Manual de Laboratorio de Investigación Formativa V · El Laboratorio de Investigación Formativa V del ciclo intermedio cuyo núcleo ... Por lo tanto, el diseño de muestreo para

SISTEMA DE GESTIÓN DE LA CALIDAD DE LOS LABORATORIOS DE DOCENCIA

MANUAL DEL LABORATORIO

DE INVESTIGACIÓN FORMATIVA V Código Fecha de elaboración

o revisión Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 1/92

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA

Carrera de Biología

Ciclo Intermedio

Manual de Laboratorio de Investigación Formativa V

M, en C. Becerril Cruz Florencia M. en C. Juárez Barrera Fabiola Biól. Guzmán Cruz Leonardo Ulises Biól. Romero Arredondo Juan M. en C. Vázquez Benítez Balbina Biól. Galindo Galindo Cristóbal M. en C. García Vázquez Uri Omar Dra. Rosas Acevedo Hortencia Dra. Sánchez y García Figueroa Francisca Leonora

Aprobación por el Comité Académico de Carrera, 28 de junio de 2017.






CONTENIDO

INTRODUCCIÓN 4

OBJETIVOS 5

UNIDAD DE APRENDIZAJE 1. BIOGEOGRAFÍA Y ECOLOGÍA 6

Práctica 1. Muestreo, caracterización y manejo de datos de poblaciones y comunidades biológicas. Parte 1 7 Práctica 2. Muestreo, caracterización y manejo de datos de poblaciones y comunidades biológicas. Parte 2 13 Práctica 3. Muestreo, caracterización y manejo de datos de poblaciones y comunidades biológicas. Parte 3 19 Práctica 4. Caracterización de localidades y zonas de estudio 22 Práctica 5. Estimación de la riqueza de especies (diversidad alfa, beta y gamma) 25 UNIDAD DE APRENDIZAJE 2. MORFOGÉNESIS Y FISIOLOGÍA DE PLANTAS CON SEMILLA 31 Práctica 1. Morfología de semillas 32 Práctica 2. Germinación y latencia. Parte 1. 37 Práctica 3. Germinación y latencia. Parte 2. 45 Práctica 4. Desarrollo plantular 52 UNIDAD DE APRENDIZAJE 3. DIVERSIDAD DE INVERTEBRADOS TERRESTRES 57 Práctica 1. Organismos edáficos 58 Práctica 2. Insectos asociados a plantas 62 Práctica 3. Evaluación de insectos aéreos 1 65 Práctica 4. Evaluación de insectos aéreos 2 68 UNIDAD DE APRENDIZAJE 4. HERRAMIENTAS BIOTECNOLÓGICAS 71 Práctica 1. Biotransformación de acetacetato de etilo con levaduras de panadería (Saccharomyces cervisiae) 72 Práctica 2. Actividad bactericida de Erythrina sp. 76 Práctica 3. Actividad alelopática de las partes aéreas del pirú 81 CRITERIOS DE EVALUACIÓN 85





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 3/92 REGLAMENTO DE LABORATORIO 87 MANEJO DE RESIDUOS 91






INTRODUCCIÓN

El Laboratorio de Investigación Formativa V del ciclo intermedio cuyo núcleo temático es la investigación en sistemas biológicos II, plantea conocer y analizar temas de las unidades de aprendizaje en Biogeografía y Ecología, Morfogénesis y Fisiología de Plantas con Semilla, Diversidad de Invertebrados Terrestres y Herramientas Biotecnológicas, a través de una serie de prácticas obligatorias en las que el alumno adquirirá las herramientas metodológicas científicas, que le permitan plantear y desarrollar un proyecto de investigación en las disciplinas antes mencionadas.

En la unidad de aprendizaje de Biogeografía y Ecología, se hace énfasis en la distribución de taxones de flora y fauna. La biogeografía ecológica estudia la biodiversidad en el tiempo y el espacio, en esta disciplina se basan las prácticas que se realizarán en este manual, ya que esta disciplina usa técnicas como la determinación de la riqueza de especies y la tolerancia ecológica, que se basa más en la distribución espacial de los seres vivos en el momento actual. A partir de la aplicación de las prácticas de muestreo y caracterización ecológica en laboratorio y en campo, el alumno aprenderá a manejar datos, describir y caracterizar zonas de estudio con la finalidad de que se familiarice con algunos patrones biogeográficos primarios, los cuales se utilizan con más frecuencia para la valoración de la biodiversidad, enfocándose en la estimación de su tamaño (Diversidad alfa) y diferencia (Diversidad Beta).

El propósito de la unidad de aprendizaje de Morfogénesis y Fisiología de Plantas con Semilla, es que el alumno sea capaz de comprender y explicar mecanismos y procesos fisiológicos que regulan el desarrollo y crecimiento de plantas con semilla, a través de la aplicación de técnicas y métodos en laboratorio y campo. El desarrollo vegetal inician con la formación de un cigoto. Una serie de procesos ontogénicos convierte a ese cigoto en un embrión, evento paralelo a la formación de una semilla, estructura que representa en tiempo y espacio, cápsulas de vida. A partir de la semilla se originan las diferentes etapas del desarrollo vegetal. Cada una de ellas puede ser delimitada desde un punto de vista morfofisiológico. Así, en este manual se pretende que el alumno relacione las características morfológicas de la semilla con procesos fisiológicos de germinación, latencia, dispersión y desarrollo plantular; asimismo, conecta la estructura seminal con los eventos del desarrollo vegetal temprano.

En la unidad de aprendizaje de Diversidad de Invertebrados Terrestres se presenta un primer acercamiento al estudio de estos organismos con énfasis en el grupo de artrópodos, reconociendo las características básicas del grupo que les permiten colonizar diferentes tipos de hábitat, o explorar conductas diurnas y nocturnas, específicamente, las prácticas de este manual aluden a aquellas





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 5/92 especies y organismos relacionados a ambientes fitófagos y edáficos. Aunque el estudio de los artrópodos puede abordarse en una vasta gama de posibilidades, aquí se ha hecho una selección que pretende reflejar la importancia de estos organismos en la estructura y función de las comunidades terrestres.

Las herramientas biotecnológicas, se definen como la aplicación y la optimización de sistemas biológicos y productos de los mismos, para generar bienes y servicios (Sobti y Pachouri, 2009; Thieman y Paladino, 2010). En la actualidad la biotecnología está presente en diferentes campos de la ciencia: en el área de alimentos (nutraceúticos y aditivos alimentarios) en agricultura ha permitido la obtención de nuevas variedades de cultivos y biopesticidas, en el campo de la salud la producción de fármacos y vacunas; en el área ambiental la remediación de sitios contaminados, el tratamiento y reutilización de aguas residuales, así como eliminación de gases y residuos tóxicos; en el sector pecuario se ha logrado la obtención de nuevas razas de ganado y el uso de animales para la producción de medicamentos y en el sector industrial obtención de colorantes, fragancias y cosmeceúticos, y en el sector energético ha permitido la generación de combustibles renovables como biogas, bioetanol y biodiesel. En este manual se proponen prácticas que le permitirán al estudiante tener un panorama de las aplicaciones vanguardistas de la biotecnología.

OBJETIVOS

Distinguir los diferentes tipos de muestreo para flora y fauna, así como las diferentes técnicas para la estimación de la biodiversidad. Definir e identificar a través de la experimentación los procesos fisiológicos y de morfogénesis de las diferentes etapas del desarrollo vegetal. Reconocer la importancia ecológica del Phyllum Arthropoda en la estructura y función de las conformaciones vegetales. Conocer y aplicar herramientas biotecnológicas como una alternativa en la elaboración de productos útiles para la vida.






UNIDADDEAPRENDIZAJE1.BIOGEOGRAFÍAYECOLOGÍA






PRÁCTICA 1. MUESTREO, CARACTERIZACIÓN Y MANEJO DE DATOS DE POBLACIONES Y COMUNIDADES BIOLÓGICAS. Parte 1

OBJETIVO Conocer y aplicar la técnica de muestreo con área, empleando el cuadrante al azar en comunidades biológicas. FUNDAMENTO TEÓRICO En Biología el concepto de diversidad se aplica en dos sentidos: (1) ecológico, como una propiedad de la estructura de una comunidad a nivel local, y (2) biogeográfico, como un ensamble de organismos cuya presencia en un lugar es producto de una historia evolutiva conjunta (Halffter y Moreno, 2005). Ambos conceptos se basan en diferentes supuestos sobre la naturaleza de los datos y los coeficientes para analizarlos (Moreno, 2001).

A nivel ecológico, las medidas de diversidad se basan en el supuesto de que todos los individuos presentes en un lugar tienen la misma probabilidad de ser seleccionados en una muestra. Por lo tanto, el diseño de muestreo para medirla debe considerar la selección aleatoria de los individuos dentro de una muestra. Esta condición vuelve el muestreo paramétrico.

A nivel biogeográfico, los datos proceden directa o indirectamente de colecciones biológicas y son resultado del inventario de floras y faunas o de la colecta realizada en campo. Ello implica una selección sesgada de los individuos, determinados por el acceso a las áreas de estudio, los intereses del recolector y las artes de recolecta utilizadas. Por ello, el tratamiento de los datos requiere de un conjunto de procedimientos para reducir ese sesgo, es decir, volver aleatorio lo que de principio es sesgado. Los coeficientes utilizados con estos datos son preferentemente no paramétricos.

En esta práctica, se describen técnicas aplicadas al estudio ecológico, primero a nivel de población y, después, a nivel de comunidad. Una vez determinada la taxocenosis de estudio (plantas terrestres, avifauna, lepidopterofauna, entre otros), las primeras etapas que hay que realizar para un muestreo en comunidades son: (1) delimitación del área de estudio, (2) subdividir el área de estudio en estratos (biotopos) o sub-áreas de muestreo, (3) determinar el tamaño y forma de la unidad de muestreo y, finalmente, (4) el tamaño de la muestra (número de réplicas de la unidad de muestreo).

Para la vegetación, existen al menos dos tipos de muestreo: con área y sin área. Ya sea que la colecta sea invasiva (se extraiga material) o no, se requiere establecer una unidad de muestreo. Distribuir muestras y unidades de muestreo, depende del estrato de la vegetación que se quiera estudiar. Se puede trazar un cuadrado de 1 m2 si la vegetación a estudiar es el estrato herbáceo. Se colocan estacas en los cuatro vértices del cuadrado y se delimita con hilo cáñamo. Si la vegetación es arbustiva, el tamaño del cuadrado puede ser de 100 a 200 m2 metros cuadrados y si es arbórea, con una superficie mínima de 100 m2 (Cox, 1967). La forma más precisa de medir los atributos de cada especie vegetal en la comunidad (abundancia, frecuencia y dominancia) es la utilización de los métodos con área. En ese caso, la decisión a tomar consiste en definir el





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 8/92 tamaño, forma (cuadros, rectángulos, círculos, bandas) y distribución de las unidades de muestreo.

Técnica de muestreo por cuadrantes. El tamaño del área se debe de determinar basándose en el tamaño y densidad de las plantas de la muestra. El área no debe ser tan grande que contenga a todos los individuos de la muestra ni tan pequeño que los individuos presentes puedan separarse. MATERIAL Y REACTIVOS Calculadora científica Papel milimétrico EQUIPO No aplica SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO La figura 1 representa un modelo idealizado de una comunidad vegetal. A partir de los datos de plantas que se muestran en la figura 1 y utilizando la técnica de muestreo por cuadrante, determina los valores de densidad, dominancia, frecuencia y valor de importancia. Cada especie de planta está representada con diferente símbolo y cada individuo tiene su propio diámetro a la altura del pecho.

Para seleccionar los números al azar, se teclea el botón “random” de una calculadora científica, se eligen dos números, el primero para la coordenada de las x y el segundo para la coordenada de las y. De esta manera, se elige el cuadrante resultante. Este procedimiento se repite hasta que el muestreo esté completo. En cada cuadrante, determinar primero la densidad, dominancia y frecuencia de cada especie. Se dan a continuación las fórmulas para cada una de estas medidas. Se requiere establecer además un tamaño mínimo de muestra, esto se hace mediante la construcción de una curva de acumulación de especies. El eje de las x representa el tamaño del área y el de las y el número de especies acumuladas. Para construir la curva de acumulación se determina el número de especies del primer cuadrante elegido al azar y se grafica. Se duplica el área y se cuentan las nuevas especies no encontradas en el primer cuadrante. Este procedimiento se hace iterativamente hasta que la curva de acumulación se vuelva asintótica. De esta manera, se establece el área del tamaño mínimo de muestra que representa el universo muestreal. Fórmulas para calcular el valor de importancia utilizando el método de cuadrantes.

Densidad = No. De individuos por especie / área de muestreo






Densidad relativa = densidad para una especie / densidad para todas las especies X 100

Dominancia = área total basal o valores de cobertura-área / área muestreada

Dominancia relativa = dominancia de una especie / dominancia por todas las especies X 100

Frecuencia = No. De cuadrantes en que se presenta una especie / No. Total de cuadrantes muestreados

Frecuencia relativa = Valor de frecuencia para una especie / valor total de frecuencia para todas las especies

Valor de importancia = Densidad relativa + dominancia relativa + frecuencia relativa






Figura 1. Diferentes tipos de plantas hipotéticas en un área.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 11/92 RESULTADOS Con base a lo anterior, completa el cuadro con los valores obtenidos para cada especie.

Especie Densidad Densidad relativa Dominancia

Dominancia relativa Frecuencia

Frecuencia relativa

Valor de importancia





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 12/92 BIBLIOGRAFÍA CITADA ox, G. W. (1967). Laboratory Manual of General Ecology. Chicago, USA: Brown Company Publishers. Halffter, G. H. y Moreno, C. E. (2005). Significado biológico de las diversidades alfa, beta y gamma. En: G.H. Halffter, J. Soberón, y P. Koleff. (eds). Sobre diversidad biológica: el significado de las diversidades alfa, beta y gamma (pp. 5-16). Zaragoza, España: RIBES-CYTED. Moreno, C. E. (2001). Métodos para medir la biodiversidad. Zaragoza, España: M&T–Manuales y Tesis SEA.







OBJETIVOS Conocer, manejar y aplicar las técnicas de muestreo sin área, para determinar en forma cuantitativa la abundancia de cada especie, mediante la densidad, dominancia y frecuencia en comunidades vegetales en campo. Determinar el valor de importancia para cada una de las especies. FUNDAMENTO TEÓRICO La vegetación está caracterizada principalmente por su fisonomía, estructura y composición. El estudio de estos parámetros es indispensable para la comprensión de su naturaleza y distribución (Bautista, 2004). En ciencias biológicas, la mayor parte de las investigaciones son cuantitativas, con observaciones de hechos numéricos llamados datos. En la ecología de comunidades, los organismos son contados y medidos. Dada la imposibilidad de hacer un censo total de ellos, es necesario que existan métodos para tomar, presentar y analizar estos datos, en una muestra del universo total de estudio. Hay una distinción entre observaciones y experimentos. Las observaciones generan datos obtenidos sin manipulación del sistema y son utilizadas principalmente para describir regularidades biológicas, es decir, patrones. Los experimentos producen datos obtenidos mediante el control artificial de las variables, con el fin de someter a prueba la influencia de alguna de ellas en la generación de un cierto patrón.

La estimación de algún parámetro de una población involucra tres elementos principales:

• El parámetro de interés. • La población que está siendo muestreada. • El método de muestreo.

Los parámetros de una población son valores numéricos que resumen información del conjunto de organismos que integran una población. Los métodos de muestreo permiten estimar parámetros poblacionales a partir del estudio de una fracción (muestra) de la población. Existen diferentes métodos de muestreo, y la preferencia de uno sobre otro dependerá del objetivo del estudio, del parámetro a estimar y de la población a estudiar (Mostacedo y Fredericksen, 2000).

Muestreo de vegetación. Muestrear vegetación resulta una tarea relativamente sencilla si se tiene en cuenta que las plantas, a diferencia de la mayoría de las especies animales, no se mueven ni se esconden. La planificación de un muestreo de vegetación requiere la consideración de diferentes condiciones que pueden afectar a los resultados del muestreo. En el diseño de un muestreo de vegetación hay que tomar una serie de decisiones sobre: 1) El tipo de medida a realizar, 2) La forma y el tamaño de las unidades de muestreo, 3) el número de unidades de muestreo (el tamaño de la muestra), y 4)





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 14/92 dónde y cómo situar las unidades de muestreo (el tipo de muestreo propiamente dicho). Una parte considerable para definir el tipo de vegetación se centra en los métodos para caracterizar la cubierta vegetal de comunidades vegetales; por ello es importante definir el concepto de comunidad vegetal. Una comunidad de plantas es un conjunto de especies vegetales creciendo juntas en un lugar concreto que muestran una asociación o afinidad entre ellas. La idea de asociación implica que ciertas especies se encuentran creciendo juntas en unas localidades y ambientes determinados con mayor frecuencia de lo que sería esperable por puro azar. La mayoría de los ambientes en el mundo sustentan ciertas especies asociadas que pueden, por tanto, ser caracterizadas como una comunidad vegetal.

Caracterización de una comunidad vegetal. La clasificación de la vegetación de México propuesta por Rzedowski (1978) es una de las más utilizadas por los científicos en el país, agrupa a los principales tipos de vegetación de nuestro país de acuerdo con sus características fisiográficas, climáticas, edafológicas y fisonómicas. En México, de acuerdo a Rzedowski (1978), el 38 por ciento del territorio pertenece a matorral xerófilo, seguido por bosques de coníferas y encinos (19%) y el bosque tropical caducifolio (14%).

Cualquier estudio detallado de vegetación está basado en su descripción y análisis cualitativo y cuantitativo de las comunidades vegetales o de segmentos de vegetación que deben ser reconocidos en el campo. Los cuales serán muestreados a través del análisis de sub-áreas representativas dentro de dichas comunidades (Quiñonez, 2009).

El estudio de la vegetación requiere del conocimiento de las especies presentes, la distribución y la abundancia relativa de cada una de ellas, así como indicar el hábito de crecimiento y los rasgos morfológicos de las especies más importantes y las características ambientales de la zona (Quiñonez, 2009). Por lo tanto, un estudio de vegetación incorpora los siguientes elementos:

• Composición florística. Consiste en un inventario de las especies presentes. • Composición de formas biológicas. Consiste en las distintas expresiones

adaptativas de las plantas, en respuesta a su medio ambiente. • Estructura de la vegetación. Se define por el arreglo espacial de las especies y

por la abundancia de cada una de ellas. Uno de los problemas que a menudo afrontan las personas que trabajan con la

vegetación o con las comunidades vegetales de México, es que hasta la fecha no existe un sistema de clasificación y nomenclatura de las comunidades vegetales que sea de uso común, esto ha traído como consecuencia que los estudiosos de esta disciplina haga su propia interpretación del sistema que están usando y frecuentemente se hace una mezcla de los diferentes sistemas de clasificación, lo que origina ambigüedades. González-Medrano (2003) hace una comparación de los tipos de vegetación en base a diferentes autores (Cuadro 1).

Existen varias técnicas de muestreo de vegetación que utilizan la medida de la distancia entre plantas o la distancia entre plantas y un punto elegido al azar para conocer la distribución espacial de las plantas y su abundancia en un área. Estos métodos fueron





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 15/92 desarrollados por el Laboratorio de Ecología Vegetal de Wisconsin (WPEL) y perfeccionados principalmente para el estudio del estrato arbóreo de las comunidades vegetales. La ventaja principal de estimar números de individuos por su distancia media, en vez de contarlos en cuadrados o bandas (como se haría en un muestro con área), es que no se necesita delimitar zonas lo cual, sobre todo en los estratos arbóreos puede resultar muy costoso por el tiempo requerido.

Una de las técnicas más utilizadas con base en las medidas de la distancia es el método de los Cuadrantes Centrados en un Punto: Esta técnica es útil para muestrear comunidades en las que los individuos se encuentran relativamente espaciados, como en las comunidades en las que dominan árboles o arbustos (Mostacedo y Fredericksen 2000). MATERIAL Y REACTIVOS Bitácora o libreta de campo Cuerdas o lazos Palos o estacas de madera Lápiz y goma EQUIPO GPS Brújula Cámara fotográfica o digital SERVICIOS No aplica PROCEDIMIENTO En un tipo de vegetación determinado, seleccionar dos puntos al azar y unirlos para formar un transecto. En algunos casos es conveniente escoger puntos a lo largo de una serie de líneas transecto que crucen el área que se describe, utilizando para esto la cinta métrica para establecer puntos equidistantes. Cada línea transecto será la directriz. El punto localizado se señala con una estaca. La zona que rodea al punto de muestreo se divide en 4 partes iguales o cuadrantes. Estos no tienen límites. Se asigna a cada punto de muestreo y cuadrantes números y letras respectivamente, de manera que pueda formar series identificables en los cálculos. En cada cuadrante se busca el árbol más cercano al punto central, se identifica la especie y se mide la distancia entre éste y el punto. Se mide también el diámetro del tronco en cm a la altura del pecho (DAP o también conocido como diámetro normal) con la cinta métrica; si son varios tallos se suman sus medidas. Esto significa que se está midiendo el área basal (A.B.), dato del individuo para conocer su dominancia espacial en la comunidad. El procedimiento se finalizara cuando la curva de acumulación sea estable. Una vez obtenidos los valores se pueden calcular los siguientes parámetros:

Distancia total = suma de las distancias de todos los individuos.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 16/92 Distancia media= promedio de las distancias de todos los individuos.

Área media = (distancia total / número de individuos muestreados)²

Densidad absoluta total (# de árboles por unidad de área) = Unidad de Área deseada a estimar / Distancia media²

Dominancia absoluta = A.B. media de la especie x Número de árboles de la especie donde A.B. = Área basal = Diámetro del tronco (D.A.P.)

Frecuencia absoluta = (Número de puntos con la especie / Total de puntos muestreados) x 100

Densidad relativa = (Número de individuos de la especie / Número de individuos de todas las especies) x 100

Dominancia relativa = (Dominancia absoluta de la especie / Dominancia absoluta de todas las especies) x 100

Frecuencia relativa = (Frecuencia absoluta de la especie / Frecuencia absoluta de todas las especies) x 100

Valor de importancia (V.I.) = Densidad relativa + Dominancia relativa + Frecuencia relativa

RESULTADOS En la salida al campo o en los espacios verdes de la facultad realiza un muestreo de la vegetación mediante el método de punto en el cuadrante para muestreos sin área. Con los datos obtenidos del muestreo sin área realizados en campo, calcula los parámetros mencionados en el procedimiento para este muestreo.

Con apoyo del cuadro1 y de acuerdo a las georeferencias de la (s) localidades en campo, ubica a qué tipo de vegetación pertenece.

Contesta el cuestionario que proporciono el profesor al inicio de la práctica.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 17/92 CUADRO 1. COMPARACIÓN DE TIPOS DE VEGETACIÓN DE ACUERDO A DIFERENTES AUTORES (tomado de González-Medrano 2003) Rzedowski (1978)

Miranda y Hernández X (1963)

Rzedowski (1966) Flores et al. (1971)

Bosque tropical perennifolio

Selva alta perennifolia, selva alta o mediana subperennifolia

Bosque tropical perennifolio

Selva alta perennifolia, selva mediana subperinnifolia (en parte)

Bosque tropical Subcaducifolio

Selva alta o mediana subcaducifolia

Bosque tropical deciduo

Selva mediana subcaducifolia, selva mediana subperennifolia (en parte)

Bosque tropical caducifolio

Selva baja caducifolia Bosque espinoso, mezquital extradesertico.

Selva baja caducifolia (en parte)

Bosque espinoso

Selva baja subperennifolia (en parte), selva baja espinosa perennifolia, selva baja espinosa caducifolia.

Zacatal Paztizal, zacatonal, sabana

Pastizal Pastizalez, zacatonales, vegetación de paramos de altura, sabanas.

Matorral desértico microfilo, matorral desertico rosetofilo, matorral crásicaule, matorral submontano, encinar arbustivo.

Mesquital (en parte), chaparral, matorral submontano, matorral crasicaule, matorral desertico, rosetofilo, matorral desertico microfilo

Matorral xerófilo

Matorral espinoso con espinas laterales, cardonales, tetecheras, etc., izotales, nopaleras, matorral espinoso con espinas terminales, matorral inerme parvifolio, magueyales, lechuguillales, guapillales, etc; chaparrales, vegetación de desiertos áridos arenosos.

Encinar y pinar (en partes)

Bosque de encino

Bosque de Quercus

Encinares Encinar y pinar (en parte)

Bosque de pino, bosque de oyamel

Bosque de Coníferas

Pinares, bosque de abetos u oyameles.

Bosque deciduo templado

Bosque caducifolio

Bosque mesófilo de montaña

Selva mediana o baja perennifolia, bosque caducifolio (en parte).

Vegetación Manglar, popal, tulares, Manglar, popal





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 18/92 acuática y subacuática

carrizales, etc., bosque caducifolio (en parte).

FUENTE: Rzedowski (1978) BIBLIOGRAFÍA CITADA Bautista, Z. F. (ed.). (2004). Técnicas de Muestreo para Manejadores de Recursos Naturales. Ciudad de México, México: Universidad Nacional Autónoma de México. González-Medrano, F. (2003). Las comunidades Vegetales de México. INE. SEMARNAT. Flores, M. J. Jiménez L., X. Madrigal S., F. Moncayo R y F. Takak T. (1971). Memoria del mapa de tipos de vegetación de la República Mexicana. Ciudad de México. México: Secretaría de Recursos Hidráulicos. Miranda, F. y Hernández X., E. (1963). Los tipos de vegetación de México y su clasificación. Boletín de la Sociedad Botánica de México. Ciudad de México, México, 28, 29-179. Mostacedo, T y Fredericksen, S. (2000). Manual de Métodos Básicos de Muestreo y Análisis en Ecología Vegetal. Santa Cruz, Bolivia: El País. (pp. 12-15) Quiñonez Martinez, M. (2009). Manual de prácticas de ecología de comunidades. Ciudad Juárez, México: Universidad Autónoma de Ciudad Juárez. Rzedowski, J. (1978). Vegetación de México. Ciudad de México, México: Limusa.







OBJETIVO Conocer y aplicar un método directo de captura y recaptura en comunidades biológicas FUNDAMENTO TEÓRICO Son varias las razones que dificultan llevar a cabo un censo de una población, es decir, la enumeración completa de todos los individuos que componen esa población. Es por ello que la mayoría de los ecólogos se ven forzados a evaluar el tamaño de la población mediante técnicas de muestreo, es decir, recurren a estimar el tamaño de la población con base a una enumeración incompleta de los individuos que componen la población total.

Para muchas poblaciones de animales, la estimación del tamaño de la población se puede obtener contando directamente el número por unidad de área o por el volumen de unidad de área. Para el caso de animales con formas móviles o silenciosas es difícil obtener directamente la densidad de individuos (Cox, 1967). La selección intencionada o muestreo por conveniencia consiste en un muestreo no aleatorio, por lo que suele presentar sesgos. El muestreo aleatorio puede realizarse de varias maneras. El muestreo aleatorio simple consiste en elegir cada uno de los individuos al azar mediante números aleatorios. El muestreo sistemático consiste en elegir el primer individuo al azar y el resto de manera sistemática. El muestreo aleatorio estratificado consiste en dividir la población en grupos en función de una característica determinada y realizar a continuación el muestreo proporcionalmente. Finalmente, el muestreo por conglomerados consiste en definir grupos de características semejantes e incluir en la muestra varios de estos grupos (Ramirez, 2006).

Una alternativa a los censos es estimar el tamaño de la poblacional en una parte de la misma, es decir, en una muestra. Trabajar con una muestra de la población tiene la ventaja de que es más rápido, más barato y los resultados obtenidos pueden ser más precisos, de modo que, si la muestra se elige correctamente, la información que se obtiene permite una estimación razonable de la situación de la población (Casal y Mateu, 2003).

Existen algunos factores que afectan el muestreo como: • Efecto de la disposición espacial y/o variación temporal de la población. • Efectos metodológicos instrumentales y personales. Una de las técnicas más usadas es la de marcaje con una recaptura también

conocida como la de Peterson o Lincoln Index. Esta técnica consiste en que una muestra de la población es capturada (M), marcada y regresada a la población original, estableciendo un cierto índice del total de los animales en la población. Se lleva un segundo muestreo (C), y el número de animales marcados recapturados en el segundo muestreo (R), el tamaño de la población se representa con una (N). La fórmula es la siguiente:





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 20/92 N= MC/R

Este método asume que la muestra extraída en la primera ocasión se reintegra y mezcla con el resto de la población antes del segundo muestreo. Es importante que la muestra no infiera en el comportamiento o desarrollo del organismo (Cox, 1967). MATERIAL Y REACTIVOS Frijoles de dos colores diferentes Calculadora científica Bolsas de plástico obscuras Libreta EQUIPO No aplica SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Mediante el método de marcaje con una recaptura realiza un muestreo hipotético para poder estimar el tamaño poblacional, para ello a partir de una muestra X de frijoles (que el asesor asignará), color negro, colocarlos en una bolsa negra, saca una muestra aleatoria y contar el número de frijoles (=individuos) obtenidos, ese será el valor de (M), sustituir los frijoles de esa muestra por los de otro color (color pardo), volver a introducirlos dentro de la bolsa negra. Realiza un segundo muestreo y volver a contar cuántos organismos son los que se obtuvieron, ese será el valor de (C), cuenta cuántos organismos marcados recapturados se registraron y ese será el valor de (R). N será el tamaño de la población, el cual se estimará a partir de la siguiente formula: N= MC/R

RESULTADOS Una vez obtenido el tamaño de la población de la muestra hipotética anotar el número total de la población y discutir si la estimación del tamaño se acercó a la muestra real de los frijoles que el profesor proporcionó y cuáles son las ventajas y desventajas de este tipo de muestreo. BIBLIOGRAFÍA CITADA Casal, J. y Mateu, E. (2003). Tipos de Muestreo. Revista de Epidemiologóa y de Medicina Preventiva, 1, 3-7.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 21/92 Cox G. W. (1967). Laboratory Manual of General Ecology. Chicago, USA: Brown Company Publishers. Ramírez A. (2006). Ecología: métodos de muestreo y análisis de poblaciones y comunidades. Bogotá, Colombia: Editorial Pontificial Universidad Javeriana.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 22/92 PRÁCTICA 4. CARACTERIZACIÓN DE LOCALIDADES Y ZONAS DE ESTUDIO OBJETIVOS Conocer e interpretar cartas topográficas (mapas) a diferentes escalas, con el fin de describir patrones de variación del medio físico. Reconocer las características y elementos de una comunidad ecológica. Conocer los diferentes tipos de climas en la República Mexicana y su relación con los diferentes ecosistemas. FUNDAMENTO TEÓRICO La caracterización de localidades y áreas de estudio tiene como finalidad recabar datos para relacionar la biodiversidad con disciplinas como la biogeografía, ecología y sistemática. Para describir una localidad o zona de estudio se requiere inicialmente de una referencia física cartográfica, definida como un reticulado o una cuadricula que tiene por objeto la ubicación geográfica de los datos espaciales, ya sea en coordenadas geográficas o en coordenadas proyectadas (Ramírez-Granados, 2011). La cartografía tiene por objetivo reunir y analizar datos y medidas de las diversas regiones de la Tierra y representar éstas gráficamente a una escala reducida, pero de tal modo que todos los elementos y detalles sean claramente visibles a fin de poner de manifiesto la configuración de la superficie terrestre (Raisz, 1985).

Un mapa es una representación geométrica plana simplificada y convencional, de toda la superficie terrestre o de parte de ella, dentro de una relación de similitud conveniente a la que se le llama escala. Es una representación de la superficie terrestre, a partir de una superficie curva hacia una superficie plana. Un mapa reproduce una imagen incompleta y simplificada del terreno. Es una construcción selectiva y representativa que implica el empleo de símbolos y signos apropiados.

La zona de estudio se delimita en función de los objetivos planteados en una determinada investigación. En cualquier caso, es necesario delimitar geográficamente el espacio de interés y la escala. Una vez definida el área geográfica, se realiza una revisión de literatura correspondiente a la zona en relacción con el medio físico y biológico. En esta revisión se incorpora información sobre clima, geología, suelos, vegetación y uso de suelos. Para estudios que abarcan una gran extensión como las de dimensión regional, las imágenes de satélite con escalas pequeñas menores de 1: 100 000 son las más apropiadas, en cambio, si el estudio es local, se recomiendan escalas mayores de 1:100 000. Más allá de una simple relación matemática, la escala es un factor de aproximación o de enfoque al fenómeno estudiado o por representar que incluye un significado científico y técnico (Ramírez-Granados, 2011).

La consulta de cartografía, ya sean cartas temáticas o examen de imágenes de sensores remotos es recomendable para decidir dónde realizar los muestreos biológicos de acuerdo a la variabilidad ecológica (paisaje) y tambien es necesaria para para planear el trabajo de campo. Un mapa temático refleja la heterogeneidad





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 23/92 ecológica del área que es la base para establecer unidades de paisaje y por consiguiente diseñar el muestreo del proyecto.

La caracterización de una zona de estudio incluye los factores bióticos y abióticos de una determinada superficie terrestre. También incorpora el estudio de las relaciones espaciales, temporales y funcionales entre los componentes del paisaje. Las áreas de superficie terrestre, como paisajes, pueden estudiarse desde un punto de vista de su composición, es decir, de su diversidad y abundancia en términos de los tipos de fragmentos o de su estructura si se considera la organización espacial de los fragmentos del paisaje.

Para caracterizar el clima de una región es necesario estudiar los fenómenos meteorológicos que se presentan en la misma en un lapso no menor de 10 años, a fin de poder determinar el estado medio atmosférico y conocer los factores y elementos que lo determinan. En México, el clima se define de acuerdo a la modificación que Enriqueta Garcia hizo en 1964 para ajustar el sistema de Clasificación Climática de Köppen (García, 2004). Los valores y cálculos en que se fundamenta pueden no corresponder exactamente a las condiciones de un país como México, en el que los cambios esenciales del clima no son debidos solamente a la latitud, sino en gran parte, a las grandes variaciones de la altitud que crean condiciones muy especiales en los cambios y distribución de los elementos climáticos. Entre las modificaciones de mayor importancia está la subdivisión de algunos de los tipos climáticos fundamentales de Köppen en subtipos, lo cual se hizo con objeto de que hubiera correspondencia entre ellos y las condiciones reales del clima. Para establecer las subdivisiones, se utilizaron métodos de cálculo estadístico, empleándose series de valores formadas por cocientes que relacionan a dos elementos del clima: temperatura y precipitación (P/T), o índice de Lang (García, 2004).

El desarrollo económico y el crecimiento poblacional producen no sólo una demanda constante de territorio sino una creciente presión sobre el medio biofísico. Ante el desafío de planificar una región, la cartografía ambiental es una herramienta fundamental para alcanzar un desarrollo sustentable, integrando información biofísica y social. Asimismo, la planificación ecológica del territorio permite identificar las tendencias del uso y ocupación territorial.MATERIAL Y REACTIVOS Libreta de laboratorio Lápiz, papel, goma y color rojo Tabla de escribir Mapas topográficos, de vegetación y clima de la Republica Mexicana escala 1: 50000 Mapas topográficos de algunos estados de la republica a escala 1:50000 Guía para la realización de la práctica, proporcionada por el profesor EQUIPO Computadora portátil Cámara fotográfica





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 24/92 SERVICIOS Energía eléctrica PROCEDIMIENTOS Se elige una localidad o conjunto de localidades hipóteticas o reales en un gradiente geográfico o ambiental en la que se pretenda realizar el estudio. Se imponen límites imaginarios o reales de la zona de estudio para analizar las entradas o salidas potenciales de organismos y de energía. El ambiente puede ser tan grande o pequeño como se defina y dependerá de los objetivos planteados. Se contesta la guía proporcionada. En los diferentes mapas topográficos, se localiza la escala, la simbología y el titulo del mapa. Ubicar en un mapa topográfico las georeferencias del estado de la república a la que pertenece el área de estudio y después indicar las georeferencias de la zona de estudio. En un mapa climático y en un mapa de vegetación de México, localizar el tipo de clima y el tipo de vegetación que predomina en el área de estudio. RESULTADOS Presentar un informe de un mapa topográfico con los siguientes datos:

• Características principales de un mapa. • Coordenadas geográficas de dos sitios en el área de estudio. • Guía de caracterización de la localidad correspondiente resuelta

BIBLIOGRAFÍA CITADA García, E. (2004). Modificaciones al sistema de Clasificación Climática de Koppen. Ciudad de México, México: Instituto de Geografía UNAM. Quinta Edición. Raisz, E. 1985. Cartografía General. Barcelona, España: Omega S.A. Ramírez-Granados, P. (2011). Elementos de Cartografía Matemática y su aplicacióen la elaboración de las cartas geográficas. Revista Geográfica de América Central, 46,15-36.






PRÁCTICA 5. ESTIMACIÓN DE LA RIQUEZA DE ESPECIES (DIVERSIDAD ALFA, BETA Y GAMMA)

OBJETIVO Determinar la diversidad alfa, beta y gama a partir de la matriz de datos adjunta en esta práctica. FUNDAMENTO TEORICO La diversidad biológica se define como la variabilidad de organismos vivos de cualquier fuente, incluidos los ecosistemas terrestres, marinos y otros ecosistemas acuáticos, así como los complejos ecológicos de los que forman parte. La noción incluye diversidad dentro de una especie (diversidad genética), entre especies y entre ecosistemas.

El estudio de la diversidad a diferentes escalas de análisis se ha venido desarrollando desde hace más tiempo del que se ha reconocido explícitamente. En Biogeografía, el objeto de estudio ha sido la variación en la riqueza de especies entre grandes unidades biogeográficas y sus procesos.

Existe la idea más o menos generalizada de la necesidad de integrar factores que operan a distintas escalas para entender la diversidad local de especies (Ricklefs y Schluter, 1993; Lawton, 1999). Se ha marcado el entendimiento de las interrelaciones entre las distintas escalas de análisis y su integración en una teoría unificada de la diversidad (Azovsky, 2000; Hubbell, 2000; Bell, 2001).

El conocimiento de la distribución de las especies puede contribuir a identificar las características ecológicas de ecosistemas y proponer estrategias que contribuyan a recuperar y mantener hábitats propicios para la recolonización. Los estudios sobre biodiversidad resultan útiles en la caracterización de comunidades ecológicas, ya que muestran la forma en que una comunidad se reparte los recursos ambientales, convirtiéndose en una herramienta de comparación y medición del efecto de las actividades humanas en los ecosistemas (Rodríguez y Vázquez-Domínguez, 2003).

La diversidad está integrada por tres componentes, alfa, beta y gamma, que esquematizan jerárquicamente la diversidad e incorporan el factor escala (Whittaker et al., 2001).

La diversidad gamma es el número de especies a nivel regional, la diversidad alfa se define como el número de especies a nivel local y la diversidad beta es, en su definición más general, la diferencia en composición de especies entre comunidades (Cuadro1).






Cuadro1. Relación jerárquica de las diferentes escalas de diversidad, modificado de Whitaker et al. 2001. Tomado de Rodriguez y Vazquez-Domínguez (2003).

Escala Codyb Godfrayc Patrón Variables explicativasd espaciala Local

Alfa Local Riqueza de especies dentro de comunidades parches

Whittaker et al., (2001)

Godfray y Lawton (2001)

Microambiente, interacciones bióticas (e. g. pastoreo)

Productividad, relaciones interespecíficas, influencia de lo regional sobre lo local, variaciones dependientes de la escala

Paisaje Beta Regional Recambio de especies entre comunidades (beta): inventario a nivel paisaje

Topografía, perturbaciones (e. g. suelos), fuego

Productividad y otros factores ambientales

Regional Gamma Global Superposición de especies, áreas de distribución, gradiente latitudinal

Cambios y patrones históricos residuales

Especiación, extinción, emigración, inmigración

Interregional Reemplazo de taxones (e. g. mamíferos placentarios por marsupiales)

Tectónica de placas, cambios ambientales mayores (e. g. catastróficos)

aEscalas descritas por Whittaker et al. (2001). bCody y Diamond (1975) y cGodfray y Lawton (2001). dSe listan algunas de las variables, según la descripción de Whittaker et al., (2001) y según Godfray y Lawton (2001).

La diversidad puede expresarse como cantidad (riqueza) o cambio (diferencia). Ambas expresiones son importantes para estimar la biodiversidad de un determinado paisaje, región o comunidad (Gaston, 2013). La diversidad expresada como número o cantidad suele dividirse en escala local (diversidad alfa) y regional (diversidad gamma). La diversidad beta es una medida de cambio, medida como heterogeneidad, reemplazo o pérdida de especies (Koleff, 2005).

Uno de los indicadores de la diversidad biológica más ampliamente estudiados es el número de especies que habían una región específica, el número de especies





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 27/92 presentes en una región se le conoce como diversidad alfa, y a partir de esto podemos obtener:

• Diversidad alfa puntual. Es el número de especies de un taxón indicador que se encuentra en un determinado punto o sitio de recolecta o muestreo.

• Diversidad alfa promedio. Es el promedio de valores puntuales con el mismo tipo de comunidad dentro de un paisaje.

• Diversidad alfa acumulada. Es la suma del número de especies encontradas en un mismo sitio, entre dos límites de tiempo.

MATERIAL Y REACTIVOS Calculadora Colección de datos EQUIPO No aplica SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Con base en el cuadro 2, que contiene especies de aves registradas en cinco localidades (a, b, c, d y e), con recolectas en diferentes tiempos (e. g. a1, a2, a3, a4, a5), calcula la diversidad alfa acumulada de cada sitio, la diversidad alfa promedio, la diversidad gamma (global) y la diversidad beta de Whittaker. Para calcular los diferentes índices: Alfa acumulada: es la riqueza presente en el conjunto de muestra de una localidad

Alfa promedio: valor medio de la riqueza presente en el conjunto de las muestras

Diversidad gama: riqueza total de conjuntos de localidades

Diversidad beta: β=Ɣ/alfa promedio





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 28/92 Cuadro 2. Matriz de datos de registros de especies de aves distribuidas en cinco localidades (a, b, c, d y e) y 25 muestras de diferentes tiempos.

Especie a1

a2

a3

a4

a5

b1

b2

b3

b4

b5

c1

c2

c3

c4

c5

d1

d2

d3

d4

d5

e1

e2

e3

e4

e5

e6

Aphelocoma ultramarina 2 0 1 3 5 0 0 0 0 0 2 1 0 1 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Campilorhyncus megalopterus

5 5 4 4 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 3 2 1 2 0 0 0 0 0

Campilorhyncus simplex

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0

Conthopus mexicanus

1 1 0 0 0 1 0 0 1 1 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1 0 0 0 1

Dendroica rugosa

0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 3 2 0 0 1 0

Dendrortix macroura

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 4 0 0 0 3

Empidonax agrestes

1 1 2 3 1 0 0 0 0 0 2 5 2 3 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1

Eugenes fulgens

2 2 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 2 1 0 0

Icterus pustulatus

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Icterus sclateri

0 0 0 0 0 0 4 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Junco phaenotus

0 0 0 0 0 0 1 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0

Melanerpes formicivorus

6 6 7 8 3 0 0 0 0 0 2 8 9 3 7 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Momotus mexicanus

3 5 2 1 1 1 1 4 6 3 3 9 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Myadestes aurifrons

4 4 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 7 7 3 2 2 0 0 2 2 0 0

Picoides chrysogenis

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 5 0 0 0 0 0 1 2 0 0

Picoides robustus

1 1 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 29/92 Piranga ludoviciana

0 0 0 0 0 0 0 3 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Piranga rubra 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Psitta ludoviciana

20

2 1 1 5 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Psitta madrensis

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0

RESULTADOS Registrar en el informe de la práctica los valores de diversidad alfa, beta y gama discutirlos con tus compañeros. BIBLIOGRAFÍA CITADA Azovsky, A. I. (2000). Concept of scale in marine ecology; linking the ords or the words or the worlds? Web Ecology, 1, 28-34. Bell, G. (2001). Neutral macroecology. Science, 293, 2413-2419. Cody, M. L. y Diamond, J. M. (1975). Ecology and evolution of communities. Harvard, USA: University Press. Gaston, K. J. (20013). Biodiversity: an introduction. Oxford, USA: John Wiley & Sons. Godfray, H.C. y Lawton, J. (2001). Scale and species number. TREE, 16, 400-404. Hubbell, S. P. (2000). The unified neutral theory of biodiversity and bigeography. London, England: Princeton University Press. Koleff, P. (2005). Conceptos y medidas de la diversidad beta. En: G.H. Halffter, J. Soberón, P. Koleff y A. Melic (Eds.), Sobre diversidad biológica: el significado de las diversidades alfa, beta y gamma (pp. 19-40). Zaragoza, España: Monografías Tercer Milenio. Ricklefs, R. E. y Schluter, D. (1993). Species diversity in ecological communities, historical and geographical perspectives. Chicago, USA: University of Chicago Press. Rodríguez, P. y Vázquez-Domínguez, E. (2003). Escala y diversidad de especies. En: Morrone J.J. y J. Busts (eds). Una perspectiva latinoamericana de la biogeografía. (pp.109-114). Ciudad de México, México: Facultad de Ciencias, UNAM.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 30/92 Whittaker, R. J.Willis, K. J. y Field R. (2001). Scale and species richness: Towards a general, hierarchical theory of species diversity. Journal of Biogeography. 28, 453-470.






UNIDAD DE APRENDIZAJE 2. MORFOGÉNESIS Y FISIOLOGÍA DE PLANTAS CON SEMILLA






PRÁCTICA 1. MORFOLOGÍA DE SEMILLAS

OBJETIVOS Caracterizar los rasgos morfológicos cuantitativos y cualitativos de una muestra de semillas Distinguir las estructuras externas e internas que constituyen una semilla Conocer las diferencias entre una semilla botánica y una diáspora. FUNDAMENTO TEÓRICO Las semillas son estructuras que contienen un embrión protegido por una cubierta y representan el medio más desarrollado en la evolución de las plantas para la reproducción y dispersión (Kessler y Stuppy, 2006). Por su capacidad para permanecer vivas una vez que se han dispersado, y los diversos mecanismos que han desarrollado para desplazarse, las semillas viajan a través del tiempo y espacio. Su presencia en los ecosistemas es el indicador potencial del inicio de una nueva generación de plantas que determinará la estructura primaria de los ecosistemas terrestres.

Una semilla verdadera o botánica es un óvulo maduro fecundado, constituida por un embrión, un tejido de nutrición, y la testa o cubierta seminal. El embrión inicia su formación cuando un núcleo generatriz proveniente de un grano de polen fecunda a la célula huevo u oosfera para originar un cigoto diploide (2n) (McCauley et al., 2013). Los procesos de división celular, diferenciación y crecimiento que continúan después de la fecundación constituyen en conjunto la embriogénesis. Un embrión contiene una radícula, un epicótilo o plúmula, un hipocótilo y uno o dos cotiledones. El epicótilo posee tejido meristemático a partir del cual se formara la parte aérea de la planta, la radícula representa a la raíz embrionaria y dará lugar al sistema radical. El hipocótilo es la zona de transición entre la raíz embrionaria y el brote aéreo. Los cotiledones son estructuras que almacenan reservas nutricionales y pueden después volverse hojas fotosintéticas. Las plantas monocotiledóneas desarrollan un cotiledón mientras que en las dicotiledóneas se encuentran dos o más.

El endospermo es un tejido de almacenamiento que generalmente es triploide (Bell,1991). Es el resultado de la unión de un núcleo generatriz proveniente del grano de polen con dos núcleos polares del gametofito femenino (McCauley et al., 2013). En especies de Poaceae este tejido suele representar el mayor volumen de la semilla, mientras que en otras especies está ausente, debido a que se agotó durante el desarrollo del embrión. Además del endospermo, existen otros tejidos que contribuyen en el almacenamiento de reservas para el desarrollo vegetal temprano como los cotiledones o el perispermo. Este último tejido es derivado de la nucela.

La cubierta seminal o episperma se origina de tejido materno y se desarrolla de los tegumentos del óvulo. También pueden participar en su formación partes del fruto y el nombre de la estructura es pericarpio. Su función es proteger al embrión de la desecación, daños mecánicos y evita la entrada de parásitos. Generalmente la testa está





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 33/92 constituida por dos capas, la externa y la interna llamada tegmen. La testa externa o exotesta puede ser lisa, rugosa, de aspecto agujerado, peluda o alada. Los colores más frecuentes de esta estructura son pardo obscuros a negro.

La testa puede influir en los procesos de latencia por la dureza o impermeabilidad de sus tejidos o presencia de inhibidores en la misma. Las estructuras asociadas a ella como alas, arilos, carúnculas, estrofíolos, mucílagos y pelos determinan el tipo de dispersión. La latencia y la dispersión a la vez impactan en la germinación.

En semillas ortodoxas, la testa se deshidrata y endurece en la madurez. En otras especies como Encephalartos, la cubierta permanece con una consistencia carnosa en la madurez y recibe el nombre de sarcotesta (Stuppy, 2012). Asimismo, el arilo es un crecimiento externo derivado del funículo o del tegumento que puede cubrir parcial o totalmente a la semilla. Los colores rojizos y anaranjados de los arilos se relacionan con dispersión por aves. Ciertos arilos se especializan en almacenar aceites para atraer hormigas como dispersores y la estructura se denomina eleosoma. Algunas semillas están recubiertas por una fibra soluble de consistencia viscosa llamada mucílago que ayuda a mantener la humedad alrededor de la semilla durante el proceso de germinación y por su naturaleza adhesiva permite que las semillas se enganchen a animales y se dispersen a través de ellos. La carúncula es una excrecencia sobre el micrópilo también relacionada con la dispersión por semillas. El estrofíolo es una proliferación glandulosa que se forma sobre el rafe (Stuppy, 2012).

En algunos casos, la unidad de dispersión, germinación y latencia no es la semilla botánica, sino diásporas que contienen partes o la totalidad del fruto. Las diásporas son de diferente tipo como aquenios, cariópsides, drupas, mericarpos, nueces y sámaras entre otros.

El micrópilo es una abertura de los tegumentos del óvulo que prevalece en la cubierta seminal. El funículo es la estructura con un haz vascular que se presenta en los óvulos no sésiles para unirlos con la placenta. El hilo es una cicatriz visible exteriormente que señala la posición que tenía el óvulo con el ovario a través del funículo.

Las semillas determinan la dinámica y regeneración de las comunidades vegetales, el estudio de su morfología es esencial para implementar programas de conservación, reforestación, manejo y restauración de ecosistemas (Orozco-Segovia y Sánchez-Coronado, 2013). Asimismo, las características de la semilla presentan un valor taxonómico potencial (Buxbaum, 1953) y es conocido que los rasgos seminales cualitativos y cuantitativos brindan información para la circunscripción e identificación de especies (Stuppy, 2012). MATERIAL Y REACTIVOS Diversos tipos de semillas y/o frutos Cajas Petri Vasos de precipitados Pinzas de relojero Agujas de disección





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 34/92 Bisturí Lupa Papel milimétrico Vernier EQUIPO Microscopio estereoscópico Cámara fotográfica SERVICIOS Agua Energía eléctrica PROCEDIMIENTO Con base a observaciones al microscopio estereoscopio y apoyados en la clasificación de la caracterización morfológica propuesta por Martin (1946), Barthlott y Hunt, (2000), Kirkbride et al., (2003), entre otros, se identificarán estructuras externas e internas de semillas y diásporas que serán dibujadas a mano alzada.

A partir de una muestra de 20 semillas se registrarán los datos cuantitativos de las longitudes de largo, ancho y grosor de las semillas. De tratarse de semillas botánicas se incluirá la longitud de la región hilo-micropilar (RHM). De la RHM, se medirán sus estados de carácter tanto cuantitativos (largo, ancho y grosor) como cualitativos (simetría, forma, orientación, disposición hilo-micropilo) basándose en Barthlott y Hunt, (2000). Asimismo, se registraran y documentaran con una cámara fotográfica digital, las principales características externas cualitativas (simetría, forma, color, lustre, escultura externa, apéndices y estructuras sobresalientes).

RESULTADOS Se registrarán las características cuantitativas de la muestra de 20 semillas, indicando el valor promedio y los valores mínimos y máximos. Para los rasgos cualitativos se señalarán el tipo de forma y color así como sus variaciones. Se anexaran los dibujos elaborados en la parte de resultados del informe de la práctica.Encada dibujo se indicarán los nombres de las estructuras internas y externas que fueron observadas. Se registrarán los datos obtenidos en la práctica, siguiendo la estructura del cuadro 1.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 35/92 Cuadro 1. Características de las especies estudiadas Especie 1 Especie 2 Especie 3 Especie4

Testa

Embrión

Endospermo

Cotiledón

Apéndices

Color

Simetría

Forma

Lustre

Escultura

externa

BIBLIOGRAFÍA CITADA Bell, A. D. (1991). Plant Form. Oxford, England: Oxford University Press. Barthlott, W. y Hunt, D. R. (2000). Seed-diversity in the Cactaceae subfamily Cactoideae. Milborne Port, England: dhBooks.

Buxbaum, F. (1953). Morphology of Cacti. Section III. Fruits and Seeds. Pasadena, USA: Abey Garden Press.

Kesseler, R. y Stuppy, W. (2006). Seeds. Time capsules of life. London, England: Papadakis Publisher & Kew.

Kirkbride, J. H., Gun, C.R. y Weitzman, A. L. (2003). Fruit and seeds of genera in thesubfamily Faboideae (Fabaceae). Technical Bulletin No. 1890. Washington, USA: USDA.

Martin, A. C. (1946). The Comparative Internal Morphology of Seeds. The American Midland Naturalist, 36, 513-660.

McCauley, R, Jiménez-Durán, K. y Márquez-Guzmán, J. (2013). Doble fecundación. En: J. Marquéz-Guzmán, M. Collazo-Ortega, M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia, S.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 36/92 Vázquez-Santana. (eds.). Biología de Angiospermas (pp. 118-123). Ciudad de México, México: UNAM. Orozco-Segovia, A. y Sánchez-Coronado, M.E. (2013). Germinación. En J. Marquéz-Guzmán, M. Collazo-Ortega, M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia y S. Vázquez-Santana. (eds.). Biología de Angiospermas (pp. 209-240). Cd. de México, México: UNAM. Stuppy, W. (2012). An Introduction to the Morphology and Anatomy of Seeds. A training course. London, England: KEW.






PRÁCTICA 2. GERMINACIÓN Y LATENCIA (Parte 1) OBJETIVOS Conocer los principios básicos de las pruebas de viabilidad de semillas. Comparar diferentes técnicas para evaluar la viabilidad y capacidad de un lote de semillas para generar nuevas plantas (Germinación directa, Prueba de tetrazolio, Prueba colorimétrica). FUNDAMENTO TEÓRICO En la última etapa del proceso de formación de la semilla, esta alcanza su madurez fisiológica y pierde agua para disminuir su metabolismo y mantenerse viva hasta la germinación. Para que se inicie el proceso de germinación son necesarias que se den tres condiciones:

a) Que la semilla este viva es decir que sea viable b) Eliminar la latencia (si es que está presente) y, c) Condiciones ambientales adecuadas (agua, temperatura, oxígeno y en algunos

casos luz). Por lo tanto, para que una semilla germine lo primero que debe de asegurarse es

que la semilla sea viable, esto es que el embrión este vivo y tenga la capacidad de germinar (Hartman et al., 2013).

PRUEBAS DE VIABILIDAD La viabilidad está representada por el porcentaje de germinación, el cual expresa el número de plántulas que puede producir un número dado de semillas. Para realizar una prueba de viabilidad se recomienda usar por lo menos 400 semillas tomadas al azar y formar lotes de 100 semillas. Si cualquiera de esos lotes varía en más de un 10% se debe repetir la prueba, de otro modo el promedio de los cuatro lotes es el porcentaje de germinación.

La viabilidad puede determinarse por medio de varias técnicas, entre las cuales se evaluarán:

1) Germinación directa 2) Prueba de tetrazolio 3) Prueba colorimétrica

1). Germinación directa El proceso de germinación se divide para su estudio en tres etapas ( Hartman et al., 2013; Orozco y Sánchez, 2013):

1) ACTIVACIÓN: Este estadio puede completarse en minutos o en horas e incluye los siguientes procesos fisiológicos:






a) Imbibición. La semilla absorbe agua, lo que provoca la hidratación del protoplasma, el hinchamiento de la cubierta seminal y el rompimiento de la cubierta seminal. Es un proceso físico, por lo que puede efectuarse aún en semillas no viables.

b) Síntesis de proteínas: El sistema de síntesis de proteínas se activa, la energía necesaria para ello se obtiene de las ligaduras de gran energía del ATP que se encuentran en las mitocondrias. Se inicia la producción de enzimas. Se restablece la respiración aerobia.

2) DIGESTIÓN Y TRASLOCACIÓN: Las enzimas digieren las substancias de reserva (grasas, proteínas, carbohidratos) contenidas en los tejidos de almacenamiento convirtiéndolos en compuestos químicos más sencillos que son translocados a los puntos de crecimiento del embrión para usarse en el crecimiento y desarrollo de las nuevas partes de la planta. Las grasas y aceites se convierten por acción de las enzimas en ácidos grasos y después en azúcares. Las proteínas son la principal fuente de nitrógeno para la plántula en crecimiento. El almidón se convierte en azúcar.

3) DIVISIÓN CELULAR (Alargamiento celular y emergencia de la radícula): Consiste en la división celular en las zonas meristemáticas del eje embrionario seguida por la expansión de las estructuras de la planta, provocando un aumento en el peso fresco y peso seco de la plántula y disminuye el peso de los tejidos de almacenamiento. Aumenta la respiración. El primer síntoma visible de que una semilla ha germinado es la emergencia de la radícula.

2). Prueba de tetrazolio

Es un método bioquímico en el cual se demuestra la viabilidad por el color rojo que adquieren los tejidos vivos de la semilla cuando es remojada en una solución de cloruro de 2,3,5 trifeniltetrazolio (TTC). El TTC, compuesto soluble en agua e incoloro, es absorbido por las células vivas y reducido por el proceso de respiración de la célula a un compuesto insoluble en agua y de color rojo llamado trifenil formazán.






TTC FORMAZÁN

La prueba debe realizarse en la obscuridad y no debe de prolongarse más de 48 horas o se corre el riesgo que los tejidos no vivos también se tiñan de rojo debido a la actividad respiratoria de hongos y bacterias (Davies et al., 2015; Meyr, 2010).

3). Prueba colorimétrica

Durante la etapa de activación se reinicia la respiración aerobia, por lo que hay desprendimiento de dióxido de carbono. Esta prueba se basa en hacer reaccionar el dióxido de carbono desprendido con una solución al 2% de carbonato de potasio para producir ácido carbónico, lo que disminuye el pH de la solución. Si se utiliza un indicador como la fenolftaleína, este cambio puede evaluarse por cambios de coloración de la solución que rodea a la semilla (López et al., 2005).

MATERIAL Y REACTIVOS Material biológico (por equipo): 100 semillas de lenteja secas, 100 semillas de lenteja remojadas (ponerlas a remojar la noche anterior a la práctica). Material de cristaleria 2 Cajas de Petri 1 pipeta de 5 mL 1 Probeta de 100 mL 4 vasos de precipitado de 250 mL

4 goteros o pipetas Pasteur Pinzas de disección (2 por persona) Agujas de disección (2 por persona) 1 espátula Bisturi o navaja de un filo 1 charola de plástico para hacer cubos de hielo de color blanco Reactivos 2 L de agua destilada 0.5 g de cloruro de trifenil tetrazolio

PROCESODERESPIRACIÓN

2H+2e

LUZ





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 40/92 0.5 L de etanol 96 % 2 g de K2CO3 0.2 g de fenolftaleína Material diverso 1 rollo de papel aluminio extrarreforzado 1 rollo de plástico auto adherente (egapack) 1 paquete de algodón 1 litro de cloro comercial 1 rollo de papel absorbente (servitoallas) 1 caja de unicel con tapa o 1 recipiente de plástico con tapa 1 aspersor EQUIPO 1 Balanza granataria 2 Parrillas con agitación SERVICIOS Agua Energía eléctrica PROCEDIMIENTO 1). Germinación directa

a) Desinfestar 100 semillas con una solución de cloro comercial diluido 1:4 durante 5 minutos. b) Enjuagar en tres ocasiones con agua destilada c) Limpiar la caja de unicel o el reciipiente de plástico con la solución de cloro. d) Colocar en la caja o recipiente tres capas de algodón y 1 capa de papel absorbente. e) Humedecer perfectamente y escurrir el exceso de agua. f) Colocar las semillas, con ayuda de las pinzas, en el recipiente, cubrirlas con una capa de papel absorbente y tapar (Fig. 1). g) Revisar diariamente el recipiente, mantener la humedad adecuada asperjando agua si es necesario. Contar las semillas germinadas (Fig. 2).






Figura 1. Semillas colocadas en el recipiente con capas de algodón y papel absorbente.

Figura 2. Semillas germinadas.

2). Prueba de tetrazolio (Fig. 3)

a) Humedecer las semillas previamente a la prueba (12 hs). b) Eliminar las cubiertas seminales y exponer el embrión con ayuda de la navaja. c) Con las pinzas, colocar en 1 caja de Petri 50 semillas y añadir 5 mL de la solución de

TTC al 0.5% (0.5g en 100 mL de agua), asegurándose que el embrión entre en contacto con la solución.

d) Cubrir (con el papel aluminio), la caja de Petri e incubar 2 horas. e) Revisar los embriones, considerando vivos aquellos que se tiñan de rojo, establecer

previamente los parámetros a evaluar.






Figura 3. Etapas de la prueba de viabilidad con TTC.

3). Prueba colorimétrica (Fig. 4) a) En cada hueco de la charola para hielo agregar 5-10 mL de agua destilada. b) Añadir, en cada hueco, 1-2 gotas de una solución de K2CO3 al 2% (2 g en 100 mL de agua) y 1-2 gotas de fenolftaleína (0.1 gr disuelto en 60 mL de etanol al 96 % y aforar a 100 mL), mezclar perfectamente hasta obtener un color fucsia homogéneo en cada hueco. c) Colocar 15 semillas secas en el primer hueco, en los huecos restantes colocar una semilla, dejando un hueco sin semilla, el cual será el color final de referencia. d) Evaluar los resultados a las 2 horas. Se considerará semilla viable aquella donde la solución se vuelva incolora o levemente fucsia.






Figura 3. Etapas de la prueba colorimétrica.

RESULTADOS Elaborar una secuencia fotográfica que registre la metodología de la práctica y los resultados.

1. Germinación directa Anotar el número de semillas germinadas. Expresar los resultados en porcentaje de germinación.

% de germinación = No. de semillas germinadas

No. total de semillas

2. Prueba de tetrazolio Determinar el porcentaje de viabilidad usando la fórmula:

% de germinación = No. de semillas teñidas

No. total de semillas

X 100

X 100





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 44/92 3. Prueba colorimétrica

Determinar el porcentaje de viabilidad.

% de viabilidad = No. de huecos con semilla donde hubo cambio No.total de semillas

Comparar las diferentes técnicas para evaluar la viabilidad.

Indicar ventajas y desventajas de cada las técnicas empleadas.

Contestar cuestionario proporcionado en clase.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Davies, R., Sacco, A. Di, y Newton, R. (2015). Germination testing : procedures and evaluation. Recuperado de: https://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=2&cad=rja&uact=8&ved=0ahUKEwj6_LeI6dTMAhUs7IMKHZxAA3EQFgglMAE&url=http%3A%2F%2Fassets.kew.org%2Ffiles%2FGermination%2520testing%2520procedures%2520-%2520FINAL%2520online%2520version.pdf&usg=AFQjCNEJl7UEPJLmzDWCu6B6Q0OdiRLl6g

Hartman, H. T., Kester, D. E., Davies, F. T., Geneve, R., y Kester, D. E. (2013). Hartmann and Kester’s Plant Propagation: Pearson New International Edition: Principles and Practices. 8th ed. Englewood Cliffs, USA :Pearson Education, Limited.

López, C. M., Márquez, G. y Murguía, S. G. (2005). Técnicas para el estudio del desarrollo en angiospermas. Ciudad de México, México: Facultad de Ciencias, UNAM.

Meyr, A. (2010). ISTA working sheets on tetrazolium testing, volumen 1. Agricultural, vegetable & horticultural species. International seed testing association. Recuperado de: URL: http://ransomseedlab.com/aboutus/TZtest/TZtest.pdf

Orozco, S. A. y Sánchez, C. M. E. (2013). Germinación. En J. Marquéz-Guzmán, M. Collazo-Ortega, M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia, y S. Vázquez-Santana. (Eds.). Biología de Angiospermas (pp. 209-240). Ciudad de México, México: UNAM.

X 100






PRÁCTICA 3. GERMINACIÓN Y LATENCIA (Parte 2)

OBJETIVOS Identificar la presencia o ausencia de latencia en un lote de semillas. Aplicar diferentes pretratamientos pregerminativos para eliminar la latencia a un lote de semillas. FUNDAMENTO TEÓRICO La función de una semilla es originar una nueva planta pero, ya que el proceso de germinación es irreversible, solo tiene una oportunidad para lograrlo. La latencia proporciona una estrategia para que la germinación se realice y reducir el riesgo de muerte prematura en un entorno desfavorable (Bewley et al., 2013).

Si una semilla no germina debido a que las condiciones ambientales (p. ej. humedad, oxigenación, luz y temperatura), no son adecuadas se dice que es quiescente. Este estado desaparece cuando estos requerimientos ambientales se cubren y entonces la semilla germina. Se considera que una semilla presenta latencia, también llamada dormancia, cuando, a pesar de estar en condiciones ambientales idóneas para germinar, no lo hace. La palabra latencia (del latin latentia, significa "cualidad del que está presente, pero oculto”), puede ser definida como un fallo temporal de una semilla (viable) para completar la germinación en condiciones favorables (Orozco y Sánchez, 2013; Ruiz, 2010). Clasificación de latencia de las semillas Varios sistemas de clasificación de latencia de las semillas han sido publicados. De acuerdo con Nikolaeva, citado por Baskin y Baskin (2014b), hay dos tipos generales de latencia de la semilla orgánica: endógena y exógena. En la latencia endógena algunas de las siguientes características impiden la germinación: (1) embriones inmaduros, (2) inhibidores químicos, y (3) limitaciones fisiológicas. Mientras que en la latencia exógena algún producto químico o característica de alguna estructura, incluyendo el endospermo (algunas veces perispermo), cubiertas seminales o de las paredes del fruto que cubren el embrión, evitan la germinación. Las siguientes son posibles efectos en la germinación de los tejidos que cubren el embrión: (1) la interferencia con la absorción de agua, (2) interferencia con el intercambio de gas, (3) la prevención de la salida de los inhibidores del embrión, y (4) la restricción mecánica (Baskin y Baskin 2014b).

Cada tipo de latencia contiene varias categorías. Para dar cabida a las diferentes categorías se ha desarrollado, un sistema jerárquico de clasificación para la latencia de las semillas. El sistema cuenta con seis niveles jerárquicos (división, subdivisión, clase, subclase, nivel y tipo), con la división siendo el más alto y el tipo de ser más bajo. Este sistema cuenta con cinco clases de latencia. El nivel proporciona información adicional acerca de la latencia en sí, como las respuestas a la temperatura para romper la latencia y / o para la germinación (Baskin y Baskin 2014a).






En la actualidad existe una gran discusión acerca de lo que debe considerarse como latencia, cuáles son sus categorías y los tipos que incluye cada una de ellas (Busso, 2013; Orozco y Sánchez, 2013). Pretratamientos germinativos para eliminar la latencia Después de que se determine que las semillas presentan algún tipo de latencia, el siguiente reto es romperla y germinar las semillas.

La latencia endógena es la más difícil de eliminar. Las siguientes técnicas se han utilizado con éxito:

1. Separación de los embriones. Se utiliza cuando existe incompatibilidad embrión-endospermo.

2. Sólo unos pocos casos de latencia causada por inhibidores químicos han sido examinados en detalle, pero en aquellos que la presentan, dos factores parecen estar implicados: (1) los cotiledones y (2) inhibidores de la germinación. La amputación de los cotiledones a menudo permite que el eje embrionario del embrión en estado latente para germinar y crecer. Por ejemplo, la latencia del embrión en la cebada puede eliminarse mediante la eliminación del escutelo (que es un cotiledón modificado), mientras que la latencia de embriones de manzana se reduce progresivamente a medida que el aumento de cantidades de tejido cotilenodar se cortan. Estos resultados sugieren la presencia de sustancias inhibidoras en los cotiledones que se transportan a la radícula donde el crecimiento es inhibido (Bewley et al., 2013).

3. Estratificación: En términos generales consiste en poner las semillas en un sustrato húmedo (arena, turba, agrolita, o vermiculita) en un envase bien cerrado y colocarlas en un ambiente frio (Estratificación en frío), por ejemplo, en la parte baja del refrigerador donde se tienen temperaturas entre 5°C y 8°C, o en un ambiente cálido, estratificación cálida (25°C-30°C) durante diferentes periodos de tiempo dependiendo de la especie vegetal (Hartman et al., 2013; Baskin y Baskin 2014c).

4. Aplicación de sustancias químicas a semillas con cubiertas permeables: Una lista seleccionada de productos químicos que pueden romper la latencia se muestra en el cuadro 1. Sólo unos pocos de ellos se encuentran disponibles en los ambientes naturales, sin embargo, son de gran interés, ya que pueden ayudar a proporcionar una comprensión del mecanismo de interrupción de la latencia. La posible acción de muchas de estas sustancias ha dado lugar a hipótesis relativas a los mecanismos de regulación y de ruptura de la latencia (Bewley et al., 2013).






Cuadro 1. Sustancias empleadas para romper la latencia en semillas (Bewley et al., 2013). Clase de compuesto

Inhibidores de la respiración Cianuro Azida Acetato de yodo Dinitrofenol Compuestos sulfhidrilo Ditiotreitol 2-mercaptoetanol Oxidantes Oxígeno Hipoclorito Nitrito Tiourea Reguladores del crecimiento vegetal Etileno Giberelinas Citoquininas Varios Etanol Azul de metileno Éter etílico Fusicoccina

La latencia exógena es provocada por la cubierta seminal, por lo que para eliminar este tipo de latencia solo hay que modificar, quitar, dañar o debilitar la cubierta seminal, lo cual se logra con la técnica de escarificación. Existen varios tipos de escarificación (Hartman et al., 2013):

1. Escarificación mecánica. Esta técnica se utiliza para modificar de manera mecánica las cubiertas duras o impermeables. Para lotes pequeños las semillas se pueden frotar con papel lija, rayarlas con una lima, golpearlas con un martillo. Para operaciones a gran escala se utilizan escarificadoras especiales. La escarificación no debe hacerse hasta el punto que quede expuesto el embrión. Esta técnica es sencilla y efectiva para muchas especies. Se recomienda que una vez escarificadas las semillas sean sembradas.

2. Escarificación con ácido. El remojo en ácido sulfúrico o clorhidrico concentrado es el tratamiento más comúnmente empleado. Debe realizarse con cuidado ya que el ácido es muy corrosivo y reacciona violentamente con el agua, elevando la temperatura y produciendo salpicaduras (recordar que nunca hay que dar de beber al ácido). Las semillas secas se colocan en recipientes de vidrio y se cubren con ácido sulfúrico concentrado en proporción de una parte de semilla por dos de ácido de 1 a 3 minutos dependiendo el tipo de semilla. Para cantidades pequeñas de semillas se recomienda el uso de embudos de separación ya que permiten separar con facilidad el ácido. Debe de agitarse a intervalos convenientes de manera suave. Al final del tratamiento se escurre el ácido y las semillas se lavan






de inmediato con agua en abundancia durante 10-15 minutos. Se sugiere sembrar las semillas de inmediato.

3. Escarificación con agua. El remojo en agua modifica las cubiertas duras, remueve inhibidores, ablanda las semillas y reduce el tiempo de germinación. La duración del tratamiento varía dependiendo del tipo de semilla y va de 2 a 48 horas. Algunas especies requieren que las semillas se remojen en agua caliente (60°C-100°C), retirándolas del calor una vez alcanzan la temperatura requerid dejándolas en el agua que se va enfriando gradualmente durante 12-24 horas. Se recomienda sembrar inmediatamente después del tratamiento.

Combinación de dos o más pretrataramientos pregerminativos Combinar dos o más tratamientos tiene el objetivo de eliminar una latencia doble o combinada, que es cuando la semilla presenta latencia endógena y exógena. Se pueden usar combinaciones de cualquier tratamiento. MATERIAL Y REACTIVOS 100 semillas (p.ej. dos sobres de semillas certificadas de cactáceas) Cloro comercial Agua destilada Gasa Hilo de algodón Nitrato de potasio al 1% Ácido sulfúrico o clorhídrico concentrado 80 mL 100 mL de ácido giberélico (100-500 mgL-1) Probeta de 50-100 mL Pinzas de disección Lima o lija Termómetro 2 Vaso de precipitados de 100 mL 1 frasco de vidrio o de plástico de 200 ml (Se usará para fabricar un mini escarificador). EQUIPO Parrilla de calentamiento SERVICIOS Agua Energía eléctrica PROCEDIMIENTO Se empleará un lote de 100 semillas de la especie elegida. Si las semillas no son certificadas, se lavarán con agua y jabón, posteriormente se desinfestarán con una solución de cloro comercial 1:4 (1mL de cloro comercial- 4mL de agua) durante 15 minutos. Al cabo de este tiempo, las semillas se enjuagarán con agua destilada en tres ocasiones. Se formarán 2 grupos de semillas. Un grupo fungirá como el

Elmaterialyequipodependerádelpretratamientoqueseelijaaplicar





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 49/92 testigo sin ningún tratamiento posterior para germinar. Al grupo restante se le aplicará un tratamiento pregerminativo.

Cada integrante del equipo realizará un pretratamiento diferente y en el informe conjuntarán los resultados del equipo para realizar el análisis de resultados.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 50/92 Escarificación mecánica. Construir un mini escarificador con el recipiente de vidrio o plástico y la hija de lija. Colocar las semillas dentro del mini escarificador y agitar vigorosamente de 1 a 3 minutos, dependiendo el tipo de semillas. Remojo en agua. Las semillas se remojan de 12 a 24 horas. Remojo en agua caliente. Las semillas se sumergen en agua a 70°C por 1 a 4 minutos, dependiendo del tipo de semilla. Tratamiento con ácido. Se utiliza para semillas con cubiertas muy duras. Las semillas secas se colocan en recipientes de vidrio y se cubren con ácido sulfúrico o clorhídrico concentrado, durante segundos o minutos, dependiendo del grosor de la cubierta. Después las semillas se escurren y lavan. Nitrato de potasio. Se emplea una solución de nitrato de potasio al 1% durante 24 horas. Ácido giberélico. Se emplea una solución de ácido giberélico de 100 a 500 mgL-1, en donde se sumergen las semillas durante un periodo de 12 a 24 horas. Estratificación. Colocar las semillas a temperaturas altas o bajas. La temperatura puede variar desde 0 a 10 ºC, cuando se trata de estratificación fría, y de 22 a 30 ºC, cuando se trata de estratificación cálida. El periodo de estratificación puede ir desde una semana hasta cuatro meses, según la especie. Una vez, seleccionado el pretratamiento, las semillas se colocarán en cajas Petri esterilizadas que contengan algodón con un espesor de 5 mm, y después una capa de papel filtro. Se regarán con agua destilada y se registrará la germinación cada tercer día, durante 15 días.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 51/92 RESULTADOS Elaborar una secuencia fotográfica que registre la metodología de la práctica y los resultados.

Se graficará la germinación en el tiempo para cada uno de los tratamientos. Determinar el porcentaje y velocidad de germinación.

Determinar si existen diferencias significativas entre los tratamientos aplicados. De haberlas indicar que tratamientos son diferentes estadísticamente (ANDEVA de un factor y prueba de Tukey de comparación de medias, pueden utilizar EXCELL para realizarlo). Contestar cuestionario proporcionado en clase. BIBLIOGRÁFIA CITADA Baskin, C. C. y Baskin, J. M. (2014a). Germination Ecology of Seeds with Physical Dormancy. Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000068. Baskin, C. C. y Baskin, J. M. (2014b). Types of Seeds and Kinds of Seed Dormancy. Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000032. Baskin, C. C. y Baskin, J. M., 2014c. Variation in Seed Dormancy and Germination within and between Individuals and Populations of a Species, Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000081. Bewley, J.D., Bradford K., Hilhorst, H. y Nonogaki, H. (2013). Seeds Physiology of Development, Germination and Dormancy. 3rd ed., New York, USA: Springer. Busso, C. A., 2013. From Seed Germination to Young Plants : Ecology, Growth and Environmental Influences. Hauppauge, N.Y.: Nova Science Publishers, Inc. Hartman, H. T., Kester, D. E., Davies, F. T., Geneve, R., y Kester, D. E. (2013). Hartmann and Kester’s Plant Propagation: Pearson New International Edition: Principles and Practices. 8th ed. Englewood Cliffs, USA:Pearson Education, Limited. Orozco, A. y Sánchez, M.E. (2013). Quiescencia y latencia. En J. Marquéz-Guzmán, J, Collazo-Ortega M, Martínez Gordillo M, Orozco-Segovia A, Vázquez-Santana S. (eds.). Biología de Angiospermas. (pp. 223-232). Ciudad de México, México: UNAM. Ruiz, P.A. (2010). Latencia: Cuando las Semillas Duermen. Muebles y maderas, (67), pp.12–19. Recuperado de: www.revista-mm.com/ediciones/rev67/forestal_latencia.pdf.






PRÁCTICA 4. DESARROLLO PLANTULAR

OBJETIVOS Reconocer y describir las etapas del desarrollo plantular Caracterizar el desarrollo plantular en gimnospermas, monocotiledóneas y dicotiledóneas Describir los procesos de organogénesis durante el desarrollo plantular FUNDAMENTO TEÓRICO La formación de una plántula representa la diferenciación de grupos celulares, con potencialidades fisiológicas destinadas a una función específica dentro de la planta. El embrión seminal constituye una estructura organizada y relativamente diferenciada, ya que existen diferencias entre el meristemo apical del tallo y de la raíz. Una vez que la semilla germina, las células embrionarias se multiplican, alargan y forman tejidos y órganos. A los cambios graduales y progresivos en tamaño (crecimiento), estructura y función (diferenciación) que hace posible la transformación de un cigoto en una planta completa se define como desarrollo o morfogénesis (Fig. 1) (Segura, 2008).

El desarrollo vegetal se divide en dos procesos denominados crecimiento y diferenciación (Segura, 2008; Taiz y Zeiger, 2010). El crecimiento se define como el incremento en el volumen celular, o aumento en el número de células; es un fenómeno cuantitativo y susceptible a medirse en términos de aumento de longitud, diámetro o peso (Azcón-Bieto y Talón, 2000; Öpik y Rolfe, 2005). Paralelamente al crecimiento, las células presentan modificaciones en su estructura relacionada con su función; es decir, se desarrollan células especializadas o diferenciadas. Estos cambios son más difíciles de medir o cuantificar.

El crecimiento por aumento de volumen celular no discrimina dirección en el espacio, salvo en el caso de los pelos radicales (Vicente y Legaz, 2000) y el tubo polínico (Salisbury y Ross, 2000) que sólo aumenta de área en la punta; en cambio el crecimiento en el número de células, tiene en las fanerógamas dos direcciones, uno en longitud, o crecimiento primario, originado en los meristemos apicales y otro secundario o en grosor, asentado en meristemos secundarios o laterales.

En la mayoría de las especies, la germinación termina con la emergencia de la radícula o raíz embrionaria provocada por una elongación celular. Después de la germinación y durante el desarrollo plantular se conjuntaran los dos procesos que determinan el crecimiento: la división celular y la elongación celular (Taiz y Zeiger, 2010). La división celular está controlada por proteínas ciclinas y quinasa dependientes de las ciclinas que actúan en colaboración con auxinas, citocininas, ácido abscisico y sacarosa para iniciar la replicación del ADN o bien la fase mitótica (Cooper y Hausman, 2006; Taiz y Zeiger, 2010). Después de un ciclo de división, una de las células hijas permanece como meristemática mientras otra se diferencia. Para algunos casos, esta etapa es anterior al ciclo mitótico, en la fase G2, donde ocurre una diferenciación citiplásmica que separa dos zonas celulares diferenciadas, una de ellas recibe la mayor





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 53/92 densidad de organelos celulares. El otro patrón de determinación funcional, es posterior a la mitosis, donde una de las céluls hijas perderá la mayor parte de los organelos citoplásmicos, incluso el núcleo, y la otra célula se conservará sin cambio, iniciando así una diferenciación metabólica (Hopkins y Hüner, 2004; Segura, 2008).

La elongación celular depende de la pared celular, cuya rígidez condiciona el crecimiento de las células. Durante la elongación, la pared celular primaria pierde parte de su rigidez y se extiende gracias a la fuerza generada por la presión de turgencia. La posterior entrada de agua permite que se incremente el volumen celular. La pérdida de rígidez en la pared celular está asociada con actividad de las auxinas que promueven la producción de proteínas expansinas que modifican la estructura de la celulosa. Este proceso es reversible, ya que la pared celular se vuelve rígida nuevamente (Nakajima y Benfey, 2002; Cooper y Hausman, 2006).

Las células del meristemo apical del tallo sufren divisiones celulares y diferenciación para formar distintos tipos celulares. En monocotiledóneas, la división periclinal de las células meristemáticas más externas, conduce a la formación de una yema que por elongación y división dará lugar a una hoja. Las primeras divisiones se localizan en la región comprendida entre el nudo y la base del entrenudo, después la actividad meristemática se restringe a la región de la base de cada entrenudo e inmediatamente arriba del nudo mismo. A estas regiones se les conoce como meristemos intercalares, porque se intercalan entre regiones de células más viejas que no se dividen (Salisbury y Ross, 2000). En dicotiledóneas, la monocapa más externa conserva el plano anticlinal de división y son las capas celulares más internas las que se dividen periclinalmente.

Existen dos patrones de desarrollo plantular, el epigeo donde los cotiledones se elevan sobre el hipocotilo y se tornan fotosintéticos, y el hipogeo donde los cotiledones permanecen en el suelo por una elongación del epicotilo. En este último esquema los cotiledones funcionan como estructuras de almacenamiento de reservas.

Entre los factores ambientales que interactúan con el desarrollo de la plantula se encuentra la humedad, temperatura y la luz. Esta última es la variable más importante, en especial la luz roja.

El desarrollo de las plantas es un proceso coordinado e integrado a través de gran número de señales, entre las que se encuentran las hormonas, así, estas sustancias controlan la división celular, crecimiento y diferenciación. Las concentraciones de las hormonas están influenciadas a su vez por factores ambientales (Öpik y Rolfe, 2005; Leck et al., 2008).






MATERIAL Y REACTIVOS 30 semillas de Pinus o Abies o Cupressus o cualquier otra gimnosperma. 30 semillas de Canna o Agave o Zea mays o cualquier otra monocotiledónea. 30 semillas de Helianthus annus o Phaseolus o Citrus o cualquier otra dicotiledónea. 3 vasos de precipitados de 250 mL 3 cajas Petri Algodón, papel filtro 1 aspersor manual Plumón indeleble Solución de cloro al 1% Detergente líquido Pinzas de disección Tierra negra y agrolita Macetas de plástico de 8 pulgadas de altura Papel milimétrico o vernier

EQUIPO Microscopio estereoscópico Estufa bacteriológica Cámara fotográfica

SERVICIOS Agua Energía eléctrica

Fig. 1. Germinación y desarrollo plantular de Prunus avium L. (Foto: B. Vázquez).





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 55/92 PROCEDIMIENTO Colocar las semillas solicitadas en una solución de cloro al 1% durante 20 a 30 minutos. Enjuagar con agua potable hasta eliminar trazas del cloro. En cajas Petri que contengan en la base una capa de algodón de 1 cm de grosor y sobre ésta una capa de papel filtro, se colocarán las semillas desinfestadas, sobre las mismas se colocará otra capa de papel filtro. Se regará con agua potable hasta quedar humedecidas. Evitar la condición de sobresaturación.

Las semillas germinadas se trasplantarán a macetas de 8 pulgadas que tendrán un sustrato conformado por tierra negra y agrolita en partes iguales de volúmen/volúmen. Regar con agua potable y con la frecuencia necesaria para mantener una capacidad de campo.

Registrar por día los cambios observados en el desarrollo de cada una de las especies. Indicar el tamaño del brote y de las hojas, señalar los cambios de coloración de los órganos diferenciados y su forma. Informar sobre las características de los cotiledones y qué tipo de desarrollo se observa (epigeo o hipogeo). Registrar cada uno de los eventos del desarrollo con fotografías digitales o con dibujos. RESULTADOS Graficar las etapas del desarrollo plantular con relación en el tiempo. Indicar las partes de las plántulas formadas para cada una de las tres especies. Elaborar una secuencia fotográfica o de dibujos que contenga: la estructura de la semilla, germinación, crecimiento de raíz y diferenciación de raíces secundarias, emergencia del epicótilo, desarrollo del epicótilo, elongación del hipócotilo, emergencia y desarrollo de hojas y yemas foliares. Elaborar un cuadro comparativo que relacione el tiempo promedio para la emergencia de las distintas estructuras en cada especie empleada. Indicar si el desarrollo es epigeo o hipogeo. BIBLIOGRAFÍA CITADA Azcón-Bieto, J. y Talón, M. (2000). Fundamentos de fisiología vegetal. Madrid, España: McGraw-Hill-Interamericana. Cooper, G.M. y Hausman, R. E. (2006). La Célula. Madrid, España: Marbán. Hopkins, W. G. y Hüner, N. P. (2004). Introduction to Plant Physiology. New Jersey, USA: John Wiley & Sons.

Leck, M.A. y Outred, H.A. Seedling natural history. 2008. En: M.A. Leck, V.T. Parker y R.L. Simpson. Seedling Ecology and Evolution. (pp. 17-55). Cambridge, England: Cambridge University Press





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 56/92 Nakajima, K. y Benfey, P. N. (2002). Signaling in and out: control of cell división and differentiation in the shoot and root. The Plant Cell, (14), 5265-5276.

Öpik, H. y Rolfe, S. (2005). The Physiology of flowering plants. Cambridge, England: Cambridge University Press.

Salisbury, F. B. y Ross, C. W. (2000). Fisiología de las plantas. Vol 3. Desarrollo de las plantas y fisiología de las plantas. Madrid, España: Thompson-Paraninfo.

Segura, J. (2008). Introducción al desarrollo. Concepto de hormona vegetal. En Azcón-Bieto y Talón, J. M. (Eds.). Fundamentos de Fisiología vegetal. (pp. 537-558). Madrid, España: McGraw Hill.

Taiz, L. y Zeiger, E. (2010). Plant Physiology. Massachusetts, USA: Sinauer Associates, Inc.

Vicente, C. C. y Legaz, M. E. (2000). Fisiología vegetal ambiental. Madrid, España: Síntesis.






UNIDAD DE APRENDIZAJE 3. DIVERSIDAD DE INVERTEBRADOS TERRESTRES






PRÁCTICA 1. ORGANISMOS EDÁFICOS

OBJETIVOS Determinar la diversidad (riqueza y abundancia) de taxones en diferentes tipos de suelo Determinar y comparar la distribución de la fauna registrada en los horizontes edáficos. Identificar los diferentes Phylum de Macroinvertebrados terrestres que habitan en el suelo. FUNDAMENTO TEÓRICO El suelo es la base de la que dependen todos los seres vivos ya que los fotosintetizadores (autótrofos) obtienen los elementos necesarios para su desarrollo, que sirven de sostén para todos los demás organismos que al consumirlos y metabolizarlos obtienen energía que utilizan para cubrir sus necesidades tales como: mantenimiento de tejidos, reproducción y crecimiento. El suelo es dinámico, ya que constantemente se esta desgastando y formando. El desgaste esta dado por la extracción de nutrimentos y otros elementos, los cuales deben de ser sustituidos para mantener invariables sus características bióticas y abióticas. La velocidad de formación y mantenimiento edáfico están en función de diferentes factores (e.g. el tipo de material parental, climáticos, temporales). Bajo la compleja interacción de estos factores, el suelo se va diferenciando en estratos con características físicas, químicas y biológicas particulares. En términos generales una de las principales funciones de los organismos edáficos (bacterias, hongos, protozoos, túrbelaríos, nematodos, rotíferos, anélidos, tardígrados, anélidos, moluscos y artrópodos entre otros), es la degradación de la materia orgánica del suelo y conversión en nutrimentos aprovechables para las plantas (Lavelle, 2000).

Para la mejor comprensión de la actividad de la fauna edáfica se ha intentado su subdivisión ecológica con base en dos aspectos: su situación en el suelo y su permanencia. Por su situación en el suelo se clasifican en: epiedafones (habitan en la superficie del suelo, zona epigea), hemiedafones (ocupan la primera capa del suelo, abundante materia orgánica, zona hemiedafica) y euedafones (capa profunda de suelo mineral, zona euedafica). Por su permanencia en el tiempo se han dividido en: geobiontes (pasan toda su vida en el suelo), y geofilos (pasan solo una parte de su ciclo de vida en el suelo). Por otra parte, tradicionalmente han sido separados en cuatro grupos con base a su tamaño y microhábitat: microfauna (organismos no mayores a 100 micras), mesófauna (el tamaño va de 100 a 2000 micras), macrofauna (animales de mas de 2000 micras) y megafauna (vertebrados).

La importancia de la fauna edáfica quedo demostrada por Doran y Zeiss (2000) quienes manifiestan que estos organismos frecuentemente son utilizados como indicadores de la salud y calidad de los suelos. Para reconocer estos dos parámetros es necesario cuantificar algunas de las propiedades ecológicas tales como: su riqueza específica, diversidad, abundancia, distribución y estabilidad de la comunidad. Lo anterior parte del hecho que estos animales son muy susceptibles a las perturbaciones causadas al suelo por problemas climáticos y sobre todo por influencia antropogénica. En este





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 59/92 sentido, al analizar los parámetros ecológicos señalados, las variaciones de organismos edáficos indicarán diferentes grados de calidad o deterioro del suelo (Brown et al., 2001). Bajo esta perspectiva, esta práctica tiene como finalidad que los alumnos determinen abundancia y diversidad de animales edáficos, que reconozcan y apliquen métodos de extracción (campo-laboratorio) y se actualicen en el manejo de claves científicas de identificación taxonómica. MATERIAL Y REACTIVOS Palas de jardineria Bolsas hermeticas de plastico Marcadores indelebles Pinzas de punta fina Lupa Embudos de aluminio Foco de 20 W Etanol 70% Cernidores de diferente malla 3 frascos de vidrio de boca ancha de 200 ml. EQUIPO Microscopio estereoscópico Mueble para montar los embudos

SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. En el suelo se encuentran insectos u otros organismos que se desplazan por la superficie y los que viven dentro a profundidades variables. Para realizar la práctica se seleccionaran un área de suelo de 50 cm2. En primera instancia y de forma manual y/o con ayuda de pinzas de disección se recolectarán todos los organismos invertebrados epiedafones representantes de la macrofauna edáfica. Los ejemplares recolectados serán sacrificados en una solución de etanol al 70%. En el caso de organismos hemiedafones y euedafones resulta indispensable la extracción de las muestras de suelo. Posterior a la colecta de los organismos epiedafones, para cada área se recolectaran dos muestras de suelo a los 0-10 y 11-20 cm de profundidad y serán colocadas en bolsas de plástico de cierre hermeticodon. Cada recipiente será etiquetado con los datos de localidad, fecha y profundidad. Además se indicará el nombre de los colectores, procedencia de la muestra y profundidad. Cada bolsa será marcada con un código previamente establecido para su traslado al Laboratorio de la Facultad.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 60/92 Trabajo de laboratorio. Las muestras de suelo serán procesadas en proporciones equivalentes para cada uno de los métodos de extracción de organismos, que se clasifican en dos grupos: mecánicos y dinámicos.

Mecánicos Cernido seco. Los animales pueden separarse en tamaños con la ayuda de cernidores de diferente luz de malla. Lavado de suelo. Se usa en combinación con métodos de flotación o sedimentación, para esto la muestra de suelo se lava a través de una malla y luego se favorece la flotación de los organismos mediante el agregado de soluciones (detergente) que dan alta gravedad específica. Dinámicos Los insectos son obligados a abandonar sus microhábitats del suelo por la aplicación de algún agente externo, tales como el calor o la humedad, en ambos casos se recomienda, que el incremento (temperatura) y pérdida de agua (desecación) se lleve a cabo gradualmente, de tal manera que les permita a los organismos escapar hacia los recipientes en donde serán colectados. Sin embargo este procedimiento a pesar de ser uno de los más empleados ya que permite el procesamiento de una gran cantidad de material, tiene el inconveniente del comportamiento del insecto y de su resistencia al calor y desecación. Cernidor. El procedimiento más simple consiste en expandir la muestra de suelo sobre una bandeja y calentarla por debajo en baño maría, esto obliga a los insectos a subir a la superficie en donde serán colectados o contados. Embudo de Berlesse. Es uno de los métodos más adecuados para extraer micro, meso y macrofauna del suelo, hojarasca, musgos, líquenes y guano. Los embudos (plástico o metal) se colocan sobre soportes de madera o bien sobre un tripié cuando la muestra de suelo es poca. En el extremo superior del embudo se coloca un foco de 20 o 40 W. La muestra de suelo se coloca en la parte media del embudo sostenida por una pequeña malla de alambre. La punta del embudo se introduce en la tapa de un frasco el cual contiene alcohol al 70%, que servirá como fijador de los organismos. El foco va calentando gradualmente la muestra de suelo, los organismos empiezan a desplazarse hacia partes más profundas de la muestra de suelo en busca de mayor humedad y menor temperatura, terminan cayendo por el cuello del embudo al frasco colector. Identificación. Una vez recolectados los organismos, estos serán identificados y separados por Phylum con ayuda de un microscopio estereoscópico y las siguientes claves taxonómicas para la identificación de principales Phylum de Macroinvertebrados terrestres: 1a. Con exoesqueleto de quitina…………………………………………………Artrópodos

1b. Sin exoesqueeto de quitina (cuerpo blando)…………………………………………... 2

2a. Cuerpo segmentado………………………………………………………………………. 3

2b. Cuerpo sin segmentar…………………………………………………………….………..4





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 61/92 3a. Cuerpo plano…………………………………………………………….……..Platelmintos

3b. Cuerpo anillado…………………………………………………………..……….. Anélidos

4a. Cuerpo cilindrico………………………………………………………..……… Nematodos

4b. Cuerpo dividido en tres regiones…………………………………………………Moluscos

Finalmente para cada Phylum se determinará el número de morfoespecies recolectadas. Una vez identificados los organismos, el alumno comparara las muestras provenientes de los diferentes tipos de suelo y estratos. RESULTADOS El alumno elaborara una base de datos en la cual registrara para cada organismo, Región, Phylum y método de colecta/extracción. A partir de la base de datos, el alumno reportara por medio de una tabla la riqueza y abundancia relativa de los organismos edáficos invertebrados por Phylum, estrato y por método de extracción. BIBLIOGRAFÍA CITADA Brown, G. G., Fragoso, C., Baroisi, I., Rojas, P., Patrón, J. C., Bueno, L., Moreno, A. G., Lavelle, P., Ordaz V. y Rodriguez, C. (2001). Diversidad y rol funcional de la macrofauna edáfica en los ecosistemas tropicales mexicanos. Acta Zoológica Mexicana, 1, 1-31. Doran, J. W. y Zeiss, M. R. (2000). Soil health and sustainability: managing the biotic component of soil quality. Applied Soil Ecology, 15, 3–11. Lavelle, P. (2000). Ecological challenges for soil science. Science, 165, 73-86.






PRÁCTICA 2. INSECTOS ASOCIADOS A PLANTAS OBJETIVOS

Evaluar la riqueza de taxones de insectos asociados a determinadas especies de bromelias. FUNDAMENTO TEORICO Los insectos fitófagos juegan un papel importante en el mantenimiento y funcionalidad de las comunidades vegetales y son más los beneficios que aportan que los efectos perjudiciales que se les atribuyen (Becerra, 1997). Los órdenes más importantes son: Lepidópteros, Fasmidos, Hemípteros, Coleópteros, Dípteros, Himenóptero, Thysanópteros y Ortópteros. La mayoría de estos grupos están relacionados con la degradación de la materia orgánica para la regulación de los ciclos de nutrientes, intervienen en los procesos de sucesión ecológica, regulan el tamaño, distribución y abundancia de plantas, contribuyen a mantener sanas a las asociaciones vegetales, son capaces de formar relaciones mutualistas con sus agentes botánicos y mantienen funciones de interconexión con otros animales e insectos. Los insectos fitófagos se clasifican en tres grupos de acuerdo a su tolerancia de las sustancias tóxicas de ciertos grupos botánicos: Insectos Monofagos, cuya dieta se basa en el consumo de una especie o de un mismo género vegetal. Este hábito alimenticio específico confiere al grupo una menor diversidad; Olígofagos, que se alimentan de una sola familia vegetal y son considerados como el grupo de insectos más diversos y Polífagos que se alimentan de cualquier especie vegetal. Existen dos formas de alimentación en estos insectos, los ectófitos (del exterior de la planta) y endófitos (del interior de la planta) cuyos aparatos bucales son de tipo masticador y picador respectivamente. Estos se pueden encontrar en cualquier estructura de la planta. El ataque de fitófagos depende del estado de desarrollo del insecto y su efecto en la planta. Esta relación depende del estado de desarrollo y estructura de la especie vegetal y de las condiciones ambientales que propicien un incremento poblacional de los insectos. Sus efectos en la planta son variables (e.g. en raras ocasiones se provoca la muerte del ejemplar; retraso o crecimiento anormal en la planta, debilitación fisiológica, haciéndola más susceptible a otros factores adversos y destrucción de órganos). El conocimiento del insecto(s) fitófago(s) es fundamental para su control y de esta manera evitar la muerte indirecta de otros insectos.

La diversidad y taxonomía de las especies que conforman a la familia Bromeliaceae en las comunidades vegetales ha sido ampliamente reconocida, sin embargo existe desconocimiento de los insectos asociados a estas plantas, por lo que esta práctica se justifica en el sentido de conocer las asociaciones entre insectos y bromelias epifitas que por su hábito arrosetado y niveles de suculencia ofrece refugio y alimento a diversos taxones de fauna.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 63/92 MATERIAL Y REACTIVOS Cuchillos Bolsas hermeticas de plastico Garrochas Cordeles Nylon grueso Pinzas de punta fina Etanol 70% Tres frascos de vidrio de boca ancha de 200 ml.

EQUIPO Microscopio estereoscópico

SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. Una vez que se ha seleccionado la comunidad ecológica a estudiar, se definirá la(s) especie(s) de bromelia(s) a trabajar dependiendo de la abundancia observada. En términos generales se recomienda trabajar con bromelias asociadas a árboles. Colecta de bromelias. Los métodos de colecta de las bromelias dependerán de su ubicación (altura) la que se encuentren de su sustrato (árbol), cuando sea posible esto se realizara de manera manual. En este caso la planta se desprenderá desde su base con la ayuda de un cuchillo de monte o bien con un jalón, para este caso se recomienda que este sea rápido y efectivo. En bromelias que se encuentran a mayor altura se utilizaran garrochas de muestreo (que pueden ser de diferente longitud), y para ejemplares que se encuentren en alturas superiores a los 5mts., se hará uso de cordones. Extracción de insectos. Una vez obtenido al ejemplar se realizara la colecta de insectos y otros taxones in situ, para esto se extenderá en el piso un nylon grueso y colocar a la bromelia en el centro, los insectos se encuentran en la base de las rosetas por lo que es necesario desmenuzarla. Los organismos se extraerán con pinzas de punta fina o bien manualmente con la ayuda de guantes apropiados. Algunos animales tienden a abandonar la planta y pasan al nylon en donde se capturaran fácilmente. Cuando no es posible realizar la recolecta en el sitio, cada bromelia sera almacenada temporalmente en bolsas de plástico que se cerraran herméticamente para su traslado al laboratorio en donde se realizara la recolecta de animales. Los ejemplares recolectados serán preservados en frascos con etanol 70% debidamente etiquetados. Trabajo de laboratorio. Una vez recolectados los organismos, estos serán identificados y separados por orden con ayuda de un microscopio estereoscópico y claves taxonómicas especializadas (Choate, 2010). Finalmente para cada Orden se determinara el número de morfoespecies recolectadas. Una vez identificados los organismos. El alumno comparara las muestras provenientes de las diferentes bromelias a diferentes estratos altitudinales.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 64/92 RESULTADOS El alumno elaborará una base de datos en la cual registrará para cada organismo, localidad, Orden, fecha y número de bromelia. A partir de la base de datos, el alumno informará por medio de un cuadro la riqueza y abundancia relativa de los organismos asociados a las bromelias por Orden, y por distribución en altura del ejemplar de bromelia. BIBLIOGRAFÍA CITADA Becerra, J. X. (1997). Insects on plants: Macroevolutionary chemical trends in host use. Science, 276, 253-256. Choate, P. M. (2010). Introduction to the identification of insects and related arthropods. Recuperado de http://www.entnemdept.ufl.edu/choate/arthropod_id.pdf






PRÁCTICA 3. EVALUACIÓN DE INSECTOS AÉREOS 1 OBJETIVOS Determinar la riqueza específica de artrópodos con fototropismo positivo a diferentes horarios Identificar los diferentes grupos de invertebrados nocturnos Evaluar la efectividad de diferentes trampas de luz FUNDAMENTO TEÓRICO Dentro de los artrópodos, una alta diversidad de especies es atraída por la luz. No se conoce con certeza la razón, pero se ha postulado que muchos de ellos se orientan en su vuelo tomando como referencia algún punto luminoso en el cielo, que puede ser la luna o las estrellas más cercanas a la tierra (Márquez, 2005); al parecer, debido a la gran sensibilidad que poseen los órganos visuales de estos organismos. A este fenómeno se le denomina fototropismo positivo, es decir que los organismos se mueven hacia las fuentes de luz. Este fototropismo es aprovechado para capturarlos por medio de las denominadas trampas de luz. Los artrópodos y en particular los insectos perciben las longitudes de onda luminica de manera diferente a los seres humanos, mientras nosotros no percibimos la emision ultravioleta (UV), y si las longitudes correspondientes a los colores naranja y rojo, los insectos poseen la máxima percepción en la banda del violeta a ultravioleta. Por ello la mayoría de las trampas de luz construidas para la captura de artrópodos no producen luz blanca sino luz negra o luz actinica (violeta + UV) que es generada por lámparas de incandescencia (Dominguez, 1995). Esta práctica tiene como finalidad que los alumnos determinen la utilidad de las trampas de luz para la recolecta de artrópodos nocturnos, asi como la influencia en sus horarios de actividad. MATERIAL Y REACTIVOS 2 mantas blancas Etanol 70% Bolsas de papel encerado Cámara letal Frascos de boca ancha EQUIPO Lámpara de luz negra Lámpara de luz blanca Fuente externa de electricidad Extensión eléctrica





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 66/92 SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. Se utilizará una trampa de luz, que servirá para atraer insectos voladores con fototropismo positivo. Se utilizarán dos tipos de luz: un foco de luz negra de 40 voltios y un foco de luz blanca de 40 voltios. Ambas serán conectados a una fuente de electricidad, los focos serán colocados en la parte superior de una manta blanca extendida que actuará como reflector de la luz y es en ella donde se posarán la mayoría de los organismos. Adicionalmente, se colocará una manta blanca en el suelo por debajo de la manta extendida, ya que en esta zona también se posan varios organismos. El sitio para la colecta debe carecer, preferentemente, de otras fuentes luminosas que interfieran con la trampa, la luz debe dirigirse hacia los sitios más conservados desde un lugar relativamente abierto que permitirá una mejor dispersión de la luz. Para comparar la influencia en los horarios de actividad, la trampa de luz deberá estar activa durante tres periodos diferentes de las 20:00-22:00 hrs, de las 22:00-24:00 hrs y de las 24:00 a las 2:00 hrs. Para cada periodo, una muestra de tres organismos por morfoespecie será recolectada manualmente y/o con ayuda de pinzas de disección, de acuerdo al tipo de organismo del que se trate. Para el caso de los artrópodos con alas delicadas, del tipo de alas membranosas (avispas, abejas, libélulas, moscas, etc.), tegminas (mantis religiosas, chapulines, insectos palo, etc.) y escamosas (mariposas), serán sacrificados utilizando una cámara letal que contendrá acetato e inmediatamente después serán depositados de manera individual en bolsas de papel encerado. Los artrópodos de cuerpo duro, cuyas estructuras no son tan blandas serán sacrificados utilizando alcohol al 70%, que además es el principal conservador en líquido. Trabajo de laboratorio. Una vez recolectados los organismos, serán identificados y separados a nivel de clase y orden con ayuda de un microscopio estereoscópico y claves taxonómicas especializadas (Choate, 2010). Una vez identificados los organismos, el alumno estimará la riqueza y abundancia por orden, por horario y por tipo de trampa de luz. RESULTADOS El alumno elaborará una base de datos en la cual registrará para cada organismo, el Phylum, Orden y número de morfoespecies, así como el horario y tipo de trampa. A partir de la base de datos, el alumno reportará por medio de un cuadro la riqueza y abundancia relativa de los artrópodos nocturnos por Orden, morfoespecie, horario y por tipo de trampa. BIBLIOGRAFÍA CITADA Choate, P. M. (2010). Introduction to the identification of insects and related arthropods. Recuperado de: http://www.entnemdept.ufl.edu/choate/arthropod_id.pdf.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 67/92 Domínguez, J. A. (1995). Insectos Nocturnos. Boletín de la Sociedad Entomológica Aragonesa, 11, 19-22. Márquez, L. J. (2005). Técnicas de colecta y preservación de insectos. Boletín de la Sociedad Entomológica Aragonesa, 37, 385-408.






PRÁCTICA 4. EVALUACIÓN DE INSECTOS AÉREOS 2 OBJETIVOS Determinar la selectividad de hábitat entre especies que viven asociadas a la vegetación y las que se encuentran a lo largo de cuerpos de agua tributarios. Determinar la riqueza específica de cada sitio. Determinar la diversidad y distribución de la odonatofauna en el sitio de trabajo. FUNDAMENTO TEÓRICO El orden Odonata se encuentra representado en todos los continentes a excepción de la antártica y es uno de los grupos de insectos más fáciles de reconocer por su forma corporal y sus colores conspicuos (Davies y Tobin, 1985). Son conocidos como libélulas y caballitos del diablo, taxonómicamente representan a los subórdenes de Anisoptera y Zygoptera respectivamente. El suborden más diverso es Anisoptera y se caracteriza por sus ojos que son grandes y ocupan la mayor parte de la cabeza, no están tan separados como en los caballitos del diablo. Su cuerpo es robusto y las alas son grandes y anchas. Por otra parte Zygoptera se identifica por poseer cuerpos delgados, un abdomen más largo que las alas y los ojos están separados. Los odonatos son fáciles de detectar a lo largo de los márgenes de los ríos, tributarios y sitios en donde la vegetación acuática sea abundante. También son comunes entre la vegetación densa de los bosques tropicales y subtropicales. En los sitios templados y semiáridos es común observarlos entre la vegetación o bien volando a cielo abierto en sitios con escasa o nula vegetación.

Los eventos reproductivos del orden Odonata han sido documentados y los sitios en donde ovopositan revela la importancia del grupo como excelentes bioindicadores. Los sitios en donde se incuban los huevos deben reunir una serie de características físicas apropiadas que aseguren su eclosión que en algunos casos llega a tardar de 80 a 360 días. Los odonatos inmaduros (náyades) son enteramente acuáticos y predadores voraces de invertebrados y pequeños vertebrados (peces y ranas). El número de mudas va de nueve hasta 19 para alcanzar el estado adulto. Estos ciclos biológicos explican la relevancia del orden en el reconocimiento del estado de salud de los cuerpos de agua y de la vegetación. Otra de las funciones del orden dentro de los ecosistemas es la de actuar como reguladores biológicos de una gran variedad insectos (dípteros) cuya acción afecta negativamente la cubierta forestal, cultivos y posibles enfermedades a pobladores que habitan en las comunidades rurales. Justificación. La selección de los odonatos como grupo de estudio característico de insectos voladores, parte de que son animales diversos y abundantes por lo que están bien representados en la mayoría de las comunidades ecológicas de nuestro país. Los atributos ecológicos anteriores los hace ser de los insectos más conspicuos, fáciles de detectar y trampear, por lo que la gran cantidad de datos que se pueden obtener de su captura proveen información básica del sitio en donde se esté realizando el estudio. Por lo tanto, la abundancia y diversidad del grupo estará en función de las condiciones físico-





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 69/92 químicas del agua y del estado de conservación de las comunidades vegetales. Además, el material que se requiere para su captura en campo, preparación y conservación son de fácil adquisición. MATERIAL Y REACTIVOS Redes aereas Bolsas de papel glassine Marcadores indelebles Frascos de boca ancha Jeringas Acetona EQUIPO Microscopio estereoscópico

SERVICIOS Energía eléctrica Agua PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. Independientemente del sitio elegido (en zonas cercanas a cuerpos de agua o dentro de la vegetación) se recomienda realizar transectos (en distancia o tiempo) y a lo largo de estos llevar a cabo las capturas, utilizando redes entomológicas aéreas. El sacrificio se realiza a través de una inyección de acetona (100%) en la región toráxica. Posteriormente los animales serán guardados en frascos de boca ancha que contengan acetona (no daña las escamas, coloración de alas y cuerpo del insecto), durante 24 hrs. Al término se secaran a temperatura ambiente durante una hora. Finalmente se almacenaran en bolsas de papel encerado individualmente con los datos correspondientes (Márquez, 2005). Trabajo de laboratorio. Una vez recolectados los organismos, estos serán identificados y separados a nivel de familia con ayuda de un microscopio estereoscópico y claves taxonómicas especializadas (Choate, 2010). Una vez identificados los organismos, el alumno estimara la riqueza, diversidad y abundancia RESULTADOS El alumno elaborara una base de datos en la cual registrara para cada organismo, región, especie, horario de actividad, microhabitat. A partir de la base de datos, el alumno informará por medio de un cuadro la riqueza, diversidad y abundancia relativa de los organismos por microhabitat y horario de actividad. BIBLIOGRAFÍA CITADA Choate, P. M. (2010). Key to some families of Odonata. Recuperado de http://entnemdept.ifas.ufl.edu/choate/odonata.pdf.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 70/92 Davies, D. A. L. y Tobin, P. (1985). The dragonflies of the world: a systematic list of the extant species of Odonata. Vol. 2. Anisoptera. Societas Internationalis Odonatologica. Márquez L. J. (2005). Técnicas de colecta y preservación de insectos. Boletín de la Sociedad Entomológica Aragonesa, 37, 385-408.






UNIDAD DE APRENDIZAJE 4. HERRAMIENTAS BIOTECNOLÓGICAS






PRÁCTICA 1. BIOTRANSFORMACIÓN DE ACETOACETATO DE ETILO CON LEVADURAS DE PANADERÍA (Saccharomyces cerevisiae)

OBJETIVOS Realizar una biotransformación catalizada por levaduras de panadería Determinar su pureza por cromatografía en capa fina Cuantificar la pureza óptica del producto obtenido FUNDAMENTO TEÓRICO Los microorganismos producen una gran variedad de sustancias químicas como drogas, sabores, aromas, pigmentos y agroquímicos. Algunas de las reacciones que ocurren en las células son complejas y no pueden llevarse a cabo por rutas sintéticas. En condiciones in vitro las células enteras y las enzimas actúan como biocatalizadores para llevar a cabo estas reacciones complejas y es posible obtener una gran variedad de compuestos químicos como aromáticos, esteroides, cumarinas, terpenoides, alcaloides, lactonas, alcoholes entre otros. Estas reacciones en donde se usan biocatalizadores son regioespecíficas y estéreoespecíficas. Los tipos de reacción que se pueden llevar a cabo incluyen oxidaciones, reducciones, hidroxilaciones, metilaciones, acetilaciones, isomerizaciones, glicosidaciones y esterificaciones. Así, la reducción de una cetona aquiral con los agentes reductores usuales como borohidruro de sodio o hidruro de litio y aluminio no dan un alcohol quiral porque la oportunidad de atacar al grupo carbonilo plano es igual por los dos lados (Mc Murry, 2007). Si el agente reductor es quiral como las enzimas, hay la posibilidad de obtener un alcohol quiral. Se han descubierto varios agentes quirales reductores, pero pocos de ellos son tan eficientes como aquellos encontrados en la naturaleza.

En este experimento se usarán las enzimas encontradas en la levadura de panadería para reducir el acetoacetato de etilo a S(+)-3-hidroxibutanoato de etilo. Este compuesto es muy útil en síntesis orgánica. Muchas síntesis de productos naturales están basadas en este hidroxiéster.

Cuando se produce un compuesto quiral a partir de un material aquiral, el rendimiento químico así como el rendimiento óptico es importante, se trata de ver que tan estereoselectiva puede ser la reacción. El método usual para registrar esto es calcular el exceso enantiomérico (ee). Una reducción con borohidruro de sodio producirá 50% del alcohol R y 50% del alcohol S sin ningún enantiómero en exceso. Si se produce el 93% del isómero S (+) y el 7% R (-), entonces el exceso enantiomérico es el 86% (Sánchez, 2007).

En la presente reducción por levadura del acetoacetato de etilo, varios autores (Sánchez, 2007; Seebach et al., 2003; Kometani et al., 1993) han reportado excesos enantioméricos del 70 al 97%. Este rendimiento óptico distinto del rendimiento químico, depende de cuánto material se aísla de la mezcla de reacción.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 73/92 MATERIAL Y REACTIVOS 2g de levadura seca Soporte universal Pinzas de 3 dedos con nuez Matraces Erlenmeyer de 125mL y 50 mL Placa de calentamiento con agitación Manguera de látex para vacío Matraz kitazato Embudo buchner Embudo de filtración Papel filtro Embudo de separación de 125 mL Anillo de hierro Placas de cromatografía 7 g de sacarosa 25 mL agua corriente 45 mg de fosfato de hidrógeno disódico 450 mg de acetoacetato de etilo 0.5 g de celita 30 mL de éter etílico 10 mL de diclorometano 10 g de cloruro de sodio 2 mL de etanol 5 g de sulfato de sodio anhidro EQUIPO Incubadora Polarímetro Balanza analítica Balanza granataría Rotavapor Recirculador de agua Placa de calentamiento SERVICIOS Vacío Agua Energía eléctrica PROCEDIMIENTO BIOTRANSFORMACIÓN En un matraz de 125 mL se disuelven 7 g de sacarosa y 45 mg de fosfato de hidrógeno disódico en 25 mL de agua de la llave a 35°C. Se añaden 2 g de levadura seca y se agita





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 74/92 para suspender la levadura en la solución. Después de 15 minutos, mientras la fermentación progresa vigorosamente se añaden 450 mg de acetoacetato de etilo. Se coloca el matraz a 35°C en una incubadora por al menos 48 h. SEPARACIÓN Se retira el matraz de la incubadora y se añaden 0.5 g de celita al caldo de cutivo, se remueve la levadura por filtración al vacío. Se lava la levadura con 5 mL de agua. El filtrado se satura con cloruro de sodio para disminuir la solubilidad del producto (consulte la solubilidad del cloruro de sodio para decidir cuánto NaCl usar). La solución resultante se extrae 3 veces con porciones de 10 mL de éter etílico en un embudo de separación de 125 mL, se debe tener cuidado de agitar lo suficiente para mezclar las capas pero no tan fuerte como para formar una emulsión entre el agua y el éter. La adición de unas gotas de metanol puede ayudar a romper las emulsiones (Landgreve, 2005). Se separa y se seca la capa de éter con sulfato de sodio anhidro hasta que el agente desecante no se aglutine. Se transfiere la solución de éter a un matraz de 50 mL tarado y se evapora el éter. El residuo debe pesar alrededor de 300 mg. Se debe analizar por cromatografía en capa fina con diclorometano como eluyente para determinar si hay todavía acetoacetato de etilo sin reaccionar. DETERMINACIÓN DE LA PUREZA ÓPTICA Y EL EXCESO ENANTIOMÉRICO La pureza óptica del producto se puede determinar midiendo la rotación óptica en un polarímetro (Pavia et al., 2005). La rotación específica [a] D

2, del S(+)-3-hidroxibutanoato de etilo se ha reportado que varía de +31.30 a 41.70 en metanol. La rotación específica [a] D25, de 37.20° corresponde a un exceso enantiomérico de 85%. Si la muestra se ve pura por cromatografía en capa fina, disuelva todo el producto en 2 mL de metanol, filtre a través de un algodón en una pipeta si la solución está turbia, mida la rotación óptica de esta solución usando el polarímetro. RESULTADOS Registrar el valor del Rf en la CCF De acuerdo con la placa de cromatografía en capa fina (CCF) indicar la pureza del compuesto (incluir fotografía de la placa cromatográfica). Registrar la lectura del polarímetro Calcular la rotación específica y el exceso enantiomérico (ee), para el producto. Antes de realizar la práctica el estudiante deberá contestar y entregar el cuestionario. ¿Cuáles son las propiedades físicas y químicas del acetoacetato de etilo? ¿Qué es un compuesto quiral? ¿Qué es un biocatalizador? ¿Qué son hidroxilación, metilación, acetilación y esterificación? ¿Qué es y cómo se realiza la extracción líquido-líquido? ¿Qué es y cómo se realiza la cromatografía en capa fina? ¿Cuál es la función de la sacarosa, del fosfato de sodio dibásico heptahidratado y del agua en el medio de cultivo?





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 75/92 ¿Cuál es la reacción de biotransformación que lleva a cabo la levadura con el acetoacetato de etilo? Dibujar la estereoquímica del producto. En esta práctica la fermentación se lleva a cabo en una incubadora sin agitación. ¿Qué sucedería si se llevara a cabo con agitación? ¿Cuál es la solubilidad del cloruro de sodio en agua? ¿Cuáles son las propiedades físicas y químicas del producto que se obtiene en esta práctica? ¿Qué es cromatografía? ¿Por qué la cromatografía en capa fina nos sirve para determinar si un compuesto está puro? ¿Qué es un polarímetro y que es rotación específica? BIBLIOGRAFÍA CITADA Kometani, T., Hidefumi Y., Hisataka N. y Ryuichi M. (1993) Large-scale preparation of (S)-ethyl 3-hydroxybutanoate with a high enantiomeric excess through baker's yeast-mediated bioreduction. Journal of Fermentation and Bioengineering,76:33-37. Landgreve J. A. (2005). Theory and practice in the Organic Laboratory: with Microscale and Standard Scale Experiments. New York: Thomson/Wadsworth. Mc Murry, J., Química Orgánica. (2007). Séptima Edición. México: Cengaje learning. Pavia, D., Lampman G., Kriz, G. y Randall, G. (2005). Introduction to Organic Laboratory Techniques. A Small Aproach. Second Edition. Australia: Thomson Brooks/ Cole. Sánchez J. M. 2007 Biotecnología Blanca e Industria Farmacéutica. Anales Revista Académica Nacional Farmacéutica, 73, 501-35 Seebach, D., Sutter, M.A. , Weber R.H. y Züger M.F. (2003) Yeast Reduction of Ethyl Acetoacetate: (S)-( + )-Ethyl 3-Hydroxybutanoate Butanoic acid, 3-hydroxy-, ethyl ester, (S) from Organic Syntheses, Published by John Wiley & Sons, Inc. Wiley Online Library Kometani, T., Hidefumi Y., Hisataka N. y Ryuichi M. (1993) Large-scale preparation of (S)-ethyl 3-hydroxybutanoate with a high enantiomeric excess through baker's yeast-mediated bioreduction. Journal of Fermentation and Bioengineering, 76, 33-37






PRÁCTICA 2. ACTIVIDAD BACTERICIDA DE Erythrina sp.

OBJETIVOS Evaluar la actividad bactericida del extracto de alcaloides de Erythrina sp. FUNDAMENTO TEÓRICO En el género Erythrina se agrupan árboles tropicales y subtropicales, de distribución cosmopolita. En México a las especies de este género se les conoce como “colorín” y tradicionalmente se han empleado las semillas, las flores, las hojas y la corteza por sus propiedades sedantes (Argueta et al., 1994). Se sabe que contiene diferentes alcaloides como erysovina, erysodina, erysopina y α y β-erythroidanos, Erytraline (García-Mateos et al., 1996; Osawa et al., 2009).

Los alcaloides representan uno de los grupos más importantes de metabolitos secundarios (MS) que se encuentran en las plantas (Aniszewski, 2015). Diferentes familias vegetales sintetizan alcaloides entre ellas están Cactaceae, Chenopodiaceae, Fabacea, Fumariaceae, Nymphaceae, Papaveraceae y Ranunculaceae (Shamma, 2012). Los alcaloides se caracterizan porque son compuestos básicos que contienen nitrógeno; biosintéticamente se originan a partir de aminoácidos y muestran efectos fisiológicos diversos en los humanos (Kutchan, 1995; Aniszewski,2015). Pelletier (1983) define a los alcaloides como compuestos cíclicos que contienen nitrógeno en un estado de oxidación negativa, cuya distribución es limitada en los organismos vivos.

Desde el aislamiento e identificación de la morfina de Papaver somnifeum en 1806 se han aislado cerca de 12 000 alcaloides. MATERIAL Y REACTIVOS 100 g de semillas de Erythrina sp Cepas bacteriana (Escherichia coli, Shigella dysenteriae, Salmonella typhi, Staphylococcus aureus) Licuadora Industrial 2 Matraz erlen meyer 1000 mL Embudos buchner Embudo de separación Embudos de cristal de tallo corto Cajas de Petri Tubos de ensayo Hisopos Asas bacteriológicas Hexano Metanol Diclorometano Ácido tricloroacético Hidróxido de sodio Agar Mueller-Hinton





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 77/92 Agar salmonella-shigella Cloruro de bario Ácido sulfúrico Agua destilada EQUIPO Centrifuga Rotavapor Autoclave Balanza analítica Placa de calentamiento Recirculador Incubadora SERVICIOS Vacío Agua Energía eléctrica Gaselectricidad PROCEDIMIENTO PREPARACIÓN DEL EXTRACTO CRUDO DE ALCALOIDES 20 g de semillas de Erythrina se muelen y se desengrasan con hexano por 72 h, se separa el hexano por filtración a vacío. Posteriormente la harina desengrasada se homogeniza con 100 mL de ácido tricloracético al 5%, durante un minuto a temperatura ambiente. La mezcla se centrífuga durante 15 min a 3000 rpm, la extracción se hace dos veces más y los tres sobrenadantes se vuelven a centrifugar a 1500 rpm. Al sobrenadante se le añade 1 mL de hidróxido de sodio 10M. Los alcaloides se extraen con diclorometano (3 X 50 mL) en un embudo de separación. Se recupera la fase orgánica y se lleva a sequedad en un rotavapor. Calcular el rendimiento del extracto de alcaloides. PREPARACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO Se emplea medio de cultivo para bacterias (agar bacteriológico y agar salmonella-shigella), este se prepara a una concentración de 40 g/L, se preparan seis cajas por equipo. Cada caja de Petri se llenará con 20 mL de medio de cultivo. Los medios de cultivo se esterilizan en autoclave por 15 minutos a condiciones estándares. ACTIVACIÓN DE LAS CEPAS Las cepas bacterianas (Escherichia coli, Shigella dysenteriae, Salmonella typhi, Staphylococcus aureus) se activan, para lo cual se siembran en cajas Petri con medio de cultivo permitiendo la multiplicación de las bacterias. PREPARACIÓN DEL INÓCULO Una vez que las diferentes cepas sean activadas, se inoculan con ellas tubos de ensayo con caldo nutritivo para ajustar su turbidez con el tubo 1 de la escala de estándares nefelométricos de McFarland (cuadro I) que corresponde a 3 x 108 célmL-1.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 78/92 Posteriormente se colocan alícuotas de 0.3 mL de dicha suspensión sobre cajas Petri con medio de cultivo, se distribuye uniformemente el inóculo por toda la superficie de la caja rotando aproximadamente 60 grados. Se colocan discos estériles de papel filtro (6.0 mm) impregnados con 20 µl del extracto de alcaloides y un disco impregnado con metanol (como control negativo). Finalmente las cajas se incuban a 37 °C por un periodo de 48 horas.

Cuadro 1. Escala de McFarland. Tubo BaCl2 (1%) H2SO4 (1%) UFC/mL

1 0.1 9.9 3 x 108 2 0.2 9.8 6 x 108 3 0.3 9.7 9 x 108 4 0.4 9.6 1.2 x 108 5 0.5 9.5 1.5 x 108 6 0.6 9.4 1.8 x 108 7 0.7 9.3 2.1 x 108 8 0.8 9.2 2.4 x 108 9 0.9 9.1 2.7 x 108

10 1.0 9.0 3.0 x 108

PREPARACIÓN DE LOS SENSIDISCOS CON LOS EXTRACTOS Una vez que se tengan el extracto de los alcaloides, se preparan los sensidiscos, los cuales se harán con círculos de papel filtro de aproximadamente 6.0 mm de diámetro; estos sensidiscos se impregnan con el extracto de alcaloides a concentraciones de 10, 100 y 1000 µg/20µl. Se usará un control negativo (un disco impregnado con metanol) y un control positivo (cloranfenicol en metanol). La colocación de los discos se hace inmediatamente después de inocular las bacterias en el medio bajo condiciones estériles. En cada caja coloque en el centro el control positivo, y alrededor el control negativo y cada una de las concentraciones del extracto de alcaloides. Se realizan 5 repeticiones por cada concentración. Se incuban las cajas a 35 °C por un período de 48 h. EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD BACTERICIDA DE LOS EXTRACTOS A las 24 y 48 horas de incubación se evalúa la respuesta del extracto sobre las bacterias en estudio; se registrará el diámetro en mm del halo de inhibición (de donde termina el sensidisco hasta donde termina el halo de inhibición) en cada caso. RESULTADOS Los datos de los resultados (medida de los halos de inhibición) serán presentados en un cuadro como el que se muestra a continuación.






Cepa bacteriana/repetición

Halos de inhibición (mm)

24 h 48 h 1

2 3 4 5 Media + ES Media + ES

Los datos se comparan mediante un análisis de varianza y una prueba de agrupamiento (Prueba de Tukey o Dunnet). También puede incluir las fotografías pertinentes. Previo a la realización de la práctica el alumno debe resolver el cuestionario siguiente:

1. Investigar las propiedades físicas y químicas de todos los reactivos utilizados en esta práctica. 2. ¿Cuál es la función del diclorometano en la práctica? 3. Indique los principales tipos de alcaloides 4. Explique por qué se realiza una extracción ácido-base. 5. Indique la ruta biosintética de los alcaloides. 6. ¿Cuáles son las características de las enterobacterias? 7. Dibujar un diagrama del rotavapor y explicar su funcionamiento. 8. Indique dos métodos de extracción de alcaloides 9. ¿Qué reveladores cromatográficos se pueden usar para visualizar alcaloides? 10. Indique y explique tres métodos para evaluar la actividad bactericida.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Aniszewski, T. (2015). Alkaloids, Chemistry, Biology, Ecology, and Applications. Amsterdan, Holand: Elsevier. Argueta, V.A., Cano, L. y Rodarte, M. (1994). Atlas de las Plantas de la Medicina tradicional Mexicana. Ciudad de México, México: Instituto Indigenista García-Mateos R., Lucas, B. y Zendejas, M., Soto-Hernández, M., Martínez, M., Sotelo, A. (1996). Variation of total nitrogen, nonprotein nitrogen content, types of alkaloids at different stages of development in Erythrina Americana seed. J. Agric. Food Chem, 44:2987-2991. Kutchan, M.T. (1995). Alkaloids biosynthesis. The basis for the metabolic engineering of medical plants. The plant cell, 7: 1059-1070.






Ozawa, M., Etoh, T., Hayashi, M., Komiyama, K., Kishida, A. y Ohsaki, A. (2009). TRAIL-enhancing activity of Erythrinan alkaloids from Erythrina velutina. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters,19: 234–236. Pelletier, S. W. (1983). The nature and definition of an alkaloid. In alkaloids: Chemical and biological perspective. Vol. I. Pelletier, S.M. (ed). Wiley , New York, (pp1-31). Shamma, M. (2012). The isoquinoline alkaloids chemistry and pharmacology. Organic chemistry, a series of monographs. London, England: Academic Press Verlag Chemie.Vol.25.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 81/92 PRÁCTICA 3. ACTIVIDAD ALELOPÁTICA DE LAS PARTES AÉREAS DEL PIRÚ OBJETIVO Evaluar la actividad alelopática del extracto de las partes aéreas del pirú FUNDAMENTO TEÓRICO La alelopatía es un proceso por medio del cual las plantas se proporcionan a sí mismas una ventaja competitiva colocando fitotoxinas en su ambiente cercano. La definición formal de alelopatía es “cualquier efecto directo o indirecto dañino o beneficioso que ejerce una planta sobre otra a través de la producción de compuestos químicos que escapan al ambiente” (Birkett et al., 2001; Tran Dang et al., 2005).

Una planta con potencial alelopático es la planta “donadora” mientras que la planta en la vecindad a la que afectan los compuestos alelopáticos de la planta donadora es la “planta receptora”. Las plantas donadoras y receptoras pueden afectarse una a la otra a través de la alelopatía y la competencia. Los efectos combinados de estas dos interacciones se nombran “interferencia”. En las interacciones alelopáticas, las plantas donadoras sueltan substancias fitotóxicas en el ambiente para afectar el crecimiento de las plantas receptoras, mientras que en interacciones competitivas, una fuente de crecimiento se remueve del ambiente por una planta de manera que las fuentes de crecimiento accesibles se reducen para las otras plantas (Wu et al., 2001).

Para encontrar sustancias alelopáticas se han utilizado lixiviados de hojas, tallos y raíces que se liberan compuestos químicos al contacto con el agua, aunque también se puede hacer uso de disolventes orgánicos como metanol.

Los bioensayos se definen como la evaluación de la potencia de un compuesto por medio de su aplicación-respuesta inducida al sujeto. En alelopatía los bioensayos son necesarios en cada paso del proceso de aislamiento, purificación e identificación de los compuestos activos. A partir de los años 1940s y 1950s, se han realizado numerosos bioensayos para checar la actividad alelopática de diferentes compuestos. El más usado es la germinación de semillas, que se lleva a cabo en cajas Petri, con papel filtro como soporte. La mayor parte de los bioensayos de alelopatía evalúan la bioactividad por el efecto en la germinación y en el crecimiento de la plántula. Se aceptan estos parámetros como medidas indirectas de otros procesos fisiológicos afectados por la interacción química (Zamorano, 2006).

El pirú (Schinus molle) conocido también como árbol de pimienta peruano, es un árbol siempre verde que crece hasta 6 m de alto (Abdel-Sattar et al., 2010). Es la mayor de todas las especies de Schinus y potencialmente el de más larga vida. Su corteza, hojas y frutos son aromáticos cuando se trituran (Conabio, 2016). Se le han atribuido propiedades como antiséptico, antibacterial, digestivas, purgativas, diuréticas, para dolor de dientes, reumanitismo, desordenes menstruales y como antidepresivo.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 82/92 MATERIAL Y REACTIVOS 550 semillas de lechuga 400 g de hojas de pirú Estereoscopio Refrigerantes Soporte universal Pinzas de 3 dedos con nuez Matraces balón esmerilados 24/40 Perlas de ebullición Cristalizadores Matraces erlenmeyer de diferentes capacidades Mangueras de latex para agua y vacío Matraces kitazato Embudos buchner Papel filtro Tina de plástico Etanol 96% Agua destilada 2,3,5 CLORURO DE TRIFENIL TETRAZOL EQUIPO Balanza analítica Balanza granataría Rotavapor Incubadora Recirculador Placa de calentamiento SERVICIOS Vacío Agua Energía eléctrica PROCEDIMIENTO PRUEBA DE VIABILIDAD CON TETRAZOLIO (CLORURO DE 2,3,5-TRIFENIL TETRAZOLIO). Tomar una muestra de 50 semillas de lechuga, las cuales se colocan en un frasco ámbar pequeño, se agregan 3 mL de la solución de cloruro de tetrazolio al 1%, proteger de la luz y mantener a temperatura ambiente durante 24 horas. Transcurridas las 24 h, lavar las semillas después de remover la solución y mantener en agua durante la evaluación. Registrar el número de semillas teñidas y calcular el porcentaje de viabilidad.





SGC-FESZ-BIO-ML05 23 de junio de 2017 2 83/92 EVALUACIÓN ACTIVIDAD ALELOPÁTICA Las partes aéreas del pirú se secan a la sombra y a temperatura ambiente, posteriormente se muelen; 100 g del vegetal molido se extrae a reflujo por 30 minutos con 300 mL de etanol al 96%. Se concentra el extracto en el rotavapor. Para evaluar la actividad alelopática del extracto etanólico de hojas de pirú (Schinus molle) se usan semillas de lechuga. Estas se desinfectan con hipoclorito de sodio al 5% (v/v) por 5 min y se lavan con agua destilada. Para evaluar el efecto del extracto sobre la germinación de las semillas se preparan soluciones de extracto en agua destilada en concentraciones de 0.0 (testigo) 5, 10 y 20 mg/mL. Se colocan 25 semillas en cada caja de Petri sobre papel filtro, se adicionan 12 mL de cada concentración. Las cajas (5 por tratamiento) se incuban 24, 48 y 72 h en la oscuridad a 25 °C y se registran las semillas germinadas para cada tratamiento. ANÁLISIS ESTADÍSTICO El diseño experimental es completamente al azar con cinco repeticiones por tratamiento y la variable de respuesta es la germinación de semillas. Se realiza un análisis de varianza y una comparación de medias con la prueba de Tukey (p≤0.05). RESULTADOS Los resultados se registrarán de acuerdo al formato del cuadro 1.

Cuadro 1. Observaciones registradas durante el experimento

Caja Número de semillas germinadas 24 h 48 h 72 h 1 2 3 4 5 Media + ES Media + ES

Graficar los resultados de germinación, se presentan las medias + ES y se indica si existen diferencias estadísticas con respecto al control. Describir los resultados con base al análisis estadístico. Incluir los resultados del rendimiento del extracto. Incluir los resultados de la prueba de viabilidad. Se pueden incluir las fotografías pertinentes. Previo a la realización de la práctica el alumno debe resolver el cuestionario siguiente:






1. Dé la descripción botánica de lechuga. 2. Dé la descripción botánica del Pirú 3. ¿Qué es un metabolito secundario? 4. ¿Qué es un metabolito primario? 5. Describa el proceso de germinación. 6. ¿Qué es una semilla? 7. ¿Cuáles son las diferencias entre metabolito primario y metabolito secundario? 8. ¿Qué compuestos se han aislado de las hojas del pirú? 9. ¿Qué usos medicinales se le han dado al pirú? 10. ¿Por qué se usan como modelo las semillas de lechuga? 11. ¿Qué es un herbicida? 12. ¿Cuál es el fundamento científico de la prueba del cloruro de tetrazolio? 13. ¿Qué son fitoalexinas? 14. Elabore un esquema del equipo que se utiliza para calentar a reflujo y explique

cómo funciona. 15. ¿Cuál es la utilidad del calentamiento a reflujo? 16. ¿Qué es la ecología química?

BIBLIOGRAFÍA CITADA Abdel-Sattar, E., Zaitoun, A.A., Farag, M.A., Gayed, S.H., Harraz, F.M.H. (2010). Chemical composition, insecticidal and insect repellent activity of Schinus molle L. leaf and fruit essential oils against Trogoderma granarium and Tribolium castaneum. Natural Product Research, 24(3): 226-235. Birkett, M.A., Chamberlain, K., Hooper, A.M., Pickett, J.A. (2001) Does allelopathy offer real promise for practical weed management and for explaining rhizosphere interactions involving higuer plants? Plant and soil, 232: 31-39. CONABIO (2016). Recuperado de: http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/anacardiaceae/schinus-molle/fichas/ficha.htm. Consultada 26/09/2016. Tran Dang, X., Tawata, S., Tran Dang, K. y Chung, M. (2005). Biological control of weeds and plant pathogens in paddy rice by exploiting plant allelopathy: an overview. Crop Protection, 24:197–206. Wu, H., Pratley, J., Lemerle, D., Haig, T. y An, M. (2001). Screening methods for the evaluation of crop allelopathic potential. The Botanical Review, 67: 403-415. Zamorano, C. (2006). Alelopatía: Un Nuevo Reto en la Ciencia de las Arvenses en el Trópico. Agronomía, 14: 7-15.






CRITERIOS DE EVALUACIÓN

Unidad 1. Biogeografía y ecología 10%

Unidad 2. Morfogénesis y fisiología de plantas con semilla. 10%

Unidad 3. Diversidad de invertebrados terrestres. 10%

Unidad 4. Herramientas biotecnológicas. 10%

Proyecto de investigación enfocado en algún tema de las unidades de aprendizaje. 60%

El alumno deberá acreditar todas las unidades y proyecto para aprobar el Laboratorio de Investigación Formativa V

FORMATO DEL INFORME DE LA PRÁCTICA Y PROYECTO

PRÁCTICA

1. Título de la práctica realizada 2. Introducción

a. Una cuartilla máximo y debe ser diferente a la de la práctica y sin subtemas 3. Hipótesis 4. Objetivos

a. Los mismos de la práctica 5. Materiales y método

a. Se redactará en prosa y en tiempo verbal pasado. b. No se incluirán listas de materiales y reactivos.

6. Resultados a. Incorporar los elementos recomendados en la práctica. b. Todos los cuadros deberán llevar un encabezado. c. Las figuras deberán tener un pie de figura. d. Todos los cuadros y figuras deberán estar citados en el texto. e. Los resultados deberán ser descritos en el texto.

7. Análisis de resultados a. Se debe explicar el por qué de los resultados (explicación científica)

8. Conclusiones a. Deberán ser redactadas con base en los objetivos e hipótesis planteada.






9. Literatura citada a. Las referencias citadas en el texto serán colocadas en ésta sección. Se

utilizará el formato APA.

PROYECTO

Con base en el criterio del profesor el informe final del proyecto podrá ser desarrollado con dos criterios

Siguiendo el mismo formato para el informe de la práctica

En formato de artículo científico con base en las normas editoriales de una revista especializada en el área del tema del proyecto, previamente definida por el profesor y que cubra al menos los siguientes puntos: título, autores y adscripción, resumen, palabras claves, introducción, métodos, resultados, discusión y literatura citada.






REGLAMENTO DE LABORATORIO

I. NORMAS DE TRABAJO O CONDICIONES GENERALES

1. El uso de batas durante las prácticas es obligatorio.

2. Queda estrictamente prohibido fumar, introducir y/o consumir alimentos y/o bebidas.

3. Muestras o material biológico que se coloquen en anaqueles, mesas, refrigeradores y estufas, deberán ser etiquetados correctamente.

4. Soluciones preparadas, colorantes, reactivos, etc., deben ser etiquetados con todas sus especificaciones (nombre de la sustancia, concentración, fecha de preparación, caducidad, práctica o técnica, nombre del asesor y del alumno que lo preparó).

5. Durante la primera semana de cada mes se hará una revisión de mesas, anaqueles, refrigeradores y estufas, las muestras que no tengan identificación serán desechadas.

6. Los reactivos sobrantes de las prácticas se entregarán al interlaboratorio o se colocarán en la mesa lateral debidamente etiquetados para ser llevados al centro de acopio.

7. El sitio de trabajo debe quedar limpio después de la práctica.

8. Antes de salir del laboratorio, asegurarse de que no estén abiertas las llaves de agua o gas.

9. Se usará la campana de extracción cuando sean manejados ácidos o sustancias tóxicas volátiles.

10. NO deberán guardarse los reactivos que se proporcionen para el desarrollo de la práctica ya que el uso es para todos.

11. Prohibida la entrada a los INTERBLABORATORIOS a toda persona ajena.

12. El material devuelto al interlaboratorio, deberá estar limpio y seco.

13. El material deteriorado por los alumnos deberá reponerse en una semana, de lo contrario, el comodato será remitido a la Secretaria Técnica para la sanción correspondiente.

14. El horario de servicio de los interlaboratorio se encontrará expuesto en las ventanillas de cada laboratorio, en caso de que el servicio se encuentra suspendido se deberá informar al Técnico Académico o a la Secretaría Técnica, quién procederá a reanudar el servicio.






15. En caso de que el equipo de laboratorio no funcione, deberá reportarse de inmediato al asesor o al Técnico Académico para su revisión.

16. El equipo de laboratorio y campo se usará hasta que se esté seguro de su manejo o con la ayuda del asesor, en caso contrario, solicitar ayuda del técnico académico.

17. Cada grupo de trabajo deberá contar con el material básico que se enlista al final, éste no será proporcionado por el interlaboratorio.

18. Para el material y equipo de campo deberá hacerse la solicitud por lo menos con 24 horas de anticipación con un horario de 10:00 a 14:00 y de 16:00 a 18:00 hrs.

19. El material y equipo de campo se deberá entregar limpio a más tardas 24 horas después de la práctica, en caso contrario, el alumno se hará acreedor a una suspensión temporal del servicio.

20. Al término del semestre se tendrá acceso a los laboratorio solamente las dos semanas siguientes al termino del mismo, después de esa fecha el laboratorio se mantendrá cerrado hasta el inicio de clases del siguiente semestre (excepto el L-302).

21. Al inicio del semestre, el técnico académico asignará gavetas a los equipo de alumnos de cada grupo. Los que se harán responsables de ellas hasta el final del semestre.

22. Cada equipo de trabajo mantendrá únicamente la gaveta que le fue asignada y no podrá tomar ninguna otra aunque esté desocupada.

23. Se deberán desocupar y dejar limpias las gavetas a más tardar al finalizar la segunda vuelta de exámenes finales del semestre respectivo, en caso contrario se abrirán y el material que se encuentra pasará a formar parte de la Carrara (excepto los alumnos de séptimo semestre).

24. Durante el inventario, no se dará servicio de préstamo de material, para lo cual 8 días antes se colocará un letrero comunicando el período de inventario para que sea prevista cualquier necesidad.

25. El alumno está obligado a tener su seguro de vida antes de cualquier salida a campo, en caso contrario no podrá asistir a la práctica.

26. Los profesores y los laboratoristas están autorizados a reprender a los alumnos que comentan desmanes o hagan mal uso de las instalaciones.

27. No se prestará material ni quipo a los alumnos en ausencia del profesor correspondiente.






28. Se verá trabajar únicamente en el horario asignado al grupo. Cuando la práctica requiera de más tiempo, el profesor informará a la Secretaría Técnica.

29. Se podrá proporcionar material extra sólo en 3 ocasiones durante la práctica.

II. NORMAS PARA EL PRÉSTAMO DE MATERIAL

1. Se tramitará la credencial de laboratorio al inicio de semestre, la convocatorio se publicará con 15 días de anticipación. No habrá prórroga.

2. El préstamo será personal, nadie podrá solicitar material con credencial de otra persona.

3. El préstamo de material, quipo y reactivos para los alumnos, será EXCLUSIVAMENTE CON LA CREDENCIAL DE LABORATORIO y con el comodato debidamente autorizado.

4. La solicitud de préstamo de reactivos, material y de reactivos ESPECIALES, deberán contener todos los requisitos que indica el comodato.

5. Solicitud que no presente datos completos, no será atendida (Nota: en la sección de reactivos, favor de colocar la cantidad real de consumo).

6. Al recibir material, verificar que se encuentre en buenas condiciones y en caso contrario, hacer las aclaraciones.

7. La autorización del material, equipo y reactivos será de la siguiente forma:

a. Autorización por un plazo no mayor a 12 horas con firmar del profesor responsable del grupo o la práctica.

b. Autorización por un plazo mayor a 24 horas con firma del profesor responsable del grupo o la práctica y del Secretario Técnico e indicar la fecha de entrega.

8. El préstamo de material a los profesores será por medio de comodato y credencial. Si los profesores son externos se requiere autorización de la Secretaría Técnica. En ambos casos se especificará la fecha de entrega y el área de ubicación.






MATERIAL QUE NO PROPORCIONA EL INTERLABORATORISTA

• Espátula

• Manguera para mechero y vacío.

• Estuche de disección.

• Papel seda para lentes de microscopios.

• Varilla de vidrio. Diferentes tamaños (agitadores)

• Portaobjetos

• Cubreobjetos

• Brocha pequeña

• Etiquetas

• Botellas de plástico de 1000 y 500 ml

• Rejilla con tela de asbesto.

III. REFERENTE A LAS SANCIONES

1. El comodato se remitirá a la Secretaría Técnica y se suspenderá el servicio por una semana cuando:

a. Sobrepasen la fecha de entrega de material y no hayan solicitado su autorización.

b. Cuando no realicen su trámite de credencial en las fechas establecidas y no pasen a tiempo a recogerla.

c. El material de campo no se hay entregado después de 24 horas de haber regresado de la práctica.

d. Cuando el alumno no ha devuelto los reactivos el mismo día que los solicito.

2. Se suspenderá el servicio totalmente cuando el alumno sea reincidente.

La finalidad de este Reglamento es proporcionar un mejor aprovechamiento de los recursos existentes en la formación académico y seguridad de todos, por lo que si existe alguna anormalidad en el servicio no considerada en este Reglamento, favor de comunicarla a la Secretaría Técnica o a la Jefatura de Carrera.






MANEJO DE RESIDUOS

Los residuos químicos derivados de las prácticas deben etiquetarse como lo muestra la siguiente figura, además de colocarlos en el área de color amarillo destinada en cada laboratorio.

El sobrante de semillas, vegetales o plantas no contaminados deberá colocarse en el área de composteo. Los materiales contaminados o tóxicos serán colocados en bolsas y sellados. La bolsa deberá estar etiquetada señalando su procedencia.






El confinamiento de los residuos punzocortantes será de acuerdo a la presente figura, los contenedores rojos deben mantenerse en el área de residuos en la sección roja. Las bolsas rojas y amarillas deben solicitarse al interlaboratorio y en su defecto a la coordinación del ciclo.

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