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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
DIVISIÓN DE CIENCIAS FORESTALES
Programa académico de
INGENIERO FORESTAL INDUSTRIAL
ETIOLOGÍA DE LOS HONGOS QUE CAUSAN EL
“SPALTING” EN LA MADERA DE TRES LATIFOLIADAS
TESIS PROFESIONAL
Que como requisito parcial para obtener
el título de:
INGENIERO FORESTAL INDUSTRIAL
PRESENTAN:
Claudia García Pérez
Jaime Edgar Rodríguez García
Chapingo, Texcoco, Estado de México,
Julio de 2013
La siguiente tesis profesional denominada ETIOLOGÍA DE LOS HONGOS
QUE CAUSAN EL "SPALTING" EN LA MADERA DE TRES LATIFOLIADAS, fue
realizada por Claudia García Pérez y Jaime Edgar Rodríguez García, dirigida
por el Ing. Gonzalo Novelo González y asesorada por la M.C. Silvia Edith
García Díaz y el Dr. Marcos M. González Peña. Ha sido revisada y aprobada
por el siguiente comité revisor y jurado examinador, para la obtención del
título de Ingeniero Forestal Industrial.
PRESIDENTE
SECRETARIO
VOCAL
SUPLENTE
SUPLENTE
g. Gonzalo Novelo González
M.C. Silvia Edith García Díaz
Dr. M. González Peña
-=KM.C. RodoJro C a m o s Bolaños
Dr. José Tulio Méndez Montiel
Texcoco, México, Estado de México, Julio de 2013
iii
AGRADECIMIENTOS
Le agradezco a Dios, por haberme guiado a lo largo de la carrera por ser mí esperanza en los momentos más difíciles de mi vida y por darme una vida de aprendizaje. A nuestra alma mater la Universidad Autónoma Chapingo, por ser mí casa durante mí educación y brindarnos una formación académica, y personal con valores, y ética. A la División de Ciencias Forestales y sus profesores, por formarme como un Ingeniero Forestal Industrial. A mi familia que me dieron amor, cariño y siempre estaban a mi lado para apoyarme cuando más los necesitaba. A mi director de tesis el Ing. Gonzalo Novelo González por su excelente dirección y paciencia a lo largo de este proyecto de investigación, gracias por su apoyo y amistad en todo momento. A la M.C. Silvia Edith García Díaz por su apoyo en la realización del trabajo en la fase de campo y de laboratorio, y por sus observaciones y su gran amistad. Al Dr. Marcos M. González Peña por su apoyo en la realización de todo este trabajo y por sus observaciones, comentarios y amistad. Al M.C. Rodolfo Campos Bolaños por sus observaciones, sugerencias en el proceso de este trabajo y su gran amistad. Al Dr. José Tulio Méndez Montiel por su apoyo otorgado en la realización de este trabajo y por su amistad. A la M.C. María Amparo Borja de la Rosa por su apoyo otorgado en la realización de este trabajo y por su amistad. Al M.C. Alejandro Corona Ambriz, por su apoyo otorgado en la realización de este trabajo. A mis compañeros y amigos: Vicente, Pablo, Roberto, Raquel, Jaime Edgar, Víctor
Jesús, Bartolo, David, Carlos, Oscar, Nayely, Roberto de Jesús, José, Norma Cristina,
Creta, Carla, Guadalupe, Eleazar, Vero, Victoria, Pascual Alexander, José Luis, Marcia
Bell, Omar, Maricela, María de Jesús, Remedios, Miguel, Elvira, Virginia, Francisca,
Norma Yoana, Lucia y Alejandra por su compañía, amistad y consejos durante los 4
años.
Claudia García Pérez
iv
DEDICATORIA
Se las dedico especialmente a mis padres Porfirio García Martínez y Prisca Pérez
Sánchez por darme la vida y por todo su amor, dedicación, compresión a lo largo de mi
vida.
A mi hermana Verónica García Pérez por todo su amor, el tiempo que estuvo con
nosotros.
A mi hermano Filiberto García Pérez por ser en mi vida un amigo y por sus consejos y
compresión.
A mis hermosos hijos que los quiero mucho, Ángel Escamilla García y Josué
Constantino Escamilla García que fueron una bendición en mi vida y me dieron la
dicha de ser madre y las fuerzas en todo momento para lograr mis metas.
A mi prometido Vicente Hernández Santos por enseñarme que con amor, dedicación y
perseverancia se pueden realizar los sueños, y por ser mi amigo, mi guía, y consejero a
lo largo de este trabajo.
A mis tíos Pablo Pérez Sánchez, Agustín Pérez Sánchez e Hipólito Pérez Sánchez que
admiro y respeto por su ejemplo y consejo a lo largo de mi vida.
A mis abuelos Hipólito Pérez María y Guadalupe Sánchez por su amor y consejos a lo
largo de mi vida.
A mi madrina Remedios Martínez por sus consejos y apoyo en todo momento.
A Jaime Edgar Rodríguez García por su apoyo y amistad.
Claudia García Pérez
v
AGRADECIMIENTOS
Doy gracias a Dios por su ayuda en todo momento. ¡Gracias Cristo Jesús por ser el pilar
que le da fuerzas y sentido a mi vida!
Agradezco a mi familia, en especial a mis padres. ¡Gracias por su amor y apoyo en todo
momento, esto no sería posible sin ustedes, los amo!
Agradezco al pueblo de México, ya que por medio de sus impuestos hacen posible que
más personas como yo puedan formarse en esta gran Universidad.
Agradezco a la maestra Sofía Vizcarra Grado así como su esposo el profesor Leandro
David, por acercarme a esta gran Institución.
Agradezco a mi segunda casa y alma mater Chapingo, porque no solo me formo
académicamente si no que me brindó la oportunidad de ser mejor cada día, ¡Espero
jamás defraudarte!
Compromiso, profesionalismo y don de gente, son los valores más importantes que
debo reconocer a mi comité de tesis:
Ing. Gonzalo Novelo González, le agradezco por haber sido mi profesor los cuatro años
de la carrera, y ahora le agradezco aún más por haberme hecho el honor de ser mi
director de tesis. Admiro sus años de servicio, profesionalismo, entrega y su gran
experiencia en la docencia.
Reconozco y agradezco a la M.C Silvia Edith García Días porque con su compromiso y
profesionalismo, me dio la oportunidad de conocer a una gran persona con una calidad
de ser humano magnifica, con una sencillez y amor a su profesión de la talla de un gran
ser humano.
Dr. Marcos M. González Peña mis agradecimientos infinitos, gracias por ser parte
esencial en la presente investigación, admiro de usted su calidad humana y
profesionalismo, pero sobre todo le admiro su gesto de generosidad ya que fue parte
esencial para seguir con la investigación, agradezco su apoyo económico, financiando
gran parte de la investigación, así como una beca.
Al Dr. José Tulio Méndez Montiel y al M.C. Rodolfo Campos Bolaños por sus
observaciones, apoyo, sugerencias y amistad otorgada a lo largo de la presente
investigación.
Gracias a mi amiga y colega de este trabajo de investigación así como a toda su
familia. Fueron muchas las complicaciones pero no fueron más grandes que los deseos
de ver culminado el proyecto, gracias Claudia García Pérez, siempre te recordare como
un ejemplo de perseverancia, humildad y lucha constante, ¡Dios te bendiga!
vi
Agradezco a CAAFF Consultoría Forestal S.R.L. de C.V, en especial a los Ingenieros Juan
Ramón Quintana Luna y Cruz A. Santiago Landaverde, ¡Gracias por creer en mí y por su
confianza!
A mis amigos y compañeros: Ángeles, Claudia García, Pablo, Dolores, Villano, Cristóbal,
Almita, Vicente, Pedro, Víctor, Simón, Maricela, Bartolo, Yoana, George, Chiquilla Luna,
Elisa Moreno, M.I. Miguel Ángel Peña Peralta, Ing. Alexander Jiménez y Jorge Sánchez.
Gracias a todos ustedes por infundir en mí una actitud dirigida a la formación de mi
carácter, el cual me ha permitido llegar a este punto con las ganas de seguir escalando
más peldaños en mi formación profesional.
¡DIOS LES BENDIGA!
Jaime Edgar Rodríguez García
vii
DEDICATORIA
Se la dedico especialmente a mis padres Elísea García Castillo y Policarpo Rodríguez
Holguín, por su amor, sabiduría y ejemplo para mi vida. Porque a pesar de muchos
pruebas en la vida, me han enseñado que los hechos son más importantes que las
palabras.
A mis hermanos Eva Edith, Ing. Cecilio, Catalino, Daniel y Jorge, gracias por su amor,
ejemplo y apoyo a lo largo de mi vida.
A mi abuelito paterno Sidronio Rodríguez Escárcega (que en paz descansé), por ser un
ejemplo para mi vida, por su sabiduría y amor que le caracterizaban.
A mis abuelitos maternos Catalina Castillo y Aristeo García, gracias por su amor y por
brindarme los mejores recuerdos y momentos de mi niñez.
A mi abuelita paterna Paulina Holguín, así como a todos mis tíos, primos y sobrinos,
por su amor, ánimos, consejos y apoyo brindado a lo largo de mi vida.
Gracias por darme la dicha de ser parte de sus vidas.
Jaime Edgar Rodríguez García
viii
RECONOCIMIENTOS
Al Ing. Luis Genaro Téllez hijo e Ing. Luis Genaro Téllez padre, de la empresa Forestal
Tecnológica (FORTEC), por abrir las puertas de su empresa e iniciar un trabajo de
investigación sobre el interesante mundo del spalted.
A la M.C. Silvia Edith García Días, encargada del laboratorio de Fitopatología forestal
de la División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo, donde se
llevó gran parte de la tesis, agradeciendo igualmente a Hugo Ontiveros Palma, técnico
del laboratorio, por sus conocimientos, sencillez y amistad durante la realización de la
presente tesis así como a la Ingeniero Elvira, por su amistad y buena disposición en
transmitir sus conocimientos.
A la Dra. Amparo Borja de la Rosa, encargada del Laboratorio de Anatomía de la
Madera de la División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo,
por su buena disposición en poner a nuestro servicio el laboratorio, prestando equipo y
material para la presente investigación.
Al Ing. Gonzalo Novelo González, encargado del Laboratorio de Pruebas Mecánicas de
la madera de la División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo,
en su buena disposición en la enseñanza para el desarrollo de las pruebas mecánicas de
la presente investigación.
Al Dr. Leonardo Sánchez Rojas encargado del laboratorio de plantas pilotos de la
División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo, por el apoyo
otorgado en la presente investigación.
A la Dirección General de Investigación y Posgrado de la Universidad Autónoma
Chapingo por el apoyo económico para el desarrollo de la investigación.
Al Dr. Marcos M. González Peña, por financiar gran parte de la investigación en la
compra de equipo y material, así como el otorgamiento de una beca.
A la Secretaria de Educación Pública (SEP) por la beca otorgada por concepto de apoyo
de titulación.
Al Dr. José Amador Honorato Salazar Investigador de INIFAP Campo Experimental San
Martinito por su apoyo incondicional en la realización de este trabajo.
Al Dr. Ricardo Valenzuela Garza y a la M. C. Tania Raymundo Ojeda por su apoyo
incondicional en la verificación de hongos de este trabajo.
ix
ÍNDICE GENERAL
AGRADECIMIENTOS .............................................................................................................................. III
DEDICATORIA ...................................................................................................................................... IV
AGRADECIMIENTOS .............................................................................................................................. V
DEDICATORIA ..................................................................................................................................... VII
RECONOCIMIENTOS ........................................................................................................................... VIII
ÍNDICE GENERAL ...................................................................................................................................IX
ÍNDICE DE FIGURAS ..............................................................................................................................XII
ÍNDICE DE CUADROS .......................................................................................................................... XIV
RESUMEN .......................................................................................................................................... XVI
1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................................. 1
2. OBJETIVOS ......................................................................................................................................... 2
2.1. OBJETIVO GENERAL ........................................................................................................................... 2
2.2. OBJETIVOS PARTICULARES ................................................................................................................ 2
3. REVISIÓN DE LITERATURA .................................................................................................................. 3
3.1. REINO FUNGI ..................................................................................................................................... 3
3.2. PROBLEMÁTICA PATOLÓGICA DE LA MADERA .................................................................................. 5
3.2.1. Química de la madera ................................................................................................................ 5
3.2.2. Humedad de la madera ............................................................................................................. 5
3.2.3. Durabilidad natural de la madera .............................................................................................. 6
3.3. AGENTES CAUSANTES DE PATOLOGÍA EN LA MADERA ...................................................................... 7
3.3.1. Hongos xilófagos ........................................................................................................................ 8
3.4. SPALTING ........................................................................................................................................... 9
3.4.1. Tipos de Spalting ...................................................................................................................... 10 3.4.1.1. Blanqueo ........................................................................................................................................... 10 3.4.1.2. Líneas de zona .................................................................................................................................. 10
3.4.2. Condiciones para el desarrollo del spalting ............................................................................. 12
3.4.3. Técnicas para promover el desarrollo del spalting .................................................................. 13
3.4.3. Estudios sobre el spalting ........................................................................................................ 13
3.5. MATERIAL DE ESTUDIO .................................................................................................................... 17
3.5.1. Ramón ...................................................................................................................................... 17
3.5.2. Eucalipto .................................................................................................................................. 19
3.5.3. Aile ........................................................................................................................................... 21
4. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................................ 24
4.1. COLECTA DE CUERPOS FRUCTÍFEROS .............................................................................................. 24
4.2. AISLAMIENTOS EN LABORATORIO ................................................................................................... 24
4.2.1. Siembra en medios de cultivo .................................................................................................. 24
4.3. REAISLAMIENTOS ............................................................................................................................ 25
4.3.1. OBTENCIÓN DE CEPAS PURAS ............................................................................................................... 25
4.3.2. Preservación a tubo de ensaye ................................................................................................ 25
4.4. CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA ................................................................................................. 26
x
4.4.1. Identificación de los hongos por morfología ............................................................................ 26 4.4.1.1. Macroscópica .................................................................................................................................... 26 4.4.1.2. Microscópica ..................................................................................................................................... 26
4.4.2. Verificación por especialistas en identificación de los hongos ................................................. 26
4.5. DETERMINACIÓN DE LOS EXTRACTIVOS .......................................................................................... 27
4.5.1. Preparación del material ......................................................................................................... 27 4.5.1.1. Cálculo del contenido de humedad .................................................................................................. 27 4.5.1.2. Peso seco calculado (PSC) ................................................................................................................. 27
4.5.2. Determinación de extractivos en agua caliente ....................................................................... 28
4.5.3. Determinación de extractivos en etanol – tolueno .................................................................. 29 4.5.3.1 Determinación de extractivos totales ................................................................................................ 30
4.6. PRUEBAS DE PATOGENICIDAD ......................................................................................................... 30
4.6.1. Preparación del material fúngico ............................................................................................. 30 4.6.1.1. Reactivación de cepas ....................................................................................................................... 30 4.6.1.2. Incremento de inoculo ...................................................................................................................... 31
4.6.2. Preparación del material hospedante ...................................................................................... 32 4.6.2.1. Selección de las probetas de madera ............................................................................................... 32 4.6.2.2. Esterilización de las probetas de madera ......................................................................................... 32
4.6.3. Preparación del sustrato .......................................................................................................... 32
4.6.4. Inoculación ............................................................................................................................... 33
4.7. EVALUACIÓN DEL “SPALTING” ......................................................................................................... 34
4.8. PRUEBAS MECÁNICAS ..................................................................................................................... 34
4.8.1. Selección de probetas .............................................................................................................. 34 4.8.1.1. Compresión perpendicular ............................................................................................................... 35
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN............................................................................................................... 36
5.1. IDENTIFICACIÓN DE LOS HONGOS COLECTADOS ............................................................................. 36
5.1.1 Macromicetos ........................................................................................................................... 36 5.1.1.1. Trametes villosa ................................................................................................................................ 36 5.1.1.2. Trametes versicolor .......................................................................................................................... 39 5.1.1.3. Trametes máxima ............................................................................................................................. 41 5.1.1.4. Auricularia polytricha........................................................................................................................ 43 5.1.1.5. Stereum ostrea ................................................................................................................................. 45
5.1.2. Micromicetos ........................................................................................................................... 47 5.1.2.1. Bipolaris sp........................................................................................................................................ 47 5.1.2.2. Thielaviopsis sp. ................................................................................................................................ 49 5.1.2.3. Ulocladium sp. .................................................................................................................................. 51 5.1.2.4. Trichoderma atroviride ..................................................................................................................... 53 5.1.2.5. Penicillium soppi ............................................................................................................................... 55
5.2. DETERMINACIÓN DE EXTRAÍBLES .................................................................................................... 57
5.2.1. Extraíbles por etanol-tolueno. ................................................................................................. 57
5.2.2. Extractivos totales ................................................................................................................... 57
5.2.3. Extractivos en agua caliente .................................................................................................... 58
5.3. PRUEBAS DE PATOGENICIDAD. ........................................................................................................ 58
5.3.1. Ramón (Brosimum allicastrum) ............................................................................................... 58
5.3.2. Eucalipto (Eucalytus globulus) ................................................................................................. 63
5.3.3. Aile (Alnus firmifolia) ............................................................................................................... 67
5.4. EVALUACIÓN Y COMPARACIÓN DE LAS CARACTERÍSTICAS DEL SPALTING ...................................... 71
5.5. PROPIEDADES MECÁNICAS .............................................................................................................. 74
5.5.1. Resultados ................................................................................................................................ 74
5.5.2. Análisis de los resultados ......................................................................................................... 75 5.5.2.1. Análisis de los resultados por especie. ............................................................................................. 75
xi
5.5.2.2. Análisis de los resultados entre especies. ......................................................................................... 78
6. CONCLUSIONES ................................................................................................................................ 80
7. RECOMENDACIONES ........................................................................................................................ 81
8. BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................................................. 82
9. ANEXOS ........................................................................................................................................... 84
ANEXO 1. BITÁCORAS DECRECIMIENTO DE HONGOS MACROMICETOS Y MICROMICETOS............................................. 84
ANEXO 2. CLAVE PARA IDENTIFICAR TRAMETES ................................................................................................. 90
ANEXO 3. DETERMINACIÓN DE EXTRACTIVOS .................................................................................................... 92
ANEXO 4. COLOR DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B. LÍNEAS DE ZONA Y MEMORIA FOTOGRÁFICA EN RAMÓN. ... 93
ANEXO 5. COLOR DE MADERAS DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B. MEMORIA FOTOGRÁFICA EN EUCALIPTO. ..... 99
ANEXO 6. COLOR DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B. LÍNEAS DE ZONA Y MEMORIA FOTOGRÁFICA EN AILE. ...... 104
ANEXO 7. TABLAS DE LA PÉRDIDA DE PESO EN RAMÓN, EUCALIPTO Y AILE ............................................................. 110
ANEXO 8. DATOS DE COMPRESIÓN Y DUREZA. ................................................................................................. 113
ANEXO 9. ANÁLISIS EN SAS, DE PRUEBAS MECÁNICAS (COMPRESIÓN Y DUREZA) ................................................... 117
xii
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA 1. CORTE TANGENCIAL (A), TRANSVERSAL (B) Y RADIAL (C) EN MADERA DE RAMÓN ............. 18
FIGURA 2. CORTE TANGENCIAL (A), TRANSVERSAL (B) Y RADIAL (C) EN MADERA DE EUCALIPTO. ....... 20
FIGURA 3. CORTE TANGENCIAL (A), TRANSVERSAL (B) Y RADIAL (C) EN MADERA DE AILE ................... 22
FIGURA 4. ORDEN DE INOCULACIÓN DE LOS SEGMENTOS DE MICELIO ................................................ 33
FIGURA 5. PROBETA CON VERMICULITA .............................................................................................. 33
FIGURA 6. INCUBADORA CON LOS TRATAMIENTOS. ............................................................................ 33
FIGURA 7. ACCESORIO DE PRUEBA DE COMPRESIÓN PERPENDICULAR. ............................................... 35
FIGURA 8. TRAMETES VILLOSA ............................................................................................................. 38
FIGURA 9. TRAMETES VERSICOLOR ...................................................................................................... 40
FIGURA 10. TRAMETES MÁXIMA .......................................................................................................... 42
FIGURA 11. AURICULARIA POLYTRICHA ............................................................................................... 44
FIGURA 12. STEREUM OSTREA ............................................................................................................. 46
FIGURA 13. BIPOLARIS SP..................................................................................................................... 48
FIGURA 14. THIELAVIOPSIS SP .............................................................................................................. 50
FIGURA 15. ULOCLADIUM SP. .............................................................................................................. 52
FIGURA 16. TRICHODERMA ATROVIRIDE ............................................................................................. 54
FIGURA 17. PENICILLIUM SOPPI ........................................................................................................... 56
FIGURA 18. ÁREA INFECTADA Y DELIMITADA CON LOS TRES HONGOS. ............................................... 59
FIGURA 19. PÉRDIDA DE PESO EN LAS MADERAS INOCULADAS Y TESTIGO B EN RAMÓN. ................... 60
FIGURA 20. COLOR DE LA MADERA DEL TESTIGO A DE RAMÓN. .......................................................... 61
FIGURA 21. COLORES DE LA MADERA INOCULADA DE RAMÓN ........................................................... 61
FIGURA 22. COLOR DE LA MADERA TESTIGO B DE RAMÓN .................................................................. 63
FIGURA 23. ÁREA POCO INFECTADA Y NO DELIMITADA CON LOS TRES HONGOS. ............................... 64
FIGURA 24. PÉRDIDA DE PESO DE LAS MADERAS INOCULADAS Y TESTIGO B EN EUCALIPTO. .............. 65
FIGURA 25. COLOR DE LA MADERA DEL TESTIGO A DE EUCALIPTO. ..................................................... 65
FIGURA 26. COLOR DE LA MADERA INOCULADA DE EUCALIPTO ......................................................... 66
FIGURA 27. COLOR DE LA MADERA DEL TESTIGO DE EUCALIPTO ......................................................... 67
FIGURA 28. ÁREA INFECTADA Y DELIMITADA CON LOS TRES HONGOS ................................................ 67
FIGURA 29. PÉRDIDA DE PESO DE LAS MADERAS INOCULADAS Y TESTIGO B EN AILE. ......................... 68
FIGURA 30. COLOR DE LA MADERA DEL TESTIGO A EN AILE ................................................................. 69
FIGURA 31. COLORES DE LA MADERA INOCULADA EN AILE ................................................................. 70
FIGURA 32. COLOR DE LA MADERA TESTIGO B DE AILE ........................................................................ 71
FIGURA 33. TIPOS DE LÍNEA DE ZONA DE AILE ..................................................................................... 72
xiii
FIGURA 34. LÍNEA DE ZONA DE MADERA DE RAMÓN .......................................................................... 73
FIGURA 35. LÍNEAS DE ZONA EN LA MADERA DE RAMÓN. ................................................................... 73
FIGURA 36. LÍNEAS DE ZONA DE MADERA DE AILE ............................................................................... 74
FIGURA 37. LÍNEA DE ZONA DE COLOR GRIS EN MADERA DE AILE. ...................................................... 74
xiv
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO 1. PROPIEDADES FÍSICAS DE MADERA DE RAMÓN (SILVA, 2007). ......................................... 19
CUADRO 2. PROPIEDADES FÍSICAS DE MADERA DE EUCALIPTO (SILVA, 2007). .................................... 21
CUADRO 3. PROPIEDADES FÍSICAS DE MADERA DE AILE (SILVA, 2007). ............................................... 23
CUADRO 4. HONGOS MACROMICETOS Y MICROMICETOS EN RAMÓN Y AILE. ..................................... 36
CUADRO 5. RESULTADOS DEL PORCENTAJE DE LOS EXTRAÍBLES POR ETANOL-TOLUENO .................... 57
CUADRO 6. RESULTADOS DEL PORCENTAJE DE LOS EXTRAÍBLES TOTALES ........................................... 57
CUADRO 7. RESULTADOS DEL PORCENTAJE DE EXTRAÍBLES EN AGUA CALIENTE ................................. 58
CUADRO 8. CRECIMIENTO DEL PATÓGENO EN RAMÓN. ...................................................................... 59
CUADRO 9. RESUMEN DE CAMBIOS DE COLORACIÓN EN CADA TRATAMIENTO EN MADERA DE
RAMÓN. .............................................................................................................................................. 63
CUADRO 10. CRECIMIENTO DEL PATÓGENO EN EUCALIPTO. ............................................................... 64
CUADRO 11. RESUMEN DE CAMBIOS DE COLORACIÓN EN CADA TRATAMIENTO EN MADERA DE
EUCALIPTO. .......................................................................................................................................... 67
CUADRO 12. CRECIMIENTO DE PATÓGENOS EN AILE. .......................................................................... 68
CUADRO 13. RESUMEN DE CAMBIOS DE COLORACIÓN EN MADERA DE AILE ....................................... 71
CUADRO 14. RESULTADOS DE LOS ENSAYOS DE COMPRESIÓN Y DUREZA. .......................................... 75
CUADRO 15. RESULTADOS DEL PROMEDIO DE LA PÉRDIDA DE PESO, EL ELP A LA COMPRESIÓN Y
DUREZA ............................................................................................................................................... 78
CUADRO 16. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MACROMICETOS. PRIMER REGISTRO. ........ 84
CUADRO 17. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MACROMICETOS. SEGUNDO REGISTRO. .... 85
CUADRO 18. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MACROMICETOS. TERCER REGISTRO. ........ 86
CUADRO 19. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MICROMICETOS. PRIMER REGISTRO. ......... 87
CUADRO 20. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MICROMICETOS. SEGUNDO REGISTRO. ..... 88
CUADRO 21. BITÁCORA DE CRECIMIENTO DE MICELIO DE MICROMICETOS. TERCER REGISTRO........... 89
CUADRO 22. CONTENIDO DE HUMEDAD EN EUCALIPTO, AILE Y RAMÓN. ............................................ 92
CUADRO 23. DETERMINACIÓN DE EXTRAÍBLES EN AGUA CALIENTE ..................................................... 92
CUADRO 24. CONTENIDO DE HUMEDAD DE EUCALIPTO, AILE Y RAMÓN. ............................................ 92
CUADRO 25. PORCENTAJE DE EXTRAÍBLES POR ETANOL-TOLUENO. .................................................... 92
CUADRO 26. EXTRAÍBLES TOTALES. ...................................................................................................... 93
CUADRO 27. COLOR DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B EN RAMÓN. ...................................... 93
CUADRO 28. ANCHO Y COLOR DE LÍNEAS DE ZONA EN PROBETAS INOCULADAS DE RAMÓN. ............. 94
CUADRO 29. MEMORIA FOTOGRÁFICA DEL TESTIGO A, TESTIGO B E INOCULADAS EN RAMÓN. ......... 95
CUADRO 30. COLOR DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B EN EUCALIPTO. ................................. 99
CUADRO 31. MEMORIA FOTOGRÁFICA DEL TESTIGO A, TESTIGO B E INOCULADAS EN EUCALIPTO. .. 100
xv
CUADRO 32. COLOR DEL TESTIGO A, INOCULADAS Y TESTIGO B EN AILE. .......................................... 104
CUADRO 33. ANCHO Y COLOR DE LÍNEAS DE ZONA EN PROBETAS INOCULADAS DE AILE. ................. 105
CUADRO 34. MEMORIA FOTOGRÁFICA DEL TESTIGO A, TESTIGO B E INOCULADAS EN AILE. ............. 106
CUADRO 35. PÉRDIDAS DE PESO EN PROBETAS DE RAMÓN (BROSIMUM ALLICASTRUM) ................. 110
CUADRO 36. PÉRDIDAS DE PESO EN PROBETAS DE EUCALIPTO (EUCALYPTUS GLOBULUS) ................ 111
CUADRO 37. PÉRDIDAS DE PESO EN PROBETAS DE AILE (ALNUS FIRMIFOLIA) ................................... 112
CUADRO 38. CLASIFICACIÓN DE CARACTERÍSTICAS MECÁNICAS DE MADERAS MEXICANAS (LIBRE DE
DEFECTOS) EN CONDICIÓN SECADA AL AIRE (CH=12%) ...................................................................... 113
CUADRO 39. DATOS DE COMPRESIÓN Y DUREZA EN RAMÓN. ........................................................... 114
CUADRO 40. DATOS DE COMPRESIÓN Y DUREZA EN EUCALIPTO. ...................................................... 115
CUADRO 41. DATOS DE COMPRESIÓN Y DUREZA EN AILE. ................................................................. 116
xvi
RESUMEN
El marmoleado de la madera o spalting se define como la coloración de la madera
causada por hongos lignícolas. Existen tres tipos principales de spalting: el blanqueo,
causado por hongos de la pudrición blanca (basidiomicetos); las líneas de zona,
formadas como barreras de protección entre zonas de crecimiento de diferentes
colonias o especies de basidiomicetos; y la pigmentación, ocasionada por la
concentración del micelio fuertemente coloreado de algunos hongos, principalmente
ascomicetos. Se colectaron cuerpos fructíferos de hongos en madera de ramón
(Brosimun spp.) y aile (Alnus spp.) en Tenango del Valle, Estado de México, con el fin
de identificar las especies causantes del spalting. En el ramón se aislaron e
identificaron tres especies de basidiomicetos asociadas al spalting: Trametes versicolor,
T. máxima, y T. villosa; en tanto que en el aile sólo se encontró T. versicolor. Utilizando
las tres especies de hongos aisladas en madera de ramón, se realizaron pruebas de
patogenicidad en la madera de ramón (Brosimum allicastrum), eucalipto (Eucaliptus
globulus) y aile (Alnus firmifolia), con el fin de reproducir de manera acelerada el
proceso del spalting en condiciones de laboratorio. El efecto del spalting se evaluó en
las siguientes características de la madera: peso anhidro, coloración, formación de
líneas de zona, resistencia a la compresión perpendicular al eje, y en la dureza Janka.
Por otra parte, se determinó el contenido de extractivos en etanol-tolueno y en agua
caliente en la madera de las tres especies estudiadas antes del spalting. El desarrollo
de los hongos y la ocurrencia del spalting fue positivo en las tres especies. La pérdida
de peso en la madera de ramón, eucalipto y aile fue de 10.7%, 1.78% y 21.9%,
respectivamente. El cambio de color en ramón fue de amarillo pálido a marrón muy
pálido y marrón amarillento, en eucalipto fue de café grisáceo oscuro a marrón
grisáceo y gris pardo claro, y en aile fue de amarillo pálido a marrón amarillento y gris
pardo claro. Las líneas de zona en ramón fueron de color marrón y de 0.48 a 1.16 mm
de ancho; en aile de color gris muy oscuro y de 0.5 a 3.05 mm de ancho; y en eucalipto
no se formaron las líneas de zona. La reducción de la resistencia a la compresión y de
la dureza fue significativa en el ramón; en el aile sólo se redujo significativamente la
dureza. No se determinaron cambios significativos en las propiedades mecánicas del
eucalipto. El contenido de extractivos en etanol-tolueno y en agua caliente, en el
mismo orden, fue del 8.9% y 8.8% en ramón, del 13.3% y el 11.4% en eucalipto, y de
6.3% y 4.6% en aile. El efecto insignificante de los basidiomicetos en la resistencia
mecánica y la nula producción de líneas de zona en la madera de eucalipto, se atribuyó
a la mayor cantidad de extraíbles en la madera de eucalipto comparada con los
extractivos en la madera de ramón y aile.
Palabras clave: spalted, spalting, basidiomicetos, compresión, dureza, extractivos.
1
1. INTRODUCCIÓN
El spalting se define como la coloración de la madera causada por hongos (Robinson et al.,
2007). Es un proceso de coloración natural en el que hongos con hifas pigmentadas
colonizan la madera en una concentración lo suficientemente alta para producir una
visualización macroscópica de cambio de color que se produzca (Robinson et al., 2009b).
Hay tres tipos principales de spalting: blanqueo (causado por hongos de la pudrición
blanca), líneas de zona (formado como una barrera por un hongo para proteger sus
recursos o para delinear a los individuos dentro de la misma cepa aislada), y pigmentación
(formado a partir del micelio de color de algunos hongos) (Liese 1970, Rayner y Todd
1977, Zabel y Morrell 1992, citados por Robinson et al., 2009b).
El spalting puede ocurrir en cualquier especie de madera, pero los hongos causantes del
spalting por pudrición blanca, que es el grupo más común, principalmente ataca a las
maderas duras (Robinson et al., 2007).
La madera “spalted” ha sido usada con propósitos decorativos por cientos de años y los
ejemplos van desde la marquetería de los siglos XIV y XV a esculturas modernas de
madera de hoy en día (Robinson et al., 2009a).
La empresa Forestal Tecnológica S. A de C.V., que produce y comercializa madera con
“spalted” en México, tiene interés en adquirir mayor conocimiento sobre el tema, por lo
que es un importante promotor de la presente investigación. Con éste trabajo se
contribuye al conocimiento del “spalted” en México, al identificar los hongos causantes
del spalting, la forma en que se desarrolla bajo condiciones controladas y como afecta las
propiedades físicas y mecánicas de la madera de Brosimum allicastrum (ramón), Alnus
firmifolia (aile) y Eucaliptus globulus (eucalipto).
2
2. OBJETIVOS
2.1. OBJETIVO GENERAL
Identificar a nivel de género y diferenciar a nivel de especie los hongos asociados al
“spalted”, presentes en la madera de ramón y aile; y evaluar su reproducción y desarrollo
en laboratorio en tres especies maderables.
2.2. OBJETIVOS PARTICULARES
1. Identificar morfológicamente, los hongos asociados a la producción del “spalted”
en madera de Brosimum sp. (ramón) y Alnus sp. (aile), almacenadas en el patio de
la empresa Forestal Tecnológica S. A de C.V.
2. Evaluar la reproducción y desarrollo de las especies de hongos encontradas,
asociadas a la producción del “spalted”, mediante pruebas de patogenicidad en la
madera de: Brosimum allicastrum (ramón), Alnus firmifolia (aile) y Eucaliptus
globulus (eucalipto).
3. Evaluar y comparar las características de cambio de coloración y líneas de zona del
“spalted” que produzcan las especies de hongos estudiadas sobre las tres especies
de maderas utilizadas en las pruebas de patogenicidad.
4. Evaluar el efecto del “spalted” sobre la dureza y la resistencia a la comprensión
perpendicular de la madera de las especies estudiadas.
5. Correlacionar la cantidad inicial de extractivos presentes en las maderas
estudiadas, con el efecto del hongo en la producción del “spalted”.
3
3. REVISIÓN DE LITERATURA
Los hongos, en su más amplio significado son un grupo diverso de organismos
filogenéticamente no relacionados. Todos los hongos se reconocen por ser eucariontes,
heterótrofos, desarrollar filamentos ramificados (o más raramente células únicas), y
reproducirse por esporas. La definición anterior describe organismos que tienen
antecedentes evolutivos distintos. Con las nuevas evidencias que se fundamentan en el
análisis de la secuencia de las pequeñas unidades ribosomales, dadas por los genes ARN
(SSUr-ADN o 18rADN), ahora los organismos se clasifican en siete reinos; Archeobacteria,
Eubacteria, Protista, Chromista (Stramenopila), Fungi (Eumycota), Plantae y Animalia.
Todos los miembros del reino Eumycota son hongos (Cibrián et al., 2007).
No todos los hongos patógenos de plantas son miembros del reino Fungi. En adición a los
cuatro Phyla (Chytridiomycota, Zygomycota, Ascomycota y Basidiomycota) que
pertenecen a los hongos verdaderos (reino Fungi o Eumycota), los organismos del phylum
Oomycota, del reino Stramenopila, se consideran tradicionalmente como hongos. Con
excepción de Plasmodiophoromycota, los hongos causan enfermedades en especies
forestales. Lo anterior simplemente refleja la naturaleza polifiletica de los organismos
llamados, por tradición, hongos (Cibrián et al., 2007).
3.1. REINO FUNGI
Los miembros de este reino se caracterizan por: 1) células móviles isocontes (cuando
presentes) con un único flagelo posterior tipo látigo y, 2) paredes celulares con quitina y
glucanos. Los hongos tienen talos inmóviles (no siempre), los cuales se forman de hifas
que se elongan apicalmente (filamentos con paredes); también tienen un ciclo de vida con
reproducción asexual y sexual, con talos haploides que resultan de meiosis cigótica, y
poseen nutrición heterótrofa (Cibrián et al., 2007).
El reino Fungi incluye organismos que se pueden encontrar en casi todos los nichos
ecológicos y son de importancia ecológica y económica. Los hongos son benéficos en
varias formas; algunos son saprofíticos, ya que se alimentan de materia muerta y en
4
descomposición; con lo que contribuyen en el reciclado de nutrimentos (Cibrián et al.,
2007).
No todos los hongos son benéficos; los patógenos causan enfermedades (micosis) en
animales y humanos: desde el llamado ringworm, hasta la cryptococcosis. Debido a que
los hongos son capaces de utilizar como alimento a sustratos muy diferentes, algunos
atacan productos que los humanos utilizan, incluyendo plantas cultivadas y árboles. En
México, entre las enfermedades presentes en los bosques, plantaciones y viveros
forestales destacan, por el daño que ocasionan, las pudriciones de duramen causadas por
Phellinus spp., las royas causadas por Cronartium spp., el cancro resinoso debido a
Fusarium circinatum, las de follaje causadas por Dothistroma septosporum y el Damping-
off debido a un complejo de hongos (Cibrián et al., 2007).
Se reconocen tres phyla de importancia forestal en el reino fungi:
Phylum Zygomycota (moho del pan, etc.): produce cigosporangios y cigosporas y
presenta micelio generalmente cenocítico. También conocidos como zigomicetes.
Phylum Ascomycota (levadura y hongos de saco): producen ascosporas en ascas,
su micelio es septado y los septos son simples. También conocidos como
ascomicetes.
Phylum Basidiomycota (champiñones, roya, etc.): producen basiodiosporas a partir
de basidios, su micelio es septado y los septos son dolíporos complejos. También
conocidos como basidiomicetes.
También se encuentra un grupo, el cual es artificial y no aceptado como categoría formal
taxonómica, este es el de los Anamorficos (Deuteromycota; Deuteromycetes). Estos
hongos puede que hayan perdido su fase sexual o que sean anamorfos de hongos de otros
phyla, principalmente de Ascomycota y de algunos Basidiomycota. (Cibrián et al., 2007).
Tomando en cuenta la gran población que forman los hongos la clasificación de los hongos
en macroscópicos y microscópicos, a grandes rasgos se basa en el tamaño de las
fructificaciones de los mismos, si se ven éstas a simple vista o si se necesita una lupa o
5
microscópico para observarlas. La identificación de los hongos macroscópicos se basa en
un análisis morfológico y del color del cuerpo fructífero que produce las esporas, ya que el
cuerpo fructífero es la parte más especializada y cambia de especie a especie. Los hongos
macroscópicos incluyen los conocidos hongos de sombreritos, como los comestibles y los
venenosos, así como los alucinógenos, los de repisas en los troncos y los líquenes. En los
micromicetos se encuentran los hongos acuáticos, los mohos del suelo y de los alimentos,
los hongos parásitos de vegetales, del hombre y de los animales, y las levaduras (Cibrián et
al., 2007).
3.2. PROBLEMÁTICA PATOLÓGICA DE LA MADERA
De forma general se considera que existen claras interacciones patológicas entre la
madera, su medio de ubicación, y los agentes de deterioro que actúan en el material. Esta
relación está influenciada, en gran medida, por la acción humana que puede incidir sobre
los tres factores considerados, en mayor o menor cuantía, aun cuando es la naturaleza de
la madera la que normalmente ejerce mayor influencia en las patologías de la madera
(Rodríguez, 1998).
3.2.1. Química de la madera
La composición química de la madera presenta una gran importancia patológica dado que
los componentes principales de la pared celular así como las posibles sustancias
elaboradas presentes en radios leñosos, etc., sirven de nutrientes a diversos organismos
destructores o xilófagos. Como valores medios de los componentes principales de la pared
celular, para las maderas de coníferas y frondosas, se pueden tomar los siguientes;
coníferas: celulosa 50%, hemicelulosa 26%, lignina 24%, frondosas: celulosa 50%,
hemicelulosa 23%, lignina 27% (Rodríguez, 1998).
3.2.2. Humedad de la madera
La humedad en la madera ocasiona algunos efectos negativos directos e indirectos.
Algunos efectos directos son las variaciones dimensionales y de peso, mientras que
6
algunos efectos indirectos es la susceptibilidad al ataque de hongos y algunos insectos que
deterioran su estructura, y que son de importancia patológica (Rodríguez, 1998).
La pared de la madera, al estar compuesta por polímeros con grupos OH atrae a las
moléculas de agua, formando puentes de hidrogeno. Esto hace que se considere la
madera como material higroscópico. En este aspecto, la celulosa y hemicelulosas
presentan un elevado grado de higroscopicidad, frente al muy bajo de la lignina
(Rodríguez, 1998).
La absorción de agua por la madera, produce al entrar en la pared celular, un incremento
de volumen (hinchazón), hasta el momento en que se alcanza la saturación de la pared
celular por agua en estado gaseoso, lo que sucede a un contenido de humedad de
alrededor del 30%. El agua tomada por la madera a partir de este momento pasa a los
lúmenes celulares incrementando el peso pero no ocasiona variaciones volumétricas
(Rodríguez, 1998).
Tal como se mencionó inicialmente, la importancia patológica de la humedad de la
madera, viene dada por dos factores (Rodríguez, 1998):
Es factor esencial para la presencia y desarrollo de ciertos organismos xilófagos,
hongos e insectos.
Condiciona el tipo de protector químico a emplear así como el sistema de su
aplicación a la madera.
3.2.3. Durabilidad natural de la madera
La durabilidad natural de la madera, se define como la resistencia inherente que presenta
frente al ataque de organismos destructores (Rodríguez, 1998). Sin embargo esta
definición no es del todo completa, pues para una misma especie de madera, se pueden
presentar grandes variaciones, en función de algunos factores como la parte del árbol de
procedencia de la madera, si el material es albura o de duramen, la cantidad y naturaleza
7
de los extractivos (resinas, fenoles, taninos, etc.) que presente la madera, etc. (Rodríguez,
1998).
El hecho que se trate de madera de albura o de duramen es de gran importancia,
admitiéndose de forma general, que la madera de albura, tanto de coníferas como de
frondosas, es más fácil atacar por los agentes de deterioro, que la de duramen (Rodríguez,
1998).
3.3. AGENTES CAUSANTES DE PATOLOGÍA EN LA MADERA
La madera tiene como principal característica positiva el ser un material renovable aunque
a su vez como característica negativa se cita al ser perecedera, siendo dañada en distinto
grado por diversos agentes tanto abióticos como bióticos, que pueden causar un deterioro
total, con pérdida de su estructura constitutiva y consecuentemente de sus propiedades
mecánicas y estéticas (Rodríguez, 1998).
El grado de ataque de los distintos agentes de deterioro a la madera esta en razón directa,
entre otras, de las características del lugar de ubicación, pudiéndose establecer una
clasificación etiológica (Rodríguez, 1998).
El diagnóstico del agente que está causando la alteración en la madera, se basa en la
sintomatología que está presente, citándose como principales datos a considerar los
cambios de coloración y cambios químicos, la modificación de la macro y microestructura,
los cambios de densidad, así como la modificación de las propiedades físico-mecánicas. De
esta forma se puede realizar una clasificación sintomática (Rodríguez, 1998). Una
clasificación de los agentes patológicos de la madera, sería:
Agentes de origen abiótico:
Agentes químicos: ácidos, bases, contaminantes atmosféricos (NOx, O3,
SO2), sales, y aerosoles
Agentes fisicoquímico: radiación solar
8
Agentes físico-mecánicos: temperaturas extremas; agua (acción física);
humedad cíclica (atmosférica); partículas atmosféricas; rozamiento o
fricción
Agentes de origen biótico:
Bacterias
Algas
Hongos cromógenos y xilófagos
Insectos xilófagos
Xilófagos marinos (moluscos y crustáceos)
3.3.1. Hongos xilófagos
Cuando atacan la madera, los hongos xilófagos introducen sus hifas en las cavidades
celulares, y se alimentan de las sustancias de reserva (presentes principalmente en los
radios leñosos), o de los componentes de la pared celular (celulosa, hemicelulosa y
lignina), operaciones que realizan mediante la acción enzimática (Rodríguez, 1998).
Los hongos que se alimentan de las sustancias de reserva se denominan cromógenos, y
tan solo modifican el color de la madera sin afectar su resistencia mecánica. Los que se
alimentan de los polímeros estructurales, son los denominados de pudrición, que al
afectar negativamente los componentes de la pared celular, reducen la resistencia
mecánica de la madera (Rodríguez, 1998).
La importancia de los daños que los hongos xilófagos pueden suponer para la madera,
depende de ciertos factores, citándose como de mayor importancia los siguientes:
Especie de madera: Las de mayor densidad presentan más resistencia al ataque de
los hongos, mientras que las de mayor permeabilidad a los líquidos suelen ser más
susceptibles
Humedad de la madera: es la humedad condición indispensable para la eficaz
realización de los procesos enzimáticos de ataque del hongo a la madera así como
de la subsiguiente asimilación de los productos parcialmente degradados. Las
9
exigencias mínimas de humedad en la madera para los hongos xilófagos es del 18-
20%, con un intervalo optimo comprendido entre el 25-55%. Por otra parte, al ser
organismos aeróbicos, los hongos xilófagos no prosperan cuando la madera
presenta un contenido de humedad muy alto (Rodríguez, 1998)
Albura o duramen: La albura suele presentar una mayor susceptibilidad al ataque
de los hongos xilófagos que el duramen, ya que el duramen generalmente
contiene una mayor cantidad de extractivos (resinas, fenoles, taninos, etc.)
(Rodríguez, 1998)
Temperatura ambiente: Los hongos xilófagos, necesitan para su desarrollo
condiciones adecuadas de temperatura, registrándose crecimiento a temperaturas
mínimas de 3 a 5°, con temperaturas óptimas de crecimientos en el intervalo de 18
a 28° C, mientras que las temperaturas superiores a los 35-40°C suelen detener el
crecimiento, aun cuando las esporas excepcionalmente pueden resistir 100° C
(Rodríguez, 1998).
3.4. SPALTING
De los diferentes tipos de efectos o daños causados por estos hongos en la madera, no
todos son perjudiciales o que demeriten su utilización para diferentes productos y nichos
de mercado específicos, como es el caso del spalting, el cual se define como cualquier
coloración de la madera causada por hongos lignícolas (Robinson et al., 2007). Los tres
tipos principales de spalting son: el blanqueo (causado por hongos de la pudrición blanca),
las líneas de zona (formado como una barrera por un hongo para proteger sus recursos o
para delinear a los individuos dentro de la misma cepa aislada), y la pigmentación
(formado a partir del micelio de color de algunos hongos cromógenos) (Liese 1970, Rayner
y Todd 1977, Zabel y Morrell 1992, citados por Robinson et al., 2009b). Dado que la
madera con spalting puede perder parte de sus propiedades mecánicas por la acción de
los hongos de la pudrición blanca, se cuida que ésta no sea tan severa, en todo caso, el
mejor uso que se le puede dar a esta madera es con fines estéticos, sin que tenga que
soportar cargas mecánicas. El problema con la pudrición, es que, a pérdidas de peso muy
10
pequeñas (5%), la pérdida en la resistencia mecánica es muy alta, principalmente al
impacto (Robinson et al., 2009b).
3.4.1. Tipos de Spalting
3.4.1.1. Blanqueo
El blanqueo es ocasionado por los hongos de la pudrición blanca, que degradan la lignina y
la holocelulosa, dando una apariencia blanquecina y fibrosa. Siendo su sustrato principal
las latifoliadas (Robinson et al., 2007). No todas las áreas blancas de la madera con
spalting se le pueden atribuir a la eliminación de la lignina. Los hongos actúan de forma
diferente cuando ataca a diferentes hospederos. El blanqueo por hongos de la pudrición
blanca, como T. versicolor, uno de los más estudiados de la pudrición blanca, puede ser de
micelio blanco de hongos y no deslignificación (Blanchette, 1984, citado por Robinson et
al., 2007).
3.4.1.2. Líneas de zona
Las líneas de zona son delgadas y sinuosas, oscuras, que se producen cuando la madera
está sometida al ataque de hongos de pudrición, y se conocen como líneas de zona. Las
líneas de la zona pueden ser producidas por una gran variedad de hongos basidiomicetos
y algunos ascomicetos (Robinson et al., 2010).
Existen varias teorías de lo que causa las líneas de zona. La explicación más frecuente es
que la formación de líneas ocurre por el antagonismo entre dos hongos diferentes (o
incompatibilidad entre cepas) cuando entran en contacto unos con otros al crecer en la
madera colonizada (Rayner y Todd, 1977, citados por Robinson et al., 2007). Las líneas de
zona, son áreas de tejidos de hifas melanizadas o placas pseudo-escleróticas (Robinson et
al., 2009). La formación de las líneas de zona de este tipo es un mecanismo de defensa de
un hongo para proteger y mantener la propiedad de los recursos de la madera infectada.
También se cree que las líneas de zona proporcionan una avenida para sostener la
11
colonización de los hongos, permitiendo que el hongo controle las condiciones de
humedad de la madera (Cesar et al., 1989, citado por Robinson et al., 2007).
Aunque las líneas zona normalmente indican pudrición de la madera, su presencia puede
agregarle valor a la madera para usos no estructurales. La producción de las líneas de zona
es particularmente importante para la producción de madera con spalting (Robinson et
al., 2010).
La especie de Xylaria polymorpha es uno de los hongos más conocidos que crea
antagonismo, es un ascomiceto de podredumbre blanca que crece en una gran variedad
de maderas, incluyendo hayas (Fagus), arce (Acer) y roble (Quercus), y ha sido estudiado
por su producción de líneas de zona desde 1933. Aunque X. polymorpha no coloniza las
maderas tan rápido como lo hacen los basidiomicetes para la creación de las líneas de
zona, este hongo ha sido cada vez más estudiado en el laboratorio debido a su capacidad
para producir líneas de zona sin la presencia de otro hongo (Robinson et al., 2010).
3.4.1.3. Pigmentación
La pigmentación de la madera es producida por hongos cromógenos, que se alimentan de
almidones y azúcares contenidos en los lúmenes. Estos hongos consumen las sustancias
de reserva en la madera, ocasionando manchas profundas de color azul en la albura. No
descomponen a la madera por lo que no afecta en las características mecánicas de la
misma (Robinson et al., 2007). Los hongos cromógenos causan el manchado azul cuando
las hifas fúngicas pigmentadas (generalmente con un tinte azul o negro) crecen en el
parénquima de la albura de la madera. Si se concentran suficientes hifas en un área, sus
pigmentos dan como resultado un cambio de color en la madera (Zabel y Morrell 1992
citados por Robinson et al., 2007). Los hongos que causan la pigmentación de la madera
son principalmente hongos imperfectos y ascomicetos (Rayner y Todd 1982, citados por
Robinson et al., 2007).
12
3.4.2. Condiciones para el desarrollo del spalting
Temperatura: a bajas temperaturas, el proceso de descomposición de la madera
disminuye, por lo que a temperaturas inferiores a 10 °C, el proceso de descomposición es
muy lento, a medida que la temperatura desciende los hongos permanecen latentes hasta
que la temperatura aumenta (Robinson et al., 2007).
Humedad: los hongos necesitan agua, con un contenido de humedad (CH) superior al
30%. Si la madera contiene agua libre el deterioro (spalting) puede ocurrir. El contenido de
humedad (CH) de la madera está directamente relacionado con la humedad para que se
produzca la descomposición, la humedad tendría que rondar el 100% (Robinson et al.,
2007).
Alimento: el azúcar es un alimento ideal para hongos causantes del spalting (Robinson et
al., 2007). El spalting es más fácil que ocurra en albura que en el duramen por sus
contenidos bajos de extractivos (con menor capacidad de resistir a la pudrición)
(Ohio Departamento de Recursos Naturales de 2005, citado por Robinson et al., 2007).
Debido a que es abundante en el este y medio oeste de los Estados Unidos de América, el
arce (Arce saccharum Marsh) se ha convertido en una de las maderas más utilizadas para
el “spalted” (Robinson et al., 2007).
Tiempo: el tiempo para producir el spalting es una variable difícil de establecer, ya que los
hongos colonizan rápidamente la superficie de la madera, pero la penetración de las hifas
a través de las paredes y membranas celulares toma más tiempo (Nicholas, 1973, citados
por Robinson et al., 2007). El tamaño de la pieza de madera, la disponibilidad de
nutrientes, el tipo y la tasa de crecimiento de los hongos, y las condiciones climáticas
juegan un papel en la determinación de la duración del tiempo requerido. Exposiciones
cortas producen poco o ningún cambio de color, mientras que exposiciones largas
devienen en una madera esponjosa y frágil, dependiendo del tiempo de deterioro (Ohio
Departamento de Recursos Naturales de 2005, citado por Robinson et al., 2007). En este
sentido encontrar el momento en que la madera ha alcanzado una cantidad significativa
13
de spalting, pero sin que se vuelva frágil es un componente clave cuando se trata de
inducir el spalting (Robinson et al., 2007). La comprensión de cómo los tipos más comunes
de hongos que ocasionan el spalting afectan a la madera, junto con los cambios en la
calidad de la madera que provocan, sería una valiosa herramienta para trabajadores de la
madera e igual de importante el crear un procedimiento exacto para spalting para que los
resultados puedan ser repetidos. El conocimiento de que tipo de spalting y patrones
producen la interacción de dos hongos debe conducir a repetirse. La comprensión de
cuánto tiempo toma a los dos hongos para producir el spalting también ayudan a
conseguir resultados repetibles, y proporcionar una base para la investigación en un
futuro del spalting (Robinson et al., 2007).
3.4.3. Técnicas para promover el desarrollo del spalting
Hay varias técnicas comunes para inducir el spalting. Estos métodos se pueden dividir en
dos categorías generales: el entierro en materia orgánica, y la contención a través de
bolsas de plástico. Ambos métodos no son específicos en tiempo y tienen el mismo
propósito de retener humedad en la madera para el crecimiento de los hongos. El entierro
se realiza generalmente en suelo, o en virutas de madera húmeda (Hampton 1999, Lacer,
2001, citados por Robinson et al., 2007). El suelo no estéril tiene el potencial de introducir
hongos spalting que antes no estaban presentes. Las bolsas de plástico, sin embargo,
conservan mejor la humedad que el método del entierro, ya que el intercambio de aire es
limitado (Robinson et al., 2007).
3.4.3. Estudios sobre el spalting
Los estudios iniciales sobre spalting iniciaron en 1982 cuando se mostró que la madera
con spalting impregnada con metacrilato de metilo tenía una mejor trabajabilidad
(Christensen 1982, citado por Robinson et al., 2009b). Otra investigación se realizó sobre
las líneas de zona producidas por hongos de la pudrición blanca (Phillips 1987, citado por
Robinson et al., 2009b). Cabe mencionar que las líneas de la zona se han estudiado desde
14
1878 (Hartig 1878, citado por Robinson et al., 2007) y las ideas acerca de lo que son y
cómo se forman han variado considerablemente con el tiempo.
Robinson et al. (2007), reporta un estudio que consistió en la inoculación de bloques de
madera de Acer saccharum con 21 combinaciones de hongos con el propósito de evaluar
el efecto de dichas combinaciones en la madera, los cuales fueron evaluados en intervalos
de hasta 16 semanas. Se registraron coloraciones blancas, pigmentaciones y líneas de
zona, así como pérdida de peso. Las combinaciones de Bjerkandera adusta con T.
versicolor, y Polyporus brumalis con T. versicolor, produjeron el spalting más intenso
(pudrición blanca y líneas de zona). Ambas combinaciones producen una gran cantidad de
líneas de zona y decoloración. Las pérdidas de peso en estas dos combinaciones fueron de
moderada a alta; B. adusta con T. versicolor tuvieron significativamente mayor pérdida de
peso respecto a las otras 16 combinaciones de hongos, y P. brumalis con T. versicolor
tuvieron significativas pérdidas de peso mayores que 10 combinaciones de otros hongos.
Estos hallazgos sugieren que P. brumalis con T. versicolor son excelentes candidatos para
la investigación de spalting, aún más debido a su formación de líneas de zona y perdidas
de peso moderada. B. adusta con T. versicolor son también buenos candidatos para la
investigación, aunque las pérdidas de peso fueron altas.
El tiempo de la colonización por hongos es un factor importante durante el experimento.
Al considerar los factores para todas las combinaciones de hongos, el blanqueamiento fue
mayor en la semana 10, la pigmentación fue mayor en las semanas 6, 8 y 16; las líneas de
zona se produjeron en mayor cantidad cuanto mayor fue el bloque que se incubó. La
pérdida media de peso en porcentaje fue mayor en la semana 16. Las investigaciones
futuras en este campo, si se utiliza el mismo tamaño de bloques de madera, se podría
alcanzar un máximo spalting con la menor cantidad de pérdida de peso mediante la
incubación de bloques de arce por 8 a 10 semanas. Esto permitiría que las líneas de zona y
el manchado fuera suficiente alto, pero antes de que ocurran pérdidas de peso muy altas
debida a la pudrición blanca, o cambios indeseables, como con T. versicolor, que comenzó
a remplazar los colores por hifas blancas. Además, estos resultados de estudio sugieren
15
una pérdida de peso menor en la semana 8 y 10 de incubación, lo que permitiría que la
resistencia no se viera perjudicada.
Robinson et al. (2009b), exploraron el efecto de dos sustratos: la vermiculita (arcilla
natural con una alta capacidad de retención de agua y de intercambio catiónico) y el suelo
(sustrato estándar para las pruebas de deterioro de bloques), en el crecimiento y la
capacidad de producir madera con spalting de 5 especies de hongos: T. versicolor, X.
polymorpha, Arthrographis cuboidea, Ceratocystis pilifera, y Ceratocystis virescens, en
madera de maple (Acer saccharum) y determinaron la pérdida de peso en probetas de 14
mm3. En todos los hongos, las pérdidas de peso en vermiculita fueron iguales o menores
que aquellas que se produjeron por la incubación en suelo. En vermiculita, X. polymorpha
produjo más líneas zonales, y A. cuboidea produjo más pigmentos que los bloques de
maple incubados en el suelo. Los bloques en vermiculita tuvieron menores pérdidas de
peso (en comparación al suelo) cuando los bloques se inocularon con T. versicolor y X.
polymorpha, mientras que el sustrato no tuvo ningún efecto en el blanqueo de la madera.
La mancha azul fue mayor en los bloques inoculados con cualquiera de las especies del
género Ceratocystis cuando se incubaron en suelo.
Los resultados indican que la vermiculita es el mejor sustrato para el “spalted”
independientemente del hongo utilizado, debido a la mayor pigmentación exterior,
menores pérdidas de peso, y mejor contraste de color en los bloques de madera de maple
incubados en ese sustrato.
Robinson et al. (2009a), determinaron el porcentaje de pigmentación en la superficie de
madera con “spalted”, utilizando escalas de grises y color para separar los pigmentos de
los hongos, utilizando el software Scion Imagen. Cabe señalar que estudios previos para
determinar el porcentaje de pigmentación se han realizado mediante la utilización de una
cuadricula superpuesta sobre la cara de la madera a estudiar, por lo que este método
permitió un procedimiento más rápido y menos subjetivo, siendo superior a la percepción
visual humana. T. versicolor produjo más blanqueo (47.33%) que X. polymorpha (9.63%),
mientras que ésta última produjo más zonas de línea (28.89 %) que T. versicolor (2.66%).
16
Si bien T. versicolor produce líneas de zona, es menor mientras que la pudrición o
blanqueamiento puede ser más severo si no se tiene un control, por lo que se recomienda
utilizar X. polymorpha por producir mayor cantidad de líneas de zona, que es la
característica deseable por los industriales, además de que su efecto en cuanto a
pudrición sobre la madera no están severa como T. versicolor. Por otro lado A. cuboidea y
C. virescens produjeron manchas azules con un 21.59% y 10.17% respectivamente.
Robinson y Laks (2010), aislaron cuerpos fructíferos de tres cultivos puros de X.
polymorpha en un periodo de dos años a temperatura ambiente. Inmediatamente
después del aislamiento de la tercera colonia, se inocularon en probetas de 14 mm
cúbicos de maple (A. saccharum), álamo (Populus tremuloides), abedul amarillo (Betula
alleghaniensis), y tilo americano (Tilia americana), incubándose durante 10 semanas en
recipientes con vermiculita. Se produjeron más líneas en las probetas de álamo y maple
que en abedul amarillo o en tilo. El aumento de la edad de la colonia provocó en general
una disminución en la producción de líneas de zona, sin embargo, el efecto fue
estadísticamente significativo en el maple. Los resultados indican que es preferible el
álamo para la producción de líneas de zonas con X. polymorpha, ya que tanto las líneas de
la zona externa e interna que se producen en estas especies de madera sigue siendo
elevada a pesar de la edad de la colonia.
El interés de la industria sobre la madera con “spalted” ha seguido en aumento a medida
que las preferencias del consumidor se han enfocado hacia el valor estético de la madera
(Nicholls y Stiefel, 2007). Las recientes encuestas de mercado indican que existe un
mercado potencial cada vez mayor para este tipo de maderas, con pequeños nudos y
variación de color, de forma aleatoria en la madera (Nicholls 2003, citado por Robinson et
al., 2007). Los encuestados que también eran trabajadores de la madera señalaron las
regiones con “spalted” como deseables. La mayoría de los gerentes de venta solo trabajan
con maderas de colores uniformes, pero algunos expresaron su interés en la producción
de maderas con estas variaciones (Robinson et al., 2007).
17
A pesar que los hongos de la pudrición blanca son los responsables del aspecto decorativo
y que no provocan un problema de salud, puede haber algunos hongos asociados con el
proceso spalting que pueden provocar alergias a las personas. También es posible que
algunos patógenos, como Aspergillius fumigatus (responsable del problema pulmonares
en agricultores), pueden estar presente, por lo que siempre es recomendable trabajar en
áreas bien ventiladas (Robinson 2007).
3.5. MATERIAL DE ESTUDIO
Las tres especies de maderas utilizadas en la presente investigación fueron: Brosimum
alicastrum Sw. (Ramón); Eucalyptus globulus Labill (Eucalipto) y ALnus firmifolia (Aile).
3.5.1. Ramón
Nombre científico: Brosimum alicastrum Sw.
Familia: Moraceae
Distribución geográfica: México, Centroamérica, Caribe y América del Sur.
Otros nombres: capomo, ojoche (MX), guaimaro (CO), congoña, machinga (PE), tillo (EC),
inharé, mururé, muiratinga (BR), masica (HN), breadnut (JA).
Antecedentes: en México, América Central y el Caribe esta madera proviene de una sola
especie (B. alicastrum). Sin embargo, la madera importada de América del Sur puede
contener material de otras tres especies que pertenecen al grupo “alicastrum“ (B.
colombianum, B. dugandii, B. latifolium), las cuales se venden bajo el mismo nombre
comercial. Lo anterior puede implicar ligeras diferencias en apariencia y propiedades de la
madera (Silva, 2007).
Características de la madera: madera de color uniforme amarillo claro a beige/crema, sin
diferencia notable entre albura y duramen. Se forman ocasionalmente cerca de la médula
y alrededor de nudos pequeñas áreas de un duramen castaño rojizo oscuro. Anillos de
crecimiento débilmente marcados o ausentes; hilo entrecruzado; veteado presente poco
18
pronunciado; textura fina y compacta, superficie algo lustrosa; sin olor o sabor
característico (Silva, 2007).
Trabajabilidad: madera pesada, dura y tenaz, algo difícil de trabajar manualmente y en
todas las operaciones de maquinado. Debido a su dureza y siendo abrasiva (contenido de
sílice de 0.10 a 0.68%) requiere herramientas de filo reforzado y técnicas de corte
adecuadas para obtener superficies y cantos de alta calidad. Ofrece un excelente acabado
y un alto pulimento; fácil de laquear y pegar. Para clavos y tornillos requiere taladrado
previo (Silva, 2007).
Secado: madera difícil de secar al aire libre, con tendencia a deformarse de leve a
acentuada. El secado técnico se lleva a cabo en tiempo relativamente corto, requiere un
programa moderado tal como el F (Reino Unido) o M (Junta del Acuerdo de Cartagena)
(Silva, 2007).
Durabilidad natural: madera moderada a no resistente al ataque de hongos (mancha azul,
deterioro) (clase IV-V según DIN EN 350-2). No resistente al ataque de insectos y
perforadores marinos (Silva, 2007).
Usos actuales: carpintería y ebanistería (muebles finos), marcos de ventanas y puertas,
chapas decorativas, paneles, molduras, pisos (parquet de dimensiones pequeñas), mangos
de herramientas, artesanía y torneados (Silva, 2007).
Figura 1. Corte tangencial (a), transversal (b) y radial (c) en madera de ramón (fotografía original).
19
Cuadro 1. Propiedades físicas de madera de Ramón (Silva, 2007).
Propiedad Rango
Peso verde (kg/m³) ~ 1200 Densidad seca al aire CH12-15 (g/cm³) 0.63—0.88 Contracción Total * Normal** radial (%) 5.0—6.0 ~ 1.8 Tangencial (%) 8.5—9.5 ~ 3.0
Hinchamiento diferencial (%/%) radial: 0.20
tangencial: 0.26
Estabilidad dimensional buena a regular Resistencia a compresión paralela CH12-15 (N/mm²) 51—78 Resistencia a flexión CH12-15 (N/mm²) 115—150 Módulo de elasticidad (flexión) CH12-15 (N/mm²) 12000—16000 Resistencia al impacto CH12-15 (kJ/m²) ~135*** Cizallamiento CH12-15 (N/mm²) 12—14 Dureza Janka (lateral) CH12-15 (kN) 7—8 Dureza Brinell (lateral) CH12-15 (N/mm²) 29—32
*verde a seco (0% de humedad); **verde a 12% de humedad; ***valor determinado en estado verde
3.5.2. Eucalipto
Nombre científico: Eucalyptus globulus Labill.
Familia: Myrtaceae
Distribución geográfica: nativo del sur de Australia y de Tasmania; cultivado en todos los
continentes.
Otros nombres: Ocalito, eucalipto plateado (CO); eucalipto blanco (AR, ES); blue gum,
Tasmanian blue gum (AU, GB, US); gommier bleu, g. blanc (FR); roble de Tasmania (ES).
Antecedentes: el Eucalipto globulus es una especie originaria de la región sur de Australia
y de la isla de Tasmania, donde el árbol alcanza una altura de 30 a 55 m, ocasionalmente
70 m, y diámetros de hasta 200 cm. Es una de las especies más plantada en el mundo, la
cual se ha introducido en Nueva Zelanda, Sudáfrica, Sudamérica, Estados Unidos, India y
países del mediterráneo, formando extensas masas de monocultivo. Es una especie de
rápido crecimiento y de buena adaptabilidad a un amplio rango de sitios, en plantaciones
desarrolla el 70% de su altura total a sus primeros 10 años. Las hojas contienen aceites
que destilados se destinan a las industrias químico-farmacéuticas y de confitería (Silva,
2007).
20
Características de la madera: duramen de color variable desde marrón muy pálido a
blanco rosáceo con tinte amarillento, transición casi imperceptible a la albura de color
blanco con matiz grisáceo. Límites de anillos generalmente visibles, delimitados por una
franja de tejido más oscuro (madera tardía). Veteado suave, textura mediana, grano recto
a ligeramente entrecruzado. Madera seca sin olor distintivo (Silva, 2007).
Trabajabilidad: esta madera se caracteriza por su elevada densidad y dureza, así como por
sus buenas propiedades mecánicas, facilidad de curvado y resistencia al impacto. Es difícil
de aserrar debido a tensiones internas, de buen comportamiento al cepillado, lijado,
torneado y taladrado; de regular al moldurado, de mala sujeción a los clavos y los
tornillos, por lo que se recomienda perforación previa; buena para el encolado. Buena
para el teñido y puede recibir una variada gama de acabados (Silva, 2007).
Secado: madera con fuertes tensiones de crecimiento internas y altos coeficientes de
contracción e hinchamiento; difícil de secar al aire libre, lo que origina considerables
deformaciones, agrietamientos y colapso. Para reducir tales defectos se trabaja con un
periodo prolongado de pre-secado. Para el secado técnico convencional se recomienda los
programas suaves (US) T3-C2 para madera de 1” y el T3- 1 para madera de 2”, seguido por
algún tiempo de acondicionamiento bajo vaporización (Silva, 2007).
Durabilidad natural: duramen resistente a moderadamente resistente a los hongos de
pudrición (clase 2-3 según EN 350-2). Sin embargo, debido a que la mayor proporción de
Figura 2. Corte tangencial (a), transversal (b) y radial (c) en madera de eucalipto (fotografía original).
21
la madera producida en plantaciones es albura (no resistente), ésta no puede ser usada en
exteriores sin un tratamiento previo con preservadores (Silva, 2007).
Usos: la mayor proporción de la madera producida en plantaciones se destina a las
industrias de pulpa y papel. Los árboles de buena calidad se aprovechan para la
producción de madera aserrada, carpintería interior, contrachapado, chapa plana, vigas
laminadas, parquet prefabricado, tableros enlistonados, muebles modulares y de cocina,
tarimas y casas económicas prefabricadas (madera tratada) (Silva, 2007).
Cuadro 2. Propiedades físicas de madera de eucalipto (Silva, 2007).
Propiedad Rango
Peso verde (kg/m³) ~ 1300 Densidad seca al aire CH12-15 (g/cm³) 0.55—0.73—0.80 Contracción Total * Normal** radial (%) 4.5—9.8 1.8—4.4
Tangencial (%) 9.0—16.0 5.0—11.0
Hinchamiento diferencial (%/%) radial: ~0.34
tangencial: ~0.19
Estabilidad dimensional Regular a mala Resistencia a compresión paralela CH12-15 (N/mm²) 41—66—71 Resistencia a flexión CH12-15 (N/mm²) 90—107—130 Módulo de elasticidad (flexión) CH12-15 (N/mm²) 12000—14000—20000 Resistencia al impacto CH12-15 (kJ/m²) 76—104—132 Cizallamiento CH12-15 (N/mm²) 9.5—12.0 Dureza Janka (lateral) CH12-15 (kN) 14—19 Dureza Brinell (lateral) CH12-15 (N/mm²) 50—65
*verde a seco (0% de humedad); **verde a 12% de humedad ***Los resultados de ensayos físicomecánicos
obtenidos con la madera de Eucalyptus globulus proveniente de plantaciones muestran una alta variabilidad
en función del sitio, tratamiento silvícola y de la edad de los árboles ensayados (Silva, 2007).
3.5.3. Aile
Nombre científico: Alnus firmifolia.
Familia: Betulaceae
Distribución geográfica: México, Centroamérica (A. jorullensis) y hasta el norte de
Argentina (A. acuminata).
Otros nombres: elite, palo de águila (MX); aliso (comercio Centroamérica y América del
Sur), jaúl (CR); Andean alder (GB, NZ); Andenerle (DE).
22
Antecedentes: el aile, a pesar de sus dimensiones generalmente pequeñas, es una madera
atractiva y buena para trabajar. En Europa (Alnus glutinosa) y los EUA (A. rubra), los ailes
más importantes se encuentran entre las maderas más demandadas y apreciadas
principalmente para carpintería de obra interior (closets, muebles de cocina, libreros, etc.)
gracias a su apariencia externa (color, veteado), su excelente trabajabilidad y buena
estabilidad dimensional. Como no hay diferencias apreciables entre los ailes que crecen en
los diferentes continentes un aprovechamiento más amplio e inteligente de esta madera
en América Latina constituye una tarea de primer orden (Silva, 2007).
Características de la madera: madera de color café rosáceo claro, sin diferencia notable
entre albura y duramen, raramente con vetas café rojizo (radios compuestos altos y
anchos); anillos de crecimiento bien definidos; hilo recto; veteado de suave ha
pronunciado, sobre todo en el corte tangencial debido a lo marcado de los anillos de
crecimiento; textura fina a mediana, olor y sabor no apreciables (Silva, 2007).
Trabajabilidad: madera liviana y homogénea que presenta muy buena trabajabilidad con
herramientas manuales y en todas las operaciones de maquinado. Ofrece un excelente
acabado y un alto pulimento; fácil de laquear y pegar. Acepta y retiene bien los clavos y
tornillos (Silva, 2007).
Secado: la madera seca rápido y fácilmente al aire libre, con poca tendencia a agrietarse y
deformarse. El secado técnico se lleva a cabo en tiempo relativamente rápido. Requiere
Figura 3. Corte tangencial (a), transversal (b) y radial (c) en madera de aile (fotografía original).
23
programa moderado, tal como el programa H (Reino Unido) o el T10-D4S y T8-D3S
(Estados Unidos)
Durabilidad natural: madera muy susceptible al ataque de hongos (clase V según DIN EN
350-2) por lo que requiere ser secada rápidamente después de aserrarse. Madera no
resistente al ataque de insectos ni a taladradores marinos (Silva, 2007).
Usos: principalmente para usos en interiores tales como carpintería de obra (muebles,
elementos no estructurales para interiores como son entrepaños, cubre cantos,
barandales de escaleras, molduras y lambrines), tableros enlistonados, chapas
decorativas, paneles, talla, empaques finos, artesanías, torneados, instrumentos
musicales, artículos de cocina (recipientes, tablas de picar, cucharas, etc.) (Silva, 2007).
Sustitución: el aile puede sustituir a varias maderas de color castaño rojizo claro y de peso
liviano, la mayoría de ellas importadas tales como el sandé (Brosimum utile), el banak
(Virola spp.), y el aile americano (Alnus rubra) (Silva, 2007).
Cuadro 3. Propiedades físicas de madera de aile (Silva, 2007).
Propiedad Rango
Peso verde (kg/m³) 600—800—1000 Densidad seca al aire CH12-15 (g/cm³) 0.40—0.56—0.64 Contracción Total * Normal** radial (%) 3.8—4.5 1.8—2.2 Tangencial (%) 6.0—7.7 3.3—4.5
Hinchamiento diferencial (%/%) radial:
0.15—0.17 tangencial: 0.24—0.30
Estabilidad dimensional Buena a regular Resistencia a compresión paralela CH12-15 (N/mm²) 38—47—51 Resistencia a flexión CH12-15 (N/mm²) 70—92—108 Módulo de elasticidad (flexión) CH12-15 (N/mm²) 8500—11400—13000 Resistencia al impacto CH12-15 (kJ/m²) 26—67—141 Cizallamiento CH12-15 (N/mm²) 8.0—10.0—12.0 Dureza Janka (lateral) CH12-15 (kN) 4.4—7 Dureza Brinell (lateral) CH12-15 (N/mm²) 21—29
*verde a seco (0% de humedad); **verde a 12% de humedad (Silva, 2007).
24
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. COLECTA DE CUERPOS FRUCTÍFEROS
La colecta se realizó en los patios de la empresa Forestal Tecnológica S. A de C.V. ubicada
en el paraje El Zacamol, Tenango del valle, Estado de México. Se colectaron varios cuerpos
fructíferos en sus distintas fases de crecimiento encontrados en la madera de ramón y
aile, que presentaban el manchado tanto en trozas sin corteza como en tablones,
realizándose para ello un muestreo dirigido para no repetir muestras. Posteriormente se
llevaron al Laboratorio de Patología Forestal de la Universidad Autónoma Chapingo para
su identificación y análisis.
4.2. AISLAMIENTOS EN LABORATORIO
4.2.1. Siembra en medios de cultivo
Para la siembra se cortaron los cuerpos fructíferos de los hongos en pequeños fragmentos
de aproximadamente 3x2x2 mm, y se desinfectaron mediante inmersión en hipoclorito de
sodio al 1.5% durante 5 minutos. Esto se hizo para eliminar la contaminación de otros
microorganismos. Para finalizar la desinfección se lavaron con agua destilada estéril para
eliminar el hipoclorito de sodio.
Una vez que se realizó el lavado, los fragmentos se colocaron en papel filtro estéril para su
secado; esto se realizó en una campana de flujo laminar para evitar los contaminantes y
proseguir con la siembra.
En seguida se sembró utilizando como medios de cultivo papa-dextrosa-agar al 1.7%
(PDA), adicionado con sulfato de estreptomicina (0.05 g) como antibiótico y extracto de
malta al 1.7% (EMA) adicionado con sulfato de estreptomicina (0.05 g), poniendo 5
fragmentos de los cuerpos equidistantes en cada caja de Petri grande. Posteriormente se
sellaron las cajas con cinta para que no se contaminaran. Esto se realizó para cada cuerpo
fructífero individual (carpóforo). Se envolvieron en papel aluminio y se colocaron en un
horno a una temperatura de 24° C para el crecimiento del micelio, por 15 días.
25
4.3. REAISLAMIENTOS
4.3.1. Obtención de cepas puras
Se revisó a los tres días las cajas con el cultivo de hongo para observar si todas las
siembras habían crecido y que estuvieran limpias. A las que estuvieron contaminadas con
otro hongo (micelio de distinto color), se hizo la transferencia de la orilla del crecimiento
del micelio deseado a otra caja, utilizando el mismo medio de cultivo en el que fue
sembrado. Se estuvieron observando los cultivos para monitorear el crecimiento de los
hongos.
Para la obtención de cepas puras se hizo aislamientos de micelio limpio (color blanco) y el
micelio contaminado (color diferente a blanco) en cajas de Petri con el mismo medio de
cultivo en que fueron sembrados, esto se realizó en la campana de flujo laminar
esterilizando el espacio en donde se iba a realizar el aislamiento, ayudándose con agujas
esterilizadas para obtener una colonia pura y almacenarla en un tubo para su
preservación.
4.3.2. Preservación a tubo de ensaye
Previamente esterilizados los tubos de ensaye a una presión de 15 lb/pulg2 a una
temperatura de 120° C por 20 minutos, se preparó el medio PDA al 1.7%, adicionado con
sulfato de estreptomicina (0.05 g), se vació en los tubos cubriendo la mitad del tubo de
ensaye esterilizados y se dejaron inclinados hasta que el medio se solidificara. Las
pendientes de gel son para lograr mayor área de crecimiento del micelio.
Posteriormente se inocularon los tubos con el micelio, teniendo la cepa limpia y
desarrollada, transfiriéndose un pedazo de micelio al tubo de ensaye y se dejó crecer por
15 días. Una vez que crecido el micelio cubriendo el micelio de cultivo, se le agrego aceite
mineral, cubriendo el medio de cultivo para mantener inactivo el crecimiento del hongo.
Después los tubos se flamearon y se les coloco una boquilla de algodón para evitar que se
contaminaran, finalmente se dejaron en una gradilla, y se cubrieron con papel aluminio y
se dejó en el almacén. Esto se realizó para conservar la cepa a largo plazo (1 año).
26
4.4. CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA
4.4.1. Identificación de los hongos por morfología
Una vez que se obtuvo el crecimiento del micelio en las cajas de Petri, se realizaron 10
preparaciones fijas en portaobjetos de cada cepa de hongo, para utilizarlas para la
identificación morfológica de los hongos aislados.
4.4.1.1. Macroscópica
Se utilizaron las claves taxonómicas del Dr. Gastón Guzmán, “identificación de hongos
comestibles, venenosos, alucinantes y destructores de la madera”, con base en las
características del cuerpo fructífero utilizando un microscopio estereoscopio Leica 200m,
analizando las estructuras del hongo en su fase sexual.
4.4.1.2. Microscópica
En esta parte se utilizaron las preparaciones hechas anteriormente para la identificación
de la colonia de la cepa, utilizando un microscopio compuesto con un objetivo de
40X/0.65, y se realizaron 10 mediciones de cada preparación. Se midieron 10 conidios y 10
conidióforos, contando el número se septas de cada conidio y conidióforo, también el tipo
de ramificación de los conidióforos. Posteriormente, se obtuvo el promedio y se utilizó
estos datos en la identificación con claves taxonómicas de hongos.
4.4.2. Verificación por especialistas en identificación de los hongos
Tanto los cuerpos fructíferos como las cepas limpias de los hongos se llevaron al Instituto
Politécnico Nacional con Dr. Ricardo Valenzuela Garza y M.C. Tania Raimundo, profesores
e investigadores del mismo, especialistas en hongos, para la rectificación de género y
especie. Por otra parte, se realizaron diversas pruebas para hacer la extracción de ADN
con objeto de identificar los hongos mediante métodos moleculares, pero al no ser
exitosas, se descartó esa técnica para hacer las identificaciones en el presente estudio.
27
4.5. DETERMINACIÓN DE LOS EXTRACTIVOS
4.5.1. Preparación del material
Se tomaron 2 tablillas de cada especie estudiada (ramón, eucalipto y aile), de 1 cm de
grueso x 3 de ancho y 7 de largo, libres de defectos, provenientes de la xiloteca de la
División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo. Posteriormente se
cortaron convirtiéndolas en pequeñas astillas y se pasaron a un molino de laboratorio, y
después a un segundo molino, tipo Wiley, equipado con la malla #40. La madera molida
finalmente se tamizó en una malla de #60, desechando la partícula menor de la malla 60.
4.5.1.1. Cálculo del contenido de humedad
Para calcular el contenido de humedad inicial (CH) de las tres maderas en estudio, en un
crisol de porcelana previamente seco (103° C por 1 h) se pesaron 0.5 g de material molido
de cada una de las tres maderas estudiadas para conocer su peso húmedo (Ph),
posteriormente se metieron a secar en un horno a 103° C por 24 h para obtener su peso
seco (Po). Para calcular el CH (en %) de las tres maderas se utilizó la siguiente expresión:
4.5.1.2. Peso seco calculado (PSC)
Dado a que las maderas a las que se someterá a extracción de extraíbles se encuentran
con una cierta humedad es necesario calcular su peso seco calculado, en función de su CH
(cálculo explicado en la sección 4.5.1.1) mediante el siguiente cálculo:
Dónde:
PSC= Peso seco calculado
Ph= Peso húmedo
28
CH= Contenido de humedad
4.5.2. Determinación de extractivos en agua caliente
Para la determinación de extractivos en agua caliente se utilizó la norma ASTM D 1110-
84R (2007), la cual consistió en colocar 2 g de madera en 100 ml de agua destilada
(50ml/g) en un matraz de fondo redondo, y ponerle en un mantillo en ebullición suave,
durante 3 h. La ebullición se hizo con reflujo, con un condensador en la boca del matraz.
La recirculación de agua se realizó con un recirculador refrigerador a una temperatura de
10° C. Una vez terminada la ebullición, el matraz con su contenido se dejó enfriar, para
después filtrar su contenido en un crisol Gooch seco tarado extraporoso tarado. El matraz
se lavó con agua destilada caliente hasta que toda la muestra se transfirió al crisol poroso
para extraerle los extraíbles sobrenadantes, con la ayuda de una bomba de vacío. El crisol
con la muestra se secó en un horno a 105° C +-2° C durante 8 h, con este peso se obtuvo el
peso seco observado (PSO) de la madera sin extraíbles, restándole el peso del crisol vacío.
El contenido de extractivos en agua caliente se calculó en relación al peso seco de la
muestra inicial con extraíbles (PSC), en porcentaje, como se muestra a continuación:
Dónde:
ETAC (%)= Porcentaje de extractivos totales en agua caliente
PSC=peso seco calculado de la madera con extraíbles (g)
PSO=peso seco observado de la madera sin extraíbles (g).
PSO=P0cm-P0cv
Dónde:
P0cm= peso seco del crisol con madera (g).
P0cv= Peso seco del crisol vacío (g)
29
4.5.3. Determinación de extractivos en etanol – tolueno
Para la determinación de extractivos solubles en etanol-tolueno se aplicó la norma ASTM
D 1107-96 (2007). El aparato de extracción consistió de un tubo de extracción tipo Soxhlet
de 250 ml, conectado en su parte inferior a un matraz de ebullición de fondo redondo de
250 ml, y en la parte superior a un condensador por el que circulaba agua a 10° C. En el
matraz de ebullición se depositaron 300 ml de solvente (etanol-tolueno, 2:1 v/v) junto con
algunas piedras basálticas pequeñas para lograr una ebullición correcta. Posteriormente
se colocaron 2 g de madera en dedales filtrantes para extracción, asegurándose que la
boca del dedal filtrante quedara a una altura que no fuera rebasado por el solvente, y se
tapó en su parte superior con papel filtro Whatman. El aparato de extracción se montó
sobre el mantillo eléctrico, y se ajustó la temperatura para lograr una circulación del
solvente de 6 ciclos por h, y se mantuvo en ebullición por 6 h. Cuando la extracción se
completó, se dejó enfriar unos minutos y se sacó el dedal filtrante con el material y se
metió a un horno para permitir la evaporación de los solventes por una hora a 105° C. Por
otro lado la solución del solvente con los extraíbles resultado de la extracción, se
colocaron en matraces secos tarados, y se rotoevaporaron, dejando en el matraz los
extraíbles, capturándose posteriormente el peso del matraz con los extraíbles. El
contenido de extractivos en etanol-tolueno se calculó en función de su peso seco
calculado, como se muestra a continuación:
Dónde:
ES (%) = extractivos en etanol-tolueno, en %.
Peso de extractivos= Matraz con extractivos (g) – Matraz vacío (g).
PSC= peso seco calculado (g)
30
4.5.3.1 Determinación de extractivos totales
Una vez que se evaporaron los solventes del material extraído del procedimiento anterior
(numeral 4.5.3.), se extrajo en agua caliente de acuerdo al procedimiento descrito en la
sección 4.5.2. El contenido de extractivos totales se estimó de la forma siguiente:
Dónde:
ET (%)= extractivos totales en %
PSC=peso seco calculado de la madera con extraíbles (g)
PSO=peso seco “observado” (Peso seco de la madera sin extraíbles)
PSO=P0cm-P0cv
Dónde:
P0cm= peso seco del crisol con madera (g)
P0cv= Peso seco del crisol vacío (g)
4.6. PRUEBAS DE PATOGENICIDAD
4.6.1. Preparación del material fúngico
4.6.1.1. Reactivación de cepas
Las especies de hongos almacenadas se reactivaron para realizar la inoculación en la
madera, con el procedimiento siguiente: se preparó medio selectivo agar (10 g en 500 ml),
y PDA al 1.7%, adicionado con sulfato de estreptomicina (0.05 g). Se esterilizó en la
autoclave Labgenius/digger a una temperatura de 120° C por 20 min, 4 L de agua
destilada, 20 cajas de vidrio y papel filtro.
Posteriormente en la campana de flujo laminar se desinfecto el área y se prosiguió a la
reactivación de las cepas, el procedimiento fue el siguiente: se colocaron los tubos
31
preservados en una gradilla, y se pusieron en la campana de flujo laminar. También se
colocaron 5 cajas de vidrio sin tapa con agua destilada estéril, después a un tubo se le
quito el tapón y se removió el aceite que tenía. En seguida se tomó un pedazo de micelio y
se colocó en la primera caja de vidrio, ahí se cortó en fragmentos con una aguja de
disección estéril y se empezaron a lavar pasándolos a la segunda caja, así se hizo hasta que
ya no tuviera aceite los fragmentos, posteriormente se pusieron entre dos mecheros
sobre un papel filtro para secarlos.
Ya secos, se sembraron 4 fragmentos equidistantes en una caja de Petri grande con medio
de cultivo selectivo agar (10 g en 500 ml) y se selló, y otros 5 fragmentos equidistantes en
una caja de Petri grande con medio cultivo de PDA al 1.7%, adicionado con sulfato de
estreptomicina (0.05 g) y se selló, se realizó lo mismo para todos los tubos de
preservación. Reactivando 2 cepas obtenidas de campo (Trametes villosa y T. máxima), y
una cepa proporcionada por el Dr. Marcos M. González Peña (Trametes versicolor) de los
hongos. Todas las cajas se envolvieron en papel aluminio y se metieron al horno digital
Riossa a una temperatura de 24°C, para darle las condiciones de crecimiento ideales de la
colonia.
4.6.1.2. Incremento de inoculo
Una vez reactivadas las cepas de Trametes versicolor, T. villosa y T. máxima se revisaron al
tercer día y a los 15 días de la siembra, para ver su crecimiento y verificar que no
estuvieran contaminadas. Cuando la colonia estaba desarrollada, se transfirieron a nuevas
cajas con medio de cultivo selectivo de PDA al 1.7%, adicionado con sulfato de
estreptomicina (0.05 g). Se realizaron las transferencias a 5 cajas Petri grande por hongo,
con el medio de cultivo antes mencionado, se sellaron y se envolvieron con papel
aluminio. Finalmente se pusieron en el horno digital Riossa a una temperatura de 24° C, y
se les dio las condiciones ideales para su crecimiento, estas transferencias se utilizaron
para inocular los bloques de madera.
32
4.6.2. Preparación del material hospedante
4.6.2.1. Selección de las probetas de madera
Se tomaron de la xiloteca de la División de Ciencias Forestales de la Universidad
Autónoma Chapingo, 20 probetas libres de defectos de 1 cm de grueso x 3 de ancho y 7 de
largo de cada especie maderable, y se les asignó una clave de identificación: ramón (A),
eucalipto (B) y aile (C).
Cada probeta se seccionó a lo largo en dos partes iguales, a una de las secciones se le
aplicó un tratamiento de inoculación con el medio de cultivo conteniendo micelio de los
hongos, a la otra solo se le aplicó el medio de cultivo pero sin micelio; ambas se
introdujeron posteriormente a la incubadora por ocho semanas para llevar a cabo las
pruebas de patogenicidad. Al primer tratamiento se le denominó “madera inoculada”, y al
segundo “Testigo B” para diferenciarlo de la madera que no se sometió a ningún
tratamiento, a la que se le denominó “Testigo A”. A cada sección se le asignó una clave de
identificación de acuerdo a la especie y al tratamiento.
4.6.2.2. Esterilización de las probetas de madera
Todas las probetas de madera se llevaron a esterilizar al Irradiador Gamma del Instituto
Nacional de Investigaciones Nucleares, ubicada en la carretera México Toluca s/n La
Marquesa, Ocoyoacac, Estado de México, donde se expusieron a 60Co con el intervalo de
dosis de 21 a 38 KGy para la eliminación de agentes contaminantes en la madera. Se tuvo
el cuidado de separar las probetas para pruebas de patogenicidad de acuerdo a su
especie, su tratamiento y los ensayos mecánicos que se le aplicarían más adelante.
4.6.3. Preparación del sustrato
En un frasco de vidrio, se les agregaron 15 g de vermiculita y 180 ml de agua. A la tapa del
frasco se le hizo un orificio en el centro y se tapó el orificio con algodón. Los frascos se
taparon, y se les puso papel aluminio sobre la tapa para evitar contaminantes. Se
33
prepararon 120 frascos. Luego se esterilizaron en un autoclave Labgenius/digger por 20
minutos a una temperatura de 120° C.
4.6.4. Inoculación
Las probetas del tratamiento “madera inoculada” se inocularon implantando segmentos 1
cm de diámetro x 0.5 cm de grueso del medio de cultivo con micelio de Trametes villosa,
T. versicolor y T. máxima, en la superficie lateral de cada probeta, como se muestra en las
Figuras 4 y 5. La inoculación realizó en una campana de flujo laminar previamente
desinfectada para evitar agentes contaminantes. En las probetas del tratamiento “Testigo
B” se implantaron, de la misma manera, segmentos del material de cultivo sin micelio.
Enseguida se enterró cada probeta en el frasco previamente esterilizado, se le colocó la
tapa, y se incubó a 27° C, a 80% HR, por 8 semanas para su crecimiento Figura 6.
Figura 5. Probeta con vermiculita Figura 4. Orden de inoculación de los segmentos de micelio: Trametes villosa (A), T. versicolor (B) y T. máxima (C).
Figura 6. Incubadora con los tratamientos.
34
Al finalizar el período de incubación, se limpiaron las probetas con una espátula para
quitarles el medio de cultivo, posteriormente se pesaron en la balanza analítica digital
Pioneer, y se metieron a secar en el horno digital Riossa a una temperatura de 105° C, por
24 horas, para calcular su pérdida de peso.
4.7. EVALUACIÓN DEL “SPALTING”
La intensidad del “spalted” en las probetas se evaluó mediante la apreciación del cambio
de color producido por la acción de los hongos y las características de coloración y
visibilidad de las líneas de zona. El color de las probetas de los tres tratamientos se
determinó en un espectrocolorímetro digital, y utilizando las tablas de Munsell (Munsell,
1975) para interpretar los parámetros obtenidos; también se realizó una identificación
visual utilizando las tablas de Munsell. El color en las probetas de “madera inoculada” se
determinó en cada una de las áreas donde se inocularon las tres especies de hongos.
La determinación del color y visibilidad de las líneas de zona se hizo solo por apreciación
visual utilizando las tablas de Munsell.
El trabajo en el colorímetro se realizó en el laboratorio del Instituto Nacional de
Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias, en el campo experimental San Martinito,
que se encuentra en el Km. 56.5 carretera federal México- Puebla.
4.8. PRUEBAS MECÁNICAS
Se realizaron pruebas mecánicas de compresión perpendicular a la fibra y de dureza
lateral utilizando la maquina universal Instron 3385H, equipada con una celda de carga de
250 kN, en la División de Ciencias Forestales de la Universidad Autónoma Chapingo.
4.8.1. Selección de probetas
Finalizada la prueba de patogenicidad, se seleccionaron ocho probetas de cada
tratamiento, de cada especie, para realizar pruebas mecánicas de compresión y otras ocho
probetas para realizar el ensayo de dureza.
35
4.8.1.1. Compresión perpendicular
La prueba se realizó utilizando un accesorio diseñado especialmente para el tipo de
probeta utilizado (Figura 7) y aplicando la velocidad de carga que indica la norma ASTM
D143-94(2007).
En esta prueba se midieron las siguientes características: contenido de humedad, esfuerzo
de compresión al límite de proporcionalidad (kgf/cm2), esfuerzo de compresión a la carga
máxima (kgf/cm2) y módulo de elasticidad (kgf/cm2), calculando la media, desviación
estándar y coeficiente de variación respectivas.
La prueba se realizó utilizando el accesorio para medir la dureza de acuerdo con el
método Janka, con las siguientes modificaciones: la penetración de la semiesfera del
accesorio de dureza fue de sólo 2.8 mm, aplicando la velocidad de carga que indica la
norma británica BS 373 (1957). Se midió el contenido de humedad y la carga (kgf)
requerida para alcanzar la penetración preestablecida, calculando la media, desviación
estándar y coeficiente de variación respectivos.
A la media de los dos ensayos se les aplico un análisis ANOVA para conocer si había
diferencia significativa entre tratamientos de las tres especies.
Figura 7. Accesorio de prueba de Compresión perpendicular.
36
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Las especies de hongos identificadas en los cuerpos fructíferos colectados en la madera de
ramón y aile se presentan en el Cuadro 4. En la madera de ramón se identificaron los
macromicetos T. villosa, T. máxima, Auricularia polytricha y Stereum, y los micromicetos:
Bipolaris sp., Thielaviopsis sp., Ulocladium sp., Trichoderma atroviride y Penicillium soppi;
en la madera de aile sólo se aisló e identificó a T. versicolor. Se encontró el mismo cuerpo
fructífero en los diferentes tablones en madera de aile por eso se tiene un hongo (Cuadro
4).
Cuadro 4. Hongos macromicetos y micromicetos en ramón y aile.
Madera Macromicetos Micromicetos
Ramón T. villosa T. máxima Auricularia polytricha Stereum ostrea
Bipolaris sp. Thielaviopsis sp. Ulocladium sp. Trichoderma atroviride Penicillium soppi
Aile T. versicolor T. versicolor
5.1. IDENTIFICACIÓN DE LOS HONGOS COLECTADOS
5.1.1 Macromicetos
5.1.1.1. Trametes villosa
Clasificación científica
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Subclase: Agaricomycetidae
Orden: Polyporales
Familia: Polyporaceae
Género: Trametes
Especie: Trametes villosa
37
Descripción: hongos muy delgados con laminillas de 1 mm de grosor, algo flexibles, con la
cara superior del sombrero cubierta de pequeños pelos grises, que varían desde café gris a
café amarillento claro, con zonas concéntricas bien definidas. Superficie de los poros de
color blanquecino a gris achocolatado; 1 o 2 poros por mm, de paredes muy delgadas y
tubos muy cortos. Carecen de pie. De 1 a 4 cm de ancho fusionados entre sí, formando
cuerpos muy anchos (Gastón, 1980). Colectado sobre tablones de madera de ramón,
crecimiento de colonia de color blanco (Figura 8).
38
Figura 8. Trametes villosa: a) Crecimiento de hongo sobre madera de ramón; b) Cuerpo fructífero; c) Porosidad del hongo en el anverso del cuerpo fructífero visto en un microscopio de disección con aumento de 25 x; d) Colonia con 5 días de crecimiento y con un diámetro de 6 cm y e) Colonia con 13 días de crecimiento, cubriendo toda el área de la caja Petri.
39
5.1.1.2. Trametes versicolor
Clasificación científica
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Subclase: Agaricomycetidae
Orden: Polyporales
Familia: Polyporaceae
Género: Trametes
Especie: Trametes versicolor
Sinonimias
Coriolus versicolor
Polyporus versicolor
Descripción: sombrero marcado de zonas concéntricas aterciopeladas, de colores
variables entre amarillo, gris, café rojizo, café anaranjado y negro. Poros blancos, de 4 a 8
por mm (Gastón, 1980). Colectado sobre madera de aile. Crecimiento de micelio de color
blanco (Figura 9).
40
Figura 9. Trametes versicolor: a) Cuerpo fructífero creciendo en madera de aile; b) Cuerpos fructíferos en madera de aile; c) Acercamiento del cuerpo fructífero visualizando más de cerca el color negro y marrón así como vellosidades; d) Visualización de los poros del espécimen, vistos en un microscopio de disección con aumento de 25 x; e) Crecimiento de colonia después de 5 días de hecha la transferencia, con 5 cm de diámetro y micelio blanco y f) Colonia con 13 días de crecimiento, cubriendo toda la superficie de la caja Petri y con crecimiento de micelio de color blanco.
A C C E
41
5.1.1.3. Trametes máxima
Clasificación científica
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Subclase: Agaricomycetidae
Orden: Polyporales
Familia: Polyporaceae
Género: Trametes
Especie: Trametes máxima
Descripción: hongos de color amarillo-mostaza, o paja o amarillo-rosa en su totalidad,
presentándose también de color verde. Sombrero aterciopelado de 5 a 20 cm de ancho,
con pequeños pelos en arreglo concéntrico. Carpóforo con poros circulares o angulosos,
con prolongaciones irregulares (semejando dientes), lo que le da a la superficie porosa un
aspecto rasposo; de 2 a 3 poros por mm (Gastón, 1980). Colectado sobre tablones de
madera de ramón. Crecimiento de colonia de color blanco (Figura 10).
42
Figura 10. Trametes máxima. a) Cuerpos fructíferos sobre madera de ramón b) Cuerpo fructífero; c) Acercamiento del cuerpo fructífero apreciando su color verde amarillento, vistos en un microscopio de disección con aumento de 25 x; d) Poros de cuerpo fructífero. E) Colonia con 5 días de crecimiento y diámetro de colonia de 7 cm. F) Colonia con 13 días de crecimiento cubriendo el total de la caja Petri.
43
5.1.1.4. Auricularia polytricha
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Subclase: Agaricomycetidae
Orden: Auriculariales
Familia: Auriculariaceae
Género: Auricularia
Especie: Auricularia polytricha
Descripción: cuerpo fructífero no pedunculado de color violeta-negro en forma de orejas
algo deformes con repisas semicirculares. De 3 a 10 cm de diámetro, con la superficie de
abajo lisa y con la superficie de arriba aterciopelada o cubierta de pequeños pelos
(Gastón, 1980). Colectado sobre madera de ramón (Figura 11).
44
Figura 11. Auricularia polytricha, colectados sobre madera de ramón (A, B); (C, D) Acercamientos al cuerpo fructífero en sus dos caras, vistos en un microscopio de disección con aumento de 25 x.
45
5.1.1.5. Stereum ostrea
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Subclase: Agaricomycetidae
Orden: Russulales
Familia: Stereaceae
Género: Stereum
Especie: Stereum ostrea
Descripción: hongo en forma de repisas semicirculares bien definidas, lateralmente
adheridos a los troncos, de 1 a 3 cm de ancho, sin pie, con la superficie de arriba
desarrollada, cubierta de pequeños pelos, de apariencia aterciopelada en zonas
concéntricas, de color variable entre grisáceo, amarillento, café, anaranjado o rojizo,
alternativamente oscuras y blancas. La superficie inferior es lisa o a veces algo rugosa, sin
espinas ni poros, de color variable entre blanco, amarillento, rosado, anaranjado, café
violáceo o gris. Amplia distribución. Crecen en los lados de la madera formando grandes
conjuntos. Destructores de la madera. No comestible (Gastón, 1980). Colectado sobre
madera de ramón (Figura 12).
46
Figura 12. Stereum ostrea en madera de ramón (a), acercamientos, parte externa (b) y su trascara (c y d), vistos en un microscopio de disección con aumento de 25 x.
47
5.1.2. Micromicetos
5.1.2.1. Bipolaris sp.
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Deuteromycota
Clase: Deuteromycetes
Subclase: Hyphomycetidae
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
Género: Bipolaris
Descripción: conidióforos de color café, en su mayoría simples, producción de conidios a
través del poro apical, crecimiento continuo simpodial y formando conidios en sucesivas
nuevas puntas; conidios (porosporas) de color café, varios unicelulares (phragmosporous),
germinación por un tubo germinativo en cada extremo (Barnett y Hunter, 1972).
Medición promedio de 28.6 µm y una moda de 4 septas en 35 mediciones de conidios,
longitud variable de conidióforos que van de 49.63 µm a 218.01 µm de longitud.
Colectado sobre madera de ramón (Figura 13).
48
Figura 13. Bipolaris sp. a) Crecimiento de micelio de 0.5 cm después de tres días de transferida la muestra; b) Crecimiento de micelio irregular de 2.5 cm de diámetro en 17 días, en franjas de 0.5 cm de color blanco y otra de color verde intercaladas, empezando desde el centro de verde oscuro; c) Radio de 2 y 3 cm para el día 26 con micelio de color negro; d) Micelio, conidios y conidióforos vistos en un microscopio estereoscópico con aumento de 40 x.
49
5.1.2.2. Thielaviopsis sp.
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Deuteromycota
Clase: Deuteromycetes
Subclase: Hyphomycetidae
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
Género: Thielaviopsis
Descripción: conidióforos, fiálides y fialosporas como Charalopsis; también formando
paredes gruesas aleuriospores que eventualmente se rompen aparte, parásitos o
saprófitos; estados conidiales de las especies de Ceratocystis (Barnett y Hunter, 1972).
Medición promedio de 8.72 µm en 47 mediciones de conidios, longitud variable en 8
mediciones de conidioforos que en promedio miden 69.7 µm, el mas pequeño con una
longitud de 18.18 µm y el mas largo con 152.58 µm. Colectado sobre madera de ramón
(Figura 14).
50
Figura 14. Thielaviopsis sp. a) Crecimiento de 0.1 cm de micelio, después de tres días de la transferencia; b) Crecimiento de micelio de 0.5 cm de radio en 17 días y de color blanco. c) Colonia de 26 días de color amarillo y negro, con crecimiento de micelio blanco en las orillas. d) Micelio, conidios y conidióforos vistos en un microscopio estereoscópico con aumento de 40x. Nota: En las imágenes a, b y c se coloca en la caja Petri como Chalaropsis, porque se creía que era ese género, pero después se rectificó como Thielaviopsis.
51
5.1.2.3. Ulocladium sp.
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Deuteromycota
Clase: Deuteromycetes
Subclase: Hyphomycetidae
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
Género: Ulocladium
Descripción: conidióforos que surgen como ramas verticales de micelio, oscuro, en su
mayoría simples, septados; conidios (porosporas) oscuros, dictyosporous, por lo general
sin verse limitado en el tabique mayor (importante), crecen solas, apical y en los nuevos
puntos de crecimiento simpodial; saprofitos (Barnett y Hunter, 1972).
Medición promedio de 18.6 µm, en 19 conidios. Colectado sobre madera de ramón (Figura
15).
52
Figura 15. Ulocladium sp. A) Crecimiento de micelio de 0.5cm alrededor de cultivo después de tres días de la transferencia. B) Colonia de 17 días, radio de 3.5 cm y de color café el micelio. C) Colonia de 26 días con 7.5 cm de diámetro y de color café. D) Conidios y conidióforos vistos en un microscopio estereoscópico con aumento de 40x.
53
5.1.2.4. Trichoderma atroviride
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Deuteromycota
Clase: Deuteromycetes
Subclase: Hyphomycetidae
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
Género: Trichoderma
Especie: Trichoderma atroviride
Descripción: conidióforos hialinos, muy ramificado, no verticilados; fiálides individuales o
en grupos, conidios hialinos (phialospores), unicelulares, ovoides, nacen en racimos
terminales pequeños. Rápido crecimiento con manchas verdes o colchones de conidios
(Barnett y Hunter, 1972).
Medición promedio de 5.2 µm en 20 conidios y de 75 µm de longitud en 18 conidióforos
variando en estos últimos de tamaño ya que el que menos midió fue con 25 µm y el que
más fue de 184.84 µm. Colectado sobre madera de ramón (Figura 16).
54
Figura 16. Trichoderma atroviride: a) Crecimiento de micelio de 0.1 cm después de tres días de la transferencia; b) Colonia de 17 días de crecimiento abarcando toda el área de la caja Petri, presentándose en la orilla de la colonia una franja de un cm de color verde, siendo más intenso en la orilla de la caja; c) Colonia presentando esporulación de color verde y d) Estructura del hongo vista en un microscopio estereoscópico con aumento de 40x.
55
5.1.2.5. Penicillium soppi
Clasificación Científica
Reino: Fungi
División: Deuteromycota
Clase: Deuteromycetes
Subclase: Hyphomycetidae
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
Género: Penicillium
Especie: Penicillium soppi
Descripción: conidióforos que surgen a partir del micelio por separado o con menos
frecuencia en synnemata, ramificados cerca del ápice, penicillate, terminando en fiálides;
conidios hialino o brillantemente coloreado en masa, unicelular, en su mayoría globosa u
ovoide (Barnett y Hunter, 1972).
Medición promedio de 5.2 µm en 40 conidios. Longitud promedio en 19 conidióforos de
117.75 µm siendo el de menor de longitud de 64.5 µm y el de mayor de 193.24 µm.
Colectado sobre madera de ramón (Figura 17).
56
Figura 17. Penicillium soppi: a) Colonia de tres días, color verde, en el día uno aun no presentaba el color verdoso solo era crecimiento de micelio; b) Crecimiento irregular por toda la caja, colonia de color verde; c) Colonia presentado esporulación, colonia de color verde oscuro y d) Conidios y conidióforos vistos en un microscopio estereoscópico con aumento de 40x.
57
5.2. DETERMINACIÓN DE EXTRAÍBLES
El contenido de extractivos en la madera varía de acuerdo a las especies y a las partes del
árbol, representando en promedio menos del 10% del peso seco de la madera. Las
sustancias más importantes que son extraídas con solventes son los taninos, ceras, ácidos
grasos, ácidos resinosos y colorantes (Fengel y Wegener, 1989).
5.2.1. Extraíbles por etanol-tolueno.
La proporción de extraíbles obtenida por etanol-tolueno, en función del peso seco de la
madera, para las tres maderas, se presentan en el Cuadro 5 siguiente:
Cuadro 5. Resultados del porcentaje de los extraíbles por etanol-tolueno
Madera Extraíbles por etanol-tolueno
(%)
Eucalipto 8.09
Aile 4.14
Ramón 1.13
5.2.2. Extractivos totales
Los extractivos totales en cada especie corresponden al total de extractivos obtenidos de
una misma muestra a la cual se le aplico el método de extracción con etanol-tolueno y el
de agua caliente sucesivamente. Los resultados se presentan en el Cuadro 6.
Cuadro 6. Resultados del porcentaje de los extraíbles totales
Madera Extraíbles totales (%)
Eucalipto 13.3
Aile 8.9
Ramón 6.3
58
5.2.3. Extractivos en agua caliente
Los resultados de los extraíbles obtenidos por agua caliente, muestran un mayor
porcentaje para el eucalipto con el 11.4%, mientras que el aile y ramón obtuvieron el 8.8 y
4.6% respectivamente (Cuadro 7).
Cuadro 7. Resultados del porcentaje de extraíbles en agua caliente
Madera Extraíbles en agua caliente
(%)
Eucalipto 11.4
Aile 8.8
Ramón 4.6
5.3. PRUEBAS DE PATOGENICIDAD.
Con las cepas obtenidas de los tres hongos (Trametes villosa, T. versicolor y T. máxima)
purificados, se realizaron las pruebas de patogenicidad inoculándose los patógenos
obtenidos en las probetas de madera, obteniéndose los resultados después de un periodo
de incubación de 10 semanas. Para evaluar si la prueba de patogenicidad fue positiva o
negativa, se utilizaron los siguientes indicadores: cobertura y crecimiento del hongo,
cambio de coloración y pérdida de peso de la madera. La cobertura y crecimiento nos
revela la presencia del hongo, en tanto que, el cambio de coloración y la pérdida de peso
indican el efecto que tuvo el hongo sobre la cobertura y el crecimiento. En el estudio se
consideró que la prueba de patogenicidad fue positiva cuando la presencia del patógeno
ocasionó algún grado de alteración en la coloración y/o en el peso de la madera.
5.3.1. Ramón (Brosimum allicastrum)
La prueba de patogenicidad de las colonias de los tres patógenos (Trametes villosa, T.
versicolor y T. máxima) en la madera de ramón fue: Positiva
59
Evaluación de cobertura y crecimiento.
Cuadro 8. Crecimiento del patógeno en ramón.
Tratamiento Especie Cobertura Color de la colonia
Ramón
Trametes villosa Completa Micelio blanco
Trametes versicolor Completa Micelio blanco
Trametes máxima Completa Micelio blanco
La cobertura de las tres especies de hongos en sus respectivas áreas de las probetas fue
completa, cubriendo la superficie de la probeta en su totalidad, pero comparativamente,
se observó un mayor grado de crecimiento en cuanto al espesor y densidad del micelio en
Trametes máxima y menor en T. villosa, y en T. versicolor.
En esta madera se dio antagonismo entre los tres hongos delimitando su área de
crecimiento con una línea de zona.
Trametes villosa
Trametes versicolor
Trametes máxima
Figura 18. Área infectada y delimitada con los tres hongos.
60
0
2
4
6
8
10
12
Ramón
Po
rce
nta
je (
%)
Especie
Inoculadas
Testigo B
Evaluación de la pérdida de peso.
El efecto en la pérdida de peso de la madera fue notable, siendo de 10.70% de su peso
seco inicial en las probetas inoculadas y en las Testigo B de 1.44% (Figura 19).
Evaluación del cambio de coloración
La evaluación del cambio de coloración se llevó a cabo comparando el color de la “madera
inoculada” y del “Testigo B” después del tratamiento en la incubadora con el del “Testigo
A”, utilizando el colorímetro y la tabla de colores de Munsell.
o Madera normal (Testigo A)
El color de la madera normal (Testigo A) se identificó, como marrón muy pálido (Figura
20), clave Munsell HUE 10 YR 7/4; el análisis visual de la madera dio como resultado la
apreciación del color un poco más claro que el color del análisis instrumental.
Figura 19. Pérdida de peso en las maderas inoculadas y Testigo B en ramón.
61
o Madera inoculada
La madera de las probetas inoculadas mostró tres áreas diferenciadas de color,
correspondiendo cada una de ellas a una especie particular de hongo con el cual fue
inoculada, el color varia de amarillo pálido a marrón muy pálido y marrón amarillento
bajo. Los colores de las tres áreas son diferentes al de la madera normal, “Marrón muy
pálido” (Figura 21).
Trametes villosa
Marrón muy pálido
Trametes versicolor
Marrón amarillento
bajo
Trametes máxima
Amarillo pálido
Figura 20. Color de la madera del Testigo A de Ramón, “Marrón muy pálido”.
Figura 21. Colores de la madera inoculada.
62
En el área inoculada con T. villosa, las probetas se presentaron, en la misma proporción
numérica, de color amarillo pálido, clave HUE 2.5 Y 7/4 y de marrón muy pálido, clave HUE
10 YR 7/4.
En las probetas de color amarillo pálido se obtuvo alto grado de concordancia con la
apreciación del análisis visual; en las de color marrón muy pálido, se aprecia también buen
grado de concordancia con el análisis visual.
En el área inoculada con T. versicolor, las probetas se presentaron, en la misma proporción
numérica, de color marrón amarillento bajo con clave HUE 10 YR 6/4 y amarillo pálido con
clave HUE 2.5Y 7/4. En ambos casos se obtuvo alto grado de concordancia con la
apreciación del análisis visual.
En el área inoculada con T. máxima, el mayor número de probetas se identificó de color
amarillo pálido, clave HUE 2.5 Y 7/4, visualmente se apreció alto grado de concordancia,
aunque algunas probetas se aprecian ligeramente más grisáceas.
o Probetas Testigo B
El color de las probetas Testigo B, pero sometidas al tratamiento en incubadora al igual
que las probetas inoculadas, se identificó como marrón muy pálido (Figura 22), el cual
corresponde a la clave HUE 10 YR 7/4, el análisis visual de la madera dio como resultado
un alto grado de concordancia con el análisis instrumental.
Cabe indicar que en las 20 probetas se observaron manchas superficiales de color gris y
verde olivo en la cara donde se aplicó el medio de cultivo PDA sin hongo, estas manchas
no se consideraron en la valoración del color.
63
Cuadro 9. Resumen de cambios de coloración en cada tratamiento en madera de ramón.
Tratamiento Clave escala
Munsell Color tabla Munsell
Testigo A HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido
Madera inoculada
Trametes villosa HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido
HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido
Trametes versicolor HUE 10 YR 6/4 Marrón amarillento bajo
HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido
Trametes máxima HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido
Testigo B HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido
5.3.2. Eucalipto (Eucalytus globulus)
La prueba de patogenicidad de las colonias de los tres patógenos en la madera de
eucalipto fue: Positiva
Figura 22. Color de la madera Testigo B. “Marrón muy pálido” con manchas superficiales.
64
Evaluación de cobertura y crecimiento.
Cuadro 10. Crecimiento del patógeno en eucalipto.
Tratamiento Especie Cobertura Color de la colonia
Eucalipto
Trametes villosa Muy poca Micelio blanco
Trametes versicolor Muy poca Micelio blanco
Trametes máxima Muy poca Micelio blanco
La cobertura se califica como muy poca ya que está cubriendo menos del 30% del área de
influencia del hongo en la probeta de madera.
La cobertura y el crecimiento de las tres especies de hongos en sus respectivas áreas de
las probetas fueron escasos, debido, probablemente, a tener una alta cantidad de
extractivos. Por lo que no hubo antagonismo entre ellos.
Evaluación de la pérdida de peso.
El efecto de la pérdida de peso en la madera de eucalipto no fue significativo ya que en las
probetas inoculadas fue de 1.78% y en las testigo B de 1.04% (Figura 24).
Figura 23. Área poco infectada y no delimitada con los tres hongos.
65
Figura 24. Pérdida de peso de las maderas inoculadas y Testigo B en eucalipto.
Evaluación del cambio de coloración
La evaluación del cambio de coloración se llevó a cabo en las probetas de madera
inoculada y Testigo B con el colorímetro y la tabla de colores de Munsell.
o Madera normal (Testigo A)
El color de la madera normal (Testigo A) se identificó, como marrón claro, clave HUE 7.5
YR 6/4 y rosa, clave HUE 7.5YR 7/4; el análisis visual de la madera dio como resultado un
alto grado de concordancia con la primera clave de acuerdo con el análisis instrumental.
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
1.6
1.8
2
Eucalipto
Po
rce
nta
je (
%)
Especie
Inoculadas
Testigo B
Figura 25. Color de la madera del Testigo A de Eucalipto, “Marrón claro”.
66
o Madera inoculada
La madera de las probetas inoculadas mostro manchas diferenciadas de color, donde el
color varia de café grisáceo oscuro, clave HUE 10 YR 4/2, a marrón grisáceo, clave HUE 2.5
Y 5/2 y marrón, clave HUE 7.5 YR 4/4, visualmente se apreció alto grado de concordancia,
aunque algunas probetas se apreciaron de color gris pardo claro. Los colores de la madera
inoculada son diferentes al de la madera normal, “Marrón claro” (Figura 26).
o Probetas Testigo B
El color de la madera de las probetas Testigo B se identificó como marrón (Figura 27), el
cual corresponde a la clave HUE 7.5 YR 5/4, el análisis visual de la madera dio como
resultado un alto grado de concordancia con el análisis instrumental.
Cabe indicar que en las 20 probetas se observaron manchas superficiales de color negro
en donde se aplicó el medio de cultivo PDA sin hongo, estas manchas no se consideraron
en la valoración del color.
Figura 26. Color de la madera inoculada
67
Cuadro 11. Resumen de cambios de coloración en cada tratamiento en madera de eucalipto.
Tratamiento Clave escala Munsell Color tabla Munsell
Testigo A HUE 7.5 YR 6/4 Marrón claro
HUE 7.5 YR 7/4 Rosa
Madera inoculada HUE 10 YR 4/2 Marrón grisáceo oscuro
HUE 2.5 Y 5/2 Marrón grisáceo
HUE 7.5 YR 4/4 Marrón
HUE 2.5 Y 6/2 Gris pardo claro
Testigo B HUE 7.5 YR 5/4 Marrón
5.3.3. Aile (Alnus firmifolia)
La prueba de patogenicidad de las colonias de los tres patógenos en la madera de aile fue:
Positiva
Evaluación de cobertura y crecimiento.
Figura 27. Color de la madera del Testigo B “Marrón” con manchas superficiales.
Figura 28. Área infectada y delimitada con los tres hongos
68
Cuadro 12. Crecimiento de patógenos en aile.
Tratamiento Especie Cobertura Color de la colonia
Aile Trametes villosa Completa Micelio blanco
Trametes versicolor Completa Micelio blanco
Trametes máxima Completa Micelio blanco
La cobertura de las tres especies de hongos en sus respectivas áreas de las probetas fue
completa pero, comparativamente, se observó un mayor grado de crecimiento de
Trametes versicolor y menor de T. máxima y de T. villosa.
En esta madera se dio un antagonismo entre los tres hongos delimitando su área de
crecimiento con una línea de zona.
Evaluación de la pérdida de peso.
El efecto en la pérdida de peso de la madera fue importante, siendo de 22.22% en las
probetas inoculadas y en las Testigo B de 1.82% (Figura 29).
Figura 29. Pérdida de peso de las maderas inoculadas y Testigo B en aile.
0
5
10
15
20
25
Aile
Po
rce
nta
je (
%)
Especie
Inoculadas
Testigo B
69
Evaluación del cambio de coloración
La evaluación del cambio de coloración se llevó a cabo en las probetas de madera
inoculada y Testigo B con el colorímetro y la tabla de colores de Munsell.
o Madera normal (Testigo A)
El color de la madera normal (Testigo A) se identificó, como marrón rojizo claro (Figura
30), clave HUE 5 YR 6/4; el análisis visual de la madera dio como resultado un alto grado
de concordancia con el análisis instrumental.
o Madera inoculada
La madera de las probetas inoculadas mostró tres áreas diferenciadas de color,
correspondiendo cada una de ellas a una especie particular de hongo con el cual fue
inoculada, el color varía de amarillo pálido a marrón amarillento y gris pardo claro. Los
colores de las tres áreas son diferentes al de la madera normal, “Marrón rojizo claro”
(Figura 31).
Figura 30. Color de la madera del Testigo A de Aile, “Marrón rojizo claro”.
70
En el área inoculada con T. villosa, las probetas se presentaron, en la misma proporción
numérica, de color gris pardo claro, clave HUE 2.5 Y 6/2, marrón amarillento claro, clave
HUE 2.5 Y 6/4 y amarillo pálido, clave y HUE 2.5 Y 7/4.
En las probetas de color gris pardo claro se obtuvo alto grado de concordancia con la
apreciación del análisis visual; en tanto que en las de color marrón amarillento claro y
amarillo pálido, se aprecia también buen grado de concordancia con el análisis visual
aunque algunas se apreciaron de color gris pardo claro y gris pálido respectivamente.
En el área inoculada con T. versicolor, las probetas se identificaron mayoritariamente de
color amarillo pálido, visualmente se apreció alto grado de concordancia, aunque algunas
probetas se apreciaron de color gris claro.
Para el caso del área inoculada con T. máxima, el mayor número de probetas se identificó,
de color marrón amarillento claro, visualmente se apreció alto grado de concordancia,
aunque algunas probetas se apreciaron ligeramente más oscuras.
o Probetas Testigo B
El color de la madera de las probetas Testigo B, pero sometidas al tratamiento en
incubadora al igual que las probetas inoculadas, se identificó como marrón (Figura 32), el
Trametes villosa
Gris pardo claro
Trametes versicolor
Amarillo pálido
Trametes máxima
Marrón amarillento claro
Figura 31. Colores de la madera inoculada.
71
cual corresponde a las claves HUE 7.5 YR 5/2 y HUE 7.5 YR 5/4, el análisis visual de la
madera dio como resultado un alto grado de concordancia con el análisis instrumental.
Cabe indicar que en las 20 probetas se observaron manchas superficiales de color gris y
verde olivo en la cara donde se aplicó el medio de cultivo PDA sin hongo, estas manchas
no se consideraron en la valoración del color.
Cuadro 13. Resumen de cambios de coloración en madera de aile
Tratamiento Clave escala Munsell Color tabla Munsell
Testigo A HUE 5 YR 6/4 Marrón rojizo claro
Madera inoculada Trametes villosa HUE 2.5 6/2 Gris pardo claro
HUE 2.5 6/4 Marrón amarillento claro
HUE 2.5 7/4 Amarillo pálido
Trametes versicolor HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido
Trametes máxima HUE 2.5 Y 6/4 Marrón amarillento claro
Testigo B HUE 7.5 YR 5/2 Marrón
HUE 7.5 YR 5/4
5.4. EVALUACIÓN Y COMPARACIÓN DE LAS CARACTERÍSTICAS DEL SPALTING
El spalting consiste en un cambio de coloración de la madera causada por las hifas
pigmentadas de los hongos que la colonizan en una concentración lo suficientemente alta
Figura 32. Color de la madera Testigo B, “Marrón” con manchas superficiales.
72
para una visualización macroscópica de cambio de color. Frecuentemente, cuando en la
madera se encuentran más de una colonia de hongos, el cambio de coloración viene
acompañado por la formación de líneas de zona que son demarcaciones que establecen
como un mecanismo de defensa del hongo para proteger sus recursos, y para delinear su
área de influencia en la madera infectada.
La importancia de la madera con spalted caracterizada por cambio de coloración y la
presencia de líneas de zona, radica en su utilización, desde tiempos remotos con
propósitos decorativos, los ejemplos van desde la marquetería de los siglos 14 y 15 a
esculturas modernas de madera de hoy en día (Robinson et al., 2009).
Las líneas de zona se pueden diferenciar, en función de su visibilidad, en cuatro tipos:
visible perfilado (muestra el contorno de la línea), visible difuminado
(pierde nitidez, claridad o intensidad), poco visible y no visible (Figura 33).
En el caso del ramón y el aile, el spalting se manifestó con cambio de coloración y la
presencia de líneas de zona, en tanto que en el eucalipto sólo se observó cambio de
coloración. Los cambios de coloración se producen cuando las hifas pigmentadas
(generalmente con un tinte azul o negro) crecen en el parénquima de la albura de la
madera. En las tres especies de madera se encontraron cambios de coloración (apartado
5.3.).
Figura 33. Tipos de línea de zona en las maderas: a) visible perfilado; b) visible difuminado; c) poco visible y d) no visible
73
Las características de las líneas de zona en cada especie se describen a continuación:
En la madera de ramón, la línea de zona en la madera de ramón se muestra en la Figura 34
y 35. De las 20 probetas de madera se obtuvieron: 12 con líneas visibles perfiladas, el
ancho de la línea de zona de estas probetas estuvo entre 0.48 mm a 1.16 mm; 2 probetas
con líneas poco visibles y 6 no visibles. El color de las líneas de zona corresponde a las
claves HUE 7.5YR 4/2, HUE 7.5YR 4/4 y HUE 7.5YR 5/4 color marrón (Anexo 4).
En la madera de aile, las líneas de zona en la madera de aile fueron: 15 probetas con líneas
visibles perfiladas y 5 con líneas visibles difuminada; el ancho de las líneas de zona varió
de 0.5 mm a 3.05 mm de ancho. El color de la línea de zona corresponde a la clave HUE
7.5YR 3, color gris muy obscuro. Figura 36 y 37. Anexo 4.
Figura 34. Línea de zona de color marrón en madera de ramón vista en un microscopio estereoscópico con aumento de 45x.
Figura 35. Líneas de zona en la madera de ramón.
74
5.5. PROPIEDADES MECÁNICAS
5.5.1. Resultados
A continuación se presentan y comparan los resultados obtenidos de los ensayos
mecánicos de compresión perpendicular y dureza en madera al 10% de contenido de
humedad, sometida a los tres tratamientos del estudio, Testigo A (madera normal),
madera inoculada y Testigo B (Cuadro 14). Para su clasificación respecto a los ensayos de
compresión se utilizó la Tabla de Clasificación de Características Mecánicas de Maderas
Mexicanas (libre de defectos) en condición seca al aire (CH=12%) de Dávalos y Bárcenas,
1999 (ANEXO 8). La característica de dureza no se clasificó porque el ensayo no se ajustó a
la norma.
Figura 36. Líneas de zona de color gris muy obscuro en madera de aile vista en un microscopio estereoscópico con aumento de 45x.
Figura 37. Línea de zona de color gris en madera de aile.
75
Cuadro 14. Resultados de los ensayos de compresión y dureza.
Especie Tratamient
o C.H (%)
Pérdida de peso
(%)
ELP, kgf/cm
2
Dureza, Valor kgf
Ramón Testigo A 10.6 ----- 205.14 475.7
Testigo B 8.8 1.4 207.84 416.8
Inoculada 8.4 10.7 128.88 340.8
Eucalipto Testigo A 10 ----- 113.02 324.8
Testigo B 8.4 1 128.10 335.2
Inoculada 9.3 1.8 133.06 301.6
Aile Testigo A 13.5 ----- 29.12 87.4
Testigo B 9.8 1.8 37.60 74.7
Inoculada 8.9 22.2 22.12 44.5
5.5.2. Análisis de los resultados
5.5.2.1. Análisis de los resultados por especie.
a) Ramón
De acuerdo con el Cuadro 14, en el ramón la resistencia a la compresión perpendicular,
medida en términos de su Esfuerzo al Límite de Proporcionalidad (ELP), muestra
diferencias entre los tratamientos. El ELP de la madera inoculada es 37% y 38% menor que
los del Testigo A y Testigo B respectivamente; en tanto que la diferencia entre el Testigo A
y el Testigo B es solo de 1%. Estadísticamente, con 95% de confianza, los resultados
indican que existe diferencia significativa entre las medias de la resistencia a la
compresión perpendicular de los 3 tratamientos (ANEXO 8). La resistencia de la madera
inoculada es significativamente menor a la del Testigo A y a la Testigo B, mientras que
entre estas dos últimas no existe diferencia (ANEXO 8).
Los resultados obtenidos, a pesar de las diferencias observadas se ubican, de acuerdo con
la Tabla de Clasificación de Dávalos y Bárcenas en la misma categoría de resistencia a la
compresión perpendicular, muy alto, ya que en todos los casos el ELP fue superior a 125
kgf/cm2.
76
De igual manera, los resultados de la prueba de dureza lateral enseñan que el valor para la
madera inoculada fue 28% menor que el del Testigo A, y 18% menor que el del Testigo B,
pero en este caso también se observó diferencia entre el Testigo A y el Testigo B, esta
última tuvo un valor 12% por debajo del Testigo A. Estadísticamente con un 95% de
confianza, los resultados indican que existe diferencia significativa entre las medias de la
dureza lateral de los 3 tratamientos (ANEXO 8). La dureza de la madera inoculada es
significativamente menor a la del Testigo A y la del Testigo B, y esta última menor a la
Testigo A (ANEXO 8).
Estos resultados pueden interpretarse en el sentido de que el desarrollo y la acción
enzimática de los hongos en la madera inoculada tuvo un efecto importante de
desintegración sobre la pared celular (pudrición) y en consecuencia sobre su resistencia a
la compresión perpendicular y a la dureza lateral, este comportamiento muestra
congruencia con los resultados obtenidos en la medición de la pérdida de peso que fue en
promedio del 12% y 11% respectivamente.
b) Eucalipto
En el eucalipto la resistencia a la compresión perpendicular de la madera inoculada fue
mayor que la del Testigo A y la del Testigo B, 18% y 4% respectivamente, y la resistencia
de la Testigo B fue 4% mayor que la del testigo A. En cuanto a la dureza, el Testigo A tuvo
un valor 7% mayor que la inoculada y, la Testigo B del 10%; la Testigo B a su vez tuvo una
dureza 3% mayor que la del Testigo A. Estadísticamente, con 95% de confianza, los
resultados indican que no existe diferencia significativa entre las medias de la resistencia a
la compresión perpendicular y la dureza lateral, de los 3 tratamientos (ANEXO 8).
Estos resultados guardan congruencia con la pérdida de peso promedio de solo 1% para
probetas inoculadas y Testigo B para los ensayos de compresión perpendicular, mientras
que para las probetas del ensayo de dureza lateral la pérdida de pesos promedio fue del
1.9% para probetas inoculadas y del 1% para probetas Testigo B.
77
Los resultados anteriores pueden explicarse en el sentido de que el desarrollo y la acción
enzimática de los hongos en la madera inoculada no causaron un deterioro importante de
la pared celular (pudrición), debido probablemente a la considerable cantidad de
extraíbles presentes en la madera (ANEXO 3), algunos de los cuales pudieron ser tóxicos;
en consecuencia no tuvieron un efecto importante sobre su resistencia a la compresión
perpendicular y a la dureza lateral.
A pesar de no existir diferencia significativa entre la media de los tres tratamiento, en los
resultados de resistencia a la compresión perpendicular, de acuerdo a la clasificación de
Dávalos y Bárcenas, las pequeñas diferencias observadas ubicaron al testigo A en
categoría alta, en tanto que la madera Testigo B y la inoculada en categoría muy alta.
c) Aile
De acuerdo con el Cuadro 14, en el aile la resistencia a la compresión perpendicular,
medida en términos de su ELP, muestra que la madera inoculada tiene una resistencia a la
compresión perpendicular 24% menor que el Testigo A y 42% menor que el Testigo B y,
que esta última tiene una resistencia 31% mayor que el Testigo. A pesar de estas
diferencias, el análisis estadístico no indica diferencias significativas entre los tres
tratamientos. (ANEXOS 8 y 9)
De acuerdo con la clasificación de Dávalos y Bárcenas, los resultados de resistencia a la
compresión perpendicular se clasificaron como, bajo en las probetas Testigo B y muy bajo
en las Testigo A e inoculadas.
En cuanto a la dureza, la madera inoculada tuvo un valor 48% y 40% menor que el del
Testigo A y el del Testigo B respectivamente, y el de éste último fue 14% menor que el del
Testigo A. El análisis estadístico en este caso indica diferencias significativas entre la
madera inoculada respecto al Testigo A y al Testigo B, pero no entre estas dos últimas.
Las diferencias observadas, independientemente de su interpretación estadística,
muestran congruencia con la pérdida de peso promedio de la madera inoculada que fue
78
del 24% respecto al Testigo A, en tanto que la Testigo B tuvo una pérdida de peso del 1.6%
y pueden interpretarse en el sentido de que el desarrollo y la acción enzimática de los
hongos en la madera inoculada tuvo un efecto importante de desintegración sobre la
pared celular (pudrición) y en consecuencia sobre su resistencia a la compresión
perpendicular y su dureza lateral.
5.5.2.2. Análisis de los resultados entre especies.
En el Cuadro 15, se puede apreciar que, tanto en términos absolutos como relativos, la
especie en la que la madera inoculada registró la menor pérdida de peso, de ELP a la
compresión perpendicular y de valor de dureza lateral fue el eucalipto, lo cual se puede
explicar por la mayor cantidad de extraíbles presentes en comparación con las otras dos
especies, algunos de los cuales pudieron ser tóxicos.
Cuadro 15. Resultados del promedio de la pérdida de peso, el ELP a la compresión y dureza
Probetas Inoculadas
Especie Extraíbles
totales (%)
Promedio de pérdida de:
Peso Resistencia a la Compresión perpendicular
Valor de Dureza
(g) (%) ELP kgf/cm
2 (%) Valor: kgf (%)
Ramón 6.3 0.96 10.7 76.26 37 134.9 28
Eucalipto 13.3 0.13 1.78 -20.04 -17.7 23.2 7
Aile 8.9 0.88 22.22 7.01 24 42.9 49
La madera inoculada de ramón y el aile tuvieron reducciones notablemente mayores de
peso, de ELP a la compresión perpendicular y de dureza lateral, que el eucalipto, lo cual
puede inferirse que se debió a que ambas especies tuvieron menor cantidad de extraíbles.
El porcentaje de pérdida de peso fue significativamente mayor para el aile que para el
ramón, sin embargo este comportamiento tuvo efectos contradictorios sobre la reducción
del ELP a la compresión perpendicular y de la dureza, ya que mientras la primera fue
mayor en el ramón, la segunda lo fue en el aile.
79
El tipo de spalting que se produjo en la madera de ramón y aile fue diferente al del
eucalipto. La característica que permite evidenciar mejor esta diferencia es la pérdida de
peso, la cual fue significativa en el ramón y en el aile y casi imperceptible en el eucalipto;
lo anterior denota que en el ramón y en el aile el spalting consistió en un proceso de
pudrición, en tanto que en el eucalipto consistió en un proceso de pigmentación por
concentración del micelio de color pero sin ocasionar destrucción de la pared celular. Esta
diferencia se puede atribuir a la mayor cantidad de extraíbles presentes en el eucalipto
que en el ramón y el aile, que hayan inhibido la acción enzimática de los hongos.
80
6. CONCLUSIONES
Se encontraron tres especies de hongos asociadas a la producción del spalting en la
madera de ramón y aile, en los patios de almacenamiento de la empresa Forestal
Tecnológica S.A. de C.V.: Trametes villosa, T. versicolor, y T. máxima.
En las pruebas de patogenicidad realizadas en laboratorio el desarrollo de los
hongos y del spalting fue positivo en las tres especies de madera estudiadas. En
ramón y aile, el spalting consistió en el cambio de color de la madera y la formación
de líneas de zona bien definidas, mientras que en eucalipto solo se manifestó en
forma de manchas irregulares. El spalting en forma de líneas de zona le confiere a la
madera alto valor comercial para fines decorativos.
En adición al cambio de color y las líneas de zona, el spalting ocasiona
frecuentemente pérdida de peso en la madera. En este estudio la pérdida de peso
de la madera de ramón y de aile fue significativa, pero no en la de eucalipto. La
pérdida de peso ocasionada por el spalting inhabilita a la madera para usos
estructurales.
La cantidad y el tipo de extraíbles en la madera determinan el tipo de spalting que
los hongos ocasionen y la pérdida de peso de la misma. En el presente trabajo la
cantidad de extraíbles en la madera de eucalipto fue considerablemente mayor que
en la de ramón y aile, lo cual se reflejó en el tipo de spalting pero sobre todo en una
menor pérdida de peso de la madera.
El spalting, cuando ocasiona pérdida de peso, también causa reducción en la
resistencia a la comprensión perpendicular y en la dureza de la madera. En la
madera de ramón y aile con spalting la reducción de estas propiedades en relación
con la madera normal fue muy marcada, y en 3 de 4 parámetros, significativa; en
tanto que en eucalipto no se observaron diferencias importantes.
Es factible inducir el spalting en la madera en un ambiente controlado de laboratorio
en un período corto de tiempo, sin embargo los resultados obtenidos en este
estudio no son aún concluyentes para aplicarse al nivel comercial.
81
7. RECOMENDACIONES
Complementar el presente estudio con investigaciones en condiciones de invernadero con
temperatura y humedad relativa controladas, y con trozas y tablones de dimensiones
comerciales.
Realizar investigaciones similares con otras especies de hongos y otras especies de
madera para conocer la variedad de spalting que se pueden producir en la madera.
Utilizar maderas de color claro y con pocos extraíbles para favorecer el efecto decorativo
del spalting.
82
8. BIBLIOGRAFÍA
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83
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comerciales”. Revista Electrónica de la Comisión Nacional Forestal.
http://www.conafor.gob.mx/biblioteca/catalogo-maderas-tomo2.pdf
84
9. ANEXOS
Anexo 1. Bitácoras decrecimiento de hongos macromicetos y micromicetos.
Cuadro 16. Bitácora de crecimiento de micelio de macromicetos. Primer registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Trametes máxima 26/01/2011
Siembra de micelio en medio de PDA adicionado con Sulfato de estreptomicina.
Trametes villosa 26/01/2011
Siembra de micelio en medio de PDA adicionado con Sulfato de estreptomicina.
Trametes versicolor 26/01/2011
Siembra de micelio en medio de PDA adicionado con Sulfato de estreptomicina.
Fase inicial de Trametes villosa
26/01/2011
Siembra de micelio en medio de PDA adicionado con Sulfato de estreptomicina.
85
Cuadro 17. Bitácora de crecimiento de micelio de macromicetos. Segundo registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Trametes máxima
3/02/2011 Diámetro de la colonia de 6.5 cm, micelio de color blanco.
Trametes villosa
3/02/2011 Diámetro de la colonia de 6.5 cm. Micelio de color blanco.
Trametes versicolor
3/02/2011
La colonia de micelio cubrió en su totalidad a dos cajas Petri. Diámetro de 9 cm. Y dos colonias tienen 6.5 cm.
Fase inicial de Trametes
villosa 3/02/2011
Diámetro de 6 cm. Circunferencia irregular.
86
Cuadro 18. Bitácora de crecimiento de micelio de macromicetos. Tercer registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Trametes máxima
10/02/2011 El micelio del hongo ha colonizado toda la caja Petri. Micelio de color blanco.
Trametes villosa 10/02/2011 El micelio del hongo ha colonizado toda la caja Petri. El micelio se mantiene de un color blanco.
Trametes versicolor
10/02/2011 El micelio del hongo ha colonizado toda la caja Petri. El micelio se mantiene de un color blanco.
Estructura 2 de ramón
10/02/2011 El micelio del hongo ha colonizado toda la caja Petri. El color del micelio es de color blanco.
Fase inicial de Trametes villosa
10/02/2011
El micelio del hongo apenas está por llegar a la periferia de la caja Petri. El crecimiento del hongo es muy peculiar ya que tiene la apariencia algodonosa.
87
Cuadro 19. Bitácora de crecimiento de micelio de micromicetos. Primer registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Ulocladium sp. 23/01/11 Se puede ver un crecimiento de micelio de 0.5cm alrededor de cultivo.
Trichoderma atroviride.
23/01/11
Se observa un crecimiento de micelio muy tenue de 0.6cm mientras que alrededor del cultivo se pude ver un crecimiento bien desarrollado de micelio de 0.1 cm.
Thielaviopsis sp.
23/01/11 Se observa un crecimiento de 0.1 cm de micelio alrededor de la muestra puesta a desarrollarse.
Bipolaris sp. 23/01/11
Crecimiento del micelio de 0.5 cm alrededor de la muestra puesta a desarrollarse. Se aprecia la forma de vellosidades de color blanco en sus puntas elevándose de manera inclinada.
Penicilium sppi. 23/01/11
Se observa una coloración verdosa en la colonia. El día 21 aun no presentaba la coloración solo se apreciaba el crecimiento del micelio.
88
Cuadro 20. Bitácora de crecimiento de micelio de micromicetos. Segundo registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Ulocladium sp. 05/02/2011 Crecimiento de la colonia de un radio de 3.5 cm. Color del micelio café.
Trichoderma atroviride.
05/02/2011
El crecimiento del micelio abarca toda la caja Petri. En las orillas del micelio una franja de 1 cm se torno de color verde, siendo de más intensidad 0.5 cm que esta más pegado a la orilla de la caja.
Thielaviopsis sp.
05/02/2011 El crecimiento del micelio es de un 0.5 cm de radio. El micelio es de color blanco.
Bipolaris sp. 05/02/2011
El crecimiento del micelio es de 2.5 cm de diámetro, avanzando irregularmente. El crecimiento de esta colonia es muy peculiar ya que crece una franja de 0.5 cm de color blanco y otro franja de color verde oscuro. Se tienen dos franjas de color blanco y tres de color verdoso, empezando desde el centro el color verde oscuro.
Penicilium sppi. 05/02/2011 Crecimiento irregular por toda la caja. Micelio de color verde.
89
Cuadro 21. Bitácora de crecimiento de micelio de micromicetos. Tercer registro.
Especie Fecha Observaciones Imagen
Ulocladium sp. 14/02/2011 Diámetro de la colonia 7.5 cm
Trichoderma atroviride.
14/02/2011 La colonia presenta esporulación. Color verde. El cultivo abarca toda
la caja Petri.
Thielaviopsis sp.
14/02/2011 Micelio blanco, excentricidad de 2
cm.
Bipolaris sp. 14/02/2011 Radio de 2 y 3 cm. Color del
micelio negro.
Penicilium sppi.
14/02/2011 Micelio color verde. Crecimiento
irregular.
90
Anexo 2. Clave para identificar Trametes
1b. Sin pie o éste está mal definido y es poco conspicuo. Forma de repisa semicircular adherida
lateralmente al sustrato o forma de embudo mal definido.
17c. Sombrero y poros no anaranjados ni amarillos.
18d. Poros grandes o pequeños, pero nunca de color violáceo, café violáceo, negro
violáceo o gris violáceo, ni rosa. El sombrero tampoco presenta tonos violáceos.
19a. Hongos con la parte interior o carne blanca, blanquecina o
amarillenta.
20b. Correosos y de menos de 1 cm de grosor.
24b. De otros colores.
26c. Sombrero marcado de zonas concéntricas
aterciopeladas, de colores variables entre
amarillento, gris, café rojizo, café anaranjado y azul
violáceo (este último no domina). Poros blancos,
de 4 a 8 por mm. Son comunes sobre troncos o
tocones de zonas templadas y subtropicales, fuera
o dentro de los bosques, incluso en jardines.
Destructores de la
madera………………………………………………………………..
…Trametes versicolor
26a. Hongos con sombrero gris o amarillento
grisáceo; poros blancos. Sombrero de 1 a 4 cm de
ancho, cubierto de pelos o aterciopelado,
regularmente marcado de zonas concéntricas. De 3
a 4 poros por mm, semicirculares, sin dientes.
Crecen sobre troncos diversos, incluso en
durmientes de ferrocarril o sobre postes y en
bosques subtropicales, de encinos y de pinos.
Destructores de la madea……………Trametes
hirsutus
91
Clave para identificar los hongos del grupo de los Poliporáceos.
1b. Superficie inferior del sombrero sin membrana.
2b. Parte inferior del sombrero con poros bien definidos o con prolongaciones hacia abajo
a manera de dientes y con poros. Los poros pueden ser circulares, hexagonales o
irregulares. Hongos con o sin tubos.
3b. Hongos provistos de tubos o si carecen de ellos están mal desarrollados; los
poros son hexagonales o poligonales.
4b. Poros sin dientes o prolongaciones laterales.
8 a. Hongos con poros hexagonales o poligonales.
9b. Consistencia correosa o leñosa. Poros hexagonales o
poligonales.
11b. Poros pequeños, de menos de 1 mm de
diámetro.
12 a. Hongos muy delgados, de menos de 1
mm de grosor, algo flexible, con la cara
superior del sombrero cubierta de
pequeños pelos grises, que varian desde
café gris a café amarillento claro, con zonas
concéntricas bien definidas. Superficie de
los poros de color blanquecino a gris
achocolatado; 1 o 2 poros por mm, de
paredes muy delgadas y tubos muy cortos.
Carecen de pie. De 1 a 4 cm de ancho y a
veces fusionados entre si, formando
cuerpos muy anchos. Muy comunes en las
zonas tropicales, fuera de los bosques,
sobre troncos tirados o postes.
Destructores de la
madera………………………………………………………
……..Trametes villosus
92
Anexo 3. Determinación de extractivos
a) En agua caliente
Cuadro 22. Contenido de humedad en eucalipto, aile y ramón.
Madera Ph (g) P0 (g) C.H (%)
Eucalipto 0.5089 0.4653 9.4
Aile 0.5111 0.4694 8.9
Ramón 0.5020 0.4558 10.1
Cuadro 23. Determinación de extraíbles en agua caliente
Madera CH (%)
Peso (g)
Peso inicial (g)
Peso de crisoles
porosos vacios (g)
Peso seco de crisoles porosos con madera (g)
Peso seco final (g)
Extraíbles
totales (%)
Eucalipto 9.4 2 1.82815 15.4325 17.0515 1.6190 11.4
Aile 8.9 2 1.83655 18.6455 20.3209 1.6754 8.8
Ramón 10.1 2 1.81653 17.9204 19.6538 1.7334 4.6
b) Etanol-tolueno.
Cuadro 24. Contenido de humedad de eucalipto, aile y ramón.
Madera Ph (g) P0 (g) CH (%)
Eucalipto 0.5 0.4609 8.5
Aile 0.5 0.4565 9.5
Ramón 0.5 0.4635 7.9
Cuadro 25. Porcentaje de extraíbles por etanol-tolueno.
Madera matraz vacío
(g) Matraz c/extractivo
(g) Extractivos (g)
Extraíbles Etanol-tolueno (%)
Eucalipto 77.2203 77.3709 0.1506 8.1
Aile 76.5049 76.5806 0.0757 4.1
Ramón 73.0244 73.0454 0.0210 1.1
93
c) Extraíbles totales.
Cuadro 26. Extraíbles totales.
Madera CH (%)
Peso (g)
Peso inicial
(g)
Peso de crisoles vacíos (g)
Peso seco de crisoles con madera (g)
Peso seco final
(g)
Extraíbles totales (%) Crisol
poroso Crisol
porcelana Crisol poroso
Crisol porcelana
Eucalipto
8.5 2.02 1.8606 25.4369 26.0611 25.5536 27.5578 1.6134 13.3
Aile 9.5 2.00 1.8264 34.7529 36.4176 1.6647 8.9
Ramón 7.9 2.00 1.8535 36.4972 38.2347 1.7375 6.3
Anexo 4. Color del Testigo A, inoculadas y Testigo B. Líneas de zona y memoria
fotográfica en ramón.
Cuadro 27. Color del Testigo A, inoculadas y Testigo B en ramón.
Área Clave Color Repeticiones Porcentaje
(%)
Testigo A HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido 2 100
Total 2 100
T. villosa HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido 9 45
HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido 7 35
HUE 10 YR 6/4 Marrón amarillento bajo 2 10
HUE 2.5 Y 7 Gris claro 1 5
HUE 10YR 6/6 Amarillo pardo 1 5
Total 20 100
T. versicolor HUE 10YR 6/4 Marrón amarillento bajo 8 40
HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido 7 35
HUE 10YR 6/6 Amarillo pardo 2 10
HUE 2.5 Y 7 Gris claro 1 5
HUE 10 YR 5/4 Marrón amarillento 1 5
HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido 1 5
Total 20 100
T. máxima HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido 14 70
HUE 10YR 6/6 Amarillo pardo 3 15
HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido 3 15
Total 20 100
Testigo B HUE 10 YR 7/4 Marrón muy pálido 14 70
HUE 2.5 Y 7/4 Amarillo pálido 4 20
HUE 10YR 6/4 Marrón amarillento bajo 2 10
Total 20 100
94
Cuadro 28. Ancho y color de líneas de zona en probetas inoculadas de ramón.
CLAVE Ancho (mm) CLAVE COLOR
A 1 0.82 HUE 7.5YR 4/4 Marrón
A 2 0.60 HUE 5YR 5/3 Marrón rojizo
A 3 ********** ****** ********
A 4 0.48 HUE 7.5YR ¾ Marrón oscuro
A 5 0.55 HUE 7.5YR 4/4 Marrón
A 6 0.91 HUE 7.5YR 6/4 Marrón claro
A 7 0.85 HUE 7.5YR 4/4 Marrón
A 8 ******** ******* *********
A 9 ******** ******* *******
A 10 1.16 HUE 7.5YR 5/4 Marrón
A 11 ********** ******* *******
A 12 ********* ******* ********
A 13 0.82 HUE 7.5YR 4/2 Marrón
A 14 0.54 HUE 7.5YR 4/2 Marrón
A 15 ********* ******** *******
A 16 0.70 HUE 7.5YR 5/4 Marrón
A 17 ********** ********* ******
A 18 0.52 HUE 7.5YR 5/4 Marrón
A 19 0.54 HUE 7.5YR 4/2 Marrón
A 20 ******** ******* *******
PROMEDIO 0.71
95
Cuadro 29. Memoria fotográfica del Testigo A, Testigo B e inoculadas en ramón.
Clave Testigo Sin inocular
Inoculada
Frente Atrás
A1
A2
A3
A4
A5
96
Clave Testigo Sin inocular
Inoculada
Frente Atrás
A6
A7
A8
A9
A10
97
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
A11
A12
A13
A14
A15
98
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
A16
A17
A18
A19
A20
99
Anexo 5. Color de maderas del Testigo A, inoculadas y Testigo B. Memoria
fotográfica en eucalipto.
Cuadro 30. Color del Testigo A, inoculadas y Testigo B en eucalipto.
Área Clave Color Repeticiones Porcentaje (%)
Testigo A HUE 7.5YR 6/4 Marrón claro 1 50
HUE 7.5YR 7/4 Rosa 1 50
Total 2 100
Madera inoculada HUE 10YR 4/2 Marrón grisáceo oscuro 19 26
HUE 2.5Y 5/2 Marrón grisáceo 17 23
HUE 7.5YR 4/4 Marrón 14 19
HUE 2.5Y 6/2 Gris pardo claro 10 14
HUE 2.5Y 6/4 Marrón amarillento claro 4 6
HUE 7.5YR 3/2 Marrón oscuro 3 4
HUE 2.5Y 7/2 Gris claro 1 1
HUE 5YR 4/3 Marrón rojizo 1 1
HUE 10YR 3/2 Marrón rojizo oscuro 1 1
HUE 10YR 3/1 Gris muy oscuro 1 1
HUE 10YR 5/4 Marrón amarillento 1 1
HUE 7.5YR 4/4 Marrón olivo 1 1
Total 73 100
Testigo B HUE 7.5YR 5/4 Marrón 14 70
HUE 7.5YR 6/4 Marrón claro 5 25
HUE 5YR 5/4 Marrón rojizo 1 5
Total 20 100
100
Cuadro 31. Memoria fotográfica del Testigo A, Testigo B e inoculadas en eucalipto.
Clave Testigo Sin inocular
Inoculada
Frente Atrás
B1
B2
B3
B4
B5
101
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
B6
B7
B8
B9
B10
102
Clave Testigo Sin inocular
Inoculada
Frente Atrás
B11
B12
B13
B14
B15
103
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
B16
B17
B18
B19
B20
104
Anexo 6. Color del Testigo A, inoculadas y Testigo B. Líneas de zona y memoria
fotográfica en aile.
Cuadro 32. Color del Testigo A, inoculadas y Testigo B en aile.
Área Clave Color Repeticiones Porcentaje (%)
Testigo A HUE 5YR 6/4 Marrón rojizo claro 2 100
Total 2 100
T. villosa HUE 2.5Y 6/2 Gris pardo claro 5 29
HUE 2.5Y 6/4 Marrón amarillento claro 5 29
HUE 2.5Y 7/4 Amarillo pálido 5 29
HUE 2.5Y 5/4 Marrón olivo claro 1 6
HUE 10 YR 5/4 Marrón amarillento 1 6
Total 17 100
T. versicolor HUE 2.5Y 7/4 Amarillo pálido 7 41
HUE 2.5Y 6/4 Marrón amarillento claro 6 35
HUE 2.5Y 7/2 Gris claro 2 12
HUE 2.5Y 5/4 Marrón olivo claro 1 6
HUE 10 YR 5/4 Marrón amarillento 1 6
Total 17 100
T. máxima HUE 2.5Y 6/4 Marrón amarillento claro 8 47
HUE 2.5Y 7/2 Gris claro 4 24
HUE 2.5Y 7/4 Amarillo pálido 3 18
HUE 2.5Y 5/4 Marrón olivo claro 1 6
HUE 10YR 5/4 Marrón amarillento 1 6
Total 17 100
Testigo B HUE 7.5YR 5/4 Marrón 11 55
HUE 7.5YR 6/4 Marrón claro 8 40
HUE 10YR 5/2 Marrón grisáceo 1 5
Total 20 100
105
Cuadro 33. Ancho y color de líneas de zona en probetas inoculadas de aile.
Clave Ancho (mm) Clave Color
C 1 2.7 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 2 2.4 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 3 1.12 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 4 1.87 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 5 1.5 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 6 0.8 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 7 1.4 HUE 7.5YR 3/2 Marrón obscuro
C 8 3.05 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 9 1.65 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 10 1.82 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 11 1.75 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 12 1.4 HUE 7.5YR 3/2 Marrón obscuro
C 13 1.2 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 14 1.35 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 15 1.26 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 16 1.5 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 17 1.04 HUE 7.5YR 3 Gris muy obscuro
C 18 2 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 19 1.41 HUE 7.5YR 4 Gris obscuro
C 20 0.5 HUE 7.5YR 4/2 Marrón
Promedio 1.6
106
Cuadro 34. Memoria fotográfica del Testigo A, Testigo B e inoculadas en aile.
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
C1
C2
C3
C4
C5
107
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
C6
C7
C8
C9
C10
108
Clave Testigo Sin inocular Inoculada
Frente Atrás
C11
C12
C13
C 14
C15
109
Clave Testigo Sin inocular
Inoculada
Frente Atrás
C16
C17
C18
C19
C20
110
Anexo 7. Tablas de la pérdida de peso en ramón, eucalipto y aile
Cuadro 35. Pérdidas de peso en probetas de ramón (Brosimum allicastrum)
Probetas inoculadas Probetas sin inocular (Testigo B)
Clave Peso seco i
(g) Peso H DdP (g)
Peso S DdP (g)
Pérdida de peso c/h
(%) Clave
Peso seco i (g)
Peso H DdP (g)
Peso S DdP (g)
Pérdida de peso
T (%)
A-ET-1 8.0460 19.4255 7.5267 6.45 A-Te-ET-1 8.4259 18.6386 8.2672 1.88
A-ET-5 8.1700 20.3027 7.5487 7.60 A-Te-ET-5 8.3052 17.7295 8.1912 1.37
A-ET-6 9.5311 20.1896 8.7550 8.14 A-Te-ET-6 9.2148 19.4780 9.0816 1.45
A-ET-13 9.0702 20.3258 8.8865 2.03 A-Te-ET-13 9.1961 19.4101 9.0681 1.39
A-C-2 8.9521 14.9181 8.4530 5.58 A-Te-C-2 8.8279 13.1160 8.6733 1.75
A-C-3 8.0750 9.9514 6.7594 16.29 A-Te-C-3 7.9923 11.7873 7.8798 1.41
A-C-4 8.6904 13.1746 7.7985 10.26 A-Te-C-4 9.2130 13.7762 9.0600 1.66
A-C-7 9.3911 12.0798 8.2227 12.44 A-Te-C-7 8.8987 13.0108 8.7806 1.33
A-C-8 8.0808 11.7058 6.7587 16.36 A-Te-C-8 8.0247 12.4460 7.9062 1.48
A-C-9 9.3342 11.4886 7.9422 14.91 A-Te-C-9 9.3432 14.1002 9.1934 1.60
A-C-10 8.6700 13.0644 7.7726 10.35 A-Te-C-10 9.3275 13.5671 9.1798 1.58
A-C-11 9.1975 11.6520 8.0341 12.65 A-Te-C-11 9.4327 13.6148 9.3091 1.31
A-D-12 9.4165 12.4974 8.2451 12.44 A-Te-D-12 8.7858 12.4403 8.6943 1.04
A-D-14 9.5283 14.7272 8.8677 6.93 A-Te-D-14 8.8849 12.3140 8.7866 1.11
A-D-15 8.7847 11.6060 7.5213 14.38 A-Te-D-15 8.9466 13.5040 8.8301 1.30
A-D-16 8.6153 14.2555 8.1441 5.47 A-Te-D-16 8.4537 13.3148 8.3302 1.46
A-D-17 9.2577 12.7828 8.1378 12.10 A-Te-D-17 9.4883 14.3096 9.3463 1.50
A-D-18 9.3899 12.2809 8.1212 13.51 A-Te-D-18 8.5664 13.1185 8.4070 1.86
A-D-19 9.3709 12.0449 8.2249 12.23 A-Te-D-19 8.6852 12.8672 8.5709 1.32
A-D-20 9.4096 11.7985 8.1060 13.85 A-Te-D-20 8.6329 12.3211 8.5516 0.94
Promedio 8.9500 14.0100 7.9900 10.70 Promedio 8.8300 14.2400 8.7100 1.44
111
Cuadro 36. Pérdidas de peso en probetas de eucalipto (Eucalyptus globulus)
Probetas inoculadas Probetas sin inocular (Testigo B)
Clave Peso seco
i (g) Peso H DdP
(g) Peso S DdP (g)
Pérdida de peso c/h
(%) Clave
Peso seco (g)
Peso H DdP (g)
Peso S DdP (g)
Pérdida de peso T (%)
B-ET-2 7.2606 18.7750 6.8746 5.32 B-Te-ET-2 7.3233 17.5000 7.2425 1.103
B-ET-7 6.8117 18.5060 6.6910 1.77 B-Te-ET-7 7.2125 18.1432 7.1251 1.212
B-ET-10 7.4155 17.5047 7.3188 1.30 B-Te-ET-10 7.2655 17.5615 7.2045 0.840
B-ET-14 7.5440 17.4195 7.4600 1.11 B-Te-ET-14 7.7779 18.2355 7.7074 0.906
B-C-1 7.6166 13.1080 7.5171 1.31 B-Te-C-1 7.4068 12.4760 7.3260 1.091
B-C-3 8.3593 13.3890 8.2451 1.37 B-Te-C-3 7.9345 13.2561 7.8290 1.330
B-C-4 7.2435 12.0791 7.1523 1.26 B-Te-C-4 7.0505 11.7092 6.9838 0.946
B-C-5 7.6320 12.2193 7.5403 1.20 B-Te-C-5 7.6739 12.0619 7.5951 1.027
B-C-6 7.1073 11.1040 7.0257 1.15 B-Te-C-6 7.3160 11.8778 7.2408 1.028
B-C-8 7.5130 13.546 7.3882 1.66 B-Te-C-8 7.2390 11.4700 7.1683 0.977
B-C-9 7.4062 12.3920 7.3154 1.23 B-Te-C-9 7.9514 12.6540 7.8689 1.038
B-C-11 6.9936 11.7031 6.8659 1.83 B-Te-C-11 7.5344 12.5552 7.4212 1.502
B-D-12 8.1506 13.6085 8.0140 1.68 B-Te-D-12 8.1567 12.6799 8.0569 1.224
B-D-13 7.9388 13.6250 7.7663 2.17 B-Te-D-13 7.7901 11.4566 7.6922 1.257
B-D-15 7.2818 12.7991 7.1774 1.43 B-Te-D-15 7.8743 12.2376 7.7978 0.972
B-D-16 8.2210 13.3309 8.0856 1.65 B-Te-D-16 7.9672 11.8852 7.8820 1.069
B-D-17 7.1345 11.5606 7.0324 1.43 B-Te-D-17 7.0280 10.7303 6.9681 0.852
B-D-18 7.2264 11.5612 7.1451 1.13 B-Te-D-18 7.7790 11.8517 7.7161 0.809
B-D-19 7.4473 12.9169 7.3865 0.82 B-Te-D-19 7.4244 11.2236 7.3614 0.849
B-D-20 7.4861 12.6679 7.1241 4.84 B-Te-D-20 7.9459 11.5619 7.8786 0.847
Promedio 7.4900 13.6900 7.3600 1.78 Promedio 7.5800 13.1600 7.5000 1.040
112
Cuadro 37. Pérdidas de peso en probetas de aile (Alnus firmifolia)
Probetas inoculadas Probetas sin inocular (Testigo B)
Madera Peso seco i
(g) Peso H DdP (g)
Peso S DdP (g)
Pérdida de peso C/h(%)
Clave Peso
seco (g) Peso H DpP (g)
Peso S DdP (g)
Pérdida de peso T (%)
C-ET-8 3.8114 16.0130 2.8101 26.27 C-Te-ET-8 3.8327 13.4459 3.5837 6.50
C-ET-13 3.6093 14.0288 2.8500 21.04 C-Te-ET-13 3.5230 16.1969 3.4785 1.26
C-ET-14 4.6407 13.1061 3.7913 18.30 C-Te-ET-14 4.6456 15.2032 4.5630 1.78
C-ET-15 4.8070 14.0811 4.0790 15.14 C-Te-ET-15 5.2411 14.4569 5.1706 1.35
C-C-1 4.4233 11.0286 3.8844 12.18 C-Te-C-1 4.4516 8.5001 4.4065 1.01
C-C-2 4.0303 12.6911 3.5238 12.57 C-Te-C-2 4.1707 9.1890 4.1054 1.57
C-C-3 3.9402 6.9162 2.9903 24.11 C-Te-C-3 3.8961 12.3099 3.8086 2.25
C-C-4 4.9146 7.2103 4.2405 13.72 C-Te-C-4 4.8829 7.8233 4.8400 0.88
C-C-5 3.5678 8.5417 2.5564 28.35 C-Te-C-5 3.6223 8.4665 3.5558 1.84
C-C-6 3.7378 10.8000 2.6372 29.45 C-Te-C-6 3.5296 6.3070 3.4660 1.80
C-C-7 4.2115 8.0341 3.0972 26.46 C-Te-C-7 4.1724 7.5247 4.1023 1.68
C-C-9 3.6117 5.7250 2.8112 22.16 C-Te-C-9 3.6995 11.7928 3.6372 1.68
C-D-10 4.5399 9.0345 3.3545 26.11 C-Te-D-10 4.3199 9.3597 4.2516 1.58
C-D-11 3.8548 7.1685 2.9965 22.27 C-Te-D-11 3.9619 8.2698 3.8893 1.83
C-D-12 3.7604 7.2380 2.6917 28.42 C-Te-D-12 3.9529 12.8709 3.8351 2.98
C-D-16 3.9249 5.5408 3.0335 22.71 C-Te-D-16 3.7060 10.1011 3.6504 1.50
C-D-17 3.6971 7.1450 2.8549 22.78 C-Te-D-17 3.6797 6.7476 3.6359 1.19
C-D-18 3.8184 6.8507 2.8209 26.12 C-Te-D-18 3.9949 7.3133 3.9382 1.42
C-D-19 3.7379 6.5575 2.7888 25.39 C-Te-D-19 3.5676 6.5228 3.5213 1.30
C-D-20 3.5310 5.0515 2.7964 20.80 C-Te-D-20 3.6342 6.2565 3.5950 1.08
Promedio 4.0100 9.1400 3.1300 22.22 Promedio 4.0200 9.9300 3.9500 1.82
113
Anexo 8. Datos de compresión y dureza.
Cuadro 38. Clasificación de características mecánicas de maderas mexicanas (libre de defectos) en condición secada al aire (CH=12%)
Muy Bajo
Bajo Medio Alto Muy Alto
FLEXIÓN
Módulo de Ruptura (kg/cm2) <550 551-800 801-1000 1001-1300 >1300
Módulo de Elasticidad (kg/cm
2)(*1000)
<75 76-105 106-125 126-150 >150
COMPRESIÓN
Paralela (E. Máx.) (kg/cm
2)
<325 326-450 451-530 531-650 >650
Perpendicular E. Lím. Prop. (kg/cm
2)
<35 36-65 66-85 86-125 >25
CORTANTE
Esf. Máx. (kg/cm2) <50 51-90 91-120 121-165 >165
DUREZA
Lateral(kg) <150 151-350 351-550 551-900 >900
Extremos(kg)
<160 161-400 401-625 625-1050 >1050
114
Cuadro 39. Datos de compresión y dureza en ramón.
TRATAMIENTO REPETICIONES COMPRESIÓN (ELP, kgf/cm2)
DUREZA (Valor, kgf)
Testigo A 1 210.34 471.91
2 189.34 477.18
3 191.57 429.64
4 230.78 451.74
5 201.96 511.77
6 192.32 472.35
7 237.70 498.81
8 187.07 492.14
Promedio 205.14 475.69
Testigo B 1 224.44 357.85
2 200.13 446.14
3 209.97 410.63
4 195.37 346.46
5 201.87 463.82
6 204.85 396.29
7 237.07 477.14
8 189.06 436.05
Promedio 207.85 416.80
Inoculada 1 190.79 335.82
2 108.89 398.62
3 119.36 337.76
4 126.01 296.84
5 99.63 391.96
6 109.15 280.43
7 156.30 327.89
8 120.89 357.01
Promedio 128.88 340.79
115
Cuadro 40. Datos de compresión y dureza en eucalipto.
TRATAMIENTO REPETICIONES COMPRESIÓN (ELP,
kgf/cm2) DUREZA
(Valor, kgf)
Testigo A 1 103.89 287.61
2 96.33 284.27
3 105.41 256.45
4 115.65 280.15
5 107.06 267.58
6 113.95 437.53
7 116.00 405.86
8 145.85 378.58
Promedio 113.02 324.75
Testigo B 1 151.79 309.17
2 148.07 346.76
3 121.68 336.74
4 109.32 381.99
5 105.19 281.17
6 101.86 382.56
7 142.92 317.75
8 144.02 325.13
Promedio 128.11 335.16
Inoculada 1 143.68 318.21
2 152.96 326.55
3 119.39 289.04
4 157.50 322.33
5 108.36 229.53
6 132.44 311.26
7 115.68 310.47
8 134.45 305.24
Promedio 133.06 301.58
116
Cuadro 40. Datos de compresión y dureza en aile.
TRATAMIENTO REPETICIONES COMPRESIÓN (ELP, kgf/cm2)
DUREZA (Valor, kgf)
Testigo A 1 25.09 78.35
2 44.04 88.08
3 22.89 87.59
4 43.64 92.61
5 23.60 89.45
6 26.46 99.48
7 15.70 85.42
8 31.55 78.06
Promedio 29.12 87.38
Testigo B 1 70.09 96.70
2 27.49 61.85
3 24.52 72.79
4 79.13 63.96
5 21.78 81.96
6 17.84 66.87
7 37.60 66.47
8 22.39 87.19
Promedio 37.61 74.72
Inoculada 1 44.81 47.75
2 16.66 41.73
3 13.61 60.70
4 51.61 35.93
5 9.50 54.20
6 9.38 32.75
7 19.08 32.93
8 12.27 49.84
Promedio 22.12 44.48
117
Anexo 9. Análisis en SAS, de pruebas mecánicas (Compresión y dureza)
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 2 data uno; input e t r c d; cards;
Obs e t r c d
1 1 1 1 210.34 471.91 2 1 1 2 189.34 477.18 3 1 1 3 191.57 429.64 4 1 1 4 230.78 451.74 5 1 1 5 201.96 511.77 6 1 1 6 192.32 472.35 7 1 1 7 237.70 498.81 8 1 1 8 187.07 492.14 9 1 2 1 224.44 357.85 10 1 2 2 200.13 446.14 11 1 2 3 209.97 410.63 12 1 2 4 195.37 346.46 13 1 2 5 201.87 463.82 14 1 2 6 204.85 396.29 15 1 2 7 237.07 477.14 16 1 2 8 189.06 436.05 17 1 3 1 190.79 335.82 18 1 3 2 108.89 398.62 19 1 3 3 119.36 337.76 20 1 3 4 126.01 296.84 21 1 3 5 99.63 391.96 22 1 3 6 109.15 280.43 23 1 3 7 156.30 327.89 24 1 3 8 120.89 357.01 25 2 1 1 103.89 287.61 26 2 1 2 96.33 284.27 27 2 1 3 105.41 256.45 28 2 1 4 115.65 280.15 29 2 1 5 107.06 267.58 30 2 1 6 113.95 437.53 31 2 1 7 116.00 405.86 32 2 1 8 145.85 378.58 33 2 2 1 151.79 309.17 34 2 2 2 148.07 346.76 35 2 2 3 121.68 336.74 36 2 2 4 109.32 381.99 37 2 2 5 105.19 281.17 38 2 2 6 101.86 382.56 39 2 2 7 142.92 317.75 40 2 2 8 144.02 325.13 41 2 3 1 143.68 318.21 42 2 3 2 152.96 326.55 43 2 3 3 119.39 289.04 44 2 3 4 157.50 322.33 45 2 3 5 108.36 229.53 46 2 3 6 132.44 311.26 47 2 3 7 115.68 310.47 48 2 3 8 134.45 305.24 49 3 1 1 25.09 78.35 50 3 1 2 44.04 88.08 51 3 1 3 22.89 87.59
118
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 2 Obs e t r c d 52 3 1 4 43.64 92.61 53 3 1 5 23.60 89.45 54 3 1 6 26.46 99.48 55 3 1 7 15.70 85.42 56 3 1 8 31.55 78.06 57 3 2 1 70.09 96.70 58 3 2 2 27.49 61.85 59 3 2 3 24.52 72.79 60 3 2 4 79.13 63.96 61 3 2 5 21.78 81.96 62 3 2 6 17.84 66.87 63 3 2 7 37.60 66.47 64 3 2 8 22.39 87.19 65 3 3 1 44.81 47.75 66 3 3 2 16.66 41.73 67 3 3 3 13.61 60.70 68 3 3 4 51.61 35.93 69 3 3 5 9.50 54.20 70 3 3 6 9.38 32.75 71 3 3 7 19.08 32.93 72 3 3 8 12.27 49.84
proc print;
proc glm; by e;
class t;
model c d=t;
means t/tukey;
run;
Resultados de las pruebas mecánicas de compresión y dureza en las tres
especies de madera
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 3 ----------------------------------------------- e=1 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Información del nivel de clase Clase Niveles Valores t 3 1 2 3 Número de observaciones 24
119
120
o Resultados de la prueba ANOVA de compresión perpendicular en ramón Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 4 ----------------------------------------------- e=1 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: c Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 32155.77723 16077.88862 31.21 <.0001 Error 21 10817.92895 515.13947 Total correcto 23 42973.70618 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE c Media 0.748266 12.56604 22.69668 180.6192 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 32155.77723 16077.88862 31.21 <.0001 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 32155.77723 16077.88862 31.21 <.0001
121
o Resultados de la prueba ANOVA de dureza lateral en ramón
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 5 ----------------------------------------------- e=1 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: d Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 73183.7822 36591.8911 23.43 <.0001 Error 21 32794.5036 1561.6430 Total correcto 23 105978.2858 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE d Media 0.690555 9.612802 39.51763 411.0938 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 73183.78217 36591.89109 23.43 <.0001 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 73183.78217 36591.89109 23.43 <.0001
122
Resultados de la Prueba de Tukey de los datos de compresión perpendicular en ramón
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 6 ----------------------------------------------- e=1 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para c NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 515.1395 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 28.604 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 207.85 8 2 A A 205.14 8 1 B 128.88 8 3
123
Resultados de la prueba de Tukey de los datos de dureza lateral en ramón Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 7 ----------------------------------------------- e=1 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para d NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 1561.643 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 49.803 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 475.69 8 1 B 416.80 8 2 C 340.79 8 3
124
Resultados de la prueba ANOVA de compresión perpendicular en eucalipto Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 9 ----------------------------------------------- e=2 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: c Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 1743.431608 871.715804 2.69 0.0910 Error 21 6797.671487 323.698642 Total correcto 23 8541.103096 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE c Media 0.204123 14.42480 17.99163 124.7271 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 1743.431608 871.715804 2.69 0.0910 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 1743.431608 871.715804 2.69 0.0910
125
Resultados de la prueba ANOVA de dureza lateral en eucalipto Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 10 ----------------------------------------------- e=2 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: d Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 4727.89613 2363.94807 0.98 0.3913 Error 21 50572.47716 2408.21320 Total correcto 23 55300.37330 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE d Media 0.085495 15.31170 49.07355 320.4971 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 4727.896133 2363.948067 0.98 0.3913 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 4727.896133 2363.948067 0.98 0.3913
126
Resultados de la prueba de Tukey de los datos de compresión perpendicular en eucalipto
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 11 ----------------------------------------------- e=2 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para c NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 323.6986 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 22.675 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 133.058 8 3 A A 128.106 8 2 A A 113.018 8 1
127
Resultados de la prueba de Tukey de los datos de dureza Lateral en eucalipto Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 12 ----------------------------------------------- e=2 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para d NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 2408.213 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 61.847 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 335.16 8 2 A A 324.75 8 1 A A 301.58 8 3
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Resultados de la prueba ANOVA de compresión perpendicular en aile Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 14 ----------------------------------------------- e=3 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: c Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 962.671075 481.335537 1.54 0.2371 Error 21 6552.315088 312.015004 Total correcto 23 7514.986163 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE c Media 0.128100 59.64779 17.66395 29.61375 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 962.6710750 481.3355375 1.54 0.2371 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 962.6710750 481.3355375 1.54 0.2371
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Resultados de la prueba ANOVA de dureza lateral en aile Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 15 ----------------------------------------------- e=3 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Variable dependiente: d Suma de Cuadrado de Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F Modelo 2 7774.554508 3887.277254 37.02 <.0001 Error 21 2205.339675 105.016175 Total correcto 23 9979.894183 R-cuadrado Coef Var Raiz MSE d Media 0.779022 14.88181 10.24774 68.86083 Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F t 2 7774.554508 3887.277254 37.02 <.0001 Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F t 2 7774.554508 3887.277254 37.02 <.0001
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Resultados de la prueba de Tukey de los datos de compresión perpendicular en aile
Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 16 ----------------------------------------------- e=3 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para c NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 312.015 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 22.262 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 37.605 8 2 A A 29.121 8 1 A A 22.115 8 3
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Resultados de la prueba de Tukey de los datos de dureza lateral Sistema SAS 22:10 Thursday, December 9, 2012 17 ----------------------------------------------- e=3 ----------------------------------------------- Procedimiento GLM Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para d NOTA: Este test controla el índice de error experimentwise de tipo I, pero normalmente tiene un índice de error de tipo II más elevado que REGWQ. Alfa 0.05 Error de grados de libertad 21 Error de cuadrado medio 105.0162 Valor crítico del rango estudentizado 3.56463 Diferencia significativa mínima 12.915 Medias con la misma letra no son significativamente diferentes. Tukey Agrupamiento Media N t A 87.380 8 1 A A 74.724 8 2 B 44.479 8 3
