. El flujo de gas se disminuye girando el tornillo en el sentido de las manecillas del reloj y se aumenta en sentido contrario.

c) Si es necesario, conecte el tubo de hule del mechero a la llave de gas, la llave debe es-tar completamente cerrada, con la manija en posición transversal respecto de la salida del gas. Recuerde que la tubería de gas es de color amarillo.

d) Abra la llave de gas, colocando la manija en un ángulo aproximado de 45 grados res-pecto de la salida del gas. Escuchará un ligero zumbido provocado por el flujo del gas.

e) Encienda el mechero, aproximando la flama de un cerillo o encendedor al borde de la parte superior del mechero, no coloque la flama del cerillo en el centro del mechero porque el flujo de gas la apagaría. Tenga cuidad de no acercar su rostro ni objetos inflamables al mechero al momento de encenderlo, ni mientras esté encendido.

f) Ajuste la cantidad de aire que entra, usando el arillo de control de flujo de aire, para cambiar el tamaño de las aberturas de la parte inferior, hasta que la flama tenga una zona central de color azul claro, rodeada de otra de color azul oscuro o violeta, la parte más caliente de la flama se encuentra en la punta de la zona azul claro interna. Cuando la combustión es incompleta, por falta de oxígeno, la flama tiene color amarillo.

g) Deje el mechero encendido para usarlo en el ejercicio siguiente

Cuestionario1. Elabore un esquema del mechero Fisher, en el que se indique la posición del tornillo de

control de flujo de gas, el arillo de control de flujo de aire y la entrada del gas.

Como calentar un líquido en un tubo de ensaye.

Desarrolloa) En este ejercicio es aconsejable que todos los miembros del equipo se coloquen las

mascarillas de protección.

b) Llene su tubo de ensaye, aproximadamente hasta el 20% de su capacidad, con agua de la llave y sujételo con las pinzas para tubo de ensaye. Si es necesario, quítese los guantes de látex antes de iniciar el calentamiento.

c) Coloque el tubo sobre la flama del mechero, en posición inclinada, aproximadamente 70 grados, cuidando que la flama caliente la parte superior del líquido. Nunca caliente un tubo de ensaye en el fondo, o en posición vertical, porque se puede proyectar su contenido.



d) Mueva el tubo cuidadosamente, sin sacarlo de la flama, para que todo el líquido se ca-liente de la manera más uniforme posible.

e) Durante el calentamiento, dirija la boca del tubo hacia un lugar en que no se en-cuentre ninguna persona o material que se pueda dañar.

f) Jamás mire directamente la boca de un tubo de ensaye que se está calentando, aunque esté fuera de la flama del mechero.

g) Continúe el calentamiento hasta lograr que el agua hierva, sin proyectarse.

h) Nunca caliente solventes orgánicos en tubo de ensaye, directamente en la flama del mechero; siempre se hace en baño maría.

Cuestionario1. Elabore un esquema de la forma correcta de calentar un líquido en un tubo de ensaye.

Manejo de reactivos líquidos.

Desarrolloa) Cuando se miden cantidades pequeñas de reactivos líquidos, se usan pipetas gradua-

das o volumétricas. Para manejar con seguridad reactivos líquidos con pipeta, se usa siempre la pre-pipeta.

b) Al abrir un frasco de reactivo, coloque el tapón sobre la mesa para evitar contaminación.

c) Para extraer el líquido utilice una pipeta o un gotero limpios, Nunca vierta reactivos, di-rectamente del frasco para evitar escurrimientos.

d) Usando la pipeta de 10 mL, transfiera 5 mL de agua de un vaso de precipitados a un tu-bo de ensaye. Repita la maniobra hasta que pueda realizarla con seguridad.

e) Para manejar cantidades mayores de líquidos se usa la bureta. Siguiendo las instruc-ciones de su profesor, monte la bureta en el soporte universal. La graduación debe quedar hacia adelante.

f) Usando un vaso de precipitados, llene completamente la bureta con agua de la llave. No importa que rebase la graduación, pero tenga cuidado de que el agua no se derra-me.

g) Coloque el vaso de precipitados debajo de la bureta y usando la mano izquierda abra completamente la llave de esta para que el agua salga con velocidad y arrastre todo el aire del cuerpo de la bureta y de la llave.

h) Vuelva a llenar la bureta y ajuste el nivel superior a la graduación.

i) El uso más frecuente de la bureta es la titulación, en la cual se añade el reactivo gota a gota. Usando un matraz Erlenmeyer para recibir el agua, practique a abrir la llave de la bureta, siempre con la mano izquierda, hasta obtener velocidades de goteo constantes y a cerrarla cuando sea necesario. Es conveniente que al realizar esta maniobra utilice guantes de cirugía porque los reactivos que se usarán en las prácticas de laboratorio pueden causar daño al entrar en contacto con la piel.

j) El otro uso de la bureta es para añadir cantidades medidas de reactivo. Coloque un va-so de precipitados debajo de la bureta y practique a vaciar la bureta, 5 mL cada vez. Recuerde que la llave se maneja únicamente con la mano izquierda. Nunca debe dejar



que la bureta se vacíe completamente, pero si esto llegara a suceder, debe reiniciar el trabajo, en la forma como se indicó en los incisos f, g y h de este ejercicio.

Cuestionario1. Escriba la forma como preparó su pre-pipeta.2. Elabore un esquema de la forma correcta de montar la bureta.3. Explique por qué se maneja la llave de la bureta con la mano izquierda.

Manejo de reactivos sólidos.

Desarrolloa) Prepare una “charola de papel”, usando una hoja de papel limpio, si es posible encera-

do. La charola se prepara doblando el papel, aproximadamente a un centímetro de cada borde, y colocándolos en ángulo recto para formar una pared alrededor del papel. El tamaño de la charola depende de la cantidad de reactivo a pesar.

b) Encienda la balanza y espere a que se estabilice la lectura, si no está en cero, ajústela usando el botón de tarar (T)

c) Coloque la charola de papel en el plato de la balanza. Cuando se estabilice la lectura, tare a cero la balanza.

d) Abra el recipiente de reactivo y coloque la tapa sobre la mesa, boca arriba para evitar contaminación.

e) Usando una espátula, saque el reactivo del recipiente y colóquelo sobre la charola de papel. Si se rebasa la cantidad deseada, regrese el exceso de reactivo a su recipiente, usando la espátula. Nunca regrese al recipiente original un reactivo que se derrame fue-ra de la charola de papel o sobre la mesa.

f) Al terminar de pesar, cierre inmediatamente el frasco de reactivo para evitar que se hidrate y contamine.

g) Pese la cantidad de Cloruro de Sodio (NaCl, sal de mesa) que le indique su profesor y colóquela en el sobre de papel que se le proporcione. Escriba en el sobre, la cantidad de reactivo que contiene y entréguelo a su profesor.

Cuestionario1. Elabore un diagrama de la balanza, señalando la posición del botón de encendido y

apagado, del botón de tara y el de registro (R).2. ¿Cuál es la función del botón de registro?

Como tarar tubos para centrifugación.

Desarrolloa) En este ejercicio se usará la balanza de dos platillos.

b) Coloque las pesas de medición en la posición de cero. Asegúrese que la aguja o fiel de la balanza esté en posición cero. Si no lo está gire cuidadosamente las pesas de ajuste en el sentido que sea necesario, hasta lograr el equilibrio.

c) Coloque un frasco Gerber en cada platillo, cuidando que el más pesado quede en el platillo del lado izquierdo.



d) Deslice las pesas de medición de la balanza, hasta lograr que el fiel vuelva a la posición de equilibrio.

e) Coloque en cada frasco, una camisa de la centrífuga con un tubo de centrifuga que con-tenga 5 mL de agua.

f) Si el fiel de la balanza sale de equilibrio, usando una pipeta, añada agua de la llave, en-tre la camisa y el tubo de ensaye más ligero, hasta lograr que el fiel de la balanza re-grese al equilibrio.

g) Coloque los tubos tarados en la centrifuga, en posiciones simétricas y póngala a funcio-nar al máximo de revoluciones durante 3 minuto.

Cuestionario1. Elabore un esquema de la balanza de platillo, señalando la posición de las pesas de

ajuste y las de medición.2. Escriba la razón por la que es necesario tarar los tubos antes de centrifugar.


mlvm / maov / 6Propiedades de las Soluciones

PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES

Medida de la presión osmótica. Método directoMaterial

Saco de colodión grandeTubo capilar con tapón

Vaso de precipitados de 500 mLSoporte UniversalPinza para bureta

ReactivosSacarosa 6 M con rojo de Fenol

(ρ = 1.325 g / cm3)Agua

Desarrolloa) El osmómetro que se encuentra en la mesa al frente del laborato-

rio, consiste en el cuerpo de una jeringa, cerrada con una membra-na de colodión grande previamente preparado, conteniendo Saca-rosa 6 M, teñida con rojo neutro. En la jeringa se fija un tubo capi-lar. El dispositivo se sumerge en un vaso de precipitados con agua.

b) Marque el nivel inicial de la Sacarosa en el tubo capilar.

c) Observe el nivel de la solución cada 10 minutos, hasta que se de-tenga el proceso, anotando la altura ascendida en cada intervalo en la tabla siguiente.

Tiempomin

Alturacm

Tiempomin

Alturacm

Tiempomin

Alturacm

10 50 9020 60 10030 70 11040 80 120

Cuestionario1. ¿Cuándo debe detenerse la ósmosis?2. ¿La presión en el osmómetro depende de la altura o del radio de la columna de solu-

ción?3. Con los datos obtenidos, calcule la presión osmótica () a cada tiempo sabiendo que la

densidad de la solución de Sacarosa es 1.088 g/mL y la aceleración de la gravedad es 9.81 m s-2. Anote los resultados en la tabla siguiente.

Tiempomin

Pa

Tiempomin

Pa

Tiempomin

Pa

Tiempomin

Pa

10 40 70 10020 50 80 11030 60 90 120

4. Construya la gráfica de presión osmótica en función del tiempo.

Preparación de una solución de NaCl 2% p/vMaterial

Matraz aforado de 50 o 25 mLPipetas de 10, 5 y 1 mL

ReactivosNaCl (cloruro de sodio) sólido

agua destilada



Desarrolloa) Calcule el volumen de una solución de NaCl de concentración 2%, que se puede prepa-

rar con la cantidad de cloruro de sodio sólido que le proporcionen, considerando que el reactivo tiene 100% de pureza.

b) Anote a continuación los mL de solución de NaCl que preparará.

gramos de NaCl ______________ g

Volumen de solución __________ mL

c) En un vaso de precipitados de 100 mL disuelva el cloruro de sodio en una cantidad de agua destilada menor que el volumen final de solución y viértalo en un matraz aforado del volumen adecuado.

d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada, sin llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo, utilice una pipeta de 5 ó 10 mL

e) Guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Diálisis.

Cuestionario1. Describa detalladamente los cálculos realizados.2. Considerando que la solución es exactamente 2%, calcule su concentración en:

Molaridad

Normalidad

Osmolaridad

mEq/mL

mg/mL

moles %

DiálisisMaterial

Saco de colodión pequeñoPipeta 10 o 5 mL

Vaso de precipitados de 500 mLhilo de algodón

12 tubos de ensayo

ReactivosNaCl 2% preparado por su equipo

Almidón 2%Solución de Lugol

Solución de AgNO3 (nitrato de plata)agua destilada

Desarrolloa) En este experimento se utilizará la solución de NaCl 2% que preparó su equipo.

b) Humedezca un saco pequeño de colodión en agua destilada (mínimo 10 minutos) y ate un extremo con el hilo de algodón que se le proporcionará.

c) Con las pipetas apropiadas, coloque 1 mL de NaCl 2% y 10 mL de Almidón 1% y ate cuidadosamente el otro extremo del saco



d) Llene un vaso de precipitados de 500 mL con H2O destilada hasta 2/3 partes de su capacidad

e) Prepare dos tubos de ensayo, uno con 2 mL de NaCl al 2% y agréguele 2 gotas de AgNO3 (nitrato de plata), al otro tu-bo agréguele 2 mL de solución de almidón al 1% y 2 gotas de solución de Lugol. Rotúlelos como testigo + de cloru-ros y almidón respectivamente

f) En un tubo de ensaye coloque 2 mL del agua contenida en el vaso y añada 2 gotas de Lugol. En ausencia de almidón la solución se torna de color amarillo.

g) En otro tubo coloque 2 mL del agua contenida en el vaso y añada 2 gotas de AgNO3 Sin cloruros, la solución permanece translúcida.

h) Coloque el saco con Almidón y NaCl en el vaso de precipitados.

i) Después de introducir el saco, determine la presencia de Almidón y/o Cl- en el agua destilada cada 30 minutos, como hizo en los incisos e y f, hasta completar 2 horas.

j) Los testigos negativos t(-) para Almidón y Cl-, serán las muestras tomadas a tiempo cero, antes de introducir el saco.

k) Anote los resultados en la tabla siguiente.

Tiempo/min 0 Testigo (-) 20 40 60 80 Testigo (+)

Cl–

Almidón

l) No deseche los tubos, para comparar los resultados a los diferentes tiempos.

Cuestionario1. Escriba si al final dializaron el Almidón y los Cl- a través de la membrana.2. Anote las reacciones químicas que usó para detectar Almidón y Cl-.

Preparación de una solución de CH3COOH 0.1MMaterial

Matraz aforado de 100 mLPipetas de 10,5 y 1 mL

ReactivosCH3COOH (ácido acético) grado reactivo

Agua destilada

Desarrolloa) Calcule el volumen de una solución de CH3COOH comercial, con PM = 60, pureza =

99.7% y densidad a 20° C de 1.06 g/mL, que necesita para preparar 100 mL de solu-ción 0.1M de CH3COOH

b) Anote el volumen de CH3COOH que usará para preparar la solución.

mL de CH3COOH = __________ mL

c) Usando una pipeta, mida el volumen calculado de ácido acético y colóquelo en un ma-traz aforado de 100 mL limpio y seco. Mida la cantidad con la mayor precisión y cuidado posibles.



d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada, sin llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo de 100 mL,utilice la pizeta o una pipeta de 5 ó 10 mL.

e) Rotule y guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Titulación directa.

Cuestionario1. Describa detalladamente los cálculos que realizó para conocer el volumen de

CH3COOH concentrado que utilizó para preparar 100 mL de dicha solución.2. Considerando que la solución es exactamente 0.1M calcule su concentración en:

% (p/v)

Normalidad

Osmolaridad

mmoles/L

mg/L

mEq%

TitulaciónMaterial

Matraz aforado de 100 mLPipeta volumétrica de 10 o 5 mL

Bureta

ReactivosCH3COOH 0.1M preparado por su equipo

indicador de FenolftaleínaNaOH (hidróxido de sodio) 0.2N

agua destilada

Desarrolloa) En este experimento se utilizará la solución de CH3COOH 0.1 M que preparó su equi-

po.

b) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL coloque 10 mL de la solución de CH3COOH 0.1M, usando una pipeta volumétrica.

c) Añada 3 gotas de Fenolftaleína.

d) Monte la Bureta en el soporte universal, usando la pinza para bu-reta.

e) Usando un vaso de precipitados de 100 mL, llene la bureta con NaOH (hidróxido de sodio) 0.2 N. Recuerde que no debe dejar burbujas de aire dentro de la bureta.

f) Titule dejando caer gota a gota el hidróxido dentro del matraz Er-lenmeyer, hasta que la solución adquiera un ligero color rosa, que persista por 30 segundos. Anote el volumen hasta ese momento y añada una gota más, la solución debe tomar un color rosa in-tenso.

g) Anote los mL de NaOH 0.2N que gastó para neutralizar los 10 mL de CH3COOH.



Resultado = _______________ mL de NaOH 0.2N

Cuestionario1. Considerando que la solución de NaOH es exactamente 0.2N, calcule la verdadera

normalidad del CH3COOH problema.

Difusión en líquidosMaterial

Probeta de 100 mLMechero Bunsen

ReactivosAzul de Metileno en polvo

agua

Desarrolloa) Llene casi completamente una probeta de 100 mL con

agua de la llave.

b) Espolvoree una pequeña cantidad de azul de metile-no sobre la superficie y observe. Anote sus observa-ciones.

c) Caliente ligeramente un punto de la probeta y observe lo que sucede. Anote sus observaciones.

d) Observe el descenso del colorante a través de la columna de agua, anote si es unifor-me o no antes y después de calentar.

Cuestionario1. Escriba el concepto de disolución, difusión y convección.2. Elabore una tabla donde resuma 3 características que permitan diferenciar los tres

fenómenos anteriores


mlvm / maov / 11Soluciones Electrolíticas y pH

SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS y pH

Disociación de una sal y Electrolisis del aguaMaterial

CristalizadorPuente de WheatstoneElectrodos de carbón

matraz de 500 mLProbeta de 50 mL

ReactivosNaCl 10% (50 mL)Azul de Bromofenol

agua destilada

Desarrolloa) Coloque el cristalizador sobre un fondo

blanco y agregue 50 mL de solución de NaCl 10%.

b) Introduzca en la solución los electrodos de carbón conectados a una fuente de energía como el Puente de Wheatstone (ver esquema ).

c) Observe si se desprende o no, gas en los electrodos y anote en cual.

d) Agregue 3 gotas de Azul de Bromofenol como indicador. Este indicador es amarillo a pH por debajo de 3 y azul o púrpura a pH mayor

e) Observe los cambios de coloración cerca de los electrodos y anótelos.

Cuestionario1. Anote a que se deben los cambios de color del indicador.2. Escriba las reacciones químicas que se llevan a cabo en cada electrodo.

Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débilesMaterial

Vaso de precipitados de 100 mLcaimanes con alambrePuente de WheatstoneElectrodos de carbón

ReactivosSolución de HCl (ácido clorhídrico) 0.5 M

Solución de CH3COOH (ácido acético) 0.5 M



Desarrolloa) Coloque la solución de CH3COOH 0.5 M

en un vaso de precipitados, en cantidad suficiente para cubrir la tercera parte de los electrodos.

b) Introduzca los electrodos conectados a una fuente de energía (ver esquema ).

c) Registre la intensidad de la luz emitida por el foco

d) Aproxime los electrodos, sin que se to-quen y observe la intensidad de la luz emitida.

d) Devuelva la solución de CH3COOH 0.5 M al frasco correspondiente.

Cuestionario1. Escriba que relación existe entre la intensidad luminosa y la distancia que separa los

electrodos, y explique porqué.

Desarrollo (continuación)e) Lave bien el material y repita el experimento, incisos a, b, c y d, usando HCl 0.5 M.

f) Compare la intensidad de la luz emitida al usar esta solución respecto del CH3COOH. Anote sus observaciones.

g) Devuelva la solución de HCl 0.5 M al frasco correspondiente.

Cuestionario (continuación)2. Anote a que se deben las diferencias en la intensidad de la luz emitida

Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertesMaterial

Pipetas de 10 mLMedidor de Conductividad

ReactivosSolución de HCl 0.5 M

Solución de CH3COOH 0.5M



Desarrolloa) Siguiendo las instrucciones del Apéndice II, determine la resistencia de las soluciones

de HCl 0.5 M y CH3COOH 0.5 M.

b) Cuando termine de usar cada solución devuélvala al frasco correspondiente.

Cuestionario1. Calcule la conductividad de cada solución.2. Compare los valores de conductividad y concluya respecto de la fuerza de cada electro-

lito.

Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles.

MaterialMatraz aforado de 250 y 100 mLvaso de precipitados de 100 mL

Pipetas de 1 y 10 mL

ReactivosCH3COOH grado reactivo

HCl grado reactivoH2O destilada

Desarrolloa) Empleando la fórmula para ácidos fuertes, calcule la concentración de cinco soluciones

de HCl de pH 0.7, 1, 1.3, 1.6 y 2

b) Calcule los volúmenes de HCl con 37% de pureza y densidad = 1.18 g/mL, necesarios para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de pH conocido calculadas en el inciso anterior (a).

c) Empleando la fórmula para ácidos débiles, calcule la concentración de cinco soluciones de CH3COOH de pH 2.72, 2.87, 3.02, 3.17 y 3.37.

d) Calcule los volúmenes de CH3COOH con 99.7% de pureza, densidad = 1.06 g/mL y pKa = 4.74, necesarios para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de pH conocido calculadas en el inciso anterior (c).

e) Prepare las soluciones de HCl y CH3COOH que le indique su profesor y mida el pH de cada solución por el método potenciométrico.

Solución pH Teórico pH Potenciométrico

CH3COOH

HCl

f) Guarde las soluciones preparadas para usarlas en el experimento siguiente.



Acidez de titulaciónMaterial

Matraz Erlenmeyer de 250 mLBureta

ReactivosSolución de NaOH 0.1N

Solución de HCl preparada por su equipoSolución de CH3COOH preparada por su equipo

Fenolftaleína

Desarrolloa) Mida exactamente 10 mL de la solución de CH3COOH, preparada

en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de 250 mL.

b) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0.1N.

c) Mida exactamente 10 mL de la solución de HCl, preparada en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de 250 mL.

d) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0.1N.

e) Anote sus resultados en el cuadro siguiente.

Solución pH Gasto de NaOH 0.1N

CH3COOH

HCl

Cuestionario1. Describa los conceptos de acidez total y acidez verdadera.2. Explique sus resultados experimentales, tomando como base los conceptos anteriores.


mlvm / maov / 15Soluciones Reguladoras

SOLUCIONES REGULADORAS

Apreciación del poder regulador y efecto de la concentraciónMaterial

12 tubos de ensayoPipeta de 10 ó 5 mL

Pipeta de 1 mL

ReactivosKCl (cloruro de potasio) 0.5M

KH2PO4 (fosfato de potasio monobásico) 0.01 M y 0.1M

Na2HPO4 (fosfato de sodio dibásico) 0.01 M y 0.1M

Indicador de Rojo de FenolIndicador de Verde de Bromocresol

Indicador de Azul de TimolHCl 0.01N y 0.1N

NaOH 0.01N y 0.1NFenolftaleína

Desarrolloa) Prepare 3 series de cuatro tubos cada una con la composición siguiente.

SerieTubo I II III

1 5 mL H2O hervida y fría 5 mL H2O hervida y fría 5 mL H2O hervida y fría2 5 mL KCl 0.5M 5 mL KCl 0.5M 5 mL KCl 0.5M

32 mL KH2PO4 0.01M +3 mL Na2HPO4 0.01M






Indicador Rojo de fenol Verde de Bromocresol Azul de timol

b) Serie I. Compruebe que el pH es neutro añadiendo a cada tubo 5 gotas de Rojo de Fe-nol. Este indicador vira de amarillo a rojo en el rango de pH de 6.4 a 8.0. A pH neutro es rosa pálido.

c) Serie II. Añada a cada uno de los tubos, 5 gotas de Verde de Bromocresol. Este indica-dor vira de amarillo a verde en el rango de pH de 3.8 a 5.4, y a azul a pH mayor. Añada al tubo 1, 10 gotas de HCl 0.01N, y observe el cambio de color. Cuente el número de gotas, de HCl 0.01N que debe agregar al tubo 2 para igualar el color del tubo 1. Para los tubos 3 y 4 cuente las gotas de HCl 0.1N que debe agregar para igualar el color del tubo 1. Anote sus resultados en la tabla siguiente, multiplicando el número de gotas del HCl 0.1N por diez para poder comparar con los tubos 1 y 2.

d) Serie III. Agregue a los cuatro tubos, 5 gotas de Azul de Timol. Este indicador vira de amarillo a azul en el rango de pH de 8.0 a 9.6. Agregue al tubo 1, 10 gotas de NaOH 0.01N. Cuente el número de gotas de NaOH 0.01N que debe agregar al tubo 2 para igualar el color del tubo 1. Para los tubos 3 y 4 cuente las gotas de NaOH 0.1N que de-be agregar para igualar el color del tubo 1. Anote sus resultados en la tabla, multiplican-do el número de gotas del NaOH 0.1N por diez, para poder comparar con los tubos 1 y 2.



Serie Tubo 1 Tubo 2 Tubo 3 Tubo 4

II

III

Cuestionario1. Escriba que indica el cambio de color en cada una de las series y la razón de la diferen-

cia, en las cantidades ácido y base que hay que agregar a los tubos 2, 3 y 4 de cada serie, para igualar la coloración con el tubo 1.

2. Escriba las reacciones que ocurren al añadir, el ácido y la base fuertes al sistema amor-tiguador de fosfatos de las series II y III.

Curva de titulación de GlicinaMaterial

2 vasos de precipitados de 100 mLPipeta de 10 mL

Probeta de 50 mLAgitador magnético

PotenciómetroBureta

ReactivosGlicina 0.1NNaOH 0.1N

HCl 0.1N

Desarrolloa) En un vaso de precipitados de 100 mL, coloque 30

mL de Glicina 0.1N.

b) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador.

c) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro. (ver esquema )

d) Titule añadiendo los volúmenes de HCl 0.1N que se indican en la tabla siguiente.

e) Registre sus resultados en la tabla.

mL agregados deHCl 0.1N

pH de lasolución de

Glicina

mL agregados deHCl 0.1N


GlicinaAñadido Acumulado Añadido Acumulado0 0 4 15

0.5 0.5 5 200.5 1 5 251 2 2 272 4 1 283 7 1 294 11 1 30

f) En un vaso de precipitados limpio de 100 mL, coloque 30 mL de Glicina 0.1N.

g) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador.



h) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro.

i) Titule añadiendo los volúmenes de NaOH 0.1N que se indican en la tabla siguiente.

j) Registre sus resultados en la tabla.

mL agregados deNaOH 0.1N


Glicina

mL agregados deNaOH 0.1N


GlicinaAñadido Acumulado Añadido Acumulado0 0 4 15

0.5 0.5 5 200.5 1 5 251 2 2 272 4 1 283 7 1 294 11 1 30

Cuestionario1. Elabore la gráfica de pH en función del volumen acumulado de HCl y NaOH.2. En la curva de titulación, calcule los pKa de los grupos amino y carboxilo.3. Compare los pKa obtenidos en la curva, con los valores teóricos para Glicina y calcule el

punto isoeléctrico real y experimental.

Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido.Material

2 vasos de precipitados de 100 mLPipeta de 10 mL

Probeta de 50 mLPotenciómetro

ReactivosKH2PO4 0.1M

Na2HPO4 0.1M

Desarrolloa) Calcule los volúmenes de KH2PO4 0.1M y Na2HPO4 0.1M necesarios para preparar 50

mL de soluciones amortiguadoras con pH de: 6.2, 6.6, 7.0, 7.2, 7.4, 7.8 y 8.2. El pKa del par conjugado es de 7.2.

b) Tomando como base el resultado de sus cálculos, prepare la solución que le indique su profesor y compruebe el valor de pH con el potenciómetro.

Cuestionario1. Describa el procedimiento de preparación de la solución.


mlvm / maov / 18Propiedades de Proteínas

PROPIEDADES DE PROTEÍNAS

Determinación del punto isoeléctrico de la CaseínaMaterial

10 tubos de ensayoPipetas de 10 mLPipetas de 5 mLPipetas de 1 mL

ReactivosCaseína 5% en CH3COONa 0.1N

CH3COOH 1NCH3COOH 0.1NCH3COOH 0.01N

H2O Destilada

Desarrolloa) Preparar una serie de 10 tubos de ensayo, con las soluciones que se indican en la tabla

de la página siguiente.

Tubo

Solución 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL de Caseína 5% en CH3COONa 0.1N 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

mL de H2O Destilada 8.4 7.8 8.8 8.5 8.0 7.0 5.0 1.0 7.4 9.0

mL de CH3COOH 1N 1.6

mL de CH3COOH 0.1N 0.2 0.5 1.0 2.0 4.0 8.0

mL de CH3COOH 0.01N 0.6 1.2

pH Teórico

Observación a 15 min.

Observación a 30 min.

b) Mezcle completamente el contenido de cada tubo.

c) Observe el grado de turbidez o la precipitación que se produce en cada tubo inmedia-tamente después de prepararlo y transcurridos 15' y 30', anotando en la tabla con cru-ces.

d) Si no se observa diferencia en el grado de turbidez de los tubos, coloque las soluciones en tubos de centrífuga y centrifugue 10 minutos a 1000 r.p.m. y anote las diferencias de tamaño del precipitado de cada uno de los tubos.

Cuestionario1. Calcule el pH teórico de cada tubo y anótelo en la tabla, marcando el punto Isoeléc-

trico de la Caseína.



Reacción de Ninhidrina.Material

Papel Whatman #1Reactivos

Ninhidrina en Butanol al 0.1%Glicina 2%

Peptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%

agua destilada

Desarrollo¡PRECAUCIÓN! Use guantes o pinzas para mani-pular el papel.

a) Numere 7 rectángulos de papel filtro Whatman # 1 y coloque 3 gotas de: (1) H2O como testigo ne-gativo, (2) Glicina, (3) Peptona, (4) Gelatina, (5)Caseína, (6) Albúmina y (7) la sustancia proble-ma. Todos al 2%.

b) Con lápiz, anote debajo de cada muestra el nom-bre del compuesto y añádale una gota de solu-ción de Ninhidrina en Butanol al 0.1%.

c) Coloque las muestras en el horno a 110 °C du-rante 5 min, cuidando que no disminuya la temperatura.

d) Anote la intensidad de la coloración obtenida, en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Cuestionario1. Escriba la reacción química efectuada.2. Escriba los nombres de otras sustancias que dan positiva la reacción de Ninhidrina,

además de proteínas, péptidos y aminoácidos.

Reacción del BiuretMaterial

6 tubos de ensayoPipetas de 5 mL

ReactivosCuSO4 (sulfato de cobre)1%

NaOH 10%Peptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%

agua destilada

Desarrolloa) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Pep-

tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) Añada a cada tubo, 2 mL de solución NaOH al 10%.

¡¡¡PRECAUCIÓN!!!



c) Añada 3 gotas de solución de CuSO4 al 1%, a cada tubo.

d) Mezcle completamente el contenido de los tubos y déjelos reaccionar en reposo. La aparición de una coloración violeta o rosa, máximo en 20 minutos, se conside-ra prueba positiva. La intensidad del co-lor es proporcional al número de enlaces petídicos.

e) Anote la intensidad de la coloración obtenida en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Reacción XantoprotéicaMaterial


ReactivosHNO3 concentrado

NH4OH (hidróxido de amonio) concentradoPeptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%

agua destilada


tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) ¡Con cuidado!, añada al tubo uno, 1 mL de HNO3 concentrado, mezcle completamen-te.

c) Caliente ligeramente con precaución y observe si aparece una coloración amarilla.

d) Deje enfriar la solución y añada, resbalando por la pared del tubo, lenta y cuidado-samente para estratificar, 15 gotas de NH4OH concentrado, para obtener alcalinidad, observe si en la interfase aparece un anillo de color naranja.

e) Repita el experimento (incisos b, c y d) con el resto de los tubos.

f) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Cuestionario1. ¿Se puede considerar esta reacción general para todas las proteínas?2. Explique por qué se tiñe de amarillo la piel al contacto con el HNO3.

Reacción de MillonMaterial


ReactivosReactivo de Millon


agua destilada



Desarrolloa) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL

de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Pep-tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmi-na y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) Añada 5 gotas del reactivo de Millon a cada tubo y mezcle completamente.

c) Con sumo cuidado, caliente cada tubo hasta que empiece a hervir

¡¡¡PRECAUCIÓN!!!!

La presencia de Tirosina se pone de mani-fiesto por la aparición de un precipitado blanco que por acción del calor se vuelve rojo. La presencia de sales, así como solu-ciones muy alcalinas puede interferir en esta reacción.

d) Anote en que soluciones apareció el precipitado y su coloración, en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Cuestionario1. Escriba la composición del reactivo de Millón.2. Anote la reacción química que se llevó a cabo en este experimento.

Reacción de aminoácidos azufrados.Material


Vaso de Precipitados de 500 mL

ReactivosNaOH 10%

Pb(CH3COO)2 (acetato de plomo)Peptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%

agua destilada

Desarrolloa) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2

mL de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) Añada a cada tubo 2 mL de solución de NaOH al 10% y caliéntelo ligeramente. ¡PRECAUCIÓN!

c) Añada a todos los tubos, 0.5 mL de so-lución de Pb(CH3COO)2.

d) Coloque los tubos en baño María a ebu-llición por 5 min. El oscurecimiento de la



solución o la formación de un precipitado negro, indica la presencia de aminoácidos azufrados.

e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.

Cuestionario1. Escriba la reacción química que se ha efectuado.2. Escriba algunas sustancias que pueden interferir en esta reacción

Resumen de propiedades químicas de aminoácidos

Solución Ninhidrina Biuret Xantoprotéica Millon Aa azufrados

Glicina

Peptona

Gelatina

Caseína

Albúmina

Problema

Precipitación de proteínas por metales pesadosMaterial


ReactivosFeCl3 (cloruro férrico) 3%

AgNO3 2%HgCl2 (cloruro mercúrico) 2%

Pb(CH3COO)2 2%Peptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%

Desarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye numerados y agregue 2 mL de: (1) H2O como

testigo negativo, (2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%. H2O. Esta será su serie testigo en este y los experimentos si-guientes.

b) Prepare otra serie de tubos igual a la del inciso anterior. A cada tubo de esta serie añá-dale 2 gotas de solución de FeCl3 al 3%.

c) Observe y anote. A continuación añada a cada tubo exceso de FeCl3 (5 gotas más) si no ocurre precipitación compruebe el pH.

d) Repita los incisos b y c utilizando AgNO3, HgCl2 y Pb(CH3COO)2, todos al 2%.

e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Cuestionario1. ¿Qué efecto tiene el pH en la precipitación de las proteínas con metales pesados?2. ¿Todos los metales pesados tienen el mismo efecto precipitante?, ¿Por qué?



Precipitación de proteínas por ácidos fuertes.Material


ReactivosCCl3COOH (ácido tricloroacético) 5%



tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento anterior.

b) Añada 2 mL de CCl3COOH al 5%, a cada tubo.

c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

Cuestionario1. Anote el mecanismo del efecto desnaturalizante del CCl3COOH

y, en general, de cualquier ácido.

Precipitación por alcoholMaterial


ReactivosAlcohol de 96°Peptona 2%Gelatina 2%Caseína 2%Albúmina 2%


tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento de precipita-ción por metales pesados.

b) A cada tubo, agregue resbalando cuidadosamente por la pared, 3 mL de alcohol de 96° para estratificar, y observe lo que ocurre en la interfase.

c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.

Cuestionario1. Anote si se presenta turbidez o precipitación en todos los tubos.



Agente

Solución Fe Hg Pb Ag CCl3COOH Alcohol

Peptona

Albúmina

Gelatina

Caseína

Problema


mlvm / maov / 25Cinética Química y Catálisis

CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS

Comprobación de la ley de acción de masasMaterial

1 vaso de precipitados de 500 mL4 vasos de pp. de 100 mL

Probeta de 100 mLPipetas de 1 mL

ReactivosNH4SCN (sulfocianuro de amonio) 0.2M

FeCl3 0.2M en HCl 0.1NNH4Cl (cloruro de amonio) 3M

H2O Destilada

Desarrolloa) En un vaso de precipitados de 500 mL, coloque 100 mL de H2O destilada, más 1 mL de

solución de NH4SCN 0.2M y 1 mL de solución de FeCl3 0.2M en HCl 0.1N, y agite vigo-rosamente hasta mezclar completamente. Se observará la aparición de un color rojo, debido a la formación de Sulfocianuro férrico (Fe(SCN)3). Esta será la mezcla reaccio-nante (M.R.)

b) Numere cuatro vasos de pp. de 100 mL, y coloque en cada uno, 25 mL de la M.R.

c) Agregue a cada vaso el volumen de la sustancia indicada en la tabla siguiente:

vaso mL de FeCl3 0.2M mL de NH4SCN 0.2M mL de NH4Cl 3M Color

1 Solución M.R. (testigo)

2 0.5 0.5

3 1.0 1.0

4 5.0

Cuestionario1. Observe la intensidad de la coloración en cada vaso y anótela en la tabla.2. Explique sus resultados, con base en la ley de Acción de Masas.3. Para cada uno de los vasos, escriba la reacción química que se ha efectuado, y su di-

rección.

Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de ReacciónMaterial

Matraz Erlenmeyer de 250 mLPipetas de 10 mL

5 Vasos de precipitados de 150 mLProbeta de 100 mL

Reactivos0.25g de KI (yoduro de potasio) sólido

H2SO4 1:6solución de Almidón

Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02NH202 (peróxido de hidrógeno) 0.2 %

H2O Destilada

Desarrolloa) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL, coloque 0.25 g de KI y añada 25 mL de solución

de H2SO4 1:6 (DE UNA BURETA DE 50 mL QUE USARA TODO EL GRUPO) Agite hasta disolución completa y agregue 25 mL de H2O destilada para completar 50 mL. Es-ta solución se denominará "solución de HI (ácido yodhídrico)" y se utilizará en este ex-perimento y los dos siguientes.



b) Prepare una serie de vasos de precipitados de 100mL que contengan las cantidades de reactivo que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.

Reactivo Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5

Solución HI (mL) 5 5 5 5 5

Na2S2O3 0.02N (mL) 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5

Almidón (gotas) 5 5 5 5 5

Agua destilado (mL) 3 2.5 2 1.5 1

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de peróxido de hidrógeno que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.

Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5

H2O2 0.2% (mL) 0.5 1 1.5 2 2.5

d) Utilizando un cronómetro, mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el color en cada vaso, mida la temperatura y el pH del contenido del mismo.

e) Escriba sus resultados en la tabla siguiente


Tiempo / segundos

Temperatura/°C

pH

Cuestionario1. Escriba las reacciones químicas que se han efectuado.2. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descom-

posición del peróxido en mM/s, en cada vaso.3. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine

el orden de reacción y la constante de velocidad específica.

Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción químicaMaterial

Pipetas de 10 mLPipetas de 5 mL

5 vasos de precipitados de 150 mL

ReactivosSolución "HI" del experimento anterior

solución de AlmidónNa2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02N

H202 0.2 %H2O Destilada

Desarrolloa) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b

del experimento de descomposición del H2O2.

b) Pre-incube la mezcla de reacción durante 10 minutos en baño maría a la temperatura que le indique su profesor (baño de hielo, 40 ó 60 ºC).

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2, sin sacar el vaso del baño maría.



d) Utilizando un cronómetro, mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el color en cada vaso, mida la temperatura del contenido del mismo.



Tiempo / segundos

Temperatura/°C

Cuestionario1. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descom-


el orden de reacción y la constante de velocidad específica a la temperatura asignada.3. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad

específica en función de la Temperatura y determine la energía de activación.

Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química.Material

Pipetas de 10 mLPipetas de 5 mL

5 vasos de precipitados de 150 mL

ReactivosSolución "HI" del experimento anterior

solución de AlmidónNa2S2O3 0.02N

H202 0.2 %H2O Destilada

Desarrolloa) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b

del experimento de descomposición del H2O2.

b) Añada a los vasos 5 mL de la solución de HCl que le indique su profesor (HCl 0.01N, HCl 0.1N ó HCl 1N).

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2.

d) Utilizando un cronómetro, mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el color en cada vaso, mida el pH del contenido del mismo.



Tiempo / segundos

pH

Cuestionario1. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descom-


el orden de reacción y la constante de velocidad específica al pH asignado.



3. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad específica en función del pH.

4. A partir de las reacciones químicas, explique el efecto del pH sobre la velocidad de esta reacción.

Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de la Sacarosa

MaterialPipetas de 10 mLPipetas de 5 mL

5 tubos de ensayoBaño María a Ebullición

ReactivosSacarosa 0.05M

H2SO4 1:6NaOH 10%

Solución de Fehling “A"Solución de Fehling "B"

H2O Destilada

Desarrolloa) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las

instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde mezclar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reactivo.

Tubo 1 2 3 4Sacarosa 0.05 M / mL 5 5

H2O destilada / mL 5 5

H2SO4 1:6 / gotas 6 6

b) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebullición, durante 15 minutos.

c) Neutralice el ácido de los tubos 1 y 3, añadiendo 12 gotas de NaOH 10%. (la normali-dad aproximada de las soluciones es de 5.9 para el H2SO4 1:6 y 2.5 para el NaOH 10%). Compruebe que se ha neutralizado el ácido, usando papel indicador de pH. Sí es necesario, añada más gota de NaoH 10%.

d) Añada a cada tubo 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y mezcle completamente.

e) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebullición, durante 5 minutos.

f) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de Cu2O (óxido cuproso). Anote sus resultados en la tabla siguiente.

Tubo 1 2 3 4

Resultado

Cuestionario1. Anote la reacción de Fehling, sus resultados y conclusiones.2. ¿Actúa el ácido sulfúrico como catalizador? ¿Por qué?



Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de la Sacarosa

MaterialPipetas de 10 mLPipetas de 5 mL

5 tubos de ensayoBaño María a 40 °C

Baño María a Ebullición

ReactivosSacarosa 0.1N

Regulador de CH3COONa pH = 4.7Solución de Invertasa

Solución de Fehling “A"Solución de Fehling "B"

H2O Destilada

Desarrolloa) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Re-

cuerde mezclar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reac-tivo.

Tubo

Solución 1 2 3 4

Sacarosa 0.1N / mL 5 5

H2O destilada / mL 5 5

Sol. reguladora, pH = 4.7 1 1

b) Preincubar todos los tubos en Baño María a 40° durante el tiempo que sea necesario para que la solución alcance la temperatura de 40°.

c) Añadir a todos los tubos 0.2 mL de solución de Invertasa, mezclar completamente y vol-ver a colocar los tubos en el Baño Maria.

d) Incubar todos los tubos a 40° durante 15 minutos.

e) Añada a todos los tubos 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y mezcle completamente.

f) Coloque todos los tubos en Baño María a ebullición, durante 5 minutos.

g) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de óxido cupro-so.

h) Anote sus resultados en la siguiente tabla:

Tubo 1 2 3 4

Resultado

Cuestionario1. Compare los resultados con los del experimento anterior, anote sus observaciones.


mlvm / maov / 30Cinética Enzimática

CINÉTICA ENZIMÁTICA

Preparación de la solución de AmilasaMaterial

Matraz aforado de 100 mLUna Pipeta de 10 mL

Vaso de precipitados de 100 mLBaño de hielo

ReactivosRegulador de fosfatos pH 7

Amilasa en polvo

Desarrolloa) En un vaso de precipitados, disuelva la enzima que le proporcionen, en la mínima canti-

dad posible de regulador de fosfatos de pH 7. Vacíe la solución a un matraz aforado de 100 mL y afore con solución reguladora.

b) Conserve esta solución en baño de hielo. Esta es la solución de Enzima que se usará en todos los experimentos.

Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimáticaMaterial

7 tubos de ensaye2 pipetas de 1 mL2 pipetas de 5 mL

1 vaso de precipitados de 600 mL2 tubos Klett

ReactivosSolución de enzimaSustrato de almidón

Regulador de fosfatos de pH 7Ácido 3,5-dinitrosalicílico

Agua destilada

Desarrolloa) Prepare una serie de 7 tubos siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde

mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.

b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima, se le agrega 1 mL de ácido 3,5-dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color.

TuboSolución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5Solución reguladora de fosfatos 0.02M pH = 7

1.5 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5

Agua destilada 3 3 3 3 3 3 3Preincubar 5 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C

Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1

Baño María ebullición por 10 minutos

c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm, empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.



d) En caso de que las lecturas salgan de la escala, es necesario diluir la mezcla reaccio-nante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua), antes de leer.

e) Convierta la Densidad óptica en concentración molar de azucares reductores [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí es necesario, multiplique la concentra-ción calculada por la dilución (por 6)

f) Escriba sus resultados en la tabla siguiente.

Tubo 1 2 3 4 5 6 7

Densidad óptica 0

[AR] 0

Cuestionario1. Elabore la gráfica de [AR] en función de la Temperatura2. En la gráfica obtenida, ubique la temperatura óptima de la enzima.

Efecto del pH sobre la actividad enzimática.Material

6 tubos de ensaye2 pipetas de 1 mL2 pipetas de 5 mL



Regulador de fosfatos de pH 5, 6, 7, 8, 9Ácido 3,5-dinitrosalicílico

Agua destilada

Desarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuer-

de mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.

b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima, se le agrega 1 mL de ácido 3,5 dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color.

TuboSolución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.54 mL de Sol. Reg. de Fosfato 0.2M y NaCl 0.05M a pH de

7 5 6 7 8 9

Preincubar 5 minutos a 40°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a 40° CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1

Baño María ebullición por 10 minutosc) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro

de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm, empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.




e) Convierta la Densidad óptica en [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí es necesario, multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6)


Tubo 1 2 3 4 5 6

Densidad óptica 0

[AR] 0

Cuestionario1. Elabore la gráfica de [AR] en función del pH2. En la gráfica obtenida, ubique el pH óptimo de la enzima.

Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reac-ción enzimática.

Material9 tubos de ensaye2 pipetas de 1 mL

2 pipetas de 10 mL1 vaso de precipitados de 600 mL

2 tubos Klett



Agua destilada




TuboSolución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7 8 9

Sustrato de Almidón (8 mg/mL)

7.0 0.5 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0

Sol. Reg. de Fosfato 0.02M. pH = 7

0.5 7.0 6.5 5.5 4.5 3.5 2.5 1.5 0.5

Preincubar 5 minutos a 40°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a 40°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1

Baño María a ebullición por 10 minutosc) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro



e) Convierta la Densidad óptica en [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí



es necesario, multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6)


Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Lectura Densidad óptica 0

{AR] 0

Cuestionario1. Elabore la gráfica de [AR] en función de [S] en mg/mL.2. Determine los valores de KM y VMAX para el sistema, en estas condiciones.

KM = ____________mg de Almidón/L VMAX = ______________[AR]/min

Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reac-ción enzimática.

Material6 tubos de ensaye1 pipetas de 1 mL2 pipetas de 5 mL



Regulador de fosfatos de pH 6.9Ácido 3,5-dinitrosalicílico

Agua destilada




TuboSolución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5Sol.Reg. de Fosfato 0.02M pH=7 1 1 1 1 1 1H2O destilada 3.4 4.9 4.8 4.6 4.2 3.4

Preincubar 5 minutos a 40°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1Enzima 1.6 (b) 0.1 0.2 0.4 0.8 1.6

Incubar 15 minutos a 40°CÁcido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1

Baño María a Ebullición por 10 minutosc) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro



e) Convierta la Densidad óptica en [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí



es necesario, multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6)

f) Escriba sus lecturas en la tabla siguiente.

Tubo 1 2 3 4 5 6

Densidad óptica 0

[AR] 0

Cuestionario1. Trace la gráfica de [AR] en función de [E] en mg/mL2. Calcule el Número de Recambio de la enzima, en el experimento.


mlvm / maov / 35Propiedades de Glúcidos

PROPIEDADES DE GLÚCIDOS

Determinación de la estructura cristalina de glúcidos.Material

MicroscopioPortaobjetos

ReactivosGlucosa sólida

Sacarosa sólidaAlmidónCelulosa

Desarrolloa) Examine al microscopio muestras sólidas de los siguientes glúcidos: Glucosa, Sacaro-

sa, Almidón, Celulosa y el resto que le sean proporcionados.

Cuestionario1. Dibuje los esquemas correspondientes.

Glucosa Sacarosa Almidón Celulosa2. Anote los glúcidos que presenten estructura cristalina.3. ¿Qué relación existe entre la estructura de un glúcido y su peso molecular?

Formación de OsazonasMaterial

3 tubos de ensayePipetas de 5 mL

Vaso de precipitados de 600 mL

ReactivosGlúcido en sólido

Clorhidrato de FenilhidrazinaAcetato de SodioAgua destilada

Desarrolloa) Coloque en un tubo de ensaye: 0.1 g de un

carbohidrato, más 0.2 g. de clorhidrato de Fenilhidrazina, más 0.3 g de acetato de sodio cristalizado y 4 mL de agua. Agitar enérgicamente y tapar el tubo, con un tapón de papel, que permita la salida de vapor.

b) Coloque el tubo en baño María a ebullición, agitando ocasionalmente. Observe el tiem-po que tardan en aparecer los cristales. Sí en 20 minutos de calentamiento, no se han formado cristales, retire el tubo del Baño María y déjelo reposar en frío

c) Anote el tiempo de cristalización y si fue en frío o en caliente.



d) Observe al microscopio, los cristales de osazona preparados por TODOS los equipos del grupo. Dibuje esquemas de cada uno de los cristales.

Cuestionario1. Escriba la reacción que se efectúa.2. Escriba la razón por la que Glucosa, Manosa y Fructosa forman la misma osazona.

Reacción de Molisch-UdranskyMaterial


ReactivosSolución de Formaldehído

Solución de GlucosaSolución de Fructosa

Solución de ArabinosaSolución de Sacarosa

Suspensión de AlmidónAgua destilada

Reactivo de Molisch-UdranskyH2SO4 concentrado

Desarrolloa) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque, 3 mL

de las soluciones siguientes: (1) H2O destila-da, (2) Formaldehído, (3) Glucosa, (4) Fruc-tuosa, (5), Arabinosa (6) Sacarosa, (7) Al-midón y (8) la muestra problema.

b) Añada a todos los tubos, 6 gotas de reactivo de Molisch-Udransky (solución de alfa-naftol al 5% en alcohol) Mezcle completamente.

c) Posteriormente añada a todos los tubos, 1 mL de H2SO4 concentrado, inclinando el tubo y dejando resbalar cuidadosamente el áci-do por las paredes para estratificar. La reac-ción es positiva si aparece en la interfase un anillo de color violeta (NO café)

Cuestionario1. Anote las soluciones que den positiva la reacción, en la tabla al final del capítulo.2. Escriba si esta reacción se puede usar para diferenciar un glúcido de otro y porqué.3. Escriba la reacción química que se efectúa.



Reacción de FehlingMaterial



ReactivosSolución de Formaldehído

Solución de GlucosaSolución de Fructosa

Solución de ArabinosaSolución de Sacarosa

Suspensión de AlmidónSolución A de FehlingSolución B de Fehling

Agua destilada

Desarrolloa) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque en cada uno, 2 mL de solución A y 2 mL de la so-

lución B del reactivo de Fehling. Mezcle completamente.

b) Coloque en el tubo respectivo, 3 gotas de las soluciones de: (1) H2O destilada, (2) For-maldehído, (3) Glucosa, (4) Fructuosa, (5), Arabinosa (6) Sacarosa, (7) Almidón y (8) la muestra problema.

c) Coloque los tubos en baño María a ebullición durante 3 minutos.

d) Deje enfriar los tubos a temperatu-ra ambiente (no enfriar con agua). la reacción es positiva si se forma un precipitado rojo ladrillo de Óxido cuproso (Cu2O)

Cuestionario1. Anote sus resultados en la tabla al

final del capítulo.2. Anote por que algunos azúcares

dan negativa la reacción.3. Mencione 3 sustancias que usted

considere puedan dar positiva la reacción de Fehling y no sean azú-cares.

4. Escriba la reacción química que se efectúa.

Reacción de BarfoedMaterial



ReactivosSolución de Glucosa

Solución de ArabinosaSolución de LactosaSolución de MaltosaReactivo de Barfoed

Agua destilada



Desarrolloa) Numere 6 tubos de ensaye y agregue a ca-

da uno 3 mL de reactivo de Barfoed.

b) Coloque en los tubos, 1 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada, (2) Glu-cosa, (3) Arabinosa, (4), Lactosa (5) Malto-sa y (6) la muestra problema.

c) Coloque los tubos en baño María a ebulli-ción.

Cuestionario1. En la tabla al final del capítulo, anote el

tiempo que tarda en aparecer un precipitado color, rojo de óxido cuproso.

2. ¿Qué diferencia hay en el tiempo de reac-ción de Monosacáridos y Disacáridos?

3. Escriba la reacción química que se efectúa.

Reacción de BialMaterial



ReactivosSolución de Glucosa

Solución de ArabinosaReactivo de Bial

ButanolAgua destilada

Desarrolloa) Numere 4 tubos de ensaye GRANDES, en cada uno coloque, 3 mL del reactivo de Bial.

¡¡¡ PRECAUCIÓN !!!

b) Añada a los tubos, 0.2 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada, (2) Gluco-sa, (3) Arabinosa y (4) la muestra problema.

c) Caliente los tubos ligeramente sobre la flama del mechero; cuando se inicie la ebulli-ción, inmediatamente retire el tubo de la flama.

d) Diluya cada tubo con 10 mL de H2O destilada y agregue 5 mL de butanol. Agite enér-gicamente los tubos y deje reposar. Mida el tiempo que tarda en aparecer el color.

Cuestionario1. Anote sus resultados en la tabla al final del capítulo.2. Escriba la reacción química que se efectúa.3. ¿Cuál es la diferencia entre pentosas y hexosas?

Reacción de SeliwanoffMaterial



ReactivosSolución de GlucosaSolución de Fructosa

Reactivo de SeliwanoffAgua destilada



Desarrolloa) Numere 4 tubos de ensaye.

b) Coloque en los tubos 1 mL de la solución correspon-diente: (1) H2O destilada, (2) Glucosa, (3) Fructosa y(4) la muestra problema.

c) Agregue a cada tubo, 0.5 mL del reactivo de Seliwa-noff.

d) Caliente todos los tubos en baño María a ebullición, exactamente 60 segundos. Anote cual glúcido cambió de color en la tabla al final del capítulo.

e) Continúe calentando durante 5 minutos y anote el tiempo al que se observa el cambio de color.

Cuestionario1. Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.2. Escriba la reacción que se efectúa.3. ¿Cuál es la diferencia entre cetosas y aldosas?

Reacción de LugolMaterial



ReactivosSolución de Almidón

Solución de GlucógenoLugol

Agua destilada

Desarrolloa) Numere 4 tubos de ensaye.

b) Coloque en los tubos 2 mL de: (1) H2O destilada, (2) Almidón, (3) Glucógeno y (4) lamuestra problema.

c) Añada a cada tubo una gota de Lugol y mezcle, anote el color que se produce, en la ta-bla al final del capítulo.

d) Caliente los tubos en Baño María a ebullición, y déjelos enfriar nuevamente observando lo que ocurre con la coloración durante el calentamiento y después de este.

e) Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.

Cuestionario1. Escriba porqué el complejo almidón-yodo es termolábil.2. Anote si la reacción del Lugol, es característica para cualquier polisacárido.



GLÚCIDOMolisch-Udransky

Fehling Barfoed BialSeliwanoff

Lugol1a 2a

Formaldehído

Glucosa

Fructosa

Arabinosa

Sacarosa

Lactosa

Maltosa

Almidón

Glucógeno

Problema


mlvm / maov / 41Oxidaciones Biológicas

OXIDACIONES BIOLÓGICAS

Oxidación por pérdida de electronesMaterial

2 Matraces Erlenmeyer de 250 mLTapón con válvula de Bunsen

Pipeta 10 ó 5 mLPipeta 1 mL

2 Cápsulas de porcelana1 Probeta de 50 mL

Reactivos0.5 g de fibra de Fe

H2SO4 al 10%agua destilada

K3[Fe(CN)6] (ferricianuro de potasio) 0.5%KSCN (sulfocianuro de potasio) 0.5%

KMnO4 0.1M

Desarrolloa) Coloque en un matraz provisto de tapón con válvula de Bunsen abierta, 0.5 g de fibra

de Fe y 15 mL de H2SO4 al 10%; mezcle enérgicamente para tratar de disolver el hierro (lo más posible), antes de calentar.

b) Caliente a ebullición hasta la disolución del Fe, evitando que se evapore completamente la mezcla. Si es necesario añada más ácido.

c) Enfríe al chorro del agua en la tarja; disuelva el residuo de FeSO4 (sulfato ferroso), en 50 mL de agua destilada.

d) Prueba para sales ferrosas. Se coloca en una cápsula de porcelana 1 mL de solución de FeSO4 y unas gotas de K3[Fe(CN)6] 0.5%. La obtención de una coloración ó precipi-tado azul indicará la presencia de sales ferrosas.

e) Prueba para sales férricas. En otra cápsula de porcelana, coloque 1 mL de la solución de FeSO4 y unas gotas de solución de KSCN 0.5%, un color rojo es indicio de la pre-sencia de sales férricas.

f) Oxidación de la sal ferrosa a sal férrica. Coloque en un matraz Erlenmeyer 10 mL de la solución de FeSO4 y 3 mL de H2SO4 1 N, caliente a ebullición (evitando que se eva-pore) y en caliente, agregue gota a gota KMnO4 0.1M hasta que persista un color rosa muy pálido.

g) Para comprobar el paso de sal ferrosa a sal férrica, repita las reacciones de los incisos (d) con K3[Fe(CN)6] 0.5% y (e) con KSCN 0.5%.

h) Anote sus resultados en la siguiente tabla.

Soluciones de: K3[(Fe(CN)6)] KSCN

FeSO4

Fe2(SO4)3

Cuestionario1. ¿Qué gas es el que escapa durante la disolución del Hierro?2. Escriba las reacciones químicas, en cada caso.3. Si el KMnO4 es capaz de oxidar al FeSO4 ¿Qué compuesto se reduce?4. Escriba la reacción de oxido-reducción efectuada.



Oxidación por deshidrogenaciónMaterial

7 tubos de ensaye3 pipetas de 5 mL

Reactivosazul de metileno diluido

Na2S2O4 (hidrosulfito de sodio)vaselina

H2O2 0.4%FeCl3 1%

Desarrolloa) Prepare una serie de 7 tubos de ensaye y numérelos.

b) Añada a cada uno, 5 mL de la solución de azul de metileno diluido.

c) Agregue a cada uno de los tubos, gota a gota una solución recién preparada de Na2S2O4, no debe estar turbia; cuente el número de gotas necesario para decolorar completamente la solución de azul de metileno.

d) El tubo 1 es el testigo en reposo; a temperatura ambiente anote el tiempo que tarda en recuperar el color azul

e) Los tubos 2, 3, 4 y 5 se someten a los tratamientos indicados en la tabla siguiente. Anote el tiempo necesario para que recuperen el color azul en la tabla.

Tubo 1 2 3 4 5

Tratamiento Reposo 0.5 mL vaselinaestratificando

Baño de hielo Baño María aebullición

Agitación

Tiempo

f) A los tubos 6 y 7, sin agitarlos y a temperatura ambiente, agregue los reactivos indica-dos en la tabla siguiente, contando el número de gotas necesario para que recuperen el color azul, anote el resultado en la tabla.

TUBO 6 7

TRATAMIENTO H2O2 0.4% FeCl3 1%,

No de Gotas

Cuestionario1. Escriba la reacción química que se ha efectuado.

Obtención de la fracción mitocondrial del tejidoMaterial

Estuche de disecciónMortero

Tubos de centrifugaCentrífuga

pipetas de 5 y 10 mL

ReactivosKCl (cloruro de potasio) 0.15 M

Hielo

Desarrolloa) Mate una rata, diseque el hígado y el corazón y manténgalos en baño de hielo hasta el

momento de utilizarlo.



b) Pese los órganos extraídos y manténgalo en baño de hielo.

c) Trabajando en baño de hielo, fraccione la muestra finamente con tijeras y prepare un homogeneizado en un mortero FRIÓ, añadiendo 9 mL de KCl 0.15M FRIÓ por cada gramo de tejido.

d) Centrifugue el homogeneizado en frío, a 500 rpm por 15 minutos.

e) Decante el sobrenadante en un recipiente limpio y FRÍO, y deseche el residuo.

f) Vuelva a centrifugar el sobrenadante, pero ahora a 3000 rpm por 15 minutos.

g) De los tubos de centrífuga, decante el sobrenadante en un recipiente limpio y guarde el precipitado para usarlo más adelante. (inciso i)

h) Etiquete el recipiente con sobrenadante como "SOBRENADANTE DE HÍGADO" o “SOBRENADANTE DE CORAZÓN” según corresponda y consérvelo en frío.

i) El precipitado de la última centrifugación (inciso g) se suspende en un volumen de KCl 0.15M igual al del sobrenadante, y también se conserva en frío, etiquetado como "SUSPENSIÓN DE HÍGADO" o “SUSPENSIÓN DE CORAZÓN”, según corresponda.

Determinación de la actividad de Deshidrogenasa SuccínicaMaterial

8 tubos de ensaye5 pipetas de 5 mL

ReactivosAzul de metileno 0.002 MSuccinato de sodio 0.1 MMalonato de sodio 0.1 M

Agua destiladaSuspensión de Hígado o Corazón

Sobrenadante de Hígado o Corazón

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, como se indica en la tabla siguiente.

TUBO

Reactivos en mL 1 2 3 4 5 6

Azul de metileno 0.002M 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3

Succinato de sodio 0.1M 0.0 0.5 0.5 0.0 0.5 0.5

Malonato de sodio 0.1M 0.0 0.0 0.5 0.0 0.0 0.5

H2O destilada 1.5 1.0 0.5 1.5 1.0 0.5

Mezclar bien y preincubar a 37° por 10 minutos

Suspensión de Hígado o Corazón 0.5 0.5 0.5 0.0 0.0 0.0

Sobrenadante de Hígado o Corazón 0.0 0.0 0.0 0.5 0.5 0.5

b) Mezcle enérgicamente el contenido de cada tubo y añada, resbalando por la pared, 1mL de vaselina para formar una capa sobre la solución. NO AGITE LOS TUBOS DES-PUÉS DE AÑADIR LA VASELINA.

c) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C, observe el color de los tubos al inicio del experimento y anote sus lecturas respecto a los cambios de coloración, en los tiempos señalados en el cuadro siguiente.



Tubo No

Tiempo / minutos 1 2 3 4 5 6

0

15

30

60

Cuestionario1. Escriba en cuál de las preparaciones de hígado o corazón considera usted que se en-

cuentran las mitocondrias y por qué.2. Describa como actúa el Malonato de sodio.

Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa.MATERIAL

6 tubos de ensaye4 pipetas 5 mL

REACTIVOSalfa-Naftol 0.15 % en etanol al 10%dimetil-para-fenilendiamina 0.15 %KCN (cianuro de potasio) 0.01%

Agua destiladaSuspensión de Hígado o Corazón

Sobrenadante de Hígado o CorazónDesarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente:

TUBO No

Reactivos en mL 1 2 3 4 5 6

alfa-Naftol 0.15 % en Etanol 10% 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Dimetil-para-Fenilendiamina 0.15% 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

H2O destilada 1.0 2.0 0.5 1.0 2.0 0.5

Mezclar bien y preincubar a 37° por 10 minutos

KCN 0.01% ((0.5 mL = 16 GOTAS)

¡¡¡PELIGRO, VENENO NO PIPETEAR!!!0.5 0.5

Sobrenadante de Hígado o Corazón 1 1

Suspensión de Hígado o Corazón 1 1

b) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C, agitándolos con frecuencia.

c) Observe cualquier cambio de color, en el inicio, a los 15, 30 y 60 ó más minutos.

d) Resuma sus datos en la tabla siguiente.



Tubo No

Tiempo / minutos 1 2 3 4 5 6

0

15

30

60

Cuestionario1. Describa la reacción química que se ha efectuado.2. Escriba la razón por la que no se usó vaselina en este experimento.3. Escriba el nombre del inhibidor para cada enzima.4. Anote la fracción en que se encontraron las enzimas y cual es la razón.


mlvm / maov / 46Propiedades de Lípidos

PROPIEDADES DE LÍPIDOS

Reacción de Hanus o Índice de yodoMaterial

5 Tubos de ensayePipetas de 5 mL

ReactivosCloroformo

Aceite de algodón 10% en CloroformoAceite de cártamo10% en Cloroformo

Monoestearil glicerol10% en CloroformoReactivo de Hanus

Desarrolloa) Numere 5 tubos de ensaye, limpios y secos, prepare las mezclas que se describe en

la tabla siguiente.

Tubo No

REACTIVO (mL) 1 (t-) 2 3 6 5

Cloroformo 6

Aceite de algodón en cloroformo 6

Aceite de cártamo en cloroformo 6

Monoestearil-glicerol en cloroformo 6

Lípido problema en cloroformo 6

5 gotas de reactivo de Hanus SI SI SI SI SI

MEZCLAR ENÉRGICAMENTE

Cubrir con aluminio SI SI SI SI SI

Cuestionario1. Anote en la tabla siguiente, cada 30 min (durante 2 horas) el grado de decoloración de

cada tubo, con respecto al testigo negativo de cloroformo.2. Escriba la razón por la que se utiliza como índice, el grado de decoloración de la solu-

ción.3. Escriba la reacción química que se lleva a cabo.

TIEMPO / minutos

Lípido 30 60 90 120

Lípido problema

Aceite de Algodón

Aceite de Cártamo

Monoestearilglicerol



Extracción de lípidos de Cerebro.Material

5 g de cerebroMortero con mano

2 Tubos de centrífugaPipeta Pasteur

Pipetas de 5 mL

Reactivosmezcla cloroformo-metanol-HCl (200:100:1)

HCl 1N

Desarrolloa) Triture perfectamente 5 g de cerebro, en un

mortero con 15 mL de una mezcla de cloro-formo-metanol-ácido clorhídrico (200:100:1) por 10 minutos.

b) Agregue 3 mL de HCl 1N, mezcle completa-mente y centrifugue a 2000 r.p.m. durante 10 minutos.

c) Separe la fase metanólica (transparente), decantándola con cuidado a un tubo de ensa-ye, rotule para uso posterior.

d) La fase clorofórmica (café claro), la ob-tendrá, perforando con un hisopo de madera la capa intermedia (sedimento) y por el orificio que se forma, introducir cuidadosa-mente una pipeta Pasteur para tomar el líquido que se encuentra en la parte inferior del tubo y rotule para su uso posterior. Deseche el sedimento.

Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina.Material

Placa de cromatografíaPipeta Pasteur

Cámara de cromatografía

ReactivosCloroformo

Fase clorofórmicaNinhidrina

Desarrolloa) En un tubo de ensaye coloque 0.5 mL del líquido de la

fase clorofórmica obtenida en la extracción de lípidos del cerebro, y agréguele 0.5 mL de Cloroformo.

b) Utilizando una pipeta Pasteur, aplique 1 gota de esta di-lución en 3 puntos equidistantes en una cromatoplaca previamente preparada, a 2 cm de altura de la base.

c) Permita que el Cloroformo se evapore e introduzca la placa en una cámara de cromatografía que contenga como solvente de elusión, una mezcla de cloroformo–metanol-ácido acético-agua (65: 25:8:4)

d) Deje desarrollar el cromatograma hasta que el solvente alcance el frente del solvente ya marcado; saque la placa de la cubeta y déjela secar.

e) En esta forma se tendrán 3 cromatogramas en la misma placa, los cuales se rocían con Ninhidrina, que revela fosfoaminolípidos.



f) Coloque la placa de cromatografía tratada en el horno a 100C, por 10 minutos para efectuar la reacción.

Cuestionario1. Calcule los valores de Rf de cada una de las manchas, identifíquelas (con respecto a

los valores conocidos que se le proporcionen para las diferentes fracciones), anotándo-las en una tabla.

Identificación de cerebrósidos.Material

1 Tubo de ensayePipetas de 5 mL

ReactivosFase metanólica

Reactivo de Molisch-UdranskyH2SO4 concentrado

Desarrollo1. Utilizando 1 mL del líquido de la fase me-

tanólica, obtenido en la extracción de lípidos de cerebro, trate de demostrar la presencia de cerebrósidos utilizando la reacción de Mo-lisch-Udransky cuya técnica y fundamento fue descrito en la práctica de Glúcidos.

Cuestionario1. Anote el resultado.2. ¿Qué porción de los cerebrósidos se identifica con esta reacción?

Reacción de la Acroleína. Identificación de acilglicéridos.Material


ReactivosGlicerina

Aceite de algodónKHSO4 (bisulfato de potasio)

Desarrolloa) Coloque en 3 tubos de ensaye limpios, secos y numerados un poco de KHSO4.

b) Añada al tubo 1, 5 gotas de glicerina, al tu-bo 2, 5 gotas de aceite de algodón, cárta-mo o girasol (sin solvente) y al tubo 3, 5 gotas del lípido problema.

c) Caliente cuidadosamente y huela indirec-tamente los vapores. Anote su resultado.

Cuestionario1. Se puede considerar esta reacción general

para cualquier lípido, ¿Por qué?2. Escriba la reacción que se ha efectuado.



Reacción de Liebermann-Burchards Material


ReactivosCloroformo

Colesterol en cloroformoFase clorofórmicaAnhídrido acético

H2SO4 concentrado

Desarrolloa) Prepare 4 tubos de ensaye, siguiendo las instrucciones de la tabla.

Tubo No

REACTIVO (mL) 1 (t-) 2 3 4

Cloroformo 3

Sol. Clorofórmica de colesterol puro 3

Fase clorofórmica 3

Problema 3

Anhídrido acético. Usar en la campana 1 1 1 1

MEZCLAR COMPLETAMENTE

H2SO4, ¡Precaución! deslizar por la pared lentamente 1 1 1 1

Resultado

Cuestionario1. Observe los cambios de coloración que se producen con respecto al testigo negativo de cloroformo y anote sus resultados en la tabla.

Grado de permeabilidad de una capa lipídicaMaterial


ReactivosAzul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol

Azul de metileno más colesterol en ButanolAzul de metileno en Butanol

extracto clorofórmico

Desarrolloa) Evapore a sequedad 2 mL del líquido de la

fase clorofórmica obtenida en la extrac-ción de lípidos del cerebro. Evaporar agi-tando, o en Baño María, sin hervir.

b) El residuo obtenido se disuelve con 2 mL de azul de metileno en butanol. Marque la muestra como Fosfolípidos en butanol.

c) Prepare 4 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente. Las soluciones se agregan al agua, resbalando lentamente



por las paredes del tubo, para estratificar.

Tubo NoReactivos / mL 1 2 3 4

Agua 5 5 5 5

Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol 2 -- -- --

Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol -- 2 -- --

Azul de metileno más colesterol en Butanol -- -- 2 -

Azul de metileno en Butanol -- -- -- 2

c) Deje los tubos en reposo, procurando moverlos lo menos posible.

d) Observe la difusión del azul de metileno después de que transcurran 1, 2, 4 y 24 horas.

e) Registre el grado de difusión del azul de metileno con respecto al tiempo, en la siguien-te tabla.

Tiempo (horas)

Reactivos 1 2 4 24Permeabili-dad Final

Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol

Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol

Azul de metileno más colesterol en Butanol

Azul de metileno en Butanol

Cuestionario1. Anote a que se debe la diferencia, en cuanto al grado de difusión del azul de metileno,

con respecto al tipo de lípido usado.2. Escriba la relación que existe, entre la difusión del colorante con respecto al grado de

permeabilidad de las capas lipídicas utilizadas.


mlvm / maov / 51Propiedades de Ácidos Nucleicos

PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS

Obtención de DNA del bazoMaterial

2 Tubos de centrífugaPipetas de 5 mL


ReactivosBazo

Solución reguladora de citrato 0.01 M en NaCl 0.14 N, pH 7.2

NaCl 2.6 Malcohol etílico al 95%

Desarrolloa) Coloque en un vaso de licuadora frío, 450 mL de solución reguladora de citratos-NaCl.

b) Ponga a funcionar la licuadora y vaya añadiendo los trozos de bazo congelado uno a uno, esperando a que se homogeneíce completamente el primero, antes de añadir el segundo y así sucesivamente SIN QUE SE CALIENTE LA MEZCLA. Una vez termina-da la adición, continúe homogeneizando por 60 segundos.

c) Coloque el homogeneizado en tubos de centrifuga adecuados y tárelos.

d) Centrifugue por 15 minutos a 5000 r.p.m. (si es posible, en la centrifuga refrigerada)Deseche el sobrenadante y conserve el residuo 1.

e) En cada tubo, lave el residuo de la centrifugación anterior con 15 mL de solución regu-ladora de citratos, agitando hasta resuspender con ayuda de una agitador de vidrio.

f) Vuelva a tarar los tubos y nuevamente centrifugue por 5 minutos a 5 000 r.p.m. El se-gundo sobrenadante también se desecha.

g) Al residuo de la segunda centrifugación de cada tubo, añádale 15 mL de NaCl 2.6M frío y homogenice por agitación.

h) Nuevamente tare los tubos y centrifugue el homogenizado a 8 000 r.p.m. por 30 minu-tos. El líquido sobrenadante contiene el DNA, SE ROTULA Y SE GUARDA PARA LA OBTENCIÓN DEL DNA. El residuo que contiene restos celulares y proteínas inso-lubles, se desecha.

i) El líquido sobrenadante con DNA, se coloca en un vaso de precipitados de 150 mL y se añaden lentamente por la pared del vaso, 2 volúmenes de alcohol etílico al 95%, procurando que la fase alcohólica quede en la parte superior. Se deberá observar la formación de un precipitado blanco denso en la interfase.

j) Introduzca un agitador, con salientes pequeñas hasta el fondo del vaso de precipitados, gírelo y extráigalo lentamente del vaso procurando enrollar sobre él las fibras de DNA precipitado.

k) En la forma anterior recolecte todo el DNA que sea posible y transfiéralo a un frasco Gerber que contenga 10 mL de agua. (El DNA debe disolverse) Esta es la solución problema para determinar DNA en el siguiente experimento.

Cuestionario1. Elabore un esquema de las fibras de DNA obtenidas.2. Anote la razón de utilizar el bazo como fuente de DNA.



3. Escriba si es conveniente o no, utilizar regulador de fosfatos para la extracción del DNA y ¿por qué?

4. Escriba la razón por la que se lleva a cabo la extracción a baja temperatura.

Identificación y Cuantificación de DNA.Material


Vaso de precipitados de 500 mL2 Tubos Klett

ReactivosSolución patrón de DNA 1 mg/mL

Solución DNA problemaReactivo de Dische

Desarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, numerándolos.

b) Tubo 1, coloque únicamente 2 mL de H2O destilada como testigo negativo.

c) Tubo 2, coloque 2 mL de solución patrón de DNA [1 mg/mL]

d) Tubo 3, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de solución patrón de DNA [0.5 mg/mL] y mezcle completamente.

e) Tubo 4, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de la solución del Tubo 3 [0.25 mg/mL] y mezcle completamente.

f) Tubo 5, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de la solución del Tubo 4 [0.125 mg/mL] y mezcle completamente. Deseche 2 mL.

g) Tubo 6, coloque 2 mL de solución DNA problema, obtenida en la extracción del DNA del bazo.

h) Para desarrollar color, siga las instrucciones de la tabla siguiente.

TUBO No

Reactivo / mL 1(t-) 2 3 4 5 6 (p)

Reactivo de Dische (en la campana extractora) 4 4 4 4 4 4

Agitar vigorosamente

Incubar 10 minutos en BAÑO MARÍA. a ebullición

Enfriar 5 minutos en baño de hielo, (color azul transparente)

i) Mida la intensidad del color en el espectrofotómetro a 600 nm, AJUSTÁNDOLO A 0 CON EL TUBO 1.

j) Anote sus resultados en la tabla siguiente.

TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 6 (p)

DENSIDAD ÓPTICA (D.O.) 0

Concentración (mg/mL) 0 1.0 0.5 0.25 0.125



Cuestionario1. Grafique D.O. en función de la concentración de DNA en mg/mL.2. Interpole el valor de D.O. de la solución problema y obtenga la concentración del DNA

en mg/mL de la solución problema.

Identificación y Cuantificación de RNA Material



ReactivosSolución patrón de RNA 0.3 mg/mL

Solución RNA problemaReactivo de Orcinol ácido

Reactivo de Orcinol alcohol

Desarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, numerándolos.

b) Tubo 1, únicamente 3 mL de H2O destilada. (t(-), amarillo)

c) Tubo 2, coloque 3 mL de sol. patrón de RNA [0.3 mg/mL]

d) Tubo 3, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución patrón de RNA [0.15 mg/mL] y mezcle completamente.

e) Tubo 4, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución del Tubo 3 [0.075] y mezcle completamente.

f) Tubo 5, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución del Tubo 4 [0.0375] y mezcle completamente. Deseche 3 mL.

g) Tubo 6, únicamente 3 mL del RNA problema.

h) A continuación, aplique a los tubos el tratamiento de la tabla siguiente.

TUBO NoReactivo / mL 1 2 3 4 5 6

Reactivo de Orcinol ácido (en la campana extractora) 6 6 6 6 6 6

Reactivo de Orcinol alcohol (en la campana extracto-ra)

0.4 0.4 0.4 0.4 0.4 0.4

Agitar vigorosamente

Incubar 20 minutos en BAÑO MARÍA. a ebullición

Incubar 5 minutos en baño de hielo (color verde esmeralda)

i) Mida la intensidad del color en el espectrofotómetro a 660 nm, AJUSTANDO A CERO CON EL TUBO 1.

j) Anote sus resultados en la tabla siguiente.

TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 6 (p)


Concentración (mg/mL) 0 0.3 0.15 0.075 0.0375



Cuestionario1. Grafique D.O. en función de la concentración de RNA en mg/mL.2. Interpole el valor de D.O. de la solución problema y obtenga la concentración de RNA

en mg/mL, de la solución problema.

Identificación y Cuantificación de Fosfato TotalMaterial



ReactivosBuffer acetatos 0.1N pH= 4Reactivo de Molibdato 2.5%

Vitamina C 1% (reciente)Sol. tipo de PO4 1M

Sol. tipo de PO4 2.5MSol. tipo de PO4 5M

Problema de DNAProblema de RNA

Agua destilada

Desarrolloa) Prepare una serie de 6 tubos como se indica en la tabla siguiente.

TUBO NoReactivo /mL 1 t- 2 3 4 5 6

Buffer acetatos 0.1M pH= 4 7 7 7 7 7 7

Reactivo de Molibdato 2.5% 0.5 o.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Vitamina C 1% (reciente) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

H2O destilada 2

Sol. tipo de PO4 1�M/mL 2

Sol. tipo de PO4 2.5�M/mL 2

Sol. tipo de PO4 5�M/mL 2

Problema de DNA 2

Problema de RNA 2

Reposar 30 minutos a temperatura ambiente (color azul)

b) Mida la intensidad del color desarrollado en el espectrofotómetro a 660 nm, usando como blanco el tubo 1.

c) Anote sus resultados en la tabla siguiente.

TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 (DNA) 6 (RNA)


Concentración (M/mL) 0 1.0 2.5 5.0



Cuestionario1. Grafique D.O. en función de la concentración de Fosfato.2. Interpole los valores de D.O. de las soluciones problema (DNA y RNA) y obtenga la

concentración de Fosfato, en �M/mL.3. Anote como afecta el medio ácido y el básico los enlaces 3'-5' diéster fosfato.


mlvm / maov / 56Apéndice I. Curva Tipo de Azucares Reductores

APÉNDICE I.Curva Tipo de Azucares Reductores

Material1 matraz aforado de 100 mL

3 pipeta de 5 o 10 mL1 vaso de precipitados de 600 mL

2 celdas para fotocolorímetro11 tubos de ensayo

ReactivosGlucosa (Dextrosa) grado reactivo


Desarrolloa) Solución estándar (0.1 M) Disuelve 1.8 g de Glucosa en 100 mL de agua.

b) Solución tipo (0.02 M) Diluye 20 mL de la solución estándar a 100 mL con agua desti-lada.

c) Prepara una serie de 11 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente.

Solución Testigo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL de solución tipo 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL regulador de fosfato pH = 7 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0

Ac. 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

d) Coloca todos los tubos en baño maría a ebullición durante 10 minutos.

e) Enfría los tubos al chorro del agua y lee la coloración en el fotocolorímetro a 540 nm (filtro verde), empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.

f) Registra tus resultados en la tabla siguiente:

Tubo No Testigo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

U.K. 0

MA.R. 0

Cuestionario1.Calcula la concentración molar de azucares reductores (MA.R.) en cada tubo. Anota el

resultado en la tabla anterior

2.Dibuja la gráfica de la curva tipo que obtuviste, en unidades Klett en función de la con-centración molar de azúcares reductores.

3.Calcula la ecuación de la recta obtenida, para calcular la concentración de azucares re-ductores de los problemas.


mlvm / maov / 57Apéndice II. Puente de Wheatstone

APÉNDICE II.Puente de Wheatstone

COMPONENTES

A)Escala del Galvanómetro

B)Botón del Seguro de Galvanómetro

C)Botón de Ajuste del Galvanómetro

D)Botón de Corriente del Galvanómetro

E)Terminales para Medir Resistencia

F)Terminales para Medir Corriente

G)Interruptor de Encendido

H)Terminales de la Batería

I)Perilla de Rango de la Resistencia

J)Perilla de Millares

K)Perilla de Centenas

L)Perilla de Decenas

M)Perilla de Unidades

INSTRUCCIONES DE OPERACIÓN

I. Como fuente de poder

1.Conecte el aparato a la toma de corriente.

2.Conecte los cables conductores a las terminales de batería, (B.A.)

3.El paso de corriente es inmediato, al accionar el interruptor de encendido (G).

II. Medición de la Resistencia

1.Conecte el aparato a una toma de corriente.

2.Libere el galvanómetro deslizando el botón de seguro (B), en dirección de la escala (A). Ajuste la aguja a cero girando el botón de ajuste (C).


mlvm / maov / 58Apéndice II. Puente de Wheatstone

3.Conecte la resistencia problema a las terminales para medir resistencia (E). El orden no es importante.

4.Ajuste la perilla de Rango de resistencia (H) a su máximo valor (1000). El resto de las perillas (I a L) ajústelas a 9.

5.Presione el botón de corriente del galvanómetro (D) y observe si la aguja de la escala se mueve a la derecha (+) o a la izquierda (-).

6.Mueva la perilla H al valor de 100, vuelva a presionar el botón D y observe si la aguja se mueve en la misma dirección que antes. Si es así, mueva la perilla H al valor inferior siguiente (10) y vuelva a realizar la observación; continúe disminuyendo el valor, hasta que la aguja del galvanómetro cambie de dirección.

7.Después del cambio de dirección, devuelva la perilla H al último valor en que la aguja se desplazó en la dirección original.

8.A continuación, mueva la perilla de millares (I) de 9 a 8, presione el botón D y observe si el movimiento de la aguja cambia de dirección. Nuevamente, si no hay cambio, dis-minuya los valores de la perilla I, hasta encontrar una valor en el cual la dirección del movimiento cambie.

9.De la misma manera, ajuste los valores de las perillas de centenas (J) decenas (K) y unidades (L) en ese orden, hasta que la aguja no se mueva.

10.Una vez logrado el equilibrio, el valor de la resistencia, en ohms, se calcula sumando los valores de obtenidos para las perillas millares, centenas, decenas y unidades, y multiplicando el resultado por el valor del RATIO.

Resistencia = (Millares + Centenas + Decenas + Unidades) x RATIO

Education

Manual de bioquimica medica