MEMOIRE DE FIN D’ETUDE EN VUE DE L’OTENTION DU DIPLOME …

République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

UNIVERSITE d’ADRAR FACULTE DES SCIENCES ET DE LA TECHNOLOGIE

DEPARTEMENT DES SCIENCES DE LA MATIERE

Soutenu le: 24 mai 2017

Présenté par : Membres de jury :

Melle

: Yousfi Yasmina

Melle

: Djellouli Naima

Président :

Mr YOUNSI Maamar

Univ. ADRAR

Promoteurs : Examinateurs

Mme

BAHIANI Malika (Encadreur)

U.R.E.R.MS /ADRAR

Mr HABCHI Abdelmajid

Univ. ADRAR

Mr NANI Abdelhafid (Co-encadreur) .Univ. ADRAR

MEMOIRE DE FIN D’ETUDE EN VUE DE L’OBTENTION DU DIPLOME DE

MASTER EN CHIMIE DE L’ENVIRONNEMENT

Etude quantitative des composés phénoliques des

extraits de quatre cultivars de dattes du « Phoenix

dactyliféra L. ».

Remerciements

Avant tous nous remercions ALLAH le tout puissant qui nous a donné la santé, le

courage

et la patiencepour mener a bien ce modeste travail, et notre grand salut sur notre prophète

MOHAMED « Que Le Salut Soit Sur Lui ».

Nos remerciements sont adressés à notre promotrice Mme BAHIANI Malika,

Attachée de

Recherche à l'URER/MS, pour avoir accepté d’encadrer et diriger ce travail, pour

nous avoir permis de bénéficier de ses conseils tout au long de la réalisation de ce travail et

pour

son aide et sa précieuse attention.

Que Mr NANI Abdelhafid, Co- promoteur et Maitre-assistant classe A, de l’Université

Africaine d’Adrar soit assuré de notre profonde gratitude pour sa précieuse collaboration,

ses critiques constructives et ses encouragements.

Que Mr YOUNSI Maamar, Maitre-assistant classe A de l’Université Africaine d’Adrar,

soit remercié pour l’honneur qu’il nous fait en acceptant de présider ce jury de soutenance.

Que Mr HABCHI Abdelmajid , Maitre assistante classe A de l’Université Africaine d’Adrar,

soit remercié pour l’honneur qu’il nous fait en examinant ce présent mémoire.

Nous souhaitons exprimer notre gratitude à tous les enseignants qui nous ont aidés depuis

le primaire jusqu'à l'obtention de ce diplôme.

Nous chaleureux remerciements sont adressés à:

Mr Boukhatache Ishak, technicien du laboratoire pédagogique de chimie de l’Université

d’Adrar, Mme Bobekar Keltoum et Mr Bensaid Achour , personnel de soutien à la recherche

du laboratoire physico-chimique de l’URER.MS d’Adrar , pour leur assistance technique lors

de nos manipulations de laboratoire.

Enfin, notre profonde reconnaissance à tous ceux qui, de prés ou de loin, ont contribué à la

réalisation de ce présent travail.

MERCI

Liste des figures

Figure 01 : Principaux éléments constitutifs d’un palmier dattier (Munier, 1973)

Figure 02 : Forme du fruit au stade "Bser"(IPGRI, 2005)

Figure 03 : Datte et noyau du palmier dattier (Belguedj, 2001)

Figure 04: Dattes au stade "Bser, Routab et Tmar (Terminologie algérienne, Djerbi,

1994).

Figure 05: Principaux pays producteurs de dattes (FAO, stat, 2008)

Figure 06 : Composition de la datte (Estanove, 1990)

Figure 07 : Structure chimique des acides benzoïques

Figure 08: Structures chimiques de base des flavonoïdes

Figure 09 : Structure chimique des chalcones et aurones

Figure 10 : Structure chimique de flavanones

Figure 11 : Structure chimique de flavones

Figure 12: Structure chimique des flavonols

Figure 13 : Structure chimique des isoflavones

Figure14 : Structure chimique des anthocyanes

Figure 15 : Structure chimique des principaux acides cinnamiques

Figure 16: Classification des polyphénols avec des exemples pour chaque classe.

(Manallah, 2012)

Figure 17 : Effets biologiques des polyphénols (Manallah, 2012)

Figure 18 : Les quatre cultivars de dattes étudiées à différents stades d’évolution : Khalal-

Routab et Tamr.

Figure 19 : Echantillons dans une étuve iso-therme.

Figure 20: Echantillons dans un dessiccateur.

Figure 21 : Echantillons de dattes broyées.

Figure 22: Extraction des polyphénols des échantillons sous agitation magnétique.

Figure 23: Dégraissage par n-hexane dans une ampoule à décanter

Figure 24: Elimination du solvant dans un rotavapor.

Figure 25: La gamme d'étalonnage des polyphénols totaux (mg EAG/100g MS).

Figure 26: La gamme d'étalonnage des flavonoïdes (mg EC/100g MS).

Figure 27 : La gamme d'étalonnage des tanins condensés (mg EC/100g MS).

Figure 28: La courbe d'étalonnage des polyphénols totaux en mg EAG /g de MS.

Figure 29 : Teneurs en polyphénols totaux (mg EAG /100g de MS), des quatre cultivars

étudiés, dans chaque et dans les cinq systèmes de solvants.

Figure 30: Comparaison entre les teneurs en polyphénols totaux des extraits méthanol-

acétone-eau et des extraits acétone-eau des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g de

MS).

Figure 31: Comparaison entre les teneurs en polyphénols totaux des extraits méthanol et

des extraits méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g de MS).


acétone-eau et des extraits méthanol-acétone des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g

de MS

Figure 33: La courbe d'étalonnage des flavonoïdes en mg EC/100 g de MS.

Figure 34 : Teneurs en flavonoïdes (mg EC /100g de MS), des quatre cultivars étudiés,

dans chaque et dans les cinq systèmes de solvants.

Figure 35: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes totaux des extraits méthanol-

acétone-eau et des extraits acétone-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC /100g de

MS).

Figure 36: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes totaux des extraits méthanol et

des extraits méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de MS).

Figure 37: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes totaux des extraits méthanol-

acétone-eau et des extraits méthanol-acétone des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de

MS).

Figure 38: La Courbe d’étalonnage des tanins condensés en mg EC/100g de MS.

Figure 39: Teneurs en tanins condensés des extraits méthanol- acétone-eau des quatre

cultivars de dattes étudiés en mg EC /100g de MS.

Figure 40: Teneurs en tanins condensés des extraits méthanol -eau des quatre cultivars de

dattes étudiés en mg EC /100g de MS.

Figure 41: Comparaison entre les teneurs en tanins condenses des extraits méthanol-

acétone-eau et des extraits méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de

MS).

Tableau 01: Nombre de palmiers dattiers en Algérie.

Tableau 02 : Stades d’évolution de la datte (Djerbi, 1994).

Tableau 03: Caractéristiques de chaque stade de développement de la datte

Tableau 04: production de dattes par pays, en 2004 (FAO, 2007).

Tableau 05: Principales variétés de dattes algérienne et leurs localisations (Selselet, 1990).

Tableau 06: Teneur en eau de quelques variétés de dattes de la région Fliache (Biskra) (Noui,

2007).

Tableau 07 : Teneur en sucres de quelques variétés algériennes (Belguedj, 2001).

Tableau 08: Composition moyenne en acides aminés de la datte sèche (Favier et al 1993).

Tableau 09 : Composition en acides gras de la datte Deglet-Nour, en % de matière grasse

(Yahiaoui, 1998).

Tableau 10 : Teneur en minéraux pour 100 g de pulpe (Benchelah et Maka, 2008).

Tableau 11 : composition vitaminique moyenne de la datte sèche (Favier et al., 1995) .

Tableau 12 : Teneur en composés phénoliques de quelques variétés de dattes algériennes

(Mansouri et al. , 2005).

Tableau 13: Statistiques sur le palmier dattier de la wilaya d’Adrar ( D.S.A.A.2015 ).

Tableau 14 : Les principales classes de composés phénoliques ( Bellebcir , 2008).

Tableau 15 : Activités biologiques des composés phénoliques (Adaika et Ramdani, 2015)

Tableau 16: Site d'échantillonnage des dattes étudiées.

Tableau 17: Matériels et produits chimiques utilisés.

Tableau 18 : Teneurs des polyphénols totaux (mg EAG/100g MS), flavonoïdes et tanins

condensés (EC/100g de MS) dans les extraits méthanol-acétone-eau et méthanol-eau.

Tableau 19 : Tableau récapitulatif des teneurs en polyphénols totaux (mg EAG/100g MS) et en

flavonoïdes (mg EC/100g de MS) dans les cinq systèmes de solvants.

% : Pourcentage

°C : degré Celsius

µl : microlitres.

Abs : absorbances.

A.E: acétone –eau

Al Cl3 : Trichlorure d’Aluminium.

an: Année

Ah : cultivar de datte « Ahartane »

Ag: cultivar de datte « Aghares »

C : Concentrations.

Cm : Centimètres

COOH : hydro- alcoolique

D.S.A. : Direction des Services Agricoles

DO : Densité Optique

EAG/ 100g.MS : Equivalent Acide Gallique par 100 gramme de matière sèche.

EC/100g: MS : Equivalent Catéchine par 100 gramme de matière sèche.

EQ: Equivalent en Quercétine

FAO: Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture

g: gramme

g/L : gramme par litre

H% : Humidité

h: heure

H2O2: Peroxyde d’hydrogène

H3PM012O40 : Acide phosphomolybdique.

H3PW12O40 : Acide phosphotungstique.

HCl : Acide chlorhydrique

Hm: cultivar de datte « Hmira »

I.N.R.A: Institut National Recherche Agronomique

I.P.G.R.I : Institut International des Ressources Phytogénétiques

I.T.D.A.S : Institut Technique de Développement de l’Agriculture Saharienne

Kg : kilogrammes

L : litres

M : molarité

M: Méthanol

M.A: méthanol-acétone

M.E: méthanol -eau

M.E.A : Mélange méthanol-acétone –eau

MF : Matière Fraiche

mg : milligramme.

mg/ml: milligramme par millilitre

ml: millilitre

min : Minutes

M42O23 : molybdène.

MS: Matière sèche

Na2CO3 : carbonate de sodium.

Nbre :nombre

nm: nanomètre

NO: monoxyde d'azote

OH•: radical hydroxyle

OH : groupement hydroxyle

PPT: Polyphénols totaux

Qx : Quintaux

ROOH : Hydro-peroxydes

SIDAB: Salon International de la datte de Biskra

Ti: cultivar de datte « Tinacer »

U.R.E.R.M.S : Unité de Recherche en Energies Renouvelables en Milieu Saharien, Adrar.

UV: ultra-violet visible

V : volume

W8O23 : oxydes bleus de tungstène.

الولخض

ذاطش، حوشا،احشطاى أؼشاس عاخ : ذذؾ دساسرا للرقذش الكو للوشكثاخ الفلح لأستعح أطاؾ هي الروس

7/7/6) ميثانول،اسيتون والماء:قذ أخشد لا عولاخ إسرخلاص ـ هزثاخ راخ قطثح هخرلفح. هخرلفح هي احاخ أدساس

50/50)وميثانول والاسيتون (ح/ ح80/20)، اسيتون والماء (ح/ ح80/20)، ميثانول والماء(%100)، ميثانول(ح/ح/ح

. (ح/ح

إل 188,96 أى هحر هرعذد الفل قذس ب ميثانول،اسيتون والماءأظشخ الرائح الر ذطلا إلا ـ ظام الوزثاخ

هلػ 203,27 إل 44,04غ هي الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ قذسب 100/هلػ هكاـئ حوض الؽالك 374,51

هلػ هكاـئ حوض الؽالك 222,53إل 98,70 قذس هحر هرعذد الفل ب . غ هي الوادج الداـح100/هكاـئ كاذشي

غ هي الوادج الداـح 100/ هلػ هكاـئ كاذشي 93,27 إل32,10هيميثانول غ هي الوادج الداـح ـ ظام الوزة القطث 100/

هلػ 354,19إل130,10 قذس هحر هرعذد الفل ب ميثانول والماء ـ هزح الوزثاخ. هي هضوى الفلاـذاخ

غ 100/ هلػ هكاـئ كاذشي 116,15 إل 34,93غ هي الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ ب 100/هكاـئ حوض الؽالك

هلػ هكاـئ حوض الؽالك 608,92إل92,91 ، قذس هحر هرعذد الفل ب اسيتون والماء ـ الظام .هي الوادج الداـح

ـ . غ هي الوادج الداـح100/هلػ هكاـئ كاذشي 475,12إل 23,26غ هي الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ ب 100/

غ أها 100/هلػ هكاـئ حوض الؽالك 222,63إل 75,55 ، قذس هحر هرعذد الفل ب الاسيتون ميثانولظام الوزة

. غ هي الوادج الداـح100/هلػ هكاـئ كاذشي 141,34ال30,34 هضوى الفلاـذاخ ـقذس ب

هلػ هكاـئ كاذشي 275,40إل77,19 ب ميثانول،اسيتون والماءذقذس هحراخ العفض الوكثؿ ـ الوزح تثلاز هزثاخ

غ هي الوادج 100/هلػ هكاـئ كاذشي 139,01إل92,35 ب ميثانول والماءغ هي الوادج الداـح توا ـ هحراخ ظام 100/

. الداـح

رائدا ذرفق هع دساساخ عذذج ذظش أى هقرطفاخ ذن الحظل علا توزج هزثاخ ذدوع تي هزة عض هع الوا، ذحسي

ذعرثش الروس الداـح الأكثش ثشاء ـ إخوال هرعذد الفل ـ أظوح الوزثاخ الخوسح . اسرخلاص هادج هرعذد الفل

علاج عل رلك، ذظش رائدا أى الروس ذحر عل هسراخ عالح هي العفض . هقاسح هع الروس اللح الشث لح

. الوكثؿ

الاسرخلاص، الوزثاخ القطثح، هرعذد الفل، الفلاـذاخ العفض الوكثؿ:كلمات البحث

Résumé

Notre étude a pour objectif d'étudier le profil en composés phénoliques de quatre cultivars de

dattes: Tinacer, Hmira, Ahartane et Aghares, échantillonnés des oasis d'Adrar. Des extractions

dans différents solvants polaires ont été effectuées : M.A.E (7/7/6 V/V/V) ; M (100%) ; M.E

(80/20 V/V) ; A.E (80/20 V/V) et M.A (50/50 V/V) Nos résultats montrent que dans le système de solvants M.A.E les teneurs en polyphénols sont

comprises de 188,96 à 374,51mg EAG/100g de MS et en flavonoïdes de 44,04 à 203,27mg

EC/100g de MS. Dans le système M, les teneurs en polyphénols sont comprises de 98,70 à

222,53 mg, EAG/100g MS et en flavonoïdes de 32,10 à 93,27 EC/100g de MS. Dans le

système de solvants M.E, les teneurs en polyphénols sont comprises de 130,01 à 354,19 mg

EAG/100g de MS et en flavonoïdes de 34,93 à 116,15mg EC/100g de MS. Dans le système

A.E, les teneurs en polyphénols sont comprises de 92,91 à 608,92 EAG/100g MS et en

flavonoïdes de 23,26 à 475,12 mg EC/100g MS. Dans le système de solvants M.A, des teneurs

en polyphénols sont comprises de 75,55 à 222 ,63 mg EAG/100g MS et en flavonoïdes

comprises de 30,34 à 141,34 mg EC/100g MS.

Les teneurs en tanins condensés sont dans le système de solvants M.A.E comprises de 77,19 à

275,40 mg EC/100g de MS alors que dans le système M.E les teneurs sont comprises de 92,35

à 139,01 mg EC/100g de MS.

Nos résultats concordant avec de nombreux travaux, démontrent que les extraits obtenus avec

des solvants mixtes, combinant un solvant organique avec l’eau, améliorent l’extraction des

polyphénols. Les dattes de consistance sèche sont plus riches en polyphénols totaux dans les

cinq systèmes de solvants comparées aux dattes de consistance molle à demi-molle. Par

ailleurs, nos résultats démontrent que les dattes contiennent des teneurs importantes de tanins

condensés.

Mots clés : extractions, solvants polaires, polyphénols totaux, flavonoïdes et tanins condensés.

Abstract

Our study aims to study the phenolic compound profile of four cultivars of dates: Tinacer,

Hmira, Ahartane and Aghares, sampled from the oases of Adrar. Extractions in various polar

solvents were carried out: M.A.W (7/7/6 V / V / V); M (100%); M.W (80/20 V / V); A.W

(80/20 V / V) and M.A (50/50 V / V)

Our results show that in the M.A.W solvent system, the polyphenol contents range from 188.96

to 374.51mg EAG / 100g DM and in flavonoids from 44.04 to 203.27mg EC / 100g DM. In the

methanol (M)

, the polyphenol contents range from 98.70 to 222.53 mg, EAG / 100 g DM and flavonoids

from 32.10 to 93.27 EC / 100g DM. In the M.W solvent system, the polyphenol contents range

from 130.01 to 354.19 mg EAG / 100 g DM and to flavonoids from 34.93 to 116.15 mg EC /

100 g DM. In the A.W system, the polyphenol contents range from 92.91 to 608.92 EAG /

100g DM and flavonoids from 23.26 to 475.12 mg EC / 100g DM. In the M.A solvent system,

polyphenol contents are from 75.55 to 222.63 mg EAG / 100 g DM and flavonoids comprised

from 30.34 to 141.34 mg EC / 100 g DM.

The contents of condensed tannins are included in the M.A.W solvent system from 77.19 to

275.40 mg EC / 100 g DM, while in the M.W system, the contents range from 92.35 to 139.01

mg EC / 100 g DM.

Our results, consistent with numerous studies, show that the extracts obtained with mixed

solvents, combining an organic solvent with water, improve the extraction of polyphenols. The

dry consistency dates are richer in total polyphenols in the five solvent systems compared to the

soft soft half-soft dates. Moreover, our results show that the dates contain high levels of

condensed tannins.

Key words: extractions, polar solvents, total polyphenols, flavonoids and condensed tannins.

Remerciements

Liste des figures

Liste des tableaux

Liste des abréviations

Résumé : Français/Anglais/Arabe

Introduction/Problématique .............................................................................................................. 1

Partie I : synthèse bibliographique Chapitre I: Généralités sur le palmier dattier

I. Le palmier dattier ......................................................................................................................... 3

I.1. Généralités ................................................................................................................................ 3

I.2. Aspect botanique général d’un palmier ........................................................................................ 3

I.3. Classification botanique ............................................................................................................. 4

I.4. Le palmier et répartition géographique ........................................................................................ 5

I.4.1. Dans le monde ........................................................................................................................ 5

I.4.2. En Algérie .............................................................................................................................. 5

I.5. La datte ..................................................................................................................................... 6

I.5.1. Définition de la datte ............................................................................................................... 6

I.5.2. Formation et évolution des dattes ............................................................................................ 8

I.5.3. Les variétés de dattes .......................................................................................................... 10

I.5.4. Classification des dattes selon leur consistance ....................................................................... 11

I.6.Production des dattes .............................................................................................................. 11

I.6.1. Dans le monde ...................................................................................................................... 12

I.6.2.En Algérie: ............................................................................................................................ 13

I.6.2.1. Production des dattes communes ......................................................................................... 13

I.7.La consommation de dattes ....................................................................................................... 14

I.8.Composition biochimique de la datte (pulpe) .............................................................................. 14

I.8.1. Constituants majeurs ............................................................................................................. 15

I.8.2. Constituants mineurs ............................................................................................................. 19

Chapitre II: Généralités sur les composés phénoliques

II. Les métabolites secondaires ....................................................................................................... 20

II. 1. Les polyphénols.................................................................................................................... 20

II.1.1.Classification des composés phénoliques ................................................................................ 20

II.1.1.1. Les acides phénoliques ...................................................................................................... 21

II.1.1.2. Les acides benzoïques ....................................................................................................... 21

II.1.1.2.1. Les dérivés de l’acide benzoïque sont : ............................................................................ 22

II.1.1.3 Les acides cinnamiques ...................................................................................................... 22

II.1.1.3.1. les dérivés de l’acide cinnamique sont : ........................................................................... 22

II.2. Les flavonoïdes ...................................................................................................................... 23

II.2.1.Les différentes classes de flavonoïdes (Bellebcir, 2007) .......................................................... 23

II.2.1.1. les chalcones et aurones ..................................................................................................... 23

II.2.1.2.Les flavanones ................................................................................................................... 24

II.2.1.3. les flavones ....................................................................................................................... 24

II.2.1.4.Les flavonols ..................................................................................................................... 25

II.2.1.5. les isoflavones .................................................................................................................. 25

II.2.1.6 .les anthocyanes: ................................................................................................................ 25

II.3.Les acides hydroxycinnimiques ................................................................................................ 26

II.4. Les tanins............................................................................................................................... 26

II.4.1. Les tanins hydrolysables .................................................................................................... 26

II.4.2. Tanins condensés ................................................................................................................. 27

II.5. Oxydation des polyphénols: .................................................................................................... 28

II.6. Effets biologiques des polyphénols .......................................................................................... 29

II.7. Intérêt des composés Phénoliques (Adaika et Ramdani, 2015) ................................................... 30

II.7.1. Rôle physiologique .............................................................................................................. 30

II.7.2. Rôle technologique .............................................................................................................. 31

Partie II : Partie expérimentale Chapitre III : Matériels et Méthodes

III. Substrat végétal et matériels utilisés ......................................................................................... 32

III.1.Substrat végétal ...................................................................................................................... 32

III.2- Matériels et produits chimiques utilisés .................................................................................. 33

III.3.Méthodes d’analyses physico-chimiques et biochimiques utilisées............................................. 33

III.3.1. Détermination du taux d’humidité (Audigié et al., 1980) ....................................................... 33

III.3.2. Extraction et dosage des composés phénoliques .................................................................... 35

III.3.2.1. Extraction des polyphénols ............................................................................................... 35

III.3.2.2. Dosage des polyphénols: méthode de Folin–Ciocalteu (1927) ............................................. 36

III.3.2.3.Dosage des flavonoïdes (Ardestani et Yazdanparast, 2007) .................................................. 37

III.3.2.4. Dosage des tanins condensés ............................................................................................ 39

Partie III : Résultats-Discussion Chapitre IV: Résultats et discussion

IV. Résultats et discussion .............................................................................................................. 41

IV.1.Humidité ............................................................................................................................... 41

IV.2. Polyphénols totaux ................................................................................................................ 41

IV.3. Flavonoïdes .......................................................................................................................... 47

IV.4. Tanins condensés ................................................................................................................. 51

Conclusion .................................................................................................................................... 55

Conclusion/Perspectives ....................................................................................................................

Références bibliographiques ................................................................................

Annexe ..................................................................................................................

Introduction

Induction générale

1

Introduction/Problématique

La biodiversité agricole est considérée extrêmement importante pour la durabilité du travail

agricole et le développement à l'échelle mondiale et la contribution directe à la réalisation de

la sécurité alimentaire particulièrement pour les communautés locales. Environ 20.000

espèces de plantes sont utilisées dans le monde à des fins alimentaires, cosmétiques,

chimiques, pharmaceutiques, thérapeutiques et agro-alimentaires (Hmamouchi, 1997).

Le palmier dattier Pheonix dactylifera L. contribue de beaucoup à la biodiversité agricole

par sa richesse en cultivars de dattes et constitue dans les écosystèmes sahariens le pivot de

l’agriculture oasienne. Vu son importance écologique et socio-économique dans les oasis de

régions désertiques, il constitue le pivot de l’agriculture et assure la principale ressource

financière des oasiens (El Hadrami et al., 2005).

L’Algérie est l’un des principaux pays phoenicicoles dans le monde (Babahani, 2010), avec

une production de 516 milles tonnes de dattes (FAO, 2007). Les palmeraies sont situées au

Nord du Sahara au niveau des oasis où les conditions de culture leurs sont favorables. Les

principales régions de production sont: la vallée du Mzab, les Zibans, l'oued-Righ, Ouargla,

les oueds Souf, Béchar, Béni-Ounif, la vallée de la Saoura, le Touat, Gourara, Tidikelt et El-

Goléa (Benchabane, 2007).

A Adrar, région à vocation agricole principalement phoenicicole, la diversité variétale du

palmier dattier y est importante estimée à environ plus de 350 cultivars (Zaki et al ., 2011).

Les dattes dites communes sont destinées à l’autoconsommation familiale ou à l’échange

vers l’Afrique sub- saharienne à travers un troc frontalier avec le Mali et le Niger.

Cependant cette biodiversité reste méconnue et marginalisée et de nombreux stress

abiotiques tel que le déficit des foggaras et le stress biotique tel que la maladie du Bayoud

menacent cette biodiversité. Dans le souci de sauvegarder ce patrimoine de dattes communes

de faible valeur marchande, la valorisation biotechnologique reste une perspective

prometteuse.

De nombreux travaux ont été menés pour déterminer la composition chimique et

biochimique de la datte : sucres, fibres, sels minéraux, lipides et protéines tandis que les

études sur les composés phénoliques restent peu nombreuses. (Ben Abbes, 2011).

Induction générale

2

Les composés phénoliques constituent une famille de molécules organiques hydrosolubles

largement présentes dans le règne végétal constituant l’un des groupes les plus importants et

les plus diversifiés des métabolites secondaires (Bellebcir ,2008). Ils représentent une

source de substances phytochimiques aux vertus antioxydantes intervenant dans la

prévention de nombreuses maladies liées au stress oxydant.

Al Farsi et al., (2005), rapportent que la datte est une bonne source d’antioxydants naturels

et pourrait être considérée comme un aliment fonctionnel.

Par conséquent, l’extraction de composants actifs dont les composés phénoliques, reconnus

pour leurs vertus thérapeutiques et leurs vertus antioxydantes, antibactériennes et

antifongiques, peut ouvrir une perspective prometteuse aux dattes locales d’Adrar de faible

valeur marchande.

Pour cela, dans une perspective de valorisation, notre présent travail se veut de réaliser des

extractions « liquide-solide », par simple macération à température ambiante avec

différents solvants polaires (volumes et combinaisons différents), et de quantifier les

teneurs en polyphénols totaux, en flavonoïdes et en tanins condensés de quatre cultivars de

dattes des palmeraies traditionnelles d’Adrar : Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares.

Cette présente étude est structurée en trois grandes parties :

Partie I : Synthèse bibliographique (Chapitre I : Généralités sur le palmier dattier

et chapitre II : Généralités sur les composés phénoliques) ;

Partie II : Partie expérimentale (Chapitre III :Matériels et méthodes);

Partie III : Résultats-Discussion (Chapitre IV) et conclusion-perspectives.

Partie i: Synthèse

bibliographique

Chapitre i:

généralités sur

LE PALMIER

dattier

Chapitre I généralités sur le palmier dattier

3

I. Le palmier dattier

I.1. Généralités

Le palmier dattier est dénommé Phoenix dactylifera L. par LINNE en 1734 (Munier,

1973), provient du mot " phoenix "qui signifie dattier chez les phéniciens, et dactylifera dérive

du terme grec "dactulos" signifiant doigt, allusion faite à la forme du fruit (Djerbi, 1994).

Phoenix dactylifera L. est un arbre probablement originaire du golfe persique, cultivé dans les

régions chaudes et humides (Gilles, 2000; Mazoyer, 2002). C'est une monocotylédone

arborescente de la famille des Arécacées (palmae) et une espèce dioïque avec des pieds mâles

(dokkar) et des pieds femelles (nakhla) (Bensaada, 2015). Le palmier dattier commence à

produire les fruits à un âge moyen de cinq années, et continue la production avec un taux de

400-600 kg/arbre/an pour plus de 60 ans (Imade et al., 1995).

Le palmier dattier permet une pérennité de la vie dans les régions désertiques. Ses fruits sont un

excellent aliment grâce à leurs effets toniques et légèrement laxatifs (Munier, 1973).

I.2. Aspect botanique général d’un palmier

Les Palmiers sont des Monocotylédones, au même titre que les Graminées. Cela signifie

qu’ils sont dépourvus de cambium, tissu indifférencié assurant la production des organes

nouveaux. Par conséquent, il n’y a ni accroissement des palmiers en épaisseur, ni augmentation

du diamètre du tronc. Ils ne peuvent être donc pas qualifiés d’arbres, mais s’apparentent plutôt

à des "herbes géantes" dont le « tronc » est appelé stipe (Rezair, 2012).

Les principaux éléments constitutifs d’un palmier sont représente dans la figure 01.


4

Figure 01: Principaux éléments constitutifs d’un palmier dattier (Munier, 1973)

I.3. Classification botanique

La classification botanique du palmier dattier donnée par le Djerbi en 1994 est la suivante:

· Groupe: Spadiciflores

· Embranchement: Angiospermes;

· Classe: Monocotylédones

· Ordre: Palmales

· Famille: Palmacées

.Sous famille: Coryphoidées

· Tribu: Phoenicées

· Genre: Phoenix

· Espèce: dactyliféra L.


5

Le genre Phœnix comporte au moins douze espèces, la plus connue est dactylifera, dont les

fruits "dattes" font l'objet d'un commerce international important (Espiard, 2002).

I.4. Le palmier et répartition géographique

I.4.1. Dans le monde

Le palmier dattier fait l’objet d’une plantation intensive en Afrique méditerranéenne et

au Moyen-Orient. L’Espagne, est l’unique pays européen producteur de dattes principalement

dans la célèbre palmeraie d’Elche (Toutain, 1996). Aux Etats-Unis d’Amérique, le palmier

dattier fût introduit au XVIII ème

siècle. Sa culture n'a débutée réellement que vers les années

1900 avec l’importation des variétés irakiennes (Bouguedoura, 1991 ; Matallah, 2004).

Le palmier dattier est également cultivé à plus faible échelle au Mexique, en Argentine et en

Australie (Matallah, 2004).

Les dattes ne murissent pas ou partiellement à cause des conditions climatiques inférieures au

seuil de coefficient thermique nécessaire pour la maturation. Ainsi le dattier est plutôt cultivé

comme plante ornementale et est associée à des pratiques religieuses ou traditionnelles (Daher

Meraneh, 2010).

I.4.2. En Algérie

Selon les statistiques les plus récentes (2015), du Ministère de l’Agriculture et du

Développement Rural, le palmier dattier occupe en Algérie une superficie évaluée à 167.000

hectares pour un nombre de palmiers estimé à plus de 18,6 millions d’unités et une production

de dattes, toutes variétés confondues, de près de 990.000 tonnes.

Les régions phoenicicoles se situent généralement au sud de l’atlas saharien et couvrent 17

wilayas (en réalité 16 wilayas car la wilaya de M’Sila a perdu son potentiel phoenicicole).

La wilaya de Biskra est la première région phoenicicole avec 27,4 % de la superficie totale,

23,1 % du nombre total de palmiers dattiers et 41,2 % de la production nationale de dattes. Elle

est suivie par la wilaya d’El Oued avec respectivement 22 %, 22,4 % et 25%. Ces deux

wilayas totalisent à elles seules plus des deux tiers (2/3) de la production nationale de dattes

(Sidab, 2016). La répartition par wilaya se présente dans le tableau (01).


6

Tableau.01: Nombre de palmiers dattiers en Algérie.

Wilaya Deglet-Nour

(datte fine)

Ghars (datte

molle)

Degla Beida

(datte sèche)

Total palmier

dattier

Adrar 0 0 2150904 2904150

Laghouat 8470 7650 11580 27 700

Batna 700 3900 21270 25870

Biskra 1 964 460 436 530 748 200 3 149 190

Bechar 5650 0 0 770 030

Tamanrasset 2970 0 0 167 760

Tébessa 49 550 49 550 10 650 68 970

Djelfa 2610 860 210 3 680

M’sila 18 000 0 0 18 000

Ouargla 1092330 783850 193130 2310069

El-Bayedh 0 45 900 0 193130

Illizi 2250 16340 73030 91620

Tindouf 350 24250 0 24600

El-Oued 1 884030 703330 296300 2660883

Khenchla 21 290 44 800 73 70 73460

Naama 0 19600 2600 22 200

Ghardaïa 377 100 154 400 378 900 910 400

Total 3559930 1660761 4048710 13 505880

I.5. La datte

I.5.1. Définition de la datte

La datte, fruit du palmier dattier, est une baie, généralement de forme allongée,

oblongue ou arrondie (Amellal-Chibane, 2008) telle qu'il est très variés en forme, couleur et

consistance. Il est sphérique, ellipsoïde, ovoïde, réniforme, petits à très gros (Rezair, 2012) et

d'autres formes représentées dans la figure 02. Elle est composée d’un noyau, ayant une

consistance dure, entouré de chair (Figure 03).

La partie comestible dite chair ou pulpe est constituée de :


7

-Un péricarpe ou enveloppe cellulosique fine dénommée peau.

-Un mésocarpe généralement charnu, de consistance variable selon sa teneur en sucres

et de couleur soutenue.

-Un endocarpe de teinte plus claire et de texture fibreuse, parfois réduit à une

membrane parcheminée entourant le noyau (Espiard, 2002).

La partie non comestible, formée par la graine ou le noyau ayant une consistance dure,

variables selon les variétés (Dowsen et Aten, 1963).

Figure 02: Forme du fruit au stade "Bser"(IPGRI, 2005)

La figure 03, montre une coupe de datte et du noyau.

Figure 03: Datte et noyau du palmier dattier (Belguedj, 2001)


8

Les dimensions de la datte sont très variables, de 2 à 8cm de longueur et d’un poids de 2 à 8

grammes selon les variétés. Sa couleur va du blanc jaunâtre au noir passant par les couleurs

ambres, rouges, brunes plus en moins foncées (Djerbi, 1994).

I.5.2. Formation et évolution des dattes

Les fleurs fécondées, à la nouaison, donnent un fruit qui évolue en taille, en consistance et

en couleur jusqu’à la récolte (Gilles, 2000).

La datte passe par différents stades d’évolution (Ben Abbes 2010), et selon les pays, ces stade

ont des noms différents (Tableau 02), mais qui correspondent tous aux mêmes caractéristiques

(Tableau 03) (Gilles, 2000).

Le tableau, illustre les nomenclatures des différents stades d'évolution adoptés dans quelques

pays producteurs de dattes (Tableau 02), (Djerbi, 1994).

Tableau 02 : Stades d’évolution de la datte (Djerbi, 1994).

Pays

Stades de développement de la datte

I II III IV V

Irak Hababouk Kimri Khalal Routab Tamr

Algérie Loulou Khalal Bser Martouba

ou Mretba

Tamr

Libye - Gamag Bser Routab Tamr

Mauritanie Zei Tafejena Enguei Blah Tamr

Selon Munier (1973), la datte provient du développement d’un des deux carpelles après la

fécondation de l’ovule, durant 200 jours, suite à la pollinisation (Barreveld ,1993 e)

(Soit

naturellement par le vent ou les insectes, soit artificiellement par les exploitants qui placent

quelques épillets de fleurs mâles au sein des épillets femelles) (Daher Meraneh, 2010). Après

la fécondation, le fruit se forme en passant par différentes phases de maturation pendant

lesquelles il subit des changements physiologiques et chimiques Barreveld (1993) et Bekr

(2002). Les stades, telles que définies selon la terminologie utilisée en Irak sont comme suit

(Djerbi, 1994):

▪ Hababouk : Ce stade commence juste après la fécondation et dure environ cinq semaines. A

ce stade le fruit est entièrement recouvert par le périanthe et se caractérise par une croissance

lente.


9

▪ Kimri : Il se caractérise par la couleur verte, un grossissement rapide du fruit, une

augmentation de la concentration de tanins et en amidon, une légère augmentation de sucres

totaux de la matière sèche. Ce stade dure neuf a quatorze semaines.

▪ Khalal: Au cours de ce stade, la couleur du fruit passe du vert au jaune clair, puis vire au

jaune, au rose ou rouge selon les variétés. Cette phase est marquée par une augmentation rapide

de la teneur en sucres totaux, de l’acidité active, par contre la teneur en eau diminue. Elle dure

trois à cinq semaines.

▪ Routab: La couleur jaune ou rouge du stade khalal passe au foncée ou au noir. Certaines

variétés deviennent verdâtres comme la khadraoui (Irak) et la Bouskri (Maroc). Ce stade se

caractérise par :

- La perte de la turgescence du fruit suite à la diminution de la teneur en eau.

- L’insolubilisation des tanins qui se fixent sous l’épicarpe du fruit.

- L’augmentation de la teneur des monosaccharides.

(Photos Bousdira).

Figure 04 : Dattes au stade "Bser, Routab et Tmar (Terminologie algérienne, Djerbi, 1994).

▪Tamr : C’est le stade final de la maturation de la datte. Le fruit perd beaucoup d’eau, ce qui

donne un rapport sucre/eau élevé.

Tableau 03: Caractéristiques de chaque stade de développement de la datte (IN Daher

Meraneh, 2010)


10

Stade

Stade I

Loulou

Stade II

Khalal

Stade III

Bser

Stade IV

Routab

Stade V

Tmar

Durée en

semaines

1 5 à 17 17 à 25 25 à 28 29

Couleur Entre verte

clair et blanc

cassé

Vert vif Jaune ou

rouge

Rouge Rouge

foncé ou

noir

Forme Sphérique Sphérique Ovoïde ou

allongé

Allongée Allongée

Taille et

poids

Léger

grossissement

des fruits

jusqu'atteindre

la taille d'un

petit pois

Grossissement

et croissance

maximales

Diminution

de la teneur

en eau

Diminution

de la teneur

en eau

Teneur

résiduelle

finale en

eau

(variable

selon les

cultivars)

Sucres et

autres

constituants

(minéraux,

vitamines,

fibres et

tanins)

Légère

accumulation

de sucres

Importante

accumulation

de sucres

Accumulation

Maximale des

sucres et des

Autre

composés

Concentrati

on des

constituants

Datte

mature

Consistance Dure Demi-molle Molle Sec, molle,

demi-

molle

Graine

(embryon)

Petit noyau

allongé et

tendre

Noyau plus

allongé et dur

Graine

mature et

très dur

Graine

mature et

très dur

I.5.3. Les variétés de dattes


11

Les variétés de dattes sont très nombreuses, le palmier dattier étant un arbre dioïque: il

suffit qu'un noyau provenant d'une datte tombée, pousse pour donner une nouvelle variété, le

plus souvent différente du pied mère (Maatallah, 1970). Elles se différencient par la saveur, la

consistance, la forme, la couleur, le poids et les (Djerbi, 1994 ; Belguedj, 2001). C'est ainsi

qu'au cours des siècles, plusieurs milliers de variétés se sont créées (Maatallah, 1970).

En Algérie, il existe plus de 940 cultivars de dattes (Hannachi et al., 1998). Les principales

variétés cultivées sont:

-La Deglet-Nour : variété commerciale par excellence. C'est une datte demi-molle, considérée

comme étant la meilleure variété de datte du fait de son aspect, son onctuosité et saveur. A

maturité la datte est d'une couleur brune ambrée avec un épicarpe lisse légèrement plissé et

brillant, le mésocarpe présente une texture fine légèrement fibreuse (Boudrar et al., 1997 ;

Kendri, 1999).

-Les variétés communes: Ces variétés sont de moindre importance économique par rapport à

Deglet-Nour. Les variétés les plus répandues sont Ghars, Degla -Beida et Mech–Degla

(Masmoudi, 2000; Kendri, 1999).

I.5.4. Classification des dattes selon leur consistance

Du point de vue commercial, on classe les variétés en 3catégories (Maatallah, 1970):

Les dattes molles: à chair aqueuse à l'état frais, nécessitent un traitement pour la

réduction de leur teneur en eau pour être bien conservées (Benchabane.2007). Taux d’humidité

supérieur ou égal à 30%, elles sont à base de sucres invertis (fructose, glucose) tel que Ghars,

Hamraia, Litima…..etc.

Les dattes demi- molles: de 20 à 30% d’humidité, elles occupent une position

Intermédiaire à l’exception de la Deglet-Nour, datte à base de saccharose par excellence (Cook

et Furr, 1952).

Les dattes séches : dures, avec moins de 20% d’humidité, riche en saccharose. Elles

ont une texture farineuse (Espiard ,2002), non collantes et disposent d'une grande capacité de

conservation. Les exemples typiques des ces variétés sont Degla -Beida (Algérie), le Kentichi

(Tunisie) et le Jihl (Maroc) (Benahmed, 2007).

I.6.Production des dattes


12

I.6.1. Dans le monde

Les principaux pays producteurs de dattes dans le monde sont: l'Egypte, l'Iran,

l'Arabie-Saoudite, l'Emirats Arabes Unis, le Pakistan, l'Algérie et le Soudan (Djouab ,2006).

La production mondiale de dattes donnée dans le tableau 04 est presque de 8 millions de tonnes

générant ainsi chaque année des millions de dollars US pour les pays producteurs (Bensaada,

2015). Le tableau 04, représente la production annuelle de dattes en milliers de tonnes par

pays.

Tableau 04: Production de dattes par pays, en 2004 (FAO, 2007).

Pays Production en quintaux

Egypte 1100000

Irak 910000

Iran 880000

Arabie saoudite 830000

Emirats arabes unis 760000

Pakistan 650000

Algérie 450000

Soudan 330000

Oman 238611

Libye 140000

Tunisie 110000

Maroc 54000

Yémen 33000

Mauritanie 24000

Tchad 18000

U S A 18000

Bahreïn 17000

Qatar 16500

Quantitativement l’Algérie représente 7% de la production mondiale mais du point de vue

qualitatif elle occupe le premier rang grâce à la variété Deglet-Nour, la plus appréciée

mondialement (FAO, 2007).


13

Figure 05: Principaux pays producteurs de dattes (FAO, stat, 2008).

I.6.2.En Algérie:

L’Algérie est l’un des plus importants pays producteurs de la datte avec une production

annuelle de 400. 103 tonnes de dattes dont la variété Deglet-Nour représente 50 %.

La Deglet-Nour est une variété commerciale par excellence tandis que les variétés communes

sont de moindre importance économique (Ghars, Degla-Bayda…….) (FAO, 2007).

I.6.2.1. Production des dattes communes

Les oasis en Algérie sont connues par la richesse de leur biodiversité. La localisation de

quelques principales variétés algériennes sont données dans le tableau 05.

Tableau 05 : Principales variétés de dattes algériennes et leurs localisation (Selselet, 1990).

Variété Localisation

Deglet-Nour

Degla-Beida

Meche-Degla

Ghars

El –Oued, Zibans, Souf, Ouargla, M'Zab, El-Goléa.

El –Oued, Zibans, Souf.

Souf, M'Zab, El–Oued.

El–Oued, Zibans, Souf, Ouargla, M'Zab, El-Goléa.

I.6.2.2. Production de dattes et diversité variétale de la wilaya d’Adrar

Dans la région d'Adrar, la surface réservée à la phoeniciculture est de 27 804 ha, avec un nombre

total 3.798965 de palmiers dont 2.775938 sont productifs avec une production moyenne de


14

913660,3 quintaux (D.S.A.A., 2015, tableau 13 en annexe). La diversité variétale des oasis

d’Adrar est estimée au Touat à 195 cultivars, au Tidikelt à 44 cultivars. Quant à la région du

Gourara, elle compte la plus grande diversité variétale avec 335 cultivars (Zaki et al., 2011).

Les cultivars de dattes fréquents dans les trois régions phoenicicoles sont les cultivars : Hmira,

Tgazza,- Tinacer, Taqerbucht, Aghamou, Tazarzai, Ahartane. En dépit de cette biodiversité,

nous assistons à un intérêt pour les cultivars de dattes qui sont le plus souvent troqués avec le

Mali et le Niger tels que les cultivars: Hmira, Tgazza, Aghamou et Tinacer.

I.7.La consommation de dattes

L'essentiel de la production mondiale est consommée par les pays producteurs, qui

constituent ainsi le principal marché de la datte. Les niveaux de consommation varient très

largement d'un pays à un autre. Ce sont les pays du Moyen-Orient qui enregistrent la plus forte

consommation, suivi par l'Afrique du nord et quelque pays sahéliens (Daher Meraneh, 2010).

Les dattes sont préférentiellement consommées à l'état naturel dans 90% des cas et le reste 10%

est consommé après transformation en sirop, farines gâteaux, etc.… (Chetto et al., 2005). Le

pic de consommation se situe aux moments festifs notamment le Ramadan, les fêtes religieuses,

les festivités et lors de la récolte des dattes (Chetto et al., 2005).

I.8.Composition biochimique de la datte (pulpe)

La datte est constituée de deux parties distinctes: une comestible « la pulpe ou la chair»

et une autre non comestible « noyau » qui révèlent des compositions très intéressantes

(Boukhiar, 2009).

Selon Estanove (1990), la datte se compose essentiellement, comme le montre la figure 06:

- d’eau

- de sucres : Saccharose, Glucose, Fructose

- de non sucres : protides, lipides, cellulose, sels minéraux, vitamines…

etc.


15

Figure 06: Composition de la datte (Estanove, 1990)

I.8.1. Constituants majeurs

1. L’eau :

La teneur en eau est en fonction des variétés, du stade de maturation et du climat

(Tableau 06). Elle varie entre 8 et 30 % du poids de la chair fraîche avec une moyenne

d’environ 19 % (Maatallah, 1970), ceci la classe dans les aliments à humidité intermédiaire

(Daas-Amiour, 2009).

Tableau 06: Teneur en eau de quelques variétés de dattes de la région de Fliache (Biskra)

(Noui, 2007).

Variétés Consistance Teneur en eau %

Deglet – Nour Demi – molle 22,60

Mech – Degla Sèche 13,70

Ghars Molle 25,40

2. Les glucides :

Les sucres sont le constituant le plus prédominant de la datte. L’analyse des sucres de

la datte a révélée essentiellement la présence de trois types de sucres : le saccharose, le glucose

et le fructose (Estanove, 1990 ; Acourene et al., 1997).Ceci n’exclu pas la présence d’autres

sucres en faibles proportions tels que : le galactose, le xylose et sorbitol (Favier et al., 1993;


16

Siboukeur, 1997).La teneur en sucres totaux est très variable, elle dépend de la variété et du

climat. Elle varie entre 70 et 90 % du poids de la matière sèche (Tableau 07) (Belguedj, 2001).

Tableau 07 : Teneurs en sucres de quelques variétés de dattes algériennes (Belguedj, 2001).

Constituant par

rapport à la

matière sèche %

Datte molle

(Ghars)

Datte demi-molle

(Deglet-Nour)

Datte sèche

(Meche-Degla)

Sucres totaux 85.28 71.37 80.07

Saccharose 80.68 22.81 20.00

Sucre réducteur 04.37 46.11 51.40

3. Les fibres:

La datte est riche en fibres, elle en apporte 8.1 à 12.7 % du poids sec (Al-Shahib et

Marshall, 2002). Selon Benchabane (1996), les constituants pariétaux de la datte sont : la

pectine, la cellulose, l’hémicellulose et la lignine. Les dattes fines, comme la Deglet-Nour, ne

contiennent qu’une faible proportion en cette substance, mais des proportions plus élevées

atteignant parfois plus de 10 % dans le cas des dattes communes particulièrement fibreuses

(Munier, 1973).

4. Les protéines:

La pulpe des variétés algériennes renferme une faible quantité de protéines variant entre

0. 38 et 2.5% (Noui, 2001) généralement moins de 3% de poids sec (Khallil et al., 2002 ;

Besbes et al., 2009). Malgré cette faible teneur, les protéines de la datte sont équilibrées

qualitativement (Kendri, 1999; Yahiaoui, 1998).

Favier et al., (1993) ont noté la présence des acides aminés suivants dans la datte (tableau 08).

Tableau 08: Composition moyenne en acides aminés de la datte sèche (Favier et al 1993).

Acide aminés Teneur de la pulpe, en mg/100g

Isoleucine 64

Leucine 103

Lysine 72

Méthionine 25

Cystine 51

Phénylalanine 70


17

Tyrosine 26

Thréonine 69

Tryptophane 66

Valine 88

Arginine 68

Histidine 36

Alanine 130

Acide aspartique 174

Acide glutamique 258

Glycocolle 130

Proline 144

Sérine 88

Selon Al-Shahib et Marshall (2003), les protéines de la datte contiennent 23 acides amines

dont certains ne sont pas présent dans certains fruits comme la banana, la pomme et l'orange.

5. Les lipides (acides gras)

La datte renferme une faible quantité de lipides. Leur taux varie entre 0,43 et 1,9 % du

poids frais (Maatallah, 1970). Cette teneur est en fonction de la variété et du stade de

maturation. Yahiaoui (1998) a étudié la composition en acides gras qui se trouvent dans la

variété Deglet Nour, celle-ci est comprise entre 7 et 13% (Tableau 09).

Tableau 09 : Composition en acides gras de la datte Deglet-Nour, en % de matière grasse

(Yahiaoui, 1998).

Acides gras Teneur en% de matière grasse

Acide linolénique (C18 : 3) 12.30

Acide linoléique (C18 : 2) 11.47

Acide oléique (C18 :1) 10.74

Acide stéarique (C18 : 0) 10.47

Acide palmitique (C16 : 0) 7.89

Acide myristique (C14 : 0) 8.66


18

6. Les éléments minéraux

La pulpe de la datte est riche en éléments minéraux (Cleveland, 1932). La

caractéristique la plus remarquable des dattes réside dans la présence de minéraux et

d’oligoéléments particulièrement abondants dépassant nettement les autres fruits secs (Tableau

10) (Benchelah et Maka, 2008).

Tableau 10 : Teneurs en minéraux pour 100 g de pulpe (Benchelah et Maka, 2008).

Eléments minéraux Teneur Moyenne pour 100 g

Potassium 670 à 750

Calcium 62 à 65

Magnésium 58 à 68

Fer 3

Phosphore 3

Cuivre 3

Zinc 3

Manganèse 3

Sodium 1 à 3

7. Les vitamines

En général, la datte ne constitué pas une source importante de vitamines. La fraction

vitaminique de la datte se caractérisée par des teneurs appréciables des vitamines du groupe B.

Ce sont des précurseurs immédiats des coenzymes indispensables à presque toutes les cellules

vivantes et jouent un rôle primordial (Vilkas, 1993).

Tableau 11 : Composition en vitamines (moyennes) de la datte sèche (Favier et al., 1995)

Vitamines Teneur moyenne pour 100 g

Vitamine C 2,00 mg

Thiamine (B1) 0,06 mg

Riboflavine (B2) 0,10 mg

Niacine (B3) 1,70 mg

Acide pantothénique (B5) 0,80 mg

Vitamine (B6) 0,15 mg

Folates (B9) 28,00 µg


19

I.8.2. Constituants mineurs

Bien que 95% des constituants sont cités ci- dessus, il existe d’autres composés sou forme de

traces tels que :

a- les acides organiques : l’acide citrique, l’acide malique…….

b- les substances volatiles : l’éthanol, l’isobutanol, l’isopentanol.

c- les pigments: les caroténoïdes, la chlorophylle…….. (Benchabane ,1996)

d- Les enzymes

Les enzymes jouent un rôle important dans le processus de conversion se produisant pendant

le stade de formation et la maturation du fruit.

La qualité de la datte est influencée par l’activité de :

. L’invertase : responsable de l’inversion du saccharose en fructose et glucose.

. La cellulase : elle décompose la cellulose en chaines plus courtes.

. La pectinméthylésterase : elle convertit les substances pectiques insolubles en

pectine plus soluble qui ramollit le fruit.

.La polyphénoloxydase : elle conduit au brunissement du fruit suite à l’oxydation des

phénols (Yahiaoui, 1998).

e- Les composés phénoliques

La datte renferme des métabolites secondaires dont les composés phénoliques.

L’analyse qualitative des composés phénoliques de la datte a révélée la présence des acides

cinnamiques, des flavones, des flavanones et des flavonols (Tableau 12) (Mansouri et al.,

2005). Selon Henk et al., (2003), les polyphénols jouent un rôle important dans le corps : ils

ont des effets anti-inflammatoires, antioxydants, abaissent la tension artérielle et renforcent le

système immunitaire…..etc.

Tableau 12 : Teneur en composés phénoliques de quelques variétés de dattes algériennes

(Mansouri et al., 2005)

Variétés Teneur en mg / 100 g du poids frais

Tazizaout 2,49

Ougherouss 2 ,84

Akerbouchet 3,55

Tazarzait 3,91

Tafiziouine 4,59

Deglet-Nour 6,73

Tantbouchte 8,36

Chapitre ii:

Généralités sur

Les composes

phénoliques

Chapitre II généralités sur les composes phénoliques

20

II. Les métabolites secondaires

Les métabolites secondaires sont des composés organiques complexes synthétisées et

accumulées en petites quantités par les plantes autotrophes, ils sont divisés principalement en

trois grandes familles: Les polyphénols, les terpènes, les alcaloïdes. (Lutge et al., 2003 ;

Abderrazak et Joël., 2007). Les produits du métabolisme secondaire sont en très grand

nombre, plus de 200.000 structures définies (Hartmann, 2007) et sont d’une variété structurale

extraordinaire mais sont produits en faible quantité. Ils jouent différents rôles, dont celui de

moyen de défense contre les agressions externes.Parmi les principaux produits de métabolites

secondaires on distingue les composés phénoliques ou polyphénols.

II. 1. Les polyphénols

Les polyphénols sont présents exclusivement et en abondance dans tous nos aliments et

boissons d’origine végétale. Les teneurs en polyphénols dans les aliments sont affectées par les

opérations de fractionnement, raffinage, broyage, fermentation, cuisson, conservation ou

maturation qui se traduisent souvent par des réactions d’hydrolyse et d’oxydation des

polyphénols. Les acides phénoliques (café, céréales) et les flavonoïdes sont de loin les plus

représentés et les plus abondants dans notre alimentation (Morand C., Milenkovic D., 2014).

Les polyphénols sont des produits du métabolisme secondaire des végétaux, caractérisés par la

présence d’au moins d’un noyau benzénique auquel est directement lié au moins un

groupement hydroxyle libre, ou engagé dans une autre fonction tels que : éther, ester,

hétéroside …etc (Bruneton, 1999 ; Lugasi et al., 2003).

II.1.1.Classification des composés phénoliques

Les composés phénoliques, ou polyphénols, constituent une famille de molécules

organiques largement présentes dans le règne végétal. On les retrouve dans les plantes, depuis

les racines jusqu’aux fruits, et ils font donc partie intégrante de notre alimentation. Ce sont des

métabolites secondaires produits par les plantes pour interagir avec les autres végétaux et les

animaux.

Le terme phénolique est utilisé pour définir des substances qui possèdent au moins un

groupement hydroxyle (OH) substitué sur un cycle aromatique.

Les polyphénols naturels peuvent donc être des molécules simples comme les acides

phénoliques, mais aussi des composés hautement polymérisés comme les tanins. Plusieurs

milliers de composés phénoliques ont été caractérisés jusqu’à ce jour dans le règne végétal. On


21

compte, à l’heure actuelle, pas loin de 8000 composés. Ils ont tous en commun la présence d’un

ou plusieurs cycles benzéniques portant une ou plusieurs fonctions hydroxyles (Bravo, 1998).

La large variété de polyphénols peut être divisée en une dizaine de classes dont la structure

chimique peut être répartie en deux grands groupes, les flavonoïdes et les autres. Les

flavonoïdes, qui représentent la classe la plus abondante et la plus étudiée de cette

classification, comptent plus de 4000 composés découverts à ce jour .Les composés de chaque

sous-classe des flavonoïdes se distinguent par le nombre, la position et la nature des

substituants (groupements hydroxyles, méthoxyles ou autres) sur les deux cycles aromatiques A

et B et en position 3 sur l’hétérocycle central (Figure 07). C’est d’abord la structure de ce

dernier et son degré d’oxydation qui permettent de distinguer les différentes classes de

flavonoïdes (Rezair, 2012).

Les autres possèdent une structure chimique plus simple comme les acides phénoliques et les

stilbènes dont les dérivés sont parfois complexes, comme les oligomères de stilbènes, les

gallotanins, et les ellagitanins (El Gharras, 2009).

Les acides phénoliques, les stilbènes, les flavonoïdes, les tanins et les lignanes sont

majoritairement présents dans les feuilles, les fleurs et l’écorce de bois. Ces molécules jouent

un rôle majeur au niveau de la croissance des végétaux et dans la lutte contre des agents

pathogènes et des infections. La couleur des fruits, des fleurs et des feuilles est une des

caractéristiques d’une sous-classe des flavonoïdes (El Gharras, 2009).

Il existe différentes classes de polyphénols, Calabrese (2003) les a classés comme suit :

-Les acides phénoliques ;

-Les acides hydroxycannimiques ;

- Les flavonoïdes ;

- Les tanins ;

II.1.1.1. Les acides phénoliques

On englobe sous la dénomination générale d’acides phénoliques, les acides benzoïques en C6-

C1, d’une part et les acides cinnamiques en C6- C3 d’autre part (Cheynier, 2005). Les acides

phénoliques sont largement répandus chez les plantes. Ils dérivent principalement de l’acide benzoïque

ou de l’acide cinnamique (Dacosta, 2003)

II.1.1.2. Les acides benzoïques

Les acides benzoïques ont une structure générale de C6-C1, les variations de structures

de différents acides benzoïques se situent dans l’hydroxylation et la méthylation du noyau


22

aromatique (Häkkinen, 2000). Ils peuvent être présent sous forme de combinaisons avec

dessucres ou des acides organiques généralement de type ester, dont ils sont libérés par

hydrolyse alcaline (figure 07) (Ribéreau-Gayon et al., 1972).

OH

OHHOOC

3,4,5-trihydroxybenzoic acid

Figure 07 : Structures chimiques des acides benzoïques

II.1.1.2.1. Les dérivés de l’acide benzoïque sont :

-L’acide hydroxybenzoïque

-l’acide vanillique

-l’acide syringique

-l’acide dihydroxybenzoïque

-l’acide gallique

-l’acide ellagique obtenu par oxydation de l’acide gallique (Dacosta, 2003).

II.1.1.3 Les acides cinnamiques

Les acides cinnamiques ont une structure générale de C6- C3, les plus répondus chez les

végétaux sont l’acide p-coumarique (1), caféique (2), férulique (3) et sinapique (4) (Figure03)

(Macheïx, 1990 ; Hakkinen, 2000). On rencontre au moins un d’entre ces quatre acides, dans

pratiquement tous les végétaux supérieurs (Ben Abbes, 2011).

II.1.1.3.1. les dérivés de l’acide cinnamique sont :

- l’acide coumarique

- L’acide férulique

- l’acide sinapique

- l’acide caféique

Les acides phénoliques comportent un groupe carboxylique COOH. Ils se trouvent souvent

sous la forme de glycosides ou d’esters. (Daas-Amiour, 2009).


23

II.2. Les flavonoïdes

Les flavonoïdes constituent un groupe de plus de 6 000 composés naturels qui sont

quasiment universels chez les plantes vasculaires. Ils constituent des pigments. Du latin flavus,

jaune, sont des substances généralement colorées très répandues chez les végétaux : on les

trouve dissoutes dans les vacuoles à l’état d’hétérosides ou comme constituant des plastes

particuliers, les chromoplastes (Guignard, 2001). Leur biosynthèse s’effectuerait à partir d’un

acide aminé, la phénylalanine (Morelle, 2003 ; Naczk et Shahidi, 2006).

O+

OH

OCH3

OCH3

OH

OH

O--glucose

A

B

CH3

CH3

O

OH

OH

OH

O

OOH

OH

OH

OH

OH

catéchine

flavanols

quercétol

flavonolsanthocyanes

Figure 08: Structures chimiques de base des flavonoïdes

II.2.1.Les différentes classes de flavonoïdes (Bellebcir, 2007)

II.2.1.1. les chalcones et aurones

Les molécules de cette classe garde gardent la structure de la tétra ou

trihydroxychalcone, le noyau central de la molécule n’est pas totalement cyclisé ou se présente

sous forme d’un cycle ne présentant que cinq sommets (Heller et al., 1998). Les aurones sont

caractérisés par un structure de 2 benzylidène coumarone (Bruneton, 1999; Marfak, 2003).

O

OH

OHOH

OH

A

B

chalcones: buteine


24

. Figure 09 : Structures chimiques des chalcones et aurones.

II.2.1.2.Les flavanones

Les flavonones dérivent des précédentes par une cyclisation au centre du squelette, d’où

un hétérocycle. Ils se caractérisent par l’absence de la double liaison entre C2 et C3 par la

présence des centres d’asymétrie (Bruneton, 1999).

O

OHOH

OH

O

R

A

B

Flavonones:naringénine(R=H) Eriodictyol (R=OH)

Figure 10 : Structures chimiques de flavanones.

II.2.1.3. les flavones

Les flavones dérivent des flavanones par une oxydation qui introduit une seconde

double liaison dan l’hétérocycle (Heller et al., 1998). Dans plus de 90%, le cycle A est

substitué par deux hydroxyles phénoliques en C5 et C7 (Bruneton, 1999), par exemple:

glucoside d’apigénine (Shahidi et Naczk, 1995) et la tricine chez le blé (Shahidi et Naczk,

1995; Peterson, 2001; Harborne, 1967) .

O

OHOH

OH

O

R

OH

A

B

Flavones:apigénines (R=H) Lutéolines (R=OH)

Figure 11 : Structurs de flavones.


25

II.2.1.4.Les flavonols

Les flavonols se différencient des flavones par la présence d’un OH en C3 (Heller et

al., 1998; Richer, 1993) . Chez les flavonols la position 3 de l’hétérocycle est toujours

glycosylée, fréquemment la position 7 mais jamais la position 5 du cycle A (Harborne, 1980).

O

OH

OH

O

R

OH

OH

A

B

Flavonols:kaempferol(R=H) quercétine (R=OH)

Figure 12: Structures chimiques des flavonols

II.2.1.5. les isoflavones

Les isoflavones dérivent aussi des flavanones mais outre une oxydation centrale, il y a

transposition du cycle latéral du C2 au C4 de l’hétérocycle (Heller et al., 1998;

Bruneton,1999) .

O

OH

OH

O

OH

A

Isoflavones : génisteine

B

Figure 13 : Structures chimiques des isoflavones

II.2.1.6 .les anthocyanes:

Le terme « anthocyanes » a une valeur générale désignant, soit les formes naturelles

glycosylées, soit les molécules non glycosylées (Macheix, 2005).Chez les anthocyanes, en plus

de la position 3 qui est toujours glycosylée, il y a aussi préférentiellement la position 5 est

glycosylée.


26

La partie phénolique seule est désigné sous le nom d’anthocyanidine, alors que l’hétéroside

(molécule phénolique + sucre associé) est appelé anthocyanine (Bruneton, 1999, Macheix,

2005).

OH

OH

O+

R

OH

OH

A

B

anthocyanidines:pélagonidine (R=H) cyanidine (R=OH)

Figure14 : Structures chimiques des anthocyanes

II.3.Les acides hydroxycinnimiques

HOOC OH

OH

Figure 15 : Structures chimiques des principaux acides cinnamiques(acide caféique)

II.4. Les tanins

Les tanins sont des polyphénols qu’on trouve dans de nombreux végétaux tels que les écorces

d’arbres, les fruits (raisin, datte, café, cacao…) et les feuilles de thé. Les tanins sont des

composés phénoliques solubles dans l’eau et les solvants polaires (Hagerman, 2002).

Les tanins ont la propriété de tanner la peau. C’est à dire de la rendre imputrescible ; cette

propriété est liée à leur aptitude à se combiner à des macromolécules (protéines,

polysaccharides…) (Ghestem et al., 2001). Ils présentent, à côté des réactions classiques des

phénols, la propriété de précipiter les alcaloïdes, la gélatine et d’autres protéines (Bate-Smith

et Swain, 1962, IN Bruneton, 1999). On distingue habituellement, chez les végétaux

supérieurs, deux groupes de tanins différents par leur structure : les tanins hydrolysables et les

tanins condensé (Bruneton, 1999).

Il est classique de distinguer deux grands groupes de tanins, différents à la fois par leur

réactivité chimique et par leur composition :

II.4.1. Les tanins hydrolysables

Ce sont des esters de glucose et d’acide gallique (Guinard, 2000). Ils sont d’abord caractérisés

par le fait qu’ils peuvent être dégradés par l’hydrolyse chimique (enzymatique). Ils libèrent


27

alors une partie non phénolique(souvent du glucose) et une partie phénolique qui peut être soit

de l’acide gallique, soit un dimère de ce même acide – l’acide éllagique (Guinard, 2000).

Ce sont des esters du glucose (ou de molécules apparentées) et d’acides phénols qui sont

:

- Soit l’acide gallique, on parle alors de tanins galliques

- Soit l’acide ellagique, qui est un dimère de l’acide gallique, on parle alors de tanins

ellagiques.

Dans les deux cas, la fraction osidique est estérifiée par plusieurs molécules d’acide gallique ou

plusieurs molécules d’acide ellagique (Ghestem et al., 2001).

II.4.2. Tanins condensés

Les termes ‘proanthocyanidines’ et ‘ tanins condensés’ sont les plus utilisés.

Des termes variés ont été utilisés dans la littérature pour décrire les tanins condensés,

notamment : proanthocyanidines, tanins condensés, flavanes, polyflavanes, catéchines,

substances polyphénoliques macromoléculaires, leucoanthocyanidines, proanthocyanidines

condensés, proanthocyanidines polymeriques, proanthocyanidines oligomeriques,

procyanidines, et oligomères procyanidoliques. (Chung et al., 1998; Khanbabaee et Vanree,

2001; Aron, 2007).

Le contenu des aliments en proanthocyanidines peut être affecté par plusieurs facteurs tels que

le stockage et la cuisson. Puisque la teneur en proanthocyanidines est plus élevée généralement

dans le fruit frais que le fruit séché ou cuit. (Aron, 2007).

Les tanins condensés sont des oligomères ou des polymères de flavane-3 ol dérivés de la (+)

catéchine ou de ses nombreux isomèresn (Harbone, 1980 ; Awika et Roney, 2004). Ils ont la

propriété de coaguler les protéines du derme, d’où leur utilisation dans le tannage des peaux

(Guinard, 2000).

Les polymères de tanins condensés se forment sous l’action d’acides ou d’enzymes, ils sont

formés généralement de 2 à plus de 50 sous unités monomériques (Vermerris et Nicholson,

2006).

Les tanins condensés ont la propriété de libérer des anthocyanes en milieu acide, à chaud, par

rupture de la liaison intermonomérique (Porter et al., 1986).

Tableau 14 : Les principales classes de composés phénoliques (Bellebcir, 2008).

Squelette Classe Exemple origine


28

Carbone

C6 Phénols simples Catéchol

C6-C1 Acides hydroxybenzoiques p-Hydroxybenzoiques Epices, frai

C6 - C3 Acides

hydroxycinnamiques

Coumarines

Acides caféique, férulique

Scopolétine, esculétine

Citrus

Citrus

C6 – C4 Naphtoquinones Juglone Noix

C6 –C3 – C6 Flavonoïdes

· Flavonols

· Anthocyanes

· Flavanols

· Flavanones

Isoflavonoïdes

Kaempférol, quercétine

Cyanidine, pélargonidine

Catéchine, épicatéchine

Naringénine

Déidzéine

Fruits, légumes,

fleurs

Fleur, fruits rouges

Pomme, raisin

Citrus

Soja, pois

(C6 – C3)2 Lingnanes Pinorésinol Pin

(C6 – C3) n Lignines Bois, noyau des

fruits

(C15) n Tannins Raisin rouge, Kaki

II.5. Oxydation des polyphénols:

L’oxydation des polyphénols est susceptible d’intervenir :

• Par voie enzymatique (catalysée par la polyphénoloxydase dans des conditions d’aérobies ou

par les peroxydases en présence de peroxyde d’hydrogène) au cours des procédés

technologiques d’élaboration des aliments ou après ingestion (catabolisme oxydant).

• Par voie non enzymatique : autoxydation lors des traitements thermiques, oxydation

conjointe à l’action antioxydant. Dans ce dernier cas, il s’agit typiquement de processus

d’oxydation couplés à la peroxydation des lipides polyinsaturés et qui peuvent intervenir

dans l’aliment ou chez l’homme après ingestion. (Adaika et Ramdani) (2015)


29

Figure16: Classification des polyphénols avec exemples pour chaque classe (Manallah, 2012)

II.6. Effets biologiques des polyphénols

Les polyphénols sont associés à de nombreux processus physiologiques interviennent dans la

qualité alimentaire, impliqués lorsque la plante est soumise à des blessures mécaniques. La

capacité d’une espèce végétale à résister à l’attaque des insectes et des microorganismes est

souvent corrélée avec la teneur en composés phénoliques. (Bahorun, 1997). Chez l’humain,

ces composés montrent des activités anti-carcinogènes (Gomez-Caravaca et al.,2006 ;

Xiuzhenet al.,2010), anti -inflammatoires, antiathérogènes, anti-thrombotiques, analgésiques,

antibactériens, antiviraux (Babar Ali, et al.,2007), anticancéreux, anti-allergènes,

vasodilatateurs (Falleh et al.,2008 ; Hodgson, 2010, figure 18). Les composés phénoliques

sont d’ailleurs de plus en plus utilisés en thérapeutique.


30

II.7. Intérêt des composés Phénoliques (Adaika et Ramdani, 2015)

II.7.1. Rôle physiologique

Des travaux plus anciens ont montré que les phénols seraient associés à de nombreux

processus physiologiques: croissance cellulaires, différenciation, organogenèse, dormance des

bourgeons, floraison et tubérisation (Alibert et al., 1977).

Les flavonoïdes sont des pigments responsables de la coloration des fleurs, des fruits et des

feuilles. Ils sont universellement présents dans la cuticule foliaire et dans les cellules

épidermiques de feuilles, ils sont susceptibles d'assurer la protection des tissus contre les

effets nocifs des rayonnements UV. (Hadi, 2004). Ils sont impliqués dans la réaction de

défense du palmier dattier contre le Bayoud, maladie infectieuse due a un champignon telle que

Fusarium oxysporum f.sp. albedinis (Daayf et al., 2003).

iNOS

POLYPHENOL

S

Anti- apoptotique

Vasodilatateur

Anti-agrégant

Anti-

thrombotique

Anti-

inflammatoire

NF-xB

Action sur les cellules du systémes

immunitaires

Détoxifiant

Anti-oxydant

Anti -tumoraux

NO

iNOS

Anti- angiogénique

Figure 17 : Effets biologiques des polyphénols (Manallah) (2012)


31

II.7.2. Rôle technologique

Les polyphénols interviennent dans la qualité alimentaire des fruits. Les anthocyanes et

certains flavonoïdes participent à la coloration des fruits mûrs. Ils confèrent aux fruits et

légumes leurs teintes rouges ou bleutées. (Marfak, 2003). Les composés phénoliques

déterminent également la saveur des fruits : les tanins sont à l’origine de la sensation

d’astringence des fruits non mûrs, les flavanones sont responsables de l’amertume des Citrus et

peuvent donner naissance, par transformation chimique, à des dihydrochalcones à saveur

sucrée.( Dubois et al., 1977). Les proanthocyanidines sont largement répandus dans notre

alimentation et jouent un rôle important dans les qualités organoleptiques et nutritionnelles des

produits (Perret, 2001).

II.7.3. Rôle biologique

Tableau 15 : Activités biologiques des composés phénoliques (Adaika et Ramdani, 2015)

Polyphénols Activités

Acides Phénols

(cinnamiques et

benzoïques)

Antibactériennes

Antifongiques

Antioxydantes

Coumarines Protectrices vasculaires

et antioedémateuses

Flavonoïdes

Antitumorales

Anticarcinogènes

Anti-inflammatoires

Hypotenseurs et

diurétiques

Antioxydantes

Anthocyanes Protectrices capillaroveineux

Proanthocyanidines

Effets stabilisants sur le

collagène

Antioxydantes

Antitumorales

Antifongiques

Anti-inflammatoires

Tannins galliques et Catéchiques Antioxydantes

Partie ii :partie

expérimentale

Chapitre iii:

matériel et

méthodes

Chapitre III matériel et méthodes

32

Ce présent travail a été réalisé au sein du laboratoire pédagogique de chimie de l’Université

d'Adrar, à la Faculté des Sciences de la Technologie.

III. Substrat végétal et matériels utilisés

III.1.Substrat végétal

Le matériel végétal utilisé dans notre étude est constitué de quartes (04) cultivars de dattes :

Tinacer, Hmira, Ahartane et Aghares, provenant des oasis d’Adrar. Les cultivars Hmira et

Ahartane sont des dattes de consistance molle à demi-molle quant aux cultivars Tinacer et

Aghares, ce sont des dattes de consistance sèche.

Les dattes proviennent de la récolte 2016

- Les cultivars de dattes Hmira et Tinacer proviennent de la commune de Fenoughil ;

- Les cultivars de dattes Ahartane proviennent de la commune de Bouda ;

- Les cultivars de dattes Aghares proviennent de la commune d'Ouled Aissa.

Tableau 16: Site de récolte des dattes étudiées.

Variétés Date de récolte Site de récolte

Tinacer 2016 Fenoughil / Ksar Sidi

Youcef

Hmira 2016 Fenoughil / Ksar Sidi

Youcef

Ahartane 2016 Bouda / Laghmara

Aghares 2016 Ouled Aissa

Tinacer Hmira Ahartane Aghares

Figure 18 : Les quatre cultivars de dattes étudiées à différents stades d’évolution : Khalal-

Routab et Tamr.


33

Les dattes ont été séchées à température ambiante à l’abri de la lumière. Il est à noter que la

caractérisation physico-chimique et biochimique a porté sur des dattes au stade Tamr.

III.2- Matériels et produits chimiques utilisés

Tableau 17: Matériels et produits chimiques utilisés.

Matériels Produits chimiques

Verrerie: capsules vides, ampoules à

décanter, cristallisoirs, béchers, ballons,

erlenmeyers, éprouvettes graduées, Büchner,

entonnoirs, mortiers, tubes à essai, flacons

pour conservation (papier filtre, papier

Joseph, cuve, spatule;

-Balance "Kern" Max 120g

-Dessiccateur;

- Rotavapor "Nahita"

-Agitateur magnétique, barreaux magnétiques;

-Etuve iso -therme (Memmert) ;

-Pompe à vide ;

-Spectrophotomètre UV-Visible CT.60;

Produits Formules chimiques

-Méthanol

-Acétone

-Hexane

-Soude

-Acide gallique

-trichlorure

d'aluminium hexa-

hydraté

-Carbonate de

sodium

-Catéchine

-Eau distillée

- Folin-Ciocalteu

- Vanilline

- HCl

CH3 OH

C3H6O

C6H14

NaOH

C7H6O5H2O

AlCl3.6H20

Na2 CO3

C15H14O6

H2O

C8H8O3

III.3.Méthodes d’analyses physico-chimiques et biochimiques utilisées

III.3.1. Détermination du taux d’humidité (Audigié et al., 1980)

Principe

La détermination de la teneur en eau est effectuée par une dessiccation de l’échantillon dans

une étuve isotherme de 103 à 105°C jusqu’à une masse pratiquement constante. Pour éviter

toute reprise d’humidité, il convient d’opérer dans des vases de tare, placées dans un

dessiccateur.

Mode opératoire


34

Les capsules vides ont été met à l’étuve pendant 1 h à 103 ± 2 °C; avec couvercles

inclinés ;

Tarer les capsules après refroidissement dans un dessiccateur durant 20 à 30 min

pour éviter toute reprise d'humidité;

Dans chaque capsule 2 g de l’échantillon préalablement broyé on été pesés à une

précision de ± 0,0004 et les placer dans l'étuve réglée à 105°C;

Après un étuvage de 3 h à 105°C puis refroidissement dans un dessiccateur pendant

20 min, les capsules sont pesés, ensuite ils sont remis dans l’étuve durant 1 h à 105°C

;

Après refroidissement dans un dessiccateur comme précédemment, les capsules sont

pesés;

La différence entre deux pesées doit être inférieure à 2 mg, sinon l’opération est

renouvelée jusqu’à poids constant.

Expression des résultats

Le taux d’humidité est exprimé en pourcentage est calculé selon la formule suivante:

Soit :

H % : Taux d’humidité en %

Mi : Masse de la capsule + matière fraiche avant séchage en g.

Mf : Masse de l'ensemble après séchage en g.

P : Masse de la prise d'essai en g.

H %= [(Mi – Mf) / P] x 100

Figure 20: Echantillons

dans un dessiccateur.

Figure 19 : Echantillons dans

une étuve iso-therme.


35

A partir du taux d’humidité, nous avons pu déterminer le taux de la matière sèche qui

est donnée par la formule suivante:

III.3.2. Extraction et dosage des composés phénoliques

III.3.2.1. Extraction des polyphénols

Trois solvants polaires : méthanol, acétone et eau ont été utilisés.

Acétone (polarité de 5,4) ; méthanol (polarité de 6,6) et eau (9,0).

L’extraction des polyphénols à été réalisée selon la méthode de Liyana-Pathirana et Shahidi,

(2006) par simple macération à température ambiante et sous agitation continue avec deux

extractions successives de deux heures chacune avec un mélange de solvants : Méthanol-

Acétone-Eau (7 /7 /6; V/V/V).

Nous avons réalisé avec le même protocole expérimental cité ci-dessus, d’autres extractions

avec d’autres systèmes de solvants avec des combinaisons et des volumes différents : Méthanol

à 100% ; Méthanol-Eau (80/20) ; Acétone-eau (80/20) et Méthanol-Acétone (50/50).

Mode opératoire

Afin d’obtenir un extrait qui servira pour un dosage colorimétrique, un procédé d'extraction de

l’échantillon est effectué comme suit:

2 g de chaque échantillon des dattes ont été macérés dans 40 ml de chaque système à

température ambiante et sous agitation à l’aide d’un agitateur magnétique pendant 2 heures

ensuite, le mélange a été filtré;

le filtrat a été récupéré et l’échantillon a été ré-extrait avec 40 ml du solvant d'extraction

;

Après filtration, les deux filtrats sont réunis puis séparer les solvants sous pression

réduite à basse température de 40 à 45°C à l'aide d'un rotavapeur;

l’extrait filtré a été dégraissé en le décantant, à volume égale, avec l’hexane

(Chiremba et al., 2012 IN Nassif, 2004) dans une ampoule à décanter.

L'extrait a été évaporé à sec dans un évaporateur rotatif (Rotavapor);

L'extrait sec est récupéré avec 5 ml de méthanol.

Taux de matière sèche % =100 - Taux d’humidité %


36

III.3.2.2. Dosage des polyphénols: méthode de Folin–Ciocalteu (1927)

Principe

Ce dosage est basé sur le couplage du Folin-Ciocalteu avec les composants phénoliques du

matériel végétal (Brune et al. 1991).

La réaction est basée sur la réduction de l’acide phosphomolybdique (H30PM12O40) du réactif

de Folin-Ciocalteu (un acide de couleur jaune, constitué de polyhétérocycles acides contenant

du molybdène et tungstène) par les polyphénols en milieu alcalin (Catalano et al., 1999). Elle

se traduit par le développement d’une coloration bleu foncée due à la formation d’un complexe

Figure 21 : Echantillons de

dattes broyées.

Figure 22: Extraction des polyphénols des

échantillons sous agitation magnétique.

Figure 23: Dégraissage par n-hexane dans

une ampoule à décanter.

Figure 24: Elimination du solvant dans un

rotavapor.


37

Molybdène (M8O23) tungstène (W8O23) mesuré au spectrophotomètre en utilisant l'acide

gallique comme étalon.

Mode opératoire

à 500 μl de l’extrait de chaque échantillon nous avons ajouté: 2500μL Folin-

Ciocalteu (dilué 10×) plus 2000μL Na2 CO3 à 7.5%;

Le mélange bien agité est incubé à l’obscurité pendant 1h à 20°C;

La gamme d'étalonnage qui consiste à lire les absorbance des différentes concentrations d'acide

gallique est préparée comme suit :

3 mg d'acide gallique sont pesés, puis mélangés avec10 ml du méthanol à 99.6%:

c'est la solution mère de concentration 0.3 mg/ml;

à partir de cette solution mère, nous avons préparé des dilutions filles suivantes:

0,21-0,15-0,105-0,075-0,06-0,045-0,024 mg/ml.

La lecture de l’absorbance des différentes concentrations est faite contre un blanc à 765 nm.


A partir des densités optiques obtenues, nous avons pu déduire la teneur en polyphénols

dans l’échantillon selon l’équation suivante :

Où:

DO: densité optique (absorbance) en nm;

C: la concentration de phénols totaux rapportés à l'acide gallique en mg /ml

III.3.2.3.Dosage des flavonoïdes (Ardestani et Yazdanparast, 2007)

Principe

Abs = 10,674c – 0,0164

Figure 25: La gamme d'étalonnage des polyphénols

totaux (mg EAG/100g MS)


38

Le dosage des flavonoïdes est réalisé en utilisant la méthode colorimétrique au

trichlorure d’aluminium et la soude. Le trichlorure d’aluminium forme un complexe jaune avec

les flavonoïdes et la soude forme un complexe de couleur rose qui absorbe dans le visible à

510 nm.

Mode opératoire

Les flavonoïdes sont dosés par colorimétrie comme suit :

700μl d’extrait brut sont mis dans un tube à essai, auquel sont ajoutés 2000 μl

d'eau distillée, puis 150 μl NaNO2 à 15%;

Après deux intervalles consécutifs de 6 min, 150μl (AlCl3, 6H2O) à 10%, puis

2000μl NaOH à 4 % ont été rajoutés.

Les tubes sont incubés pendant 15 min à température ambiante

La courbe d’étalonnage a été établie comme suit:

Une solution mère de catéchine à 0,4 mg/ml est préparée en dissolvant 4 mg

catéchine dans 10 ml méthanol. À partir d’une solution mère nous avons préparé des

dilutions de différentes concentrations : (0,36-0,28-0,2-0,12-0,08-0,04) mg/ml. Puis

700 μl de chaque concentration sont traités, avec la même procédure décrite ci-

dessus, pour l’échantillon.

La lecture de l’absorbance des différentes concentrations est faite contre un blanc à

510 nm.

Figure 26: La gamme d'étalonnage des

flavonoïdes (mg EC/100g MS).


39


A partir des densités optiques obtenues, nous avons pu déduire la teneur en flavonoïdes


Où:

Abs: absorbance;

c: concentrations de flavonoïdes rapportées à la catéchine en mg /ml.

III.3.2.4. Dosage des tanins condensés

Le dosage des tanins condensés n’a été réalisé que dans les systèmes de solvants Méthanol-

Acétone-Eau et Méthanol-Eau.

Principe :

Le dosage des tanins condensés est effectué selon la méthode de Broadhurst et Jones (1978),

modifiée par Heimler et al. (2006). Le principe de ce dosage est basé sur la fixation du

groupement aldéhydique de vanilline sur le carbone 6 du cycle A de la catéchine pour former un

complexe chromophore rouge qui absorbe à 500nm

(Schofield et al ., 2001).

Mode opératoire

Les tanins condensés sont dosés par colorimétrie comme suit :

Pour 400μ l de chaque échantillon on ajoute 3000 µl d’une solution de vanilline

(4% dans le méthanol);

et 1500 µl d’acide hydrochlorique concentré à 37%.

Le mélange est incubé durant 15 min et l’absorbance est lue à 500 nm.

La courbe d’étalonnage a été établie comme suit:

Une solution mère de catéchine à 0,6 mg/ml est préparée en dissolvant 6 mg

catéchine dans 10 ml méthanol . À partir d’une solution mère nous avons préparé des

dilutions de différentes concentrations : 0,06 ; 0,12 ; 0,18 ; 0,24 ; 0,3 ; 0,36 ; 0,48

mg/ml. Puis 400 μl de chaque concentration sont traités, avec la même procédure

décrite ci-dessus.

La lecture de l’absorbance des différentes concentrations est faite contre un blanc à

510 nm.

Abs =3,4013c - 0,0183


40


A partir des densités optiques obtenues, nous avons pu déduire la teneur en tanins condensés



Où:

Abs: absorbance;

c: concentrations de tanins condensés rapportées à la catéchine en mg /ml.

Figure 27: La gamme d'étalonnage des tanins condensés (mg

EC/100g MS).

.

Abs =0 ,5875c - 0,0282

Chapitre iv:

résultats et

discussions

Chapitre IV résultats et discussions

41

IV. Résultats et discussion

IV.1.Humidité L’humidité des quatre cultivars Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares a révélé des proportions

estimées de 10.10±0,33% ; 13,96±1,04% ; 11,32±0,04% et 10.54±0,20% respectivement. A

partir de la valeur de la teneur en eau, nous avons pu déterminer le pourcentage de la matière

sèche (M.S.) estimé pour les cultivars Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares à 89,90±0,33 %;

86,04±1,04% ; 88,68±0,04 % et 89,46±0,20% respectivement.

IV.2. Polyphénols totaux

Les composés phénoliques peuvent être isolés facilement à partir d’un tissu végétal par

extraction avec des solvants organiques (Vermerris et Nicholson, 2006). Selon Ciulei

(1982), les composés contenus dans les différents extraits et qui peuvent être dissouts dans

les solvants polaires sont : les flavonoïdes et coumarines glycsoylés, les flavonoïdes sulfatés,

les acides phénols et les tanins.

Nous avons effectué des extractions dans des solvants polaires : eau, méthanol, acétone, à

polarité croissante : eau > méthanol > acétone. Avec des volumes différents et des

combinaisons différentes : M.E.A (7/7/6 : V/V/V) ; M 100% ; M.E (80/20 : V/V) ; A.E

(80/20 : V/V) ; M.A (50/50 : V/V)

Les polyphénols totaux ont été déterminés par la méthode spectrophotométrique de Folin

-Ciocalteu à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis (modèle Agilent Technologies cary 60 à

longueur d’onde 765 nm. Le contenu en polyphénols est évalué en mg EAG/100g MS.

La courbe d'étalonnage est effectuée par l’acide gallique à différentes concentrations (0,21-

0,15 -0,105 -0,075 -0,06 -0,045 -0,024 mg/ml) (Figure 28).

Figure 28: Courbe d'étalonnage des polyphénols totaux en mg EAG/100g de MS.

y = 10,67x - 0,016R² = 0,997

0

0,5

1

1,5

2

2,5

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25DO

(ab

sob

ance

s)

Concentrations d'acide gallique mg/ml


42

Dans le système méthanol-acétone-eau, les teneurs des polyphénols totaux des

cultivars Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 374 ,51±0,50 ;

188,96±7,49 ; 241,38±11,29; 309,74±1,83 mg EAG/100g MS (Figure 29 (a) ; et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs en PPT dans le système méthanol –acétone- eau est comme

suit : Tinacer > Aghares >Ahartane >Hmira. Les valeurs sont comprises de 188,96 à

374 ,51mg EAG/100g MS.

Dans le système méthanol, les teneurs des polyphénols totaux des cultivars Tinacer,

Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 190,90±4; 98,70 ±3,10; 112,99±4,30;

222,53±12,62mg EAG/100g MS (Figure 29 (b) ; et Tableau 19).

L’ordre décroissant dans le système méthanol est comme suit : Aghares >Tinacer >Ahartane

>Hmira. Les valeurs sont comprises de 98,70 à 222,53 mg EAG/100g MS.

Dans le système méthanol -eau, les teneurs des polyphénols totaux des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 268±1,24; 185,24±1,25;

130,10±2,04; 354,19±9,64 mg EAG/100g MS (Figure 29 (c) et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des PPT dans le système méthanol -eau est comme suit :

Aghares >Tinacer >Hmira >Ahartane. Les valeurs sont comprises de 130,10 à 354,19 mg

EAG/100g MS.

Dans le système acétone-eau, les teneurs des polyphénols totaux des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 592,38±6,74; 214,62±0,50;

92,91±19,87; 608,92±9,48mg EAG/100g MS (Figure 29 (d) ; et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des PPT dans le système acétone -eau est comme suit :

Aghares >Tinacer >Hmira>Ahartane. Les valeurs sont comprises de 92,91 à 608,92

EAG/100g MS.

Dans le système méthanol-acétone, les teneurs des polyphénols totaux des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 222,63 ; 114,38±3,95; 75,55±2,44

; 201,42±10,34 mg EAG/100g MS (Figure 29 (e) et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des PPT dans le système méthanol-acétone et comme suit :

Tinacer> Aghares >Hmira >Ahartane. Les valeurs sont comprises de 75,55 à 222 ,63 mg

EAG/100g MS.


43

Comparaison des teneurs des polyphénols totaux entre les différents systèmes de

solvants

Nous avons remarqué, que dans les deux systèmes d'extraction M.A.E et A.E les teneurs en

PPT sont les plus élevées en comparaison aux trois autres systèmes : M.E, M, M.A (Figure

29 et Tableau 17). Par ailleurs, en comparant les teneurs en PPT dans le système M.A.E et

A.E, nous remarquons que les teneurs sont plus élevées dans le système d’extraction A.E à

l'exception du cultivar Ahartane dont la teneur est plus élevée dans le système M.A.E

(Figure 30).

Figure 30: Comparaison entre les teneurs en polyphénols totaux des extraits méthanol-acétone-eau

et des extraits acétone-eau des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g de MS).

Nous avons comparé les teneurs des polyphénols totaux de nos extraits méthanoliques avec

d’autres extraits alcooliques ( méthanol et éthanol) d’autres cultivars de dattes algériennes, de

l’Iran et de l’Arabie Saoudite.

Les teneurs des polyphénols totaux dans les extraits méthanoliques des cultivars Tinacer et

Aghares sont respectivement de 190,89 et 222,41 mg EAG/100g MS plus élevées des teneurs

des cultivars Hmira et Ahartane respectivement de 98,69 et 112,98 mg EAG/100g MS.

Saleh et al., (2011) rapportent sur des extraits méthanoliques, des cultivars de dattes de

l’Arabie Saoudite Sukari et Khalas des teneurs de 222,7 et 106,06 mg EAG/100g d’extrait

respectivement. Des teneurs comprises de 290 et 845 mg EAG/100g MS ont été rapportées

dans des extraits éthanoliques de cultivars de dattes iraniennes (Sadeghi et al., 2015). Ben

Abbes, (2011) rapporte que l'extrait éthanolique de la variété algérienne Deglet Nour;

présente une teneur en PPT de 381.27 mg EAG/100g de MF respectivement.

0

200

400

600

800

Ti Hm Ah AgTen

eurs

en

Po

lyp

hén

ols

to

tau

x

(mg

EAG

/10

0g d

e M

S).

Cultivars de dattes

MAE

AE


44

Par ailleurs, nous remarquons que dans les deux systèmes d'extraction M et M.E (80/20), les

teneurs en PPT sont plus élevées dans le système M.E et cela dans les quatre variétés (Figure

31). En effet, l’extraction par le système de solvants M.E (80/20) a donné des teneurs plus

élevées en PPT comprises de 130,10±2,04 à 354,19±9,64 mg EAG /100 g MS alors que

dans le système de solvants composé de 100% de méthanol les teneurs sont comprises de

teneurs 98,70±3,10 à 222,53±12,62mg EAG / 100g MS. De nombreux travaux, ont rapporté

que les teneurs des PPT sont plus élevées quand le solvant organique est couplé avec de l'eau.

En effet de nombreux travaux ont démontré l’efficacité de l’extraction des composés

phénoliques par des mélanges de méthanol/eau ou d’acétone/eau (Daas-Amiour, 2009). Les

combinaisons de solvants tels que le méthanol, l’éthanol et l’acétone avec l’eau font

améliorer l’extraction des composés phénoliques glycosylés (Chirinos et al., 2007 ; Kim et

al., 2007 ; Spigno et al., 2007 ; Tabart et al., 2007) Aussi, de nombreux travaux rapportent

qu’un rapport de 70% de solvant organique au minimum est nécessaire pour inactiver les

polyphénols-oxydases, enzymes intervenant dans l’oxydation des polyphénols (Chirinos et

al., 2007).

Figure 31: Comparaison entre les teneurs en polyphénols totaux des extraits méthanol et des extraits

méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g de MS).

En comparant les 2 systèmes de solvants M.A.E et M.A, nous avons remarqué que pour

chaque variété, l’extraction par le M.A.E (7/7/6) a donné les teneurs les plus élevées en PPT

comprises de 188,96±7,49 à 374,51±0,50mg EAG /100 g MS alors que l’extraction par le

M.A (50/50) a donné des teneurs comprises de 114,38 à 222,63 mg EAG / 100g MS (Figure

32).

0

50

100

150

200

250

300

350

400

Ti Hm Ah Ag

Ten

eurs

en

Po

lyp

hén

ols

to

tau

x(m

g EA

G /

100g

de

MS)

.

Cultivars de dattes

M

ME


45


acétone-eau et des extraits méthanol-acétone des quatre cultivars étudiés (mg EAG /100g de

MS).

0

50

100

150

200

250

300

350

400

Ti Hm Ah AgTen

eurs

en

poly

ph

énols

tota

ux

(mg E

AG

/100g d

e M

S).

Cultivars de dattes

MAE

MA


46

Figure 29 : Teneurs en polyphénols totaux (mg EAG /100g de MS), des quatre cultivars étudiés, dans chaque et dans les cinq systèmes de solvants.

0

100

200

300

400

Ti Hm Ah Ag

374,51

188,96241,38

309,74T

en

eu

rs e

n P

oly

ph

én

ols

to

tau

x (m

g EA

G /

10

0g d

e

MS)

.

Cultivars de dattes

MAE

0

50

100

150

200

250

Ti Hm Ah Ag

190,90

98,70112,99

222,53

Ten

eurs

en

Po

lyp

hén

ols

to

tau

x (m

g EA

G /

100g

…

Cultivars de dattes

M

0

100

200

300

400

Ti Hm Ah Ag

268,27

185,24130,1

354,19

Ten

eurs

en

Po

lyp

hén

ols

to

tau

x (m

g EA

G /

100g

…

Cultivars de dattes

ME

0

500

1000

Ti

Hm Ah

Ag

592,38

214,6292,91

608,92

Te

ne

urs

en

P

oly

ph

én

ols

…

Cultivars de dattes

AE 0

100

200

300

Ti Ah

222,63114,3

775,55

201,39

Ten

eurs

en

P

oly

ph

éno

ls t

ota

ux …

Cultivars de dattes

MA0

500

1000

MAE M AE MA ME

Ten

eurs

en

P

oly

ph

éno

ls t

ota

ux

(mg

EAG

/10

0g d

e

MS)

.

Les cinq systémes de solvants

Ti

(d) : dans le système de solvants AE.

(a) dans le système de solvants MAE.

(b) : dans le système de solvant M (100%).

(c) : dans le système de solvant ME.

(d) : dans le système de solvants AE.

(c) : dans le système de solvant ME

(e ) : dans le système de solvants MA (f) : dans les cinq systèmes de solvants


47

En comparant les deux systèmes de solvants M.E et A.E, nous avons remarqué que les

teneurs en polyphénols sont les plus élevées dans le système A.E à l'exception du cultivar

Ahartane dont les teneurs sont plus élevées dans le système M.E. (tableau 19).

Par ailleurs, il est à noter que dans les cinq systèmes de solvants, les teneurs en PPT sont

plus élevées dans les dattes de consistance sèche: Tinacer et Aghares en comparaison aux

dattes de consistance molle, demi-molle: Hmira et Ahartane (Figure (f) ; Tableau 19). De

telles constatations ont été rapportées par les travaux de Biglari et al., (2008), qui

rapportent que la datte sèche est plus riche en polyphénols totaux que la datte molle et demi-

molle, ce qui est conforme aux résultats obtenus sur la variété Tinacer et Aghares qui

présente les teneurs en polyphénols totaux les plus élevées comme cela a été rapporté sur la

variété sèche Mech Degla (Daas-Amiour, 2009).

IV.3. Flavonoïdes

Le dosage des flavonoïdes a été effectué par la méthode colorimétrique au chlorure

d’aluminium (AlCl3). Les résultats obtenus sont exprimés en mg équivalent catéchine par 100

gramme de la matière végétale sèche (mg EC/ 100g) en utilisant l’équation de la régression

linéaire de la courbe d’étalonnage de la catéchine (Figure 33).

Figure 33: Courbe d'étalonnage des flavonoïdes en mg EC/100 g de MS.

Dans le système méthanol-acétone-eau, les teneurs des flavonoïdes des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 203,27±36,16; 93,39±8,51; 44,

04±5,66; 178,20 ±18,86 mg EC /100g de MS (Figure 34 (a) et Tableau 19).

y = 3,401x - 0,018R² = 0,994

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35 0,4

DO

(ab

sorb

ance

s)

concentration de catéchine mg/ml


48

L’ordre décroissant des teneurs des flavonoïdes dans le système méthanol –acétone- eau est

comme suit : Tinacer >Aghares >Hmira >Ahartane. Les valeurs sont comprises de 44,04 à

203,27mg EC/100g MS.

Dans le système méthanol, les teneurs flavonoïdes des cultivars Tinacer, Hmira,

Ahartane, Aghares sont respectivement de 93,27±1,32; 32,10±1,15 ; 24,05 ; 67,02±5,48mg

EC /100g de MS (Figure 34 (b) ; et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des flavonoïdes dans le système méthanol est comme suit :

Tinacer> Aghares> Hmira > Ahartane. Les valeurs sont comprises de 32,10 à 93,27mg

EC/100g MS.

Nous avons comparé nos résultats avec des travaux qui ont travaillé sur les dattes et qui ont utilisé

des solvants alcooliques (méthanol et éthanol) dont ceux de Chaira et al. (2009) qui rapportent une

teneur en flavonoïdes de 54.46 mg EQ/ 100g de MF pour l’extrait méthanolique de datte Deglet-Nour

alors que Ben Abbes, (2011) rapporte dans l'extrait éthanolique une teneur de 41,8 mg EQ/

100g de MF.

Dans le système méthanol -eau, les teneurs des flavonoïdes totaux des cultivars


34,93±3,06; 73,82±8,37mg EC /100g de MS (Figure 34 (c) ; et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des flavonoïdes dans le système méthanol -eau est comme

suit : Tinacer > Aghares>Hmira >Ahartane. Les valeurs sont comprises de 34,93 à 116,15mg

EC/100g MS.

Dans le système acétone-eau, les teneurs des flavonoïdes totaux des cultivars


23,26±0,10; 283,67±11,66mg EC /100g de MS (Figure 34 (d), et Tableau 19).

L’ordre décroissant des teneurs des flavonoïdes dans le système acétone-eau est comme

suit : Tinacer >Aghare s>Hmira >Ahartane. Les valeurs sont comprises de 23,2 à 475,12 mg

EC/100g MS.

Dans le système méthanol-acétone, les teneurs des flavonoïdes des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 141,34 ±2,91 ; 30,34±7,22;

30,89±6,01; 89,57±5,34mg EC /100g de MS (Figure 34 (e); et Tableau 19).


49

L’ordre décroissant des teneurs des flavonoïdes dans le système méthanol-acétone est

comme suit : Tinacer >Aghares>Ahartane> Hmira. Les valeurs sont comprises de 30,34 à

141,34 mg EC/100g MS.

Comparaison des teneurs des flavonoïdes entre les différents systèmes de solvants

Nous avons remarqué que dans les deux systèmes de solvants M.A.E et A.E, les teneurs en

flavonoïdes sont plus élevées en comparaison aux trois autres systèmes (Figure 35 et Tableau

19). En comparant les teneurs en flavonoïdes dans le système M.A.E et A.E, nous

remarquons que les teneurs sont plus élevées dans le solvant A.E pour les variétés de

consistance sèche Tinacer et Aghares à l'exception de la variété Ahartane et Hmira dont les

teneurs sont plus élevées dans le système M.A.E (Figure 35).

Figure 35: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes des extraits méthanol-acétone-eau

et des extraits acétone-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de MS).

Par ailleurs, nous remarquons que dans les deux systèmes d'extraction M et M.E (80/20), les

teneurs en flavonoïdes sont plus élevées dans le système M.E et cela dans les quatre variétés

(Figure 36). En effet, l’extraction par M.E (80/20) a donné des teneurs plus élèves en

flavonoïdes comprises de 34,93±3,06 à 116,15±2,50 mg EC/100 g MS comme c’est le cas

dans les polyphénols totaux.

0

100

200

300

400

500

Ti Hm Ah Ag

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es

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EC /

100g

de

MS)

Cultivars de dattes

MAE

AE


50

Figure 34 : Teneurs en flavonoïdes (mg EC /100g de MS), des quatre cultivars étudiés, dans chaque et

dans les cinq systèmes de solvants.

050

100150200250

Ti Hm Ah Ag

203,27

93,3944,04

178,2

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es(m

g EC

/10

0g d

e M

S).

Cultivars de dattes.

MEA

0

50

100

Ti Ah

93,29

32,1024,05

67,02

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es(m

g EC

/10

0g

de

MS)

.

Cultivars de dattes.

M

0

50

100

150

Ti Hm Ah Ag

116,15

57,2934,93

73,82

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es

(mg

EC /

100g

de

MS)

Cultivars de dattes

ME

0

200

400

600

Ti Hm Ah Ag

475,12

80,3523,26

283,67

Ten

eu

rs e

n f

lavo

no

ïdes

( m

g EC

/10

0g d

e M

S)

Cultivars de dattes

AE0

50

100

150

Ti

Hm Ah

Ag

141,34

30,3430,89

89,57

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es

(mg

EC /

100g

de

MS)

Cultivars de dattes

MA

MAE M AE MA ME

Ten

eurs

en

fl

avo

no

ides

(m

g EC

/100

g d

e M

S)

Les cinq systémes de solvants

Ti

Hm

Ah

Ag

(a) : dans le système de solvants MAE.

(b) : dans le système de solvant M (100%).

(d) : dans le système de solvant AE.

(f) : dans les cinq systèmes de solvants.

(c) : dans le système de solvants ME

(e ) : dans le système de solvants MA.

(f) : dans les cinq systèmes de solvants


51

Figure 36: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes des extraits méthanol et des extraits

méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de MS).

En comparant les 2 systèmes d’extraction M.A.E et M.A, nous avons remarqué que pour

les quatre variétés, l’extraction par le MAE (7/7/6) a donné les teneurs les plus élevées en

flavonoïdes comprises de 44,04±5,66 à 203 ,27±36,16mg EC /100 g MS alors que

l’extraction par le M.A (50/50) a donné des teneurs comprises de 30,34±7,22 à

141 ,34±2,91mg EC / 100g MS (Figure 37) comme c’est le cas des polyphénols totaux.

Figure 37: Comparaison entre les teneurs en flavonoïdes des extraits méthanol-acétone-eau et des

extraits méthanol-acétone des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de MS).

IV.4. Tanins condensés

Daas-Amiour (2009) rapporte que la majorité des composés phénoliques trouvés dans la

datte, notamment les tanins condensés sont de nature polaire.

Le dosage des tanins condensés a été effectué par la méthode colorimétrique à la vanilline.

Les résultats obtenus sont exprimés en mg équivalent catéchine par 100 gramme de la matière

0

20

40

60

80

100

120

Ti Hm Ah AgTen

eurs

en

fla

von

oïd

es

(mg

EC /

100g

de

MS)

Cultivars de dattes

M

ME

0

50

100

150

200

250

Ti Hm Ah Ag

141,34

30,35 30,88

89,53

Ten

eurs

en

fla

von

oïd

es

(mg

EC /

100g

de

MS)

Cultivars de dattes

MAE

MA


52

végétale sèche (mg EC/ 100g) en utilisant l’équation de la régression linéaire de la courbe

d’étalonnage de la catéchine (Figure 38).

Figure 38: Courbe d’étalonnage des tanins condensés en mg EC/100g de MS.

Dans le système méthanol-acétone-eau, les teneurs des tanins condensés des

cultivars Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 275,40; 161 ,55 ; 77,19

et 148,66 mg EC /100g de MS (Figure 39). Les valeurs sont comprises de 77,19 à 275,40 mg

EC/100g MS.

Figure 39: Teneurs en tanins condensés des extraits méthanol- acétone-eau des quatre cultivars de

dattes étudiés en mg EC /100g de MS.

Dans le système méthanol-eau, les teneurs des tanins condensés des cultivars

Tinacer, Hmira, Ahartane, Aghares sont respectivement de 121,77 ; 139,01 ; 92,35 et 109,79

mg EC /100g de MS (Figure 40). Les valeurs sont comprises de 92,35 à 139,01 mg EC/100g

MS.

y = 0,587x - 0,028R² = 0,987

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

DO

(ab

sorb

an

ces)

concentration de catéchine mg/ml

0

100

200

300

Ten

eurs

en

tan

ins

con

den

sés

(m

g EC

/10

0g d

e M

S)

Cultivars de dattes

MAE


53

Figure 40: Teneurs en tanins condensés des extraits méthanol -eau des quatre cultivars de dattes

étudiés en mg EC /100g de MS.

3.1-Comparaison des teneurs des teneurs des tanins entre les différents systèmes de

solvants

Nos résultats démontrent que dans les extraits méthanol-acétone-eau, les teneurs des tanins

condensés sont plus élevées que celles des extraits méthanol-eau et cela dans les trois

cultivars de dattes à l’exception du cultivar Ahartane (Figure 41 ; et Tableau 18).

Figure 41: Comparaison entre les teneurs en tanins condensés des extraits méthanol-acétone-eau et

des extraits méthanol-eau des quatre cultivars étudiés (mg EC/100g de MS).

Par ailleurs, il est à noter que les teneurs en tanins condensés des quatre variétés de dattes se

révèlent nettement plus élevées que celles des flavonoïdes extraits dans les même systèmes

de solvants et cela dans les deux systèmes d’extraction M.A.E et M.E à l’exception du

cultivar Aghares.

020406080

100120140

Te

ne

ur

en

ta

nin

s co

nd

en

sés

(

mg

EC/1

00g

de

MS

)

Cultivars de dattes

ME

0

50

100

150

200

250

300

Te

ne

ur

en

ta

nin

s co

nd

en

sés

(

mg

EC

/1

00

g d

e M

S )

Cultivars de dattes

MAE

ME


54

Des travaux rapportent que les dattes mures contiennent des taux significatifs de

proanthocyanidines (Lewei et al., 2004 ; Hong et al., 2006) ce qui est en accord avec nos

résultats où les tanins condensés présentent des proportions plus élevées par rapport aux

flavonoïdes pour les cultivars Tinacer, Hmira et Ahartane dans les deux systèmes

d’extraction (Tableau 18).

Tableau18 : Teneurs des polyphénols totaux (mg EAG/100g MS), flavonoïdes et tanins condensés

(EC/100g de MS) dans les extraits méthanol-acétone-eau et méthanol-eau.

Cultivars

Systèmes


M/A/E Polyphénols totaux 374 ,51 188,96 241,38 309,83

Flavonoïdes 203 ,27 93,39 44,04 178,20

Tanins condensés 275,40 161,553 77,19 148,66

M/E Polyphénols totaux 287,99 185,22 130,10 354

Flavonoïdes 116,15 57,29 34,93 73,82

Tanins condensés 121,77 139,01 92,35 109,79

Tableau 19 : Tableau récapitulatif des teneurs en polyphénols totaux (mg EAG/100g MS) et en

flavonoïdes (mg EC/100g de MS) dans les cinq systèmes de solvants.

Cultivars

Systèmes


M/A/E

(7/7/6:

V/V/V)

Polyphénols totaux 374 ,51±0,50 188,96±7,49 241,38±11,29 309,74±1,83

Flavonoïdes 203 ,27±36,16 93,39±8,51 44,04±5,66 178,20±18,86

M

100%

Polyphénols totaux 190, 90±4 98,70±3,10 112,99±4,30 222,53±12,62

Flavonoïdes 93,27±1,32 32,10±1,15 24,05 67,02±5,48

M/E

(80/20: V/V)

Polyphénols totaux 268±1,24 185,24±1,25 130,10±2,04 354,19±9,64

Flavonoïdes 116,15±2,50 57,29±0,35 34,93±3,06 73,82±8,37

A/E

(80/20: V/V)

Polyphénols totaux 592,38±6,74 214,62±0,50 92,91±19,87 608,92±9,48

Flavonoïdes 475,12±56,53 80,35±9,30 23,26±0,10 283,67±11,66

M/A

(50/50: V/V)

Polyphénols totaux 222 ,63 114,38±3,95 75,55±2,44 201,42±10,34

Flavonoïdes 141,34±2,91 30,34±7,22 30,89±6,01 89,57±5,34


55

Conclusion

Nos résultats démontrent que les teneurs en polyphénols totaux varient d’un système

d’extraction à un autre. En effet, Lee et al., (2003) et Spigno et al., (2007) rapportent que les

teneurs en composés phénoliques varient selon la méthode d’extraction (type et volume de

solvants utilisés), le temps d’extraction et les dimensions des particules d’échantillon (Nazck

et Shahidi, 2004). Elles varient également selon la méthode de quantification.

Nos résultats démontrent que dans un même système de solvants , la teneur en composés

phénoliques varie d’un cultivar de datte à un autre impliquant probablement le facteur

variétal ce qui a été rapporté par Macheix et al., (1990).

De nombreux travaux rapportent que la teneur des métabolites secondaires en autre les

polyphénols varient selon certains paramètres pendant la croissance de la plante tels que : la

salinité ; la sécheresse et l’exposition solaire qui agissent sur la biosynthèse des métabolites

secondaires (Falleh et al., 2008). Par ailleurs, Al Farsi et al. (2007) rapportent que la

différence de la teneur en composés phénoliques des dattes est due à plusieurs facteurs: les

conditions de croissance, la saison de maturité, l’origine géographique, la fertilité du sol.

Macheix et al., (1990), rapportent que la concentration des polyphénols est très variable

d'une espèce à une autre et diminue régulièrement durant la maturation ainsi que la période de

récolte et le stockage par différentes voies du brunissement.

Conclusion

Conclusion

Conclusion/Perspectives La biodiversité du palmier dattier des oasis d’Adrar, est en perpétuelle érosion suite à

nombreux stress biotiques et abiotiques. L’extraction des composés polyphénoliques reste

une perspective prometteuse pour valoriser ce patrimoine marginalisé et méconnu.

Dans ce contexte, nous avons mené une étude pour quantifier les composés

phénoliques en procédant à des extractions dans des systèmes de solvants différents et de

doser quantitativement les polyphénols totaux, les flavonoïdes et les tanins condensés.

Les teneurs des polyphénols totaux, des flavonoïdes et des tanins condensés varient d’un

système de solvants à un autre.

Nos résultats qui concordent avec de nombreux travaux, démontrent que :

les extraits obtenus avec des solvants mixtes tels que le mélange méthanol-eau sont plus

riches en polyphénols totaux comparés à ceux obtenus par des solvants purs (méthanol)

ce qui concorde avec de nombreux travaux qui confirment que la combinaison du solvant

organique avec l’eau augmente la solubilité des polyphénols ;

dans un même système de solvants, la teneur en composés phénoliques varie d’un cultivar

de datte à un autre impliquant probablement le facteur variétal;

les dattes de consistance sèches sont plus riches en polyphénols totaux dans les cinq

systèmes de solvants comparées aux dattes de consistance molle à demi-molle ;

les dattes contiennent des quantités importantes en tanins condensés.

Par sa richesse en composés phénoliques, la datte est une source intéressante en molécules

bioactives. En perspectives, il serait intéressant de procéder à des extractions sélectives des

flavonoïdes et des tanins condensés et de déterminer le profil des extraits obtenus par des

techniques plus performantes telles que la chromatographie en phase liquide à haute

performance (HPLC). Et de poursuive les travaux par l’évaluation du pouvoir antioxydant,

antibactérien et antifongique des extraits obtenus dans une perspective de valorisation en

ajoutant une valeur ajoutée aux dattes locales d’Adrar de faible valeur marchande.

Référence

bibliographique

Référence bibliographique

Abderrazak M. et Joël R. (2007). La botanique de A à Z. Ed. Dunod. Paris. 177p.

Acourene S., Buelguedj M., Tama M. et Taleb B. (2001). Caractérisation, évaluation de la

qualité de la datte et identification des cultivars rares de palmier dattier de la région des

Ziban. Revue Recherche Agronomique, N° 8, Ed. INRAA, pp19-39.

Adaika M. et Ramdani B. (2015). Optimisation des conditions d'extraction des composés

phénoliques par ultrason des feuilles de phoenix dactylifera L. Mémoire de Master en Génie

des Procédés de Génie chimique. Université Echahid Hamma Lakhdar El Oued, Algérie.

Al Farsi M., Alasalvar C., Morris A., Baron M. and Shahidi F. (2005).Compositional

and sensory characteristics of three native sun-dried date (Phoenix dactylifera L.) varieties

grown in Oman. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 7586–7591.

Al-Farsi M, Morris A. and Barron M. (2007). Functional properties of Omani Dates

(Phoenix dactylifera L.). Acta. Hort. 736: 479- 487.

Al-Farsi M., Alasalvar C., Al-Abid M., Al-Shoaily K., Al-Amry M. and Al-Rawahy F.,

(2007). Compositional and functional characteristics of dates, syrups, and their by-products.

Food Chem., 104: 943–947.

Alibert J., Ranjeva R. et Boudet M A. (1977). Organisation subcellulaire des voies de

synthèses des composés phénoliques. Physiol. Veg. 15: 279-301.

Al-Shahib W. et Marshall R. J. (2003). The fruit of the date palm: its possible use as the

best food for the future. Int. J. Food Sci. Nutr. 54 : 247-259.

Amellal - Chibane H. (2008). Aptitude technologique de quelque variétés communes de

dattes: Formulation d'un Yaourt naturellement sucré et aromatisé. Thèse de Doctorat,

Université de Boumerdes , Algérie. 164 p.

Audigié C. L., Figarelle J. et Zons Z. (1980). Manipulation d’analyses biochimiques. Ed.

Doin. pp. 88-97, Paris.

Ardestani A. et Yazdanparast R. (2007). Inhibitory effects of ethyl acetate extract of

Teucriumpoliumonin vitro protein glycoxidation. Food and Chemical Toxicology. 45, 2402–

2411.

Aron P. M. (2007). Composition of Flavonoid Phenolic Polymers Isolated from red wine

during maceration and significance of flavan-3-ols in foods pertaining to biological activity.

Thèse de Master. Oregon State University. 194 p.

Awika J.M. and Rooney,.W. (2004). Sorghum phytochemicals and their potential aspects

on human health. J. Agric. Food. Chem, 52: 4388, 2004.

Babar A. M., Hahn, E.J.et Paek K.Y. (2007). Methyl Jasmonate and Salicylic Acid Induced

Oxidative Stress and Accumulation of Phenolics in Panax ginseng Bioreactor Root

Suspension Cultures. Molecules. 12: 607-621.


Babahani S. (2010). La recherche sur le palmier dattier au département des sciences

agronomiques d'Ouargla: situation et perspectives. Procceding du Workshop sur

l’Agriculture Saharienne : Enjeux et Perspectives.

Bahorun, T. (1997). Substances Naturelles actives.La flore Mauricienne .une source

d’approvisionnement potentielle. Food and Agricultural Research council Mauritias, p 83-

94.

Barreveld W. H. (1993). Date palm products. Agriculture Services bulletin n°101.

FAO Food and Agriculture Organisation of the United Nation. Rome 1993.

Belguedj M. (2001). Caractéristiques des cultivars de dattes dans les palmeraies du Sud-Est

Algérien. Revue INRAA, N° 11, El-Harrach, Algérie. 289 p.

Belguedj N. (2014). Préparations alimentaires à base de dattes en Algérie : Description et

diagrammes de fabrication, Mémoire de Magister, Université Constantine, Algérie.183p.

Bellebcir L. (2008). Etude des composés phénoliques en tant Que marqueurs de biodiversité

chez les céréales. Mémoire de Magister en Biodiversité et production végétale, Université

Constantine, Algérie. 74p.

Ben Abbes Farah. (2011). Etude de quelques propriétés chimiques et biologiques d’extraits

de dattes « Phoenix dactylifera L. ». Mémoire de Magister en Génie des procédés

pharmaceutiques, Université Ferhat Abbas-Sétif, Algérie,79 p.

Benahmed D. A. (2007). Etude et optimisation d'un processus de fabrication

Benchabane A. (1996). Rapport de synthèse de l’atelier "Technologie et qualité de la datte".

In Options méditerranéennes, série A, N° 28. Séminaires méditerranéens. Ed. IAM,

Zaragoza, Spain, pp 205-210.

Benchabane A. (2007).Composition biochimique de la datte (Deglet-Nour) évolution en

fonction de la maturation et formation de la couleur et des aromes. Thèse de doctorat. Institut

national agronomique El-Harrach, Algérie.122p.

Benchelah A.-C. et Maka M. (2008). Les Dattes, intérêt et nutrition. Phytothérapie

(ethnobotanique) Springer, vol N°6, pp. 117 -121.

Bensaada K. (2015).Etude du développement et architecture racinaire de plantules de

palmier dattier sous stress salin. Mémoire de magister. Université d'Oran 1 Ahmed Ben

Bella,Algérie, 68 p.

Besbes S., Drira L., Blecker K., Deroanne C. and Hamadi A. (2009). Adding value to hard

date (Phoenix dactylifera L.): compositional, functional and sensory characteristics of date

jam. J. Food. Chem. 112: 406-411.

Biglari F., Alkarkhi A. F. M. et Easa A. M. (2008). Antioxidant activity and phenolic content of various date palm (Phoenix dactylifera) fruits form Iran. Food Chem., 107, 1636-

1641.


Boudrar C., Bouzid L.et Nait larbi H. (1997). Etude des fractions minérale et glucidique de

la datte Deglet-Nour au cours de la maturation. Mémoire d’Ingénieur, INA. El –Harrach,

Algérie, 60 p.

Bouguedoura N. (1991). Connaissance de la morphogenèse du palmier dattier. Etude in situ

et in vitro du développement morphogénétique des appareils végétatifs et reproducteurs.

Mémoire de doctorat. U.S.T.H.B, Algérie, 201 p.

Boukhiar A. (2009). Analyse du processus traditionnel d’obtention du vinaigre de dattes tel

qu’appliqué au sud algérien : essai d’optimisation. Mémoire de Magister, Université de

Boumerdes, Algérie, 102 p.

Bousdira k. (2007).Contribution à la connaissance de la biodiversité du palmier dattier pour

une meilleure gestion et une valorisation de la biomasse: caractérisation mophologique et

biochimique des dattes des cultivars les plus connus de la région du Mzab, classification et

évaluation de la qualité, Mémoire de Magister, Université de Boumèrdes, Algérie, 149 p.

Bravo L. (1998). "Polyphenols: Chemistry, dietary sources, metabolism, and nutritional

significance." Nutrition Reviews 56(11): 317-333.

Brune M., Hallberg L. and Skanberg A.B. (1991). Determination of iron-binding phenolic

groups in foods. J. Food Sci, 56: 128–131-167.

Bruneton J. (1999). Pharmacognosie, phytochimie, plantes médicinales, 3ème édition.

Médicales Internationales-Tec et Doc. Paris, pp 370-401.

Calabrese G. (2003). Valeur nutritionnelle des raisins de table. Bult Off .Inter.Vin. 862-864

p.

Catalano L., Franco I., De Nobili M., and Eita L. (1999). Polyphenols in olive mill

wastewaters and their depuration plant effluents: a comparison of the Folin-Ciocalteau and

HPLC methods. Agrochimica, 43, Pp. 193-205. IN: Nassif, D. (2004).Valorisation des

polyphenols extraits des margines en tantqu’antioxydants naturels dans les huiles végétales.

Mémoire DEA, INRA, France.

Chaira N., Smaali, M I., Martinez-Tomé M., Mrabet, A., Murcia, M. A. and Ferchichi,

A. (2009). Simple phenolic composition, flavonoid contents and antioxidant capacities in

water–methanol extracts of Tunisian common date cultivars (Phoenix dactylifera L.). Inter. J.

Food Sci. Nutr. 60: 316−329.

Chetto A., Harrak H.et Elhachami N. (2005). Le marketing des dattes au Maroc. Editions

INRA, Maroc 2005.

Cheynier V. (2005). Dietary polyphenols and health: Proceedings of the 1st international

conference on polyphenols and health. Am. J. Clinic. Nutr. 81 (1): 223-229.

Chiremba C., Taylor J.R.N., Rooney L.W. and Beta T.(2012).Phenolicacid content of

sorghum and maize cultivars varying in hardness. Food Chem. 134, 81–88.


Chirinos R., Rogez H., Campos D., Pedreschi R. et Larondelle Y. (2007). Optimisation of

extraction conditions of antioxidant phenolic compounds from mashua (Tropaeolum

tuberosum Ruz & Pavn) tubers. Journal of Separation and Purification Technology, Vol. 55,

pp 217-225.

Chung, K.-T., Wong T. Y., et al.(1998). "Tannins and human health: a review." Food Sci.,

Nutr. 38(6): 421-464.

Ciulei J. (1982). Methodology for analysis of vegetable drugs. Ed. Ministry of Chemical

Industry. Romania. 67 p.

Cleveland M. (1932). Mineral composition of dates. Journal of Food Engineering, 4:

267268.

Cook J.A., Furr J.R. (1952). Sugars in the fruits of soft, semi-dry and dry commercial date

varieties. Date Grower’s Institute Report, 29, pp. 3-4.

Daas Amiour S. (2009). Etude quantitative des composes phénoliques des extraits de trois

variétés de dattes (phœnix dactylifera L.) et évaluation in vitro de leur activité biologique.

Mémoire de Magister en Génie des procédés pharmaceutiques Université El-Hadj Lakhdar

,Batna, Algérie,159 p.

Daayf F., El Bellaj M.,El Hassni M.,Jaiti F. and El Hadrami I .(2003).Elicitation of

soluble phenolics in date palm (Phoenix dactylifera) callus by Fusarium oxsyporum f.sp.

albidnis .Environ.Experiment.Botany.49 :41-47.

Dacosta Y. (2003). Les phyto-nutriments bioactifs. Editions Yves Dacosta. Paris, 317p.

Daher Meraneh A. (2010). Détermination du sexe chez le palmier dattier: approches histo-

cytologiques et moléculaires. Thèse de doctorat, Université de Monpellier, France.

Djerbi M. (1994). Précis de phéniculture. F.A.O, Rome. p 191.

Djouab A. (2006). Préparation et incorporation dans la margarine d'un extrait de dattes des

variétés séches. Mémoire de Magister, Université de Boumèrdes Algérie,151p.

Djouab A., (2007). Contribution à l’identification des constituants mineurs de la datte Mech-

Degla. Essai de valorisation par incorporation dans une recette de margarine allégée.

Mémoire de Magister. option génie alimentaire, Université de Boumerdès,24 p.

Drużyńska B., Stepniewska A. et Wolosiak R. (2007). The influence of time and type of

solvent on efficiency of the extraction of polyphenols from green tea and antioxidant

properties obtained extracts. Acta Sci. Pol., Technol. Aliment., Vol. 6, pp 27-36.

Dubois G.E., Grosby G.A. and Saffron P. (1977). Non nutritive Sweeteners: Taste structure

relationships with for some new simple dihydrochalcones. Science, 195: 397 - 399.

Dowson H. W. Aten A. (1963). Récolte et conditionnement des dattes. Ed. FAO. Rome,

398 p.

El Gharras, H. (2009). Polyphenols: Food sources, properties and applications. A review.

International Journal of Food Science and Technology 44(12): 2512-2518.


El Hadrami, A., El Idriss, T., El Hassni, M., Daayf, F., El Hadrami I. (2005). Toxin-

based invitro selection and its potential application to date palm for resistance to the bayoud

Fusarium wilt. C. R. Biologie 328, pp. 732-744.

Espiard E. (2002). Introduction à la transformation industrielle des fruits. Ed. Tech et Doc

Lavoisier, pp147-155.

Estanove P. (1990). Note technique : Valorisation de la datte. In Options méditerranéennes,

série A, N°11. Systèmes agricoles oasiens. Ed. Ciheam. pp 301-318.

F.A.O, 2008: http://www.fao stat.org.

Favier J.C., Ireland R.J., Laussucq C. et Feinberg M. (1993). Répertoire général des

aliments. Table de composition des fruits exotiques, fruits de cueillette d’Afrique. Tome III.

Ed. ORSTOM , Lavoisier, INRA. 27-28 p.

Favier J.C., Ireland R.J., Toque C. et Feinberg M. (1995). Répertoire général des

aliments. Ed. Tec et Doc-Lavoisier, INRA , 897 p.

Falleh, H., Ksouri, R., Chaieb, K., Karray- Bouraoui, N., Trabelsi, N., Boulaaba, M., et

Abdelly, C. (2008). Phenolic composition of Cynara cardunculus L., organs, and their

biological activities, C. R. Biologies, (331): 372-379 pp.

FAO. (2007).Date palm production. www.fao.org/docrep/t0681E//t0681E00.htm.

Folin O. and Ciocalteu V. (1927). On tyrosine and tryptophane determination in proteins.

Journal of Biological Chemistry, 27, 627–650

Ghestem A., Seguin E., Paris M.et Orecchioni A. M.(2001). Le préparateur en pharmacie.

Ed. Médicales Internationales. Paris, pp 108-119.

Gilles P. (2000). Cultiver le palmier-dattier. Ed, CIRAD, p: 20-110.

Gomez-Caravaca A.M., Gomez-Romero M., Arraez-Roman D., Segura-Carretero A. et

Fernandez-Gutierrez A.(2006). Advances in the analysis of phenolic compounds in

products derived from bees. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 41: 1220-

1234.

Guignard J.L. ( 2000). Biochimie végétal. 2ème

.Ed. Dunod. 188 p.

Häkkinen S. (2000). Flavonols and phenolic acids in berries and berry products. Mémoire de

doctorat, KUOPIO, Finlande, 93 p.

Hadi M. (2004). La quercétine et ses dérivés: molécules à caractères pro -oxydants ou

capteurs de radicaux libres; études et applications thérapeutiques. Mémoire de doctorat,

Option Pharmaco chimie, Université Louis Pasteur, Strasbourg,155 p.

Hagerman A.E. (2002). Tannin handbook. 2eme

.Ed. Miami University. Oxford, USA. 116 p.

Hannachi S., Khitri D., Benkhalifa A. et Brac de Perrière R.A. (1998). Inventaire variétal

de la palmeraie algérienne. Ed. Anep. Rouiba, Algérie. 225 p.

Harborne J.B. (1967). Comparative biochemistry of the flavonoïdes. INC (London).

Academic Press.

http://www.fao/


Harborne J.B. (1980). Secondary Plant Products. Encyclopedia of Plant Physiology, Vol

8,Bell EA, Charlwood BV, eds, Springer-Verlag, Berlin, 1980, pp.329-402. In: Les composés

phénoliques des végétaux : un exemple de métabolites secondaires

d'importance économique.

Hartmann T., (2007). From waste products to ecochemicals: Fifty years Research of plant

secondary metabolite. Phytochemistry, 69, 2831-46.

Heimler D.,Vignolini P.,Giulia Dini M., Francesco Vincieri F.et Ramani A. (2006).

Antiradical activity and polyphenol compositin of local Brassicaceae edible varieties. Food

chemistry,99:464-469.

Heller R., Esnault R., et Delance C. (1998). physiologie végétale 1-nutrition 6éme édition.

Dunod. Paris, Pp 289-288.

Henk J., Zwir E. et Rik L. (2003). Caroténoïdes et flavonoïdes contre le stress oxydatif.

Arômes Ingrédients Additifs. 44: 42-45.

Hmamouchi M. (1997). Plantes Alimentaires, Aromatiques, Condimentaires, Médicinales

et Toxiques Au Maroc. Université Mohammed V.

Hodgson J. M.,Croft K.D. (2010).Tea flavonoids and cardiovascular health. Molecular

Aspects of Medicine, 31: 495–502.

Hong Y. J., Tomas-Barberan F. A., Kader A. A. and Mitchell, A. E. (2006). The

flavonoid glycosides and procyanidin composition of Deglet Noor dates (Phoenix

dactylifera). J. Agric .food chem.54: 2405-2411.

Hooper L. et Cassidy A. (2006). A review of health care potential of bioactive compounds.

Journal of the Science of Food and Agriculture, Vol. 86, pp 1805-1813.

Imad A., Ahmed A. W. and Ahmed K. (1995).Chemical composition of date varieties as

influenced by the stage of ripening. Food Chemistry .54, 305-309.

IPGRI/ INRA: Algérie, Maroc et Tunisie/FEM/PNUD. (2005). Descripteur du palmier

dattier (Phœnix Dactylifera L.).

Khanbabaee K. and Van-Ree T. (2001). Tannins: Classification and Définition. Nat.

Product Reports, 16: 641-649.

Kendri S. (1999). Caractéristiques biochimiques de la biomasse "Saccharomyces cerevisiae"

produite à partir des dattes "Variété Ghars". Mémoire d’Ingénierat, Département

d’agronomie, Batna, Algérie, 51 p.

Khalil K.E., Abd-El-Bari M.S, Hafiz .N.E. and Ahmed E.Y. (2002). Production,

evaluation and utilization of date syrup Concentrate (Dibis). Egypt. J. Food Sci, 30(2): 179-

203.

Kim J.-M., CHANG S.-M., Kim I.-H., Kim Y.-E., Hwang J.-H., Kim K.-S. et Kim W.-S.

(2007). Design of optimal solvent for extraction of bio-active ingredients from mulberry

leaves. Biochemical Engineering Journal, vol. 37: 271-278.


Lebham. (2005). Mémoire du Laboratoire d'Ecophysiologie et de Biotechnologie des

Halophytes et des Algues au sein de l'Institut Universitaire Européen de la Mer (IUEM)

Université de Bretagne Occidentale (UBO).

Lee-Huang S., Zhang L., Huang PL., Chang YT. et Huang, PL. (2003).Anti-HIV activity

of olive leaf extract(OLE) and modulation of host cell gene expression by HIV-1 infection

and OLE treatment. Biochemistry and Biophysic Research Commun. 307: 1029-1037.

Lewei G., Kelm M A., Hammerstone J. F., Beecher G., Holden J., Haytowitz D.,

Gebhardt S. et Prior R. L. (2004). Concentrations of Proanthocyanidins in common

foods and estimations of normal consumption. Nutr. 134: 613–617.

Liyana-Pathirana C. M. and Shahidi F. (2006). Importance of insoluble-bound

phenolics to antioxidant properties of wheat. Journal of Agricultural And Food

Chemistry, 54: 1256–1264.

Lugasi A., Hovari J., Sagi, K V. and Biro L. (2003). The role of antioxidant phytonutrients

in the prevention of diseases. Acta Biologica Szegedientsis,1-4: 119-125.

Lutge U., Kluge M. et Bauer G. (2002). Botanique 3 Ed: Technique et documentation.

Lavoisier. Paris. 211 p.

Macheix J.J., Fleriet A et Christian A. (2005). Les composés phénoliques des végetaux :

un exemple de metabolites secondaire d'importance économique. PPTUR Lausane.

Manallah A. (2012). Activités antioxydante et anticoagulante des polyphénols de la pulpe

d’olive Olea europaea L. Mémoire de Magister en Biochimie, Université Ferhat Abbas, Sétif,

Algérie, 87 p.

Mansouri A., Guendez E., Kokkalou E. and Kefalas P. (2005). Phenolic profile and

antioxidant activity of Algerian ripe date palm (Phoenix dactylifera).Food.Chem.89:411-420.

Marfak A. (2003). Radiolyse gamma des flavonoïdes. Etude de leur réactivité avec les

radicaux issus des alcools : formation de depsides. Thèse de doctorat, Université de Limoges,

220 p.

Masmoudi N. (2000). Essai de production de biomasse "Saccharomyces cerevisiae" à partir

des dattes "Ghars". Mémoire d’Ingénieur, Département d’Agronomie, Batna, Algérie,52 p.

Matallah S. (1970). Contribution à la valorisation de la date Algérienne. Institut National

d’Agronomie INA, El-Harrach, Algérie,121p.

Matallah M. (2004). Contribution à l’étude de la conservation des dates variété Deglet -Nour

: Isotherme d’adsorption et de désorption. Mémoire d’Ingénierat, INA, El-Harrach, Algérie,

79 p.

Mazoyer M. (2002).Le monde agricole au XXIéme

siècle. Larousse agricole, Ed. Mathilde

majorel, p 224.


Morand C.1, Milenkovic D.1. (2014). Polyphénols et santé vasculaire: mise en évidence du

rôle direct des polyphénols dans les effets bénéfiques des agrumes dans la protection

vasculaire. Centre de Recherche Clermont-Ferrand, Theix, CRNH d’Auvergne, France.

Morelle J. (2003). L’oxydation des aliments et la santé. Ed. Nouvelle Imprimerie Laballery,

Paris. 250 p.

Munier P. (1973):Le palmier-Dattier. Ed. Maisonneuve, Paris, P: 19-221.

Nazck M. et Shahidi F. (2004). Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of

Chromatography A, Vol. 1054, pp 95-111.

Naczk M.and Shahidi F. (2006). Phenolics in cereals, fruits and vegetables: Occurrence,

extraction and analysis. J. Pharm. and Biomed. Anal. 43(2):798.

Noui Y. (2001). L’optimisation de la production de la biomasse « saccharomyces cerevisae»

cultivé sur un extrait de datte. Mémoire d’ingénieur. Département d’Agronomie, Batna, 62p.

Noui Y. (2007). Caractérisation physico – chimique comparative des deux principaux tissus

constitutifs de la pulpe de datte Mech – Degla. Mémoire de Magister, Université de

Boumèrdes, Algérie.62 p.

Perret C. (2001). Analyse de tanins inhibiteurs de la stilbène oxydase produite par Botrytis

cinerea. Thèse de doctorat .Université de Neuchâtel, 184 p.

Peterson, D.M. (2001). Oat antioxydants.J.Cereal Sci 33: 115, In Phenolic compound in

cereal grains and their health benefits: Dykes, L ; Rooney, L W. 2007. Texas A&M

university college station TX. PDF.

Porter L. J., Hirtstich L. N., Chang B. G. (1986). The conversion of procyanidins and pro-

delphinidins to cyanidins and delphinidins. Phytochemistry, 25 (1), 223-230.

Rezair A. (2012). Activité anti-oxydante, et caractérisation phénolique du fruit de palmier

amazonien Oenocarpus bataua (patawa). Thèse de doctorat en Phytochimie, Université des

Antilles et de la Guyane.208 p.

Ribéreau-Gayon J., Peynaud E., Sudraud P.et Ribéreau-Gayon P. (1972). Sciences et

techniques du vin. Tome 1. Ed. Dunod. Paris. 671 p.

Rice-Evans C., Miller N. J. et Paganga. G. (1996). Structure-antioxidant activity

relationships of flavonoids and phenolic acids. Free Radical Biology & Medicine, Vol. 20, pp

933-956.

Sadeghi Z, Valizadeh J, Azyzian Shermeh O. (2015). Antioxidant activity and total

phenolic content of some date varieties from Saravan Region, Baluchestan, Iran. J. Med.

Plants Res, Vol. 9(4), pp. 78-83.

Saleh E. A., Tawfik M.S., and Abu Tarboush, H.M. (2011). Phenolic Contents and

Antioxidant Activity of Various Date Palm (Phoenix dactylifera L.) Fruits from Saoudi

Arabia. Food and Nutrition Sciences, 2, 1134-1141.

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25767751




Schofield P., Mbugua D-M., Pell A N.(2001).Analyses of condensed tannins: a review .

Animal Food and Technology, 91:21-40.

Selselet G. (1990). Les progresses à réaliser en matière de stockage au froid en Algérie.

Algérie verte, Vol. 13, pp. 14-17.

Shahidi F.; Naczk M. (1995). Food phenolics: sources chemistry effect application.

Technomic Publishing. pp3-47.

Siboukeur O. (1997). Qualité nutritionnelle, hygiénique et organoleptique du jus de dattes.

Thèse de magister, INA, El-Harrach,Alger, 106 p.

SIDAB. (2016). Le 2éme

salon international de la datte de Biskra.

http://sidab.caci.dz/?page_id=427

Spigno G., Tramelli L. et De Faveri D. M. (2007). Effects of extraction time, temperature

and solvent on concentration and antioxidant activity of grape marc Phenolic. Journal of

Food Engineering, Vol. 81, pp 200-208.

Tabart J., Kevers C., Sipel A., Pincemail J., Defraigne J.O. et Dommes J. (2007).

Optimisation of extraction of Phenolic and antioxidants from black currant leaves and buds

and stability during storage. Journal of Food Chemistry, Vol. 105, pp 1268-1275.

Toutain G. (1996). Rapport de synthèse de l’atelier "Techniques culturales du palmier

dattier". In : Options méditerranéennes, série, N° 28. Le palmier dattier dans l’agriculture

d’oasis des pays méditerranéens. Ed. IAM, Zaragoza, Spain. pp 201-205.

Vermerris W. et Nicholson R. (2006). Phenolic compounds biochemistry. Ed. Springer, pp

1-58.

Vilkas M. (1992). Vitamines. Ed.Hermann, 158 p.

Xiuzhen H., Tao, S., Hongxiang L. (2007).Dietary Polyphénols and Their Biological

Significance. International Journal of Molecular Sciences, 8: 950-988.

Yahiaoui K. (1998). Caractérisation physico-chimique et évolution du brunissement de la

atte « D-N » au cours de la maturation. Mémoire de Magister, I.N.A, El-Harrach, Alger, 66p.

Zaki A., Tirichine A., Laaboudi A., Moussaoui B.et Kharsi M. (2011). Knowledge of the

genetic resources of the date palm in the region of Adrar (Touat - Gourara-Tidikelt).1st

International Date Palm Symposium 13 and 14 November, 2011 Algiers, Algeria.

http://sidab.caci.dz/?page_id=427

ANNEXE

Annexe

69

Tableau 13 : Statistiques sur le palmier dattier de la wilaya d’Adrar (D.S.A.A, 2015).

Tggaza Aghamou Tinacer

Hmira

Production

(qx)

Nbre

productifs Nbre

Production

(qx)

Nbre

productifs Nbre

existant

Production

(qx)

Nbre

productifs Nbre

existant

Production

(qx)

Nbre

productifs Nbre

existant

178612 518280 692470 35105,5 131192 182810 114568,8 384873 524595 391780,8

1200628 1627415

Total

Autres Takarboucht

Production

(qx)

Nbre

productifs

Nbre

existant

Production

(qx)

Nbre

productifs

Nbre

existant

Production

(qx)

Nbre

productifs

Nbre

existant

913660,3 2775938 3798965 141299,9 411572

596635 52293,35 129393 175040

Résumé

Notre étude a pour objectif d'étudier le profil en composés phénoliques de quatre cultivars de dattes: Tinacer,

Hmira, Ahartane et Aghares, échantillonnés des oasis d'Adrar. Des extractions dans différents solvants polaires

ont été effectuées : M.A.E (7/7/6 V/V/V) ; M (100%) ; M.E (80/20 V/V) ; A.E (80/20 V/V) et M.A (50/50

V/V) Nos résultats montrent que dans le système de solvants M.A.E les teneurs en polyphénols sont comprises de

188,96 à 374,51mg EAG/100g de MS et en flavonoïdes de 44,04 à 203,27mg EC/100g de MS. Dans le système

M, les teneurs en polyphénols sont comprises de 98,70 à 222,53 mg, EAG/100g MS et en flavonoïdes de

32,10 à 93,27 EC/100g de MS. Dans le système de solvants M.E, les teneurs en polyphénols sont comprises de

130,01 à 354,19mg EAG/100g de MS et en flavonoïdes de 34,93 à 116,15mg EC/100g de MS. Dans le système

A.E, les teneurs en polyphénols sont comprises de 92,91 à 608,92 EAG/100g MS et en flavonoïdes de 23,26 à

475,12 mg EC/100g MS. Dans le système de solvants M.A, des teneurs en polyphénols sont comprises de

75,55 à 222 ,63 mg EAG/100g MS et en flavonoïdes comprises de 30,34 à 141,34 mg EC/100g MS.

Les teneurs en tanins condensés sont dans le système de solvants M.A.E comprises de 77,19 à 275,40 mg

EC/100g de MS alors que dans le système M.E les teneurs sont comprises de 92,35 à 139,01 mg EC/100g de

MS.

Nos résultats concordant avec de nombreux travaux, démontrent que les extraits obtenus avec des solvants

mixtes, combinant un solvant organique avec l’eau, améliorent l’extraction des polyphénols. Les dattes de

consistance sèche sont plus riches en polyphénols totaux dans les cinq systèmes de solvants comparées aux

dattes de consistance molle à demi-molle. Par ailleurs, nos résultats démontrent que les dattes contiennent des

teneurs importantes de tanins condensés.

Mots clés : extractions, solvants polaires, polyphénols totaux, flavonoïdes et tanins condensés

Abstract

Our study aims to study the phenolic compound profile of four cultivars of dates: Tinacer, Hmira, Ahartane and

Aghares, sampled from the oases of Adrar. Extractions in various polar solvents were carried out: M.A.W (7/7/6

V / V / V); M (100%); M.W (80/20 V / V); A.W (80/20 V / V) and M.A (50/50 V / V)

Our results show that in the M.A.W solvent system, the polyphenol contents range from 188.96 to 374.51mg

EAG / 100g DM and in flavonoids from 44.04 to 203.27mg EC / 100g DM. In the methanol (M), the

polyphenol contents range from 98.70 to 222.53 mg, EAG / 100 g DM and flavonoids from 32.10 to 93.27 EC /

100g DM. In the M.W solvent system, the polyphenol contents range from 130.01 to 354.19 mg EAG / 100 g

DM and to flavonoids from 34.93 to 116.15 mg EC / 100 g DM. In the A.W system, the polyphenol contents

range from 92.91 to 608.92 EAG / 100g DM and flavonoids from 23.26 to 475.12 mg EC / 100g DM. In the

M.A solvent system, polyphenol contents are from 75.55 to 222.63 mg EAG / 100 g DM and flavonoids

comprised from 30.34 to 141.34 mg EC / 100 g DM.

The contents of condensed tannins are included in the M.A.W solvent system from 77.19 to 275.40 mg EC /

100 g DM, while in the M.W system, the contents range from 92.35 to 139.01 mg EC / 100 g DM.

Our results, consistent with numerous studies, show that the extracts obtained with mixed solvents, combining

an organic solvent with water, improve the extraction of polyphenols. The dry consistency dates are richer in

total polyphenols in the five solvent systems compared to the soft soft half-soft dates. Moreover, our results

show that the dates contain high levels of condensed tannins.

Key words: extractions, polar solvents, total polyphenols, flavonoids and condensed tannins.

الولخض

ذاطش، حوشا،احشطاى أؼشاس عاخ هخرلفح هي احاخ : ذذؾ دساسرا للرقذش الكو للوشكثاخ الفلح لأستعح أطاؾ هي الروس

، ميثانول (%100)ميثانول ،(ح/ح/ ح7/7/6) ميثانول،اسيتون والماء:قذ أخشد لا عولاخ إسرخلاص ـ هزثاخ راخ قطثح هخرلفح. أدساس

.(ح/ ح50/50)وميثانول والاسيتون (ح/ ح80/20) اسيتون والماء ،(ح/ ح80/20)والماء

هلػ هكاـئ 374,51 إل 188,96 أى هحر هرعذد الفل قذس بميثانول،اسيتون والماءأظشخ الرائح الر ذطلا إلا ـ ظام الوزثاخ

قذس . غ هي الوادج الداـح100/هلػ هكاـئ كاذشي 203,27 إل 44,04غ هي الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ قذسب 100/حوض الؽالك

32,10 هيميثانول غ هي الوادج الداـح ـ ظام الوزة القطث 100/هلػ هكاـئ حوض الؽالك 222,53إل 98,70 هحر هرعذد الفل ب

قذس هحر هرعذد الفل ميثانول والماء ـ هزح الوزثاخ. غ هي الوادج الداـح هي هضوى الفلاـذاخ100/ هلػ هكاـئ كاذشي 93,27إل

هلػ هكاـئ كاذشي 116,15 إل 34,93غ هي الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ ب 100/لػ هكاـئ حوض الؽالك م 354,19إل130,10 ب

غ هي 100/ هلػ هكاـئ حوض الؽالك 608,92إل92,91 ، قذس هحر هرعذد الفل ب اسيتون والماء ـ الظام .غ هي الوادج الداـح100/

، سيتونلاا ميثانولـ ظام الوزة. غ هي الوادج الداـح100/هلػ هكاـئ كاذشي 475,12إل 23,26الوادج الداـح هضوى الفلاـذاخ ب

هلػ 141,34ال30,34غ أها هضوى الفلاـذاخ ـقذس ب 100/هلػ هكاـئ حوض الؽالك 222,63إل 75,55قذس هحر هرعذد الفل ب

. غ هي الوادج الداـح100/هكاـئ كاذشي

غ هي الوادج 100/هلػ هكاـئ كاذشي 275,40إل77,19 ب ميثانول،اسيتون والماءذقذس هحراخ العفض الوكثؿ ـ الوزح تثلاز هزثاخ

. غ هي الوادج الداـح100/هلػ هكاـئ كاذشي 139,01إل92,35 ب ميثانول والماءالداـح توا ـ هحراخ ظام

رائدا ذرفق هع دساساخ عذذج ذظش أى هقرطفاخ ذن الحظل علا توزج هزثاخ ذدوع تي هزة عض هع الوا، ذحسي اسرخلاص هادج

علاج . ذعرثش الروس الداـح الأكثش ثشاء ـ إخوال هرعذد الفل ـ أظوح الوزثاخ الخوسح هقاسح هع الروس اللح الشث لح. هرعذد الفل

. عل رلك، ذظش رائدا أى الروس ذحر عل هسراخ عالح هي العفض الوكثؿ

. الاسرخلاص، الوزثاخ القطثح، هرعذد الفل، الفلاـذاخ العفض الوكثؿ:كلمات البحث

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MEMOIRE DE FIN D’ETUDE EN VUE DE L’OTENTION DU DIPLOME …