Valeri Aristide R

UNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARA

INSTITUTINSTITUTINSTITUTINSTITUT HALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUE ETETETET DESDESDESDES SCIENCESSCIENCESSCIENCESSCIENCES MARINESMARINESMARINESMARINES

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MaST / MLMaST / MLMaST / MLMaST / ML

Troisième Promotion Décembre 2007

RAZAFIMANANTSOA

Valéri Aristide

Mémoire de fin d’études Mémoire de fin d’études Mémoire de fin d’études Mémoire de fin d’études

pour l’obtention du diplôme de pour l’obtention du diplôme de pour l’obtention du diplôme de pour l’obtention du diplôme de MaST/ML

Option : Aquaculture et Contrôle de qualité

1

INTRODUCTION

L’élevage des Pénéides est pratiqué depuis fort longtemps dans les pays du

Sud-Est asiatique, tels que l’Indonésie : il s’agit d’élevage simple, consistant à tirer parti

des migrations des jeunes crevettes nées en mer vers les lagunes où elles grossissent

jusqu’à sa maturité sexuelle. C’est depuis 1933, sous l’impulsion d’un chercheur

japonais Hudinaga, que débute l’histoire moderne des élevages de crevettes Pénéides

(Annie Laubier, 1989).

A partir de cette date, de nombreuses recherches ont été entreprises pour

améliorer le rendement de la ferme, car les aquaculteurs sont toujours confrontés à un

barrage de problèmes, tels que les changements environnementaux, les conditions

alimentaires, la pollution et les maladies.

Actuellement, plusieurs outils sont disponibles pour aider à combattre la plupart

de ces problèmes. De la science de technologie, viennent les qualifications pour

construire et maintenir les équipements appropriés pour l’aquaculture. De l’étude de la

croissance animale, viennent les techniques pour permettre la reproduction élevée de

rendement en captivité. De la science agro-alimentaire, viennent les alimentations bien

projetées pour satisfaire les besoins des animaux. Et de la chimie, viennent les produits

pour maintenir les états sains de l’eau (www.nurturetech.net).

En dépit de tous ces outils, les problèmes persistent toujours. C’est pourquoi,

les chercheurs ont eu recours à la science biologique pour résoudre les problèmes

d’aquaculture. Cette approche utilise la propre manière de la nature de réduire la

pollution et de réduire au minimum les problèmes de la maladie. C’est ce que nous

allons découvrir dans ce présent travail intitulé : « Amélioration des conditions de vie

des crevettes Penaeus monodon en élevage semi-intensif par l’application du

produit EPICIN – Cas de la Société AQUAMEN E.F Tsan gajoly » .

L’objectif de cette étude est d’avoir un milieu d’élevage sain par l'utilisation du

produit de traitement biologique d'Epicore qui réduira au minimum la pollution dans les

bassins d’élevage de crevette d’une part et par la bonne gestion des bassins d’autre

part. De ce fait, le but est de favoriser la croissance du cheptel et d’augmenter ainsi la

productivité.

Pour faciliter la compréhension de cette présentation le plan suivant a été

adopté : la première partie est consacrée à la généralité sur la Société Aquamen et sur

l’environnement de crevettes. La méthodologie occupe la seconde partie du travail qui

sera suivie de la présentation des résultats et des interprétations de ces résultats. Pour

finir, une conclusion et des recommandations seront avancées.

2

Partie I: LA GENERALITE

1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE

La société Aquamen E.F ou Aquaculture du Menabe Entreprise Franche a

obtenu son agrément de fonctionnement depuis le 4 février 1998 (Ralisaona B.L. ;

2002). Son activité est la production des crevettes Penaeus monodon destinées à

l’exportation, selon la méthode artisanale et semi-intensive.

1.1.1. La localisation géographique

Elle dispose d’un siège social à Ankorondrano (Tananarive), d’un bureau de

liaison à Andabatoara (Morondava), d’un centre de stockage des géniteurs et de

production des Post-larves à Ambararata (20°38’05.4 4’’S et 44°04’32.37’’E), d’une

ferme d’élevage et d’une usine de traitement à Tsangajoly (19°50’01.00’’S et

44°30’12.68’’E)[cf photo 1, 2, 3, 4, 5, 6 et carte 1, 2 ].

1.1.2. Les différentes unités de production

Plusieurs services concourent de manière directe ou non à la réalisation de

l’objectif, soit la production de crevettes haut de gamme [cf Figure 1 ]. Ce sont :

- L’écloserie , qui assure le stockage des géniteurs et la production des post-

larves (PL9 à PL15) servant à l’ensemencement des bassins d’élevage ;

- la Ferme , par leur 279.1 Ha de surface disposé en 59 bassins de grossissement

de 2.3 à 8 Ha, 23 bassins de prégrossissement de 1 à 2 Ha et 2 bassins

artisanaux de 4 Ha, assure le prégrossissement et le grossissement de crevettes

jusqu’à la taille marchande qui est de 18 à 43 g pour l’Aquamen ;

- l’Usine de traitement ainsi que le laboratoire d’analyse garantissent le traitement

et le conditionnement du produit ;

Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly (source : Aquamen, 2001)

Station de pompage

Usine

Labo

Magasin aliment

Magasin emballage

Photo 2 : Usine de traitement (source, Google Earth, 2007)

3Carte 1,2 et photo 3, 4, 5, 6 : Localisation géographique de la Ferme de Tsangajoly et l’écloserie d’Ambararata (source : FTM, 2005et Google earth, 2007)

Tsangajoly

Usine de traitement

Base vie

Ambararata

Morondava

4

Bassin de prégrossissement PL11 – PL13 jusqu’à 0.2 g – 1g

Bassin de grossissement 0.2g à 1g jusqu’à 18 g à 43g

Stade mysis (env 4 jrs)

Stade zoé (env 3jrs)

Oeuf Stade nauplius

(48 à 60h)

Stade PL

Pêche et Prétraitement

Traitement et conditionnement

Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes (Sources : Calvas, 1989 ; Pham, 2006 ; Auteur, 2007)

5

- le STREP s’occupe du transfert des juvéniles, de l’ensemencement et de la

récolte des crevettes qui atteignent la taille commerciale.

D’autres unités participent aussi à la chaîne de production : les services

Aérateur et électricité, Atelier Mécanique, Logistique, Travaux, Infirmerie, Pompage,…

1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE

1.2.1. L’environnement des crevettes

Les crevettes vivent dans un environ très complexe dans les bassins

d’élevage. L’eau, qui joue le support de l’élevage, est le siège d’une importante

réaction chimique. Et à part les crevettes, d’autres espèces végétales et animales

vivent dans le bassin d’élevage. Tel est le cas de bactéries, de phytoplancton, de

zooplancton, de gastéropodes, …

Plusieurs paramètres régissent la survie des crevettes dans son

environnement [cf Figure 2 ] : les paramètres physico-chimiques [cf tableau 1 ]

(l’oxygène dissous, le dioxyde de carbone, le pH, la salinité, la température, la turbidité

et les éléments nutritifs, tels que l’azote, le phosphore, le silice), les paramètres

biologiques (la richesse ou non en phytoplancton et zooplancton) et il ne faut pas

oublier les bactéries qui jouent un rôle important dans la minéralisation des matières

organiques et les micro-organismes pathogènes.

Figure 2 : L’environnement des crevettes d’élevage (Source : Dan Fegan, 2002)

Le tableau ci-dessous donne les valeurs des paramètres physico-chimiques

idéales pour l’élevage de crevette.

6

Paramètres Unités Tolérance Optimum Physiques :

Température Salinité pH Oxygène dissous Matières en suspension

°C ‰ -

% de saturation ppm FTU

20 – 36 0 – 40

6.5 – 9.5 50 – 110

< 15

30 33 8.2 100

traces Chimiques :

Ammonium Nitrite Nitrate Phosphate Silicate

mg/l

" " " "

< 0.1 < 5

< 10 < 5

< 100

Traces

" " " "

Métaux lourds : Mercure Plomb Cadmium Cuivre Zinc

mg/l

" " " "

< 0.1 < 5

< 10 < 5

< 100

Traces

" " " "

Agents toxiques : Pesticides Organochlorés Heptachloride Aldrine DDT

mg/l

" " " "

< 50 < 50 < 80 < 80 < 6

0 0 0 0

Hydrocarbures (PCA) mg/l < 10 0 Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage

des crevettes (source : Avalle et al. ; 2003)

1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage

Le stress ou la mortalité des crevettes sont généralement dus au changement

des paramètres d’élevage (physico-chimique et biologique), la pollution de son

environnement et la présence des micro-organismes pathogènes.

1.2.2.1. Les sources de pollution

La détérioration de la qualité d’eau d’élevage est cruciale pour la survie des

crevettes. Le changement de la qualité de l’eau est l’effet de la présence en quantité

élevée des matières fécales (produit du métabolisme du cheptel), les restes d’aliments

non consommés par le cheptel. Les polluants peuvent être aussi apportés par l’eau

effluent ou les résultats du nettoyage inefficace du bassin entre les cycles ou c’est l’effet

de l’utilisation en grande quantité des produits chimiques.

Ces déchets conduisent à la formation du sulfure d’hydrogène (H2S), du nitrite

(NO2) et de l’ammoniaque (NH3 ou NH4OH). Ces produits résultent de la transformation

des matières organiques par les bactéries ou apportés par les excrétions des

7

organismes aquatiques. La présence de ces déchets chimiques dans le milieu

d’élevage est néfaste pour les crevettes, car ce sont des produits toxiques.

1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes

Pour les éleveurs des crevettes, les maladies épidémiques et endémiques

affectent gravement la production (Rasoanaivo, 2004). Les agents des maladies

infectieuses des crevettes sont principalement des virus et des bactéries de la famille

des Vibrionacés. Les Vibrio luminescents figurent parmi les plus virulents et ils infectent

presque tous les différents stades larvaires. Cette infection est souvent associée à un

taux de mortalité très élevé (La Villa-Pitogo, 1995 in Joachim, 2005). Selon Lightner

(1997) in Randrianirina (2004), ce ne sont pas toutes les espèces de Vibrio qui sont

pathogènes pour les crevettes mais quelques unes seulement comme les Vibrio

cholerae, Vibrio alginolyticus, Vibrio anguillarum, Vibrio harveyi, Vibrio damsela, Vibrio

fluvialis, Vibrio parahaemolyticus et Vibrio vulnificus.

Les Vibrio sont des bactéries à gram négatif, aéro-anaérobies facultatifs.

L’annexe 5 donne quelques exemples de maladie des crevettes rencontrée

dans une ferme d’élevage.

8

PARTIE II: LA METHODOLOGIE

2.1. LE PRODUIT EPICIN

2.1.1. La description du produit

EPICIN est un produit de traitement biologique des bassins d’élevage produit

par Epicore Bionetworks Inc. Les bactéries qu’il contient exercent un effet probiotique

sur le milieu d’élevage. Il est formulé avec tous les microorganismes normaux et non-

pathogènes qui sont approuvés par la FDA (Food and Drug Administration) des USA et

l’USDA pour l’usage chez l’alimentation des animaux. Les microbes dans l’EPICIN

dérivent des sources normales et sont produits dans des conditions de commande de

qualité pour empêcher la contamination par les microorganismes pathogènes. Elles

sont fermentées sur une base naturellement dérivée d’hydrate de carbone, ce qui

donne au produit son aspect granulaire.

Le produit EPICIN est disponible sous différents types d’emballage [cf Photo 7

et 8] et il est emballé avec des stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de

croissance.

2.1.2. Les éléments constitutifs

Les bactéries utilisées pour l’élaboration du produit EPICIN sont composées

principalement de bactéries hétérotrophes ou de mélange de bactéries hétérotrophes et

autotrophes dénitrifiantes.

Les genres de bactéries hétérotrophes communément utilisées dans la

formulation du probiotique sont les Bacilles et les Lactobacilles (bactérie gram +) mais

d’autres espèces peuvent être utilisées. Neuf espèces sont actuellement employées

pour la production de ce produit à effet probiotique. Ce sont les : Bacillus acidophilus,

Bacillus subtilis, Bacillus megaterium, Bacillus lechiniformis, Lactobacillus delbruckii,

Lactobacillus bulgaricus, Acetobacter xylinum, Saccharomyces cerevisae,

Saccharomyces boulardii. (Vijayaraghavan, 2004). Elles sont épurées et multipliées

Photo 8 : Produit EPICIN Photo 7 : Types d’emballages du produit EPICIN

(Source : Auteur, 2007 et nurturetech.net, 2007)

9

dans des fermenteurs puis traitées sous forme liquide ou sous forme de poudres

séchées à l’état végétatif ou de spore.

Des produits stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de croissance sont

ajoutés aux bactéries avant son conditionnement.

2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces b actéries

Comme pour le cas de la majorité des bactéries, les facteurs limitant sa

croissance sont le carbone et l’azote.

Les bactéries hétérotrophes sont des bactéries qui obtiennent principalement leur

nutrition des sources organiques. La source primaire de carbone pour ces bactéries est

les hydrates de carbone, tandis que les bactéries autotrophes peuvent utilisées le

carbone d’origine minérale tel que le CO2. Alors pour les hétérotrophes la principale

source de carbone disponible dans le bassin d’élevage est celle tirée de l’hydrate de

carbone des granulés. L’azote est typiquement obtenu à partir des protéines dans le

matériel organique consommé par les bactéries.

Comme les crevettes, les bactéries hétérotrophes excrètent l’ammoniaque comme sous

produit du métabolisme des protéines qu’elles consomment. Cependant, quelques

bactéries hétérotrophes peuvent utiliser l’ammoniaque directement comme source

alternative d’azote.

2.1.4. Le mode d’action

EPICIN élimine les déchets d’élevage, tels que l’ammoniaque, le nitrite, le

nitrate et le sulfure d’hydrogène.

En raison du codage génétique que possède les microbes dans l’EPICIN,

l’ammoniaque et le nitrite sont rapidement consommés sur un éventail d’états de pH, de

températures et de salinités. Les microorganismes utilisent les pertes de roulement

d’azote dans leurs processus métaboliques pour produire la protéine microbienne en

tant qu’élément de leur croissance et de leur reproduction.

Les microbes dans EPICIN établissent une culture bactérienne dans l’eau

d’élevage et suppriment ainsi la croissance des bactéries nocives, telles que les

espèces luminescentes de Vibrio. En outre, ces microbes sont capables d’excréter des

bactériostatiques normaux, appelés les bactocillines, qui repoussent les bactéries

nocives du milieu d’élevage. Les crevettes élevées seront donc saines et présenteront

une plus grande vitalité et une immunité à la maladie.

10

2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactérie s

Les granulés sont essentiellement composés d’au moins 35% de protéines. En

effet, ils ne contiennent pas beaucoup d’hydrate de carbone. Les bactéries exigent

environ 20 unités de carbone par unité de l’azote assimilée alors que les granulés ont

donné un rapport de C/N équivalent à 9 /1. De ce fait, la population bactérienne

n’augmentera qu’au-delà d’un certain point dû à la disponibilité limitée du carbone. A

cette condition, les bactéries n’éliminent qu’une petite quantité des déchets d’élevage.

Un apport en hydrate de carbone est donc nécessaire pour favoriser la

croissance des bactéries. D’où la nécessite de l’ajout du sucre ou de la mélasse en plus

de l’alimentation régulière, car la plus grande disponibilité du carbone permet à la

population bactérienne hétérotrophe de consommer un pourcentage plus élevé de la

protéine dans le matériel organique. Ceci a comme conséquence une digestion plus

complète du matériel organique dans l’étang.

2.1.6. La réactivation du produit EPICIN

Puisque le produit EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de

dormance (spore), il devrait passer par une phase de préparation avant son utilisation

dans les bassins d’élevage. C’est l’hydratation. L’hydratation permet d’activer les

bactéries dans l’EPICIN afin que ces dernières puissent se multiplier dans le bac

d’hydratation.

La procédure d’hydratation est le suivant :

♦ préparer un bac de grand volume équipé d’un bulleur ou d’un

aérateur ;

♦ remplir ce bac d’environ 250 litres d’eau du bassin d’élevage à traiter

et aérer avec le bulleur ;

♦ verser dans le bac les produits d’hydratation, qui sont la chaux, le

sucre ou mélasse et les granulés correspondant à l’aliment du cheptel

au moment du traitement ;

♦ ajouter par la suite le produit EPICIN et aérer fortement le mélange

durant 3 à 6 heures ;

♦ après cette durée, verser la mixture dans toute la partie du bassin à

traiter.

11

Photo 9 et 10 : Préparation du produit EPICIN (source : Auteur, 2007)

2.1.7. Le mode de traitement

Le traitement avec le produit EPICIN se fait du début jusqu’à la fin de l’élevage :

2 jours avant l’ensemencement, 30 jours après l’ensemencement, 60 jours après

l’ensemencement et puis tous les 15 jours jusqu’à la récolte.

Le tableau suivant montre la période du traitement avec la quantité des produits

utilisés :

Période du traitement Epicin (Kg)

Chaux (Kg)

Sucre (Kg)

Granulés (Kg)

2 jours avant l’ensemencement

30 jours après l’ensemencement








12

12

7.2

7.2

4.8

4.8

4.8

4.8

4.8

2.4

1.2

2.4

1.2

1.2

1.2

1.2

1.2

1.2

7.2

4.3

4.3

4.3

2.9

2.9

2.9

2.9

2.9

4.8

2.9

2.9

2.9

1.9

1.9

1.9

1.9

1.9

Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits

Remarque :

♦ Il ne faut pas oublier d’épandre 24 Kg de sucre dans le bassin 3 jours après

chaque traitement. Ce sucre est utilisé par les bactéries comme source de

carbone.

12

2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE

2.2.1. Les bassins d’élevage

2.2.1.1. La description des bassins

Trois bassins ont été retenus pour l’expérimentation avec le produit EPICIN et

quatre autres ont été choisis comme témoin [cf Annexe 1 ].

Bassin Superficie (Ha) Zone B

assi

ns

Tes

ts I3 2.4 Zone 1

I8 2.4 Zone 1

I9 2.4 Zone 1

Bas

sins

T

émoi

ns

S18 5.3 Zone 2

S25 3 Zone 3

S30B 3 Zone 3

S34 3 Zone 3

Tableau 3 : Description des bassins

2.2.1.2. La préparation des bassins

La réussite d’un élevage réside dans la bonne préparation du bassin après la

récolte. La préparation durant l’intercycle doit être faite soigneusement.

Après la pêche, les bassins sont mis en assec durant 15 à 50 jours. Le labour, le

raclage, le talutage du fond et la pose des cadres aux moines d’entrée [cf photo 11 ] et

sortie sont effectués durant cette période d’assec. Il en est de même pour

l’amendement calcaire du sol [cf photo 12 ] et la chloration des moines d’entrée et les

flaques d’eau résiduelles.

Le sol est amendé avec de la chaux vive (CaO) ou de la chaux éteinte

(Ca(OH)2) pour une dose de 1.000 Kg/Ha (Protocole Aquamen, 2003). Cet

amendement a des fonctions multiples : accélérer la décomposition des matières

organiques, corriger le pH et enfin désinfecter le sol. Et pour éradiquer les prédateurs,

Photo 11 : Moine d’entrée

Photo 12 : Amendement calcaire

(Source : Auteur, 2007)

13

les compétiteurs ainsi que leurs œufs, une solution d’hypochlorite de calcium à 300

ppm est versée au niveau des moines d’entrée et sur les flaques résiduelles. Le fond

est par la suite rincé par un grand courant d’eau pour enlever les restes d’animaux, les

débris et pour éliminer l’effet des produits chimiques.

Au cours du remplissage du bassin, 100 Kg/Ha de carbonate de calcium

(CaCO3) ou de la dolomie (CaMgCO3) sont versées au niveau du moine d’entrée pour

établir l’équilibre du pH.

2.2.2. La densité d’élevage

La densité d’élevage appliquée pour chaque bassin est montrée dans le tableau

suivant :

Bassin Densité (ind/m2)

I3 21.9

I8 21.9

I9 22

S18 21.8

S25 22

S30B 22.4

S34 21.7

Tableau 4 : densité d’élevage

Ind/m 2: individus par mètre carré

2.2.3. L’ensemencement

L’ensemencement des juvéniles dans les bassins de grossissement se fait à

partir de 11 novembre 2006 jusqu’au 19 décembre 2006. Le nombre des juvéniles

ensemencés ainsi que leurs poids moyens sont montrés dans le tableau qui suit :

Bassin Nombre de juvéniles

Poids moyen (g)

I3 526 446 0.22

I8 526 680 0.82

I9 528 126 0.63

S18 1 153 615 0.19

S25 660 267 0.31

S30B 673 291 0.29

S34 650 435 0.22

Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles

14

2.2.4. L’alimentation

2.2.4.1. Le type d’aliment

Outre la production naturelle qui se trouve dans les bassins, les crevettes

d’élevage sont alimentées par des granulés spécifiquement fabriqués dans ce but

(Avalle et al., 2003). Ces granulés ont une composition qui varie suivant l’espèce et

l’âge (ou le poids) de la crevette.

Trois types de granulés ont été utilisés durant l’élevage : les granulés Maurice

(LFL), les granulés Taïwan (Green Label) et les granulés Tiko (VDS). Les

caractéristiques de chacun de ces aliments sont montrées dans l’annexe 2.

2.2.4.2. La ration journalière

La ration journalière est calculée à partir de la biomasse et d’une table de taux

de nutrition théorique [cf Annexe 3 ]

RT: ration théorique en Kg

B : biomasse en Kg

TNT : taux de nutrition théorique en %

Au cours du premier mois d’élevage, les juvéniles sont nourris avec un taux de

nutrition fixe équivalent à 15 à 20 % de la biomasse. Mais à partir de 3 grammes de

poids moyen, la quantité d’aliment distribué est ajustée en fonction des résultats des

mangeoires.

2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distributi on

Le nombre de distribution varie de 2 à 5 fois par jour selon la quantité d’aliment

à distribuer.

TNTBRT ×=

Photo 13 : Sac de granulés pour les crevettes


15

Quantité d’aliment (kg)

Nombre de distribution

< 30 2

]30 à 120] 3

]120 à 150] 4

> 150 5 Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment

Par conséquent, les horaires de distribution seront à 6h00, 9h00, 11h00, 14h00,

17h00 et à 20h00. Le tableau suivant montre les horaires de distribution d’aliment et le

pourcentage de la ration en fonction du nombre de distribution.

Nombre de distribution 6h00 9h00 11h00 14h00 17h00 20h00

2 50% 50%

3 40% 30% 30%

4 30% 20% 30% 20%

5 20% 15% 15% 30% 20% Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration

2.2.5. La gestion de l’eau

2.2.5.1. Les renouvellements d’eau

Ils sont calculés en fonctions de la biomasse de crevettes dans le bassin et de

plusieurs critères, tels que l’oxygène dissous, la qualité du phytoplancton et la turbidité.

Le changement d’eau est au niveau du moine d’entrée d’eau, en tête du bassin. Cet

ouvrage est équipé de grillages en plastique ou en netlon à mailles fines (de 2 à 9 mm)

afin de filtrer l’eau qui entre pour éviter l’introduction de prédateurs dans le bassin.

La particularité de ce type d’élevage est de minimiser le changement d’eau. Le

renouvellement d’eau ne s’effectue qu’une seule fois par semaine (7 jours après le

traitement) et ceci à raison de 6 à 30% du volume total.

2.2.5.2. L’aération

Chaque bassin est équipé d’aérateurs de type paddle – wheel [cf Photo 14 ].

Leur puissance est de 7 CV au total pour le bassin n°1 et 4 CV de chaque pour les

bassins n°2 et n°3. Ces aérateurs fonctionnent 24 h eures sur 24 pour les bassins

expérimentaux, tandis que pour les autres bassins leur durée de marche varie en

fonction du poids moyen du cheptel.

16

Photo 14 : Aérateur de type paddle

Wheel (source : Auteur, 2007)

2.2.5.3. La fertilisation

Pour le développement du phytoplancton dans un bassin, il faut pratiquer des

fertilisations qui sont soit organiques, soit inorganiques.

Deux sortes d’engrais sont utilisés pour la fertilisation de base des bassins : de

l’engrais minéral (l’urée et le triple superphosphate) et de l’engrais organique (le son de

riz). Cet engrais minéral permet de démarrer rapidement la production naturelle du

milieu mais son action se dissipe très vite. Par contre, l’engrais organique a une action

lente mais prolongée dans le temps. Il sert de relais à l’engrais minéral.

Le dosage appliqué pour ces engrais est de 30 Kg/Ha pour l’urée, 8 Kg/Ha pour

le triple superphosphate ou le TSP et 100 Kg/Ha pour le son de riz (Protocole

Aquamen, 2003).

Pour la fertilisation d’entretien, qui se fait généralement une journée après le

traitement, le dosage utilisé est de 5 Kg/Ha pour l’urée et 1Kg/Ha pour le TSP.

2.2.5.4. L’amendement

L’amendement d’entretien se fait lorsque le pourcentage des crevettes avec

des branchies sales est élevé ou bien lorsque le fond se détériore, et ceci à raison de

100 à 160 Kg/Ha de chaux vive ou de chaux éteinte ou du carbonate de calcium ou de

la dolomie.

2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques

Durant l’élevage, plusieurs paramètres de l’eau sont contrôlés dans le but de

vérifier les seuils critiques qui surviennent le matin ou le soir. Ces paramètres sont

l’oxygène dissous, la température, la salinité et la turbidité.

17

a. L’oxygène dissous et la température

La mesure de l’oxygène dissous et de la température se fait tous les deux jours

avec un appareil combiné de marque WTW Oxical 330i. L’heure du prélèvement est à

4h00 le matin et à 15h00 l’après-midi.

b. La salinité

La valeur de la salinité est également prise tous les deux jours avec un

réfractomètre de poche de marque ATAGO. Le prélèvement est effectué à 15 heures.

c. La turbidité

Le prélèvement de la turbidité se fait quotidiennement (à 15 h) avec un disque

de Secchi.

2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombr ement

2.2.6.1. L’expertise

L’expertise permet de vérifier l’état sanitaire des crevettes, c’est-à-dire l’état des

branchies, la présence des nécroses, des cicatrices, des infections, … et de déterminer

les périodes de mues. Il s'opère trois fois par semaine.

2.2.6.2. L’échantillonnage

L’échantillonnage, par contre, permet de faire le contrôle de la croissance du

cheptel. La capture se fait avec une senne de mailles de 1 mm pour les crevettes de

moins de 3 grammes et avec un filet épervier de mailles de 4 à 8 mm pour les crevettes

de plus de 3 grammes [cf Photo 15 et 16 ]. Les crevettes capturées sont pesées

directement sur les bords du bassin puis comptées et remises dans l’eau. Le poids

moyen des crevettes sera obtenu en divisant le poids net de la capture par leur nombre.

Il suffit de soustraire le nouveau poids moyen avec celui de la semaine dernière pour

avoir la croissance ou le gain de poids de la semaine. Ce nouveau poids moyen sert à

calculer la biomasse en le multipliant par le nombre estimé des crevettes dans le

bassin.

18

Photo 15 et 16 : Echantillonnage des crevettes (source : Auteur, 2007)

2.2.6.3. Le dénombrement

Le dénombrement sert à estimer la densité des crevettes restantes dans un

bassin au cours de l’élevage (Avalle et al. ; 2003). Il permet aussi d’avoir un aperçu sur

la répartition des crevettes dans le bassin.

La méthode employée consiste premièrement à lancer un filet épervier dont la

surface est connue et deuxièmement à compter les crevettes capturées.

Le relâchement des crevettes après le comptage devrait être fait dans le sens

opposé à la nouvelle station pour éviter de recapturer les mêmes crevettes.

Il faut calculer par la suite les points caractéristiques suivants :

- La moyenne des captures

MC : moyenne des captures

- La densité estimative

d : densité estimative

s : ouverture du filet

- L’effectif de la population

N : effectif de la population

S : surface total du bassin

capturesdesnombre

crevettesdestotalnombreMC =

s

capturesdesmoyenned =

SdN ×=

19

- La survie

SRV : survie

Ni : nombre initial des crevettes

- La biomasse

Pm : poids moyen des crevettes

2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES

2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA

L’analyse des variances consiste à une comparaison simultanée de plusieurs

moyennes. Ce test sera utilisé pour savoir si dans l’ensemble, le poids moyen des

crevettes dans le bassin traité avec le produit EPICIN diffère de celui des crevettes

élevées selon la méthode habituelle.

Deux types de variances sont déterminés pour la comparaison, une variance

intergroupe mettant en évidence les fluctuations d’un groupe à l’autre et une variance

intragroupe représentant les fluctuations individuelles qui se produisent à l’intérieur d’un

groupe.

- La variance intragroupe

Pour définir la variance intragroupe, on fait l’hypothèse que :

� Ho : hypothèse nulle : La différence observée sur les poids moyens des crevettes

entre les différents bassins n’est pas significative.

� H1 : hypothèse alternative : la différence observée sur les poids moyens est

significative. Donc le produit Epicin accélère la croissance des crevettes.

La variance intragroupe ou la variance résiduelle est donnée par la formule :

- La variance intergroupe

La variance intergroupe ou variance factorielle est définie comme suit :

100×=iN

NSRV

PmNB ×=

kN

mxmx kragroupe −

−++−= ∑ ∑

2212

int

)(...)(σ

20

Après avoir calculé la variance intragroupe et la variance intergroupe, on établit le

rapport suivant :

Si F<1, on peut conclure d’emblée que les moyennes ne diffèrent pas significativement.

Si F>1, alors on calcule ou on recherche dans la table de SNEDECOR au seuil de 5%,

par exemple, à l’intersection de la colonne υ = k – 1 et de la ligne υ = N - k la valeur de

Fs.

Si F > Fs, alors les moyennes diffèrent significativement dans leur ensemble au seuil de

5%.

1

)( 22int −

−= ∑

k

Mmn iiergroupeσ

ragroupeiance

ergroupeianceF érimental intvar

intvarexp =

21

Fig 3: Les paramètres physico-chimiques du bassin I3

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%

Omin Omax Tmin Tmax S%

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


Fig 4 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I8

Fig 5 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I9

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


Fig 6 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S18

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


Fig 7: Les paramètres physico-chimiques du bassin S25

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


Fig 8 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B

0

3

6

9

12

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Semaine

O2D

(pp

m)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

T°C

et S

%


Fig 9 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S34

Oxygène minimum (ppm)

Oxygène maximum (ppm)

Température minimale (°C)

Température maximale (°C)

Salinité (%o)

Légende :

PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS

3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES

Les 7 figures suivantes montrent les résultats des différents paramètres

physico-chimiques mesurés sur les bassins d’élevage des crevettes au cours de

l’étude. Ces paramètres sont la salinité, la température, l’oxygène dissous, la

température et la turbidité. Mais faute de matériel, nous n’avons pas pu obtenir des

résultats concernant le pH de l’eau.

22

3.1.1. La salinité

En observant les courbes de la salinité, on constate qu’elles sont de même

allure pour tous les bassins d’élevage. En outre, on remarque un abaissement de la

valeur du début de l’élevage (novembre, décembre) au mi-février puis la valeur reste

constante pendant un certain moment et continue à remonter progressivement après.

La valeur moyenne hebdomadaire observée pour chaque bassin est

respectivement de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt (I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à

29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32 ppt pour S34.

La valeur moyenne minimale de la salinité observée au sein de la ferme est

donc de 2 ppt tandis que la valeur maximale est de 39 ppt. Cette valeur minimale est

atteinte pendant la saison de pluie. Durant cette saison l’eau du fleuve devient douce à

cause de l’écoulement trop importante de l’eau continentale. Par contre, pendant la

saison chaude, on constate une augmentation de la salinité et elle atteint sa valeur

maximale au mois d’octobre à novembre. Pendant la période sèche, l’eau du fleuve

n’arrive pas à tamponner l’eau de mer puis sous l’action du soleil, l’évaporation se

produit. D’où, cette remontée de la salinité. Selon Claude ALZIEU (1989), la salinité

des eaux fluctue dans de très grandes proportions dans les zones côtières et

estuariennes en raison des apports d’eau douce, variable selon le débit des fleuves et

les mouvements de la marée.

Même dans la ferme, la variation de la salinité n’est pas la même pour tous les

bassins. Les bassins proches de la station de pompage sont affectés directement par le

changement de la salinité, alors que pour les bassins qui se trouvent un peu plus

éloigné de la station, on constate un certain retard.

3.1.2. La température

Pour la température, les valeurs observées sont toutes supérieures à 25°C.

L’amplitude de variation journalière se situe entre 0.6°C et 3°C.

Pour les bassins expérimentaux, la température matinale varie entre 28.4°C à 32°C

(I3), 25.2°C à 31.7°C (I8) et de 25.5°C à 31.8°C (I 9). Dans les bassins témoins, elle

varie entre 28.6°C à 32°C (S18), 27.7 °C à 31.5°C ( S25), 27.1°C à 31.3°C (S30B) et

entre 25.2°C à 31°C (S30). Concernant la températur e maximale ou la température de

l’après-midi, les valeurs sont comprises entre 26°C et 36°C.

La température est un des facteurs environnementaux les plus importants pour

tous les organismes aquatiques puisqu’elle agit sur l’oxygénation des eaux, la

productivité primaire source de nourriture pour l’élevage, la reproduction et la

23

croissance des espèces. Lorsque la température de l’eau d’élevage s’éloigne de

l’optimum, la croissance du cheptel est si lente que la durée d’élevage devenue trop

longue compromet la rentabilité (Barnabé, 1991).

3.1.3. L’oxygène dissous

Parmi les gaz dissous, l’oxygène est celui qui joue le rôle le plus important pour

la qualité biotique des eaux d’élevage. Il est utile à la respiration des organismes,

facilite la dégradation des matières organiques détritiques et l’accomplissement des

cycles biochimiques.

La valeur matinale de l’oxygène dissous oscille autours de 3 à 4 ppm pour

chaque bassin d’élevage. Mais quelque fois, elle atteint jusqu’à 6 à 8 ppm et peut

descendre jusqu’à 1.7 ppm. L’après-midi, l’oxygène dissous varie entre 4.9 à 13.4 ppm.

L’oxygène présent dans le bassins provient de trois sources : l’oxygène produit par le

phytoplancton durant la photosynthèse, la diffusion de l’oxygène atmosphérique et enfin

l’oxygène produit par les aérateurs de type paddle-wheel.

La valeur de l’oxygène dissous atteint son maximum lorsque les trois sources

atteignent toutes ses valeurs maximales. Dans le cas contraire, le taux d’oxygène

dissous baisse. Nombreux sont les facteurs qui peuvent provoquer cette baisse : soit la

faible production du phytoplancton due au temps nuageux ou la présence élevée des

matières organiques ou des sédiments terrigènes, soit la faible densité du

phytoplancton (eau claire), soit l’augmentation de la DBO pour la décomposition des

matières organiques, telles que les phytoplancton, les restes des granulés, les cadavres

de crevettes ou d’autres animaux qui se trouvent dans les bassins par les nombreux

microorganismes habitant la colonne d’eau ou les substrats.

Il faudra donc, vérifier rigoureusement les valeurs de l’oxygène dissous pour

éviter l’asphyxie des crevettes.

3.1.4. La turbidité

La turbidité de l’eau des bassins d’élevage varie entre 15 à 105 cm durant

l’élevage.

La turbidité des eaux est due à la présence des solides en suspension

constituées par des particules minérales et organiques d’origine détritique, ainsi que par

des organismes phytoplanctoniques et zooplanctoniques.

24

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

024681012141618202224

gain

de

poid

s (g

)

srv I3 gp I3

Fig 10 : la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I3

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

gain

de

poid

s (g

)

srv I8 gp I8


La turbidité modifie quantitativement et qualitativement la pénétration de la

lumière dans l’eau ; elle diminue l’activité photosynthétique dans la couche euphotique,

c’est-à-dire la production de phytoplancton.

En somme, les valeurs de ces différents paramètres physico-chimiques sont

favorables à l’élevage de crevettes malgré les quelques variations observées au cours

de l’élevage. Les valeurs moyennes des paramètres physico-chimiques relevés durant

l’élevage sont les suivantes : pour l’oxygène dissous, la valeur est aux environs de 4

ppm le matin et aux environs de 9 à 10 ppm l’après-midi. Pour la température, elle

oscille autour de 29°C le matin et de 32°C l’après- midi. Et la moyenne de la salinité tout

au long de l’élevage est de 19 ppt. Or selon la FAO (1991), les valeurs optimales pour

l’élevage des crevettes sont de 29°C pour la tempér ature, 25 à 50 cm pour le Secchi,

20 ppt pour la salinité, 8.2 pour le pH et la saturation pour l’oxygène dissous.

3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’EL EVAGE

3.2.1. Dans les bassins expérimentaux

Les figures suivantes montrent les résultats de la croissance des crevettes

ainsi que leur survie dans les trois bassins expérimentaux.

25

D’après ces 3 figures, on constate que le gain de poids du bassin I3 est

largement supérieur par rapport à celui de deux autres bassins. Ce décalage est

observé à partir de la seizième semaine d’élevage. Du 1er au 16e semaine, la

croissance des crevettes dans les 3 bassins d’élevage est à peu près la même. Du 16e

au 21e semaine d’élevage, la croissance hebdomadaire des crevettes du bassin I3 varie

de 1 à 3 g. Alors que pour les deux autres bassins, elle est de 0 à 1 g. D’où cette large

différence de la courbe.

Pour les bassins I3, I8 et I9, le gain de poids obtenu en 24 semaines d’élevage

est respectivement de 22.98 g avec 65% de mortalité, 15.78 g avec 27% de mortalité et

16.77 g avec 33% de mortalité.

Ce gain de poids de 22.98 g peut être expliqué par le fait que, dans ce bassin la

mortalité est très élevée. Donc, il n’y aura pas de problème de compétition entre le

cheptel, c’est-à-dire la compétition pour la nourriture, la place disponible et la

disponibilité en oxygène. Plus le nombre du cheptel est moindre, plus le problème lié

aux facteurs environnementaux sera minime. Les crevettes seront donc à leur aise

dans son environnement. Ceci explique leur croissance rapide. Par contre, dans les

deux autres bassins, la croissance des crevettes est à peu près identique et la survie

finale est proche l’une de l’autre. Dans ces deux bassins, la compétition entre les

crevettes est très forte, car la survie reste élevée durant l’élevage. En plus, la présence

d’autres espèces animales, telles que les crevettes Penaeus indicus, les crabes, les

poissons (…) dans les bassins rend encore la lutte très acharnée.

3.2.2. Dans les bassins témoins

Les quatre figures suivantes par contre, représentent la survie et la croissance

hebdomadaire des crevettes dans les bassins témoins.

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

gain

de

poid

s (g

)

srv I9 gp I9


26

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

gain

de

poid

s (g

)

srv S18 gp S18

Fig 13 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin 18

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

gain

de

poid

s (g

)

srv S25 gp S25

Fig 14: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S25

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16ga

in d

e po

ids

(g)

srv S30B gp S30B

Fig 15 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S30B

0102030405060708090

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

semaine

surv

ie (

%)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

gain

de

poid

s (g

)

srv S34 gp S34

Fig 16: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S34

27

En observant ces figures, on remarque directement que les gains de poids des

crevettes à la fin de l’étude sont tous inférieurs à 16 g sauf pour le bassin S 34. Dans ce

dernier, la mortalité est très élevée, car elle a atteint jusqu’à 70% à la fin de l’étude.

Alors que les autres bassins ont une survie supérieure à 60%.

Le gain de poids final des crevettes dans les bassins témoins durant la même durée

d’élevage est de 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34).

Dans les bassins témoins, la croissance du cheptel ne présente pas de grande

variation comme dans le cas des bassins expérimentaux. Mais par contre, la courbe de

croissance des crevettes dans chaque bassin diffère l’une de l’autre. Certain bassin a

mis beaucoup de temps pour accroître et le gain de poids hebdomadaire est très faible.

Durant les 12 premières semaines, le poids moyen obtenu est de 0.1g à 0.9g.

Dans le bassin S18 et S25, la croissance des crevettes est très faible à partir

de la 18ème semaine et le poids moyen reste stationnaire pour ces deux bassins. Cet

arrêt de croissance peut être lié au stress du cheptel dû au changement de son milieu

environnant, plus précisément la turbidité de l’eau d’élevage.

La croissance des crevettes dans les bassins témoins est donc moindre par

rapport à celle des bassins expérimentaux. Deux hypothèses peuvent être avancées

pour expliquer cette différence. Soit, Le produit EPICIN a peut-être fait son travail

d’améliorer le milieu d’élevage et facilite ainsi la croissance des crevettes dans les

bassins expérimentaux. Soit cette différence est peut-être due aux dimensions des

bassins d’élevage, car il ne faut pas oublier que les bassins expérimentaux sont plus

petits que les bassins témoins. Et même si les densités d’élevage sont toutes au

voisinage de 22 individus/m2, la conduite de l’élevage est plus facile dans le petit

bassin que dans le grand bassin. Dans le grand bassin, la gestion de l’aliment est

difficile, car lors de la distribution, on a tendance à bien répartir l’aliment dans toute la

partie du bassin alors que la répartition des crevettes n’est pas homogène dans le

bassin. L’aliment distribué dans les zones inhabitées est donc une perte pour l’élevage

et réduisant ainsi la ration des crevettes. La croissance du cheptel est ralentit.

3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel

Dans la ferme une baisse de la survie de 1% par semaine est acceptée. Les

facteurs conduisant à la mortalité du cheptel sont la variation des facteurs

environnementaux, la présence des prédateurs dans les bassins d’élevage, tels que les

28

poissons carnivores, les crabes, les crevettes elles-mêmes par cannibalisme ou à

l’extérieur (les oiseaux).

Photo 19, 20 et 21 : crevettes victimes de cannibalisme (source : Voriasy, 2004)

D’après Luc Della Patrona (2005), la survie finale des crevettes en élevage

dépend de la qualité des post-larves produites en écloserie. Elle dépend aussi de la

saison d’ensemencement des post-larves, de la densité de mise en charge, de l’état du

fond du bassin. Et il ne faut pas oublier le plus important, l’alimentation. Mais l’utilisation

d’un aliment composé ne suffit pas pour obtenir des résultats corrects en terme de

croissance et de survie, pour cela différents facteurs rentrent en jeu, tels que : la

formulation de l’aliment et la qualité des ingrédients, la méthode de fabrication et les

caractéristiques physiques du granulé, la manipulation et le stockage, la méthode et le

régime de distribution et enfin l’environnement aquatique et la production naturelle

(Avalle et al., 2003).

D’après les résultats de la croissance et la survie des crevettes, on a pu

constater que le bassin I3 et S25 a la plus faible valeur qui est respectivement de 35%

et 30%. Cette forte perte est généralement due à la détérioration du fond du bassin et

au manque d’oxygène. Par exemple dans le bassin I3, des boues noirâtres avec une

A : Crevette à péréiopodes coupés par cannibalisme

B : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme

A B

Photo 1 7 : Poissons dans le bassin

Photo 18 : Crabe Scylla serrata


29

Photo 22 : Lab-lab (Source : Auteur, 2007)

odeur nauséabonde sont observées sur le fond du bassin et des masses gluantes de

couleur verte flottent à la surface, surtout sur les extrémités du bassin. Cette masse est

nommée « lab lab » [cf Photo 22 ]. Elle empêche la pénétration de la lumière solaire et

l’échange avec l’atmosphère. Ce qui provoque une diminution de la teneur en oxygène

dissous.

Plusieurs des résidus de la culture de crevette

s’accumulent sur le fond du bassin. Cette

accumulation a plusieurs effets néfastes sur la

crevette et l’opération de l’étang. Ce sédiment

devient anoxique (manque en oxygène), et contient

des substances toxiques, telles que l’ammoniaque,

le nitrite et le sulfure d’hydrogène.

Les crevettes tendent à éviter ces secteurs souillés

et se rassemblent dans des secteurs plus propres. Le rassemblement réduit le secteur

pour l’alimentation, qui augmente la concurrence pour la nourriture et augmente

également la densité. Si le fond entier du bassin est couvert par le sédiment toxique, les

crevettes sont forcées de vivre là-dessus. Dans cet environnement, la crevette souffrira.

Une grande quantité de sédiment toxique diminuera également la qualité de l’eau.

Le fond et l’eau du bassin de qualité inférieure causent des effets à court et à long

terme sur la crevette. L’effet à court terme est la mortalité en masse, tandis que l’effet à

long terme est l’effort accru, qui cause la réduction de l’alimentation et du taux de

croissance et la plus grande susceptibilité aux maladies infectieuses.

3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION

L’indice de conversion exprime la quantité d’aliment nécessaire à la production

de biomasse de crevettes. La rentabilité de la production est directement liée au taux de

conversion final puisque l’aliment intervient pour 35 à 40 % dans le coût de production

des crevettes (Avalle et al., 2003).

Le tableau suivant donne les résultats de l’indice de conversion par semaine

pour chaque bassin et l’indice de conversion cumulé.

L’indice de conversion par semaine est le rapport entre l’aliment consommé

durant la semaine et la biomasse obtenue durant cette même semaine. Alors que

l’indice de conversion cumulé est le rapport entre l’aliment total consommé durant

l’élevage et la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin.

30

semaine I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34

Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum 1 1,33 1,33 0,07 1,80 0,21 2,64 0,50 0,26 0,38 0,66 0,15 0,15 0,33 0,33 2 0,88 1,60 0,37 1,37 0,30 1,66 1,11 0,45 2,68 0,91 0,81 1,28 0,46 0,90 3 1,10 1,39 0,58 1,11 0,50 1,22 0,86 0,56 1,11 0,97 2,28 1,49 2,41 1,12 4 0,78 1,14 2,29 1,22 0,71 1,09 0,37 0,48 0,39 0,69 6,33 1,93 10 1,57 5 1,45 1,20 0,79 1,12 6,53 1,26 0,63 0,73 0,56 0,65 1,44 1,77 1,83 1,68 6 1,60 1,28 1,30 1,15 0,88 1,16 0,60 0,68 10 0,87 1,87 1,64 2,27 1,78 7 1,82 1,38 0,76 1,07 1,01 1,13 0,88 0,71 1,89 1,00 3,03 1,97 2,13 1,85 8 2,00 1,25 1,17 1,09 3,91 1,28 1,39 0,79 1,18 1,04 3,07 2,16 4,09 2,07 9 2,04 1,33 1,89 1,18 1,20 1,27 3,15 0,90 2,52 1,17 3,31 2,32 2,79 2,17 10 10 1,51 10 1,48 2,51 1,41 2,51 1,02 1,54 1,23 2,87 2,41 10 2,61 11 2,23 1,59 3,45 1,69 9,18 1,68 0,76 0,96 1,77 1,30 9,74 2,78 3,66 2,74 12 1,20 1,55 2,29 1,78 1,80 1,69 1,83 1,05 1,94 1,37 2,02 2,58 1,68 2,53 13 1,22 1,52 3,41 1,92 4,35 1,85 1,16 1,07 2,64 1,49 2,35 2,54 2,24 2,49 14 1,81 1,54 1,57 1,86 4,05 1,98 0,98 1,05 7,95 1,69 1,98 2,44 5,72 2,65 15 2,54 1,63 2,27 1,90 9,38 2,19 8,48 1,24 3,75 1,83 1,58 2,29 10 2,92 16 3,14 1,74 2,62 1,93 1,23 2,11 3,44 1,39 3,17 1,92 2,25 2,28 0,57 2,72 17 1,31 1,69 2,59 1,96 10 2,20 1,86 1,44 1,98 1,93 1,45 2,18 0,56 2,55 18 6,06 1,82 10 2,05 4,84 2,26 0,86 1,32 10 2,07 0,61 2,09 0,84 2,47 19 4,85 1,92 10 2,32 3,23 2,33 10 1,53 10 2,35 2,98 2,10 10 2,58 20 1,57 1,89 3,24 2,36 3,18 2,37 2,08 1,57 10 2,60 0,79 2,04 20 2,84 21 10 2,24 20 2,52 4,99 2,45 10 1,69 10 2,72 10 2,15 20 3,14 22 10 2,82 5,20 2,62 3,32 2,50 10 1,75 10 2,79 20 2,30 20 3,61 23 10 3,42 4,11 2,70 20 2,70 10 1,82 10 2,93 3,96 2,35 20 4,46 24 4,60 3,49 13 2,88 8,14 2,86 10 1,96 20 3,03 20 2,49 20 5,56

Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage

Les indices de conversion obtenus pour les 7 bassins d’élevage (I3, I8, I9, S18,

S25, S30B, S34) sont respectivement de 3.49, 2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49, 5.56.

D’après ces résultats, on constate que, seul le bassin S18 a l’indice de conversion

inférieur à 2. Or d’après les auteurs cités ci-dessus, si l’indice de conversion dépasse

2.5, la rentabilité devient aléatoire.

Plusieurs hypothèses peuvent être avancées pour expliquer ces valeurs

élevées de l’indice de conversion :

- La mauvaise estimation de la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin ;

- La présence des compétiteurs dans le bassin d’élevage qui consomment les

granulés mis dans les mangeoires et faussent ainsi les résultats obtenus ;

- La mauvaise gestion de l’alimentation vis-à-vis des facteurs environnementaux et

de la mue ;

- Quand les crevettes disposent à la fois de nourriture naturelle (proies vivantes,

végétation, dérivés organiques divers) et de granulés, il est difficile d’estimer la

quantité de granulés qu’il convient de distribuer (d’autant plus que l’on connaît

31

mal la biomasse des animaux d’élevage) ; il est plus difficile encore de

déterminer la composition théorique idéale de l’aliment qui sert de complément à

la nourriture naturelle (IFREMER, 1988).

3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS

Comme nous l’avons avancé précédemment, cette étude a pour objectif

d’améliorer les conditions de vie des crevettes d’élevage, afin d’améliorer les

rendements. Plusieurs données seront comparées ci-après pour pouvoir tirer une

conclusion sur le traitement effectué.

3.4.1. Le poids moyen

D’après la figure 18, on peut en déduire que la croissance est meilleure pour

les bassins traités avec le produit EPICIN.

Mais pour vérifier scientifiquement si la différence entre des poids moyens des

crevettes obtenus dans les 7 bassins d’élevage est significative ou non, une analyse

statistique a été faite. Cette analyse n’est autre que l’analyse de variance de Fisher ou

l’ANOVA (Analysis Of Variance).

Figure 18 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes

Le tableau 9 donne le résultat des poids moyens final dans les bassins traités et

non traités avec le produit Epicin. A partir de ces données sont tirées la variance

intragroupe et la variance intergroupe permettant de comparer les deux types de

bassins.

22,98

35

15,78

73

16,77

67

13,71

76

14,19

60

15,01

67

16,08

30

0

10

20

30

40

50

60

70

80

I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34

poids moyen (g) survie (%)

32

Bassins traités Bassins non traités

Ni : nombre de résultats 3 4 Ni= 7

Poids moyens (g) 22.98 15.78 16.77

13.71 14.19 15.01 16.08

mi : moyenne 18.51 14.75 Tableau 9 : Résultats de l’élevage

Fexp = 24.72 / 6.74 = 3.67

61.615 =F

Fs au seuil de 5% est 6.61

Fexp < Fs au seuil de 5%.

Au seuil de 5%, on peut affirmer que les poids moyens des crevettes ne

diffèrent pas significativement dans leur ensemble. A partir de ce résultat, on pourra

conclure que les poids moyens des crevettes obtenus selon les deux modes d’élevage

sont statistiquement identiques. Comme si les crevettes sont élevées dans les mêmes

conditions d’élevage.

3.4.2. Les intrants consommés

Après avoir comparé les poids moyens de crevettes, nous allons maintenant

confronter les intrants consommés par chacun des bassins durant les 24 semaines

d’élevage. Ces intrants ne sont autres que la chaux, les fertilisants minéraux et

organiques, les produits de traitement (TSC, EPICIN,…) et les granulés.

74.627

23.346.302int =

−+=ragroupeσ

72.2412

72.242int =

−=ergroupeσ

33

BASSINS TRAITÉS BASSINS TÉMOINS

I3 I8 I9 M(Kg/ha) S18 S25 S30B S34 M(Kg/ha)

Chaux

Dolomie 240 240 240 100 500 600 300 300 123,58

CaCO3 0 0 0 0 4250 3550 3200 2750 992,14

Ca(OH)2 0 0 0 0 1560 1560 5400 750 716,08

CaO 2400 2400 2400 1000 5300 3150 3120 3000 1022,50

TOTAL 2640 2640 2640 1100 11610 8860 12020 6800 2854,31

Fertilisants

Urée 84 120 132 47 284 120 90 105 39,65 TSP 21,6 28,8 31,2 11 57,4 24 24 24 8,71 SDR 280 240 240 106 630 300 300 300 104,72

Traitements TSC 600 600 600 250 1300 900 850 750 269,65 EPICIN 62.4 62.4 62.4 26 0 0 0 0 0 Sucre 251 251 251 105 0 0 0 0 0

Granulés 14928 18401 17629 7078 23848 17428 17220 17677 5485,32 Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage

TSP : triple superphosphate TSC : Tea seed cake

SDR : son de riz M : moyenne

D’après ce tableau on peut dire que la quantité des chaux utilisées est réduite

d’un tiers dans les bassins traités. Car on n’utilise plus de la chaux pour l’entretien du

bassin. Cette tâche est désormais attribuée au produit EPICIN. En revanche, cette

quantité de chaux est remplacée par le produit EPICIN et le sucre.

Pour les fertilisants, le TSC et les granulés, la consommation est à peu près la même.

En somme, quatre types de résultats sont montrés dans cette partie : les

valeurs des paramètres physico-chimiques du milieu d’élevage, la croissance et la

survie des crevettes d’élevage, l’indice de conversion et en dernier lieu la comparaison

de quelques données.

Pour les paramètres physico-chimiques, les valeurs obtenues ne s’écartent pas

de la norme donnée par la FAO pour la qualité de l’eau d’élevage.

En ce qui concerne la croissance, le gain de poids de crevettes durant les 24

semaines d’élevage est compris entre 13 et 17 g, sauf pour le bassin I3, où le gain de

poids a atteint 23 g. Mais, la comparaison statistique a révélé que cette différence n’est

pas significative. La survie, par contre, va de 76% jusqu’à 30% pour quelques bassins.

Enfin, l’indice de conversion final varie de 1.96 à 5.56 pour les 7 bassins

d’élevage.

34

CONCLUSION

Depuis le commencement de l’élevage moderne de crevette en 1933, de

nombreuses recherches ont été effectuées pour améliorer la technique d’élevage, plus

précisément le rendement. La société AQUAMEN, où j’ai effectué mon stage de fin

d’étude a profité de la dernière invention de la société Epicore Bionetworks Inc, le

produit EPICIN. C’est un produit issu des microbes naturels permettant de traiter le

bassin d’élevage. Ce produit n’a donc rien avoir avec les autres produits chimiques de

traitement, car c’est un produit biologique.

Durant les 24 semaines d’élevage effectuées sur les 7 bassins dont 3 bassins

pour le test et 4 bassins comme témoins, nous avons obtenu les résultats des

paramètres physico-chimiques suivants : pour la salinité de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt

(I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à 29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32

ppt pour S34 et la température est toujours supérieure à 25°C durant l’élevage. En ce

qui concerne la turbidité elle varie entre 15 et 105 cm pour tous les bassins ; pour

l’oxygène dissous, la valeur matinale est en moyenne de 3 ppm et l’après-midi autour

de 9 ppm. Les crevettes ont eu comme gain de poids de 22.98 g (I3), 15.78 g (I8),

16.77 g (I9), 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34) et la survie

finale est respectivement de 35%, 73%, 67%,76%, 60%, 67% et 30%. Enfin pour

l’indice de conversion, les valeurs sont toutes assez élevées, car elles sont de 3.49,

2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49 et 5.56.

La comparaison des bassins sur le gain de poids par l’analyse de variance de

Fisher a révélé que la différence n’est pas significative. Par conséquent, la croissance

des crevettes dans les deux types d’élevage est identique du point de vue statistique.

Le suivi du poids moyen n’est pas suffisant pour vérifier l’action du produit

EPICIN lors du traitement. D’autres paramètres devront être considérés avant de tirer

une décision concluante.

De ce fait, il est recommander de :

Faire des analyses sur le taux d’ammoniaque, de nitrite, de nitrate et du sulfure

d’hydrogène, au moins, au début et à la fin de chaque traitement pour savoir les

quantités absorbées par les microbes de l’EPICIN ; la connaissance du taux de

ces déchets d’élevage permet d’ajuster la quantité du produit EPICIN à utiliser

pour le prochain traitement ;

35

Faire la mesure du carbone organique total (COT), d’azote de Kjeldahl total

(TKN) et la demande biologique en oxygène (DBO). Cette mesure fournira

quelques informations utiles pour la gestion de l’élevage ;

Faire le suivi de la flore bactérienne dans le bassin d’élevage, car la

connaissance de cette donnée permet de vérifier que les microbes du produit

EPICIN se développent ou non dans le milieu d’élevage.

D’après Vasudevan (2004), les sédiments marins contiennent naturellement

des bactéries, telles que Bacillus subtillis, Bacillus circulans, Bacillus megaterium,

Bacillus polymyxa et Bacillus licheniformis.

Il serait donc intéressant d’exploiter ces bactéries pour l’auto-épuration des

bassins d’élevage, car ces bactéries s’adaptent déjà à son milieu qui est le

bassin d’élevage. En plus, rien ne garantit que les bactéries dans le produit

EPICIN seront bien adaptées aux conditions dans l’étang et qu’elles ne

concurrenceront pas les espèces naturelles vivant dans l’étang.

Pour lutter contre les effets néfastes du lab-lab, il est primordial de respecter la

profondeur idéale à son développement car ce sont des algues benthiques qui se

développent au fond du bassin et participent à l’oxygénation du bassin.

36

BIBLIOGRAPHIE

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Sources électroniques:

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[2]. www.gaalliance.org/probiotic

[3]. www.nurturetech.net/epicin

38

SOMMAIRE

INTRODUCTION ......................................................................................................... 1

PARTIE I: LA GENERALITE .................................................................................. 2

1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE ........................................... 2

1.1.1. La localisation géographique ...................................................................... 2

1.1.2. Les différentes unités de production .......................................................... 2

1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE ........................................... 5

1.2.1. L’environnement des crevettes .................................................................. 5

1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage ...................... 6

1.2.2.1. Les sources de pollution ....................................................................... 6

1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes ...................................................... 7

PARTIE II: LA METHODOLOGIE.......................................................................... 8

2.1. LE PRODUIT EPICIN ........................................................................................... 8

2.1.1. La description du produit ............................................................................ 8

2.1.2. Les éléments constitutifs ............................................................................ 8

2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces bactérie s ................................ 9

2.1.4. Le mode d’action .......................................................................................... 9

2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactéries ...................................... 10

2.1.6. La réactivation du produit EPICIN ............................................................. 10

2.1.7. Le mode de traitement ............................................................................... 11

2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE ......................................................................... 12

2.2.1. Les bassins d’élevage ................................................................................ 12

2.2.1.1. La description des bassins ................................................................. 12

2.2.1.2. La préparation des bassins ................................................................. 12

2.2.2. La densité d’élevage .................................................................................. 13

2.2.3. L’ensemencement ...................................................................................... 13

2.2.4. L’alimentation ............................................................................................. 14

2.2.4.1. Le type d’aliment .................................................................................. 14

2.2.4.2. La ration journalière ............................................................................ 14

2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distributi on ...................................... 14

2.2.5. La gestion de l’eau ..................................................................................... 15

2.2.5.1. Les renouvellements d’eau ................................................................. 15

39

2.2.5.2. L’aération .............................................................................................. 15

2.2.5.3. La fertilisation ...................................................................................... 16

2.2.5.4. L’amendement ...................................................................................... 16

2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques ................................ 16

a. L’oxygène dissous et la température ...................................................... 17

b. La salinité .................................................................................................. 17

c. La turbidité ................................................................................................ 17

2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombr ement ................................ 17

2.2.6.1. L’expertise ............................................................................................ 17

2.2.6.2. L’échantillonnage ................................................................................. 17

2.2.6.3. Le dénombrement ................................................................................ 18

2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES ............................................. 19

2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA ............................................................. 19

PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS ............................... 21

3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES ..................................................... 21

3.1.2. La température .......................................................................................... 22

3.1.3. L’oxygène dissous .................................................................................... 23

3.1.4. La turbidité ................................................................................................. 23

3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’ELEVAGE .................. 24

3.2.1. Dans les bassins expérimentaux .............................................................. 24

3.2.2. Dans les bassins témoins .......................................................................... 25

3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel ...................................................... 27

3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION .......................................... 29

3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS ........................................... 31

3.4.1. Le poids moyen .......................................................................................... 31

3.4.2. Les intrants consommés ........................................................................... 32

CONCLUSION ............................................................................................................. 34

BIBLIOGRAPHIE .................................................................................................... 36

40

LISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage des crevettes ..................... 6

Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits ......................................... 11

Tableau 3 : Description des bassins ............................................................................ 12

Tableau 4 : Densité d’élevage ..................................................................................... 13

Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles .................................................... 13

Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment .............................................................. 15

Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration ................................... 15

Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage .............. 30

Tableau 9 : Résultats de l’élevage ............................................................................... 32

Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage ................................................. 33

LISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURES

Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes ................................................... 3

Figure 2 : Environnement des crevettes d’élevage ........................................................ 5

Figure 3 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I3 ......................................... 21



Figure 6 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S18 ...................................... 21


Figure 8 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B ................................... 21


Figure 10 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes

dans le bassin I3 .......................................................................................... 24


dans le bassin I8 .......................................................................................... 24


dans le bassin I9 .......................................................................................... 25


dans le bassin S18 ...................................................................................... 26


dans le bassin S25 ...................................................................................... 26

41


dans le bassin S30B .................................................................................... 26


dans le bassin S34 ...................................................................................... 26

Figure 17 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes ...................... 31

LISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOS

Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly ................................................................... 2

Photo 2 : Usine de traitement ....................................................................................... 2

Photo 3 : Ferme de Tsangajoly 1 .................................................................................. 3

Photo 4 : Ferme de Tsangajoly 2 .................................................................................. 3

Photo 5 : Ecloserie d’Ambararata 1 .............................................................................. 3

Photo 6 : Ecloserie d’Ambararata 2 .............................................................................. 3

Photo 7 : Types d’emballages du produit EPICIN ......................................................... 8

Photo 8 : Produit EPICIN .............................................................................................. 8

Photo 9 : Préparation du produit EPICIN 1 ................................................................. 11

Photo 10 : Préparation du produit EPICIN 2 ................................................................. 11

Photo 11 : Moine d’entrée ............................................................................................. 12

Photo 12 : Amendement calcaire .................................................................................. 12

Photo 13 : Sac des granulés pour les crevettes ............................................................ 14

Photo 15 : Echantillonnage des crevettes avec un filet épervier ................................... 18

Photo 16 : Echantillonnage des crevettes avec une senne .......................................... 18

Photo 17 : Poissons dans le bassin .............................................................................. 28

Photo 18 : Crabe Scylla serrata .................................................................................... 28

Photo 19 : Crevette à péréiopodes coupés par cannibalisme ....................................... 28

Photo 20 et 21 : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme ........................................ 28

Photo 22 : Lab – lab ...................................................................................................... 29

LISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTES

Carte 1 : Carte de Madagascar .................................................................................... 3

Carte 2 : Coupe de la carte de Morondava .................................................................. 3

42

Bassin de 2 à 2.4 Ha Bassin de 4 à 5.5 Ha Bassin de 3 Ha Bassin de 1 Ha Bassin de 7 à 8 Ha

BA1 BA2

Annexe 1 :

Plan de m

asse de la ferme

43

Type d’aliment

GREEN LABEL LFL VDS

Code N°1 N°2 N°3 N°4 N°5 IC/0 IPG/0 IG/0 N°2 N°3 N° 4 N°5

Caractère Crumble Pellet Crumble Pellet Crumble Pellet

Définition Starter Grower Starter Pregrower Grower Starter Grower

Humidité (%) 10 10 10

Protéine (%)

40 39 38 41 40 40 38 36

Lipide (%) 4 6.5 – 12 9

Fibre (%) 5 2.5 2.5

Cendre (%)

16 11 14

Calcium (%) 2.3 2.3

Phosphate (%) 0.7 0.7

Cholestérol (%)

0.2 0.25

Taille de l’aliment

(mm) 1 – 1.4 1.4 - 2 1.8 2.2 1.4 - 2 1.8 2.2 1 – 1.5 1.5 - 2 2.2 x 2 - 4 2.5 x 3 - 5

Poids de crevettes

(g) PL 25 - 1 1 - 3 3 – 10 > 10

2 semaines

avant pêche

1 - 3 3 - 10 > 10 PL 25 - 2 2 - 5 5 - 15 > 12

Annexe 2 :

Com

position des granulés

44

Annexe 3 :

La table du taux de nutrition théorique

Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%)

0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1

1.1 1.2 1.3 1.4 1.5 1.6 1.7 1.8 1.9 2

2.1 2.2 2.3 2.4 2.5 2.6 2.7 2.8 2.9 3

3.1 3.2 3.3 3.4 3.5 3.6 3.7 3.8 3.9 4

4.1 4.2 4.3 4.4 4.5 4.6

20 19.38 18.71 18.04 17.37 16.70 16.03 15.36 14.69 14.02 13.35 12.68 12.01 11.34 10.67

10 9.70 9.40 9.10 8.80 8.50 8.20 7.90 7.60 7.30

7 6.90 6.80 6.70 6.60 6.50 6.40 6.30 6.20 6.10

6 5.90 5.80 5.70 5.60 5.50 5.40

4.7 4.8 4.9 5

5.1 5.2 5.3 5.4 5.5 5.6 5.7 5.8 5.9 6

6.1 6.2 6.3 6.4 6.5 6.6 6.7 6.8 6.9 7

7.1 7.2 7.3 7.4 7.5 7.6 7.7 7.8 7.9 8

8.1 8.2 8.3 8.4 8.5 8.6 8.7 8.8

5.30 5.20 5.10

5 4.90 4.80 4.70 4.60 4.50 4.40 4.30 4.20 4.10

4 3.97 3.94 3.91 3.88 3.85 3.82 3.79 3.76 3.73 3.70 3.68 3.66 3.64 3.62 3.60 3.58 3.56 3.54 3.52 3.50 3.48 3.46 3.44 3.42 3.40 3.38 3.36 3.34

8.9 9

9.1 9.2 9.3 9.4 9.5 9.6 9.7 9.8 9.9 10

10.1 10.2 10.3 10.4 10.5 10.6 10.7 10.8 10.9 11

11.1 11.2 11.3 11.4 11.5 11.6 11.7 11.8 11.9 12

12.1 12.2 12.3 12.4 12.5 12.6 12.7 12.8 12.9 13

3.32 3.30 3.26 3.22 3.18 3.14 3.10 3.08 3.06 3.04 3.02

3 2.96 2.92 2.88 2.84 2.80 2.78 2.76 2.74 2.72 2.70 2.68 2.66 2.64 2.62 2.60 2.59 2.58 2.57 2.56 2.55 2.54 2.53 2.52 2.51 2.50 2.49 2.48 2.47 2.46 2.45

13.1 13.2 13.3 13.4 13.5 13.6 13.7 13.8 13.9 14

14.1 14.2 14.3 14.4 14.5 14.6 14.7 14.8 14.9 15

15.1 15.2 15.3 15.4 15.5 15.6 15.7 15.8 15.9 16

16.1 16.2 16.3 16.4 16.5 16.6 16.7 16.8 16.9 17

17.1 17.2

2.44 2.43 2.42 2.41 2.40 2.38 2.37 2.36 2.33 2.32 2.30 2.29 2.28 2.27 2.27 2.25 2.24 2.23 2.21 2.20 2.18 2.16 2.14 2.12 2.10 2.08 2.06 2.04 2.02

2 1.98 1.96 1.94 1.92 1.90 1.88 1.88 1.87 1.87 1.86 1.85 1.85

17.3 17.4 17.5 17.6 17.7 17.8 17.9 18

18.1 18.2 18.3 18.4 18.5 18.6 18.7 18.8 18.9 19

19.1 19.2 19.3 19.4 19.5 19.6 19.7 19.8 19.9 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30

1.84 1.84 1.83 1.82 1.82 1.81 1.81 1.80 1.78 1.78 1.77 1.77 1.76 1.75 1.75 1.74 1.74 1.73 1.72 1.72 1.71 1.71 1.70 1.68 1.66 1.64 1.62 1.60 1.55 1.50 1.45 1.40 1.35 1.30 1.25 1.20 1.15 1.10

Source : Document interne Aquamen Pm : poids moyen en gramme

TNT : taux de nutrition théorique en %

45

Annexe 4 :

Position systématique de l’espèce Penaeus monodon

Règne : Animalia Embranchement : Arthropoda Classe : Crustacea Ensemble : Malacostraca Sous-classe : Eucarida Ordre : Décapoda Sous-ordre : Natantia Super-Famille : Penaeoidea Famille : Penaeidae Genre : Penaeus Espèce : Penaeus monodon (Fabricius, 1798)

Morphologie externe d’une crevette (source : Auteur , 2007)

Cycle biologique des crevettes Pénéides en milieu n aturel (source : D. Pham, 2006)

46

Annexe 5 :

Quelques maladies rencontrées en élevage de crevette

Maladie Agent Symptôme

Virose Baculovirus

Cellule épithéliale de l’hépato-

pancréas infecté. Mortalité chez

les post-larves et juvéniles

Mycoses Lagenidium siropidium

Germination de spore se

développant à l’intérieur du corps

sous forme d’hyphes mycéliens

Microbienne Bactérie gram- du genre

Vibrio

Septicémie généralisée ou

érosion de la cuticule avec la

formation des tâches brunes

Mycoses des

branchies Fusarium

Pénétration par des fouets

arténaires entraînant la mort chez

les juvéniles et les adultes

Maladie blanche ou

« coton disease » Microsporidie

Affection des muscles et des

gonades

Protozoose Zoothaminium vorticella

Affection des branchies,

réduction des échanges gazeux

jusqu’à la mort de l’animal

Bactériose Leucothrix Affection des branchies et des

appendices

Maladie de la « mort

noire » ou « black

death disease »

Nécroses musculaires Stress physique Formation des zones opaques

Source : Document interne du CDCC in Randrianirina Noël L.J. ; 2004

47

Semaine I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34

p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie

0 0,22 0,82 0,63 0,19 0,31 0,29 0,22

1 0,22 100 0,82 100 0,63 100 0,4 100 0,7 100 0,29 100 0,35 100

2 0,70 98 1,20 98 1,10 98 0,52 98 0,80 99 0,70 99 1,10 99

3 1,20 98 1,80 97 1,80 97 0,70 98 1,10 98 0,90 98 1,30 98

4 2,10 96 2,00 96 2,40 96 1,20 97 2,10 97 1,00 97 1,30 98

5 2,70 95 2,60 95 2,50 95 1,50 97 3,10 96 1,50 96 2,20 96

6 3,40 94 3,00 94 3,40 94 2,40 96 3,10 96 1,70 97 2,70 95

7 4,20 93 3,80 92 4,30 92 2,80 95 3,60 95 1,80 95 3,40 94

8 5,00 92 4,60 91 4,60 91 3,20 94 4,50 94 2,20 94 3,80 93

9 5,70 90 5,30 90 5,60 90 3,40 93 5,00 93 2,60 93 4,50 92

10 5,80 89 5,50 89 6,40 89 3,70 92 6,00 91 3,10 92 4,50 92

11 6,60 88 6,20 88 6,70 88 4,80 91 7,00 90 3,30 91 5,20 91

12 7,70 85 7,3 88 8,1 86 5,40 90 8,00 89 4,30 90 6,6 90

13 8,70 83 8,10 87 8,90 83 6,40 90 8,90 88 5,30 89 7,70 89

14 9,70 82 9,8 87 10,1 78 7,90 89 9,30 87 6,5 88 8,3 87

15 10,70 81 11,10 86 11,10 73 8,20 88 10,30 84 8,00 87 8,50 85

16 11,70 80 12,30 81 12,10 73 8,90 87 11,2 83 9,4 84 9,50 83

17 13,7 77 13,30 78 12,20 73 9,9 87 12,70 80 10,80 83 10,70 80

18 15,10 72 13,30 78 12,50 73 12,30 87 13,6 75 11,80 81 11,40 79

19 16,8 67 13,50 77 13,50 73 12,3 85 13,60 70 12,10 80 11,80 77

20 19,80 62 14,50 75 14,50 71 13,50 83 13,60 65 13,00 78 12,30 70

21 20,80 52 14,50 75 15,20 70 13,50 79 14,50 60 13,50 76 13,30 60

22 21,20 42 15,30 74 16,40 69 13,50 79 14,50 60 13,50 74 14,30 50

23 21,70 35 16,30 73 16,40 69 13,90 76 14,50 60 14,30 72 14,80 40

24 23,20 35 16,60 73 17,40 67 13,90 76 14,50 60 15,30 67 16,30 30

p.m : poids moyen en gramme

Survie : en pourcent

Annexe 6 :

Le poids moyen et la survie hebdom

adaire de crevettes

48

RESUME

Presque soixante quinze ans sont écoulés depuis le début de l’élevage moderne des

crevettes Pénéides. Jusqu’à maintenant, l’homme ne maîtrise pas encore totalement la

conduite de l’élevage. Ce dernier est dû au fait que, il est difficile de reproduire fidèlement le

milieu naturel, car il existe des paramètres qu’on ne pourra pas créer ni maîtriser. Mais, pour

faire face aux problèmes survenus durant l’élevage, les aquaculteurs tentent toujours de

trouver une solution adéquate à chaque problème qu’il rencontre. Dernierèment, ils ont créé

un produit issu du milieu naturel pour assurer le nettoyage et le traitement du bassin

d’élevage. C’est le produit EPICIN. Ce dernier a été testé dans la ferme de l’AQUAMEN E.F

Tsangajoly et les résultats obtenus sont plutôt prometteur. La croissance des crevettes est à

peu près la même dans les bassins traités et non traités avec le produit. 22.98g (I3), 15.78 g

(I8), 16.77g (I9) [bassins traités] et 13.71 g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34)

[bassins témoins]. Malgré ces résultats, d’autres études complémentaires devront être faites

en parallèle avec l’expérience. Ceci nous permet par la suite, de tirer une conclusion

irrévocable sur la faisabilité de ce produit.

Mots clés : Penaeus monodon, produit EPICIN, croissance et survie, indice de conversion

ABSTRACT

Almost sixty fifteen years are past since the beginning of the modern breeding of the

Peneids shrimps. Until now, the man does not yet completely control the control of the

breeding. This last is due to the fact that, it is difficult to reproduce the natural environment

accurately, because there are parameters which one will not be able to create nor to control.

But, to face the problems which have occurred during the breeding, the aquaculturists always

try to find a solution adequate with each problem which it encounters. Lately, they created a

product resulting from the natural environment to ensure the cleaning and the treatment of the

basin of breeding. It is product EPICIN. This last was tested in the farm of AQUAMEN E.F

Tsangajoly and the results obtained are rather promising. The growth of shrimps is about the

same one in the basins treated and untreated with the product. 22.98g (I3), 15.78 G (I8),

16.77g (I9) [ treated basins ] and 13.71 G (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34)

[ pilot basins ]. In spite of these results, other complementary studies will have to be made in

parallel with the experiment. This allows us thereafter, to draw an irrevocable conclusion on

the feasibility of this product.

Key words : Penaeus monodon, EPICIN product , growth and survival, index of conversion

49

REMERCIEMENTS

Ce travail n’aurait pas vu le jour sans l’appui bienveillant de tous ceux

qui ont collaboré à son élaboration.

Mes plus vifs remerciements s’adressent tout d’abord, à tous les

Enseignants de l’Institut Halieutique et des Sciences Marines qui ont donné le

maximum pour partager leurs connaissances tout au long de ma formation au

sein de l’Institut. Qu’ils soient remerciés à travers ce mémoire.

Je m’adresse également à Monsieur DIDIER Chauty, Directeur Général

de la Société AQUAMEN E.F, qui a accepté que je fasse ce stage pratique dans

son société, et à tous les Equipes de l’AQUAMEN qui m’ont soutenu dans la

réalisation pratique de ce travail. Qu’ils sachent combien ma gratitude est

grande!

Enfin, je tiens à adresser mes sincères remerciements à tous ceux qui ont

contribué de près ou de loin à la réalisation de ce mémoire.

Documents

Valeri Aristide R