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GOBIERNO REGIONAL CUSCO

PER-INSTITUTO DE MANEJO DE AGUA Y MEDIO AMBIENTE - IMA

PROYECTO DE GESTION AMBIENTAL DE LA CUENCA DEL BAJO URUBAMBA

PROPUESTA DE FUNCIONAMIENTO DE UN LABORAORIO DE ANALISIS DE AGUAS Y RECURSOS

BIOLOGICOS EN LA ZONA DEL BAJO URUBAMBA. Blga. Patricia Salas Recharte

Cusco – Diciembre 2007

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INDICE Introducción Objetivos Objetivos Específicos Marco Legal Pag. 1.- Laboratorio de Análisis de Aguas y Recursos Biológicos. 5 Justificación 5 1.1.- Requisitos para la Apertura y Establecimiento del Laboratorio 5 1.2.- Infraestructura 5 1.2.1.- Características del Laboratorio 6 1.2.2.- Ubicación del Laboratorio 6 1.2.3.- Organización y Uso del Laboratorio 6 1.3.- Personal 7 1.4.- Normas de Bioseguridad 7 1.5.- Equipos y Materiales de Laboratorio 8 Material de Vidrio 9 Lavado y Esterilización de Material de Vidrio 9 Materiales de otra Naturaleza 9

1.6.- Equipos de Seguridad 9 Equipo de Protección Personal 10 Material de Limpieza 10 1.7.- Reactivos y Medios de Cultivo 10 Agua de Laboratorio 10 Reactivos y Medios de Cultivo 10 2.- Pasos para la Elaboración de un Plan de Toma de Muestra de Agua como evidencia en casos de Contaminación 10 Identificar los aspectos clave, problemas y causas de la preocupación 11 Elaborar un esquema de toma de muestras 11 Tomar muestras, realizar análisis y reportar los resultados 11 Toma de Muestras 11 Equipo Necesario 12 Cantidad de muestra necesaria 12 Procedimientos para la toma de Muestras 12 Toma de muestra de una corriente o depósito 13 Estabilidad de la Muestra 13 Etiquetado del Frasco 13 Como Manejar las Muestras 14 Almacenamiento de las Muestras 14 3.- Puntos de Muestreo 15 4.- Parámetros a medir en el Laboratorio de Aguas 16 4.1.-Análisis Fisicoquímico del Agua 17 4.1.1- Métodos por Instrumentos 17 Determinación de pH 17 Determinación de la Conductividad 17 Determinación de Sólidos Totales Disueltos 17 Determinación de la Salinidad 17 Determinación de la Temperatura 17 Materiales y Métodos 17

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4.1.2.- Métodos Volumétricos 18 Determinación de la Alcalinidad 18 Determinación de la Dureza 21 Determinación de Acidez 24 Determinación de Cloruros 25 4.1.3.- Métodos Ópticos 27 Determinación de la Turbiedad 27 Determinación de Nitritos 29 Determinación de Nitratos 30 Determinación de Metales Pesados 32 Determinación del Cobre Cu 32 Determinación del Hierro Fe 34 Determinación del Plomo Pb 36 Determinación del Cromo Cr 37 Determinación del Manganeso Mn 39 Determinación del Zinc Zn 41

Determinación de Sulfatos 43 4.1.4.- Determinación de Aceites y Grasa 44

4.1.5.- Determinación de Hidrocarburos 46 5.- Análisis Biológicos 48 Determinación por Instrumentación 48 Oxigeno Disuelto (O. D) 48 Demanda Bioquímica de Oxigeno (D.B.O) 48 Demanda Química de Oxigeno (D.Q.O) 48 6.- Análisis Microbiológicos del Agua 49 Análisis Microbiológicos para Coliformes Totales y Fecales 49 Método de los Tubos Múltiples para Coliformes Totales y Fecales 49 Medio de Cultivo para Coliformes Totales 49 Prueba Presuntiva 49 Medio de Cultivo: Caldo Lauril Sulfato Triptosa 49 Prueba Confirmativa 50 Medio de Cultivo: Verde de Brillante de Lactosa Bilis (Brilla) 50 Medio de Cultivo para Coliformes Fecales 51 Medio de Cultivo: EC 51 Prueba Complementaria 52. Agar EMB según Levin (agar –eosina-azul de metileno-lactosa sacarosa) 52 Agar MacCONKEY 52 Calculo y Registro del Numero mas Probable MNP 53 Método por el Filtro de Membrana para Coliformes Totales y Fecales 55 Medio de Cultivo para ColiFormes Totales 55 Medio de Cultivo: Agar Endo LES 55 Medio de Cultivo Para Coliformes Fecales: Caldo M-FC 57 Análisis Microbiológicos para Heterótrofos 58 Método por el Filtro de Membrana para Heterótrofos 59 Medios de Cultivo: Agar RHP 59 Método de la Placa Fluida 60 Medio de Cultivo: Agar NWRI 60 7.- Recursos Biológicos 62

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Identificación de Fitoplancton y Zooplancton 62 Índices para Determinar la Dinámica de Poblaciones 62 Metodologías para realizar un Inventario Rápido de Peces, Mamíferos Aves y Anfibios – Reptiles 63 Peces 63 Aves 64 Mamíferos 65 Anfibios y Reptiles 65 Insectos 66 Conclusiones Recomendaciones Bibliografía Anexos

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INTRODUCCION La diversidad de los ecosistemas selváticos tropicales terrestres y acuáticos, es de vital importancia para mantener la diversidad de especies presentes en estos, así como los múltiples procesos ecológicos; sin embargo todos estos procesos biológicos y ambientales se ven amenazados por las actividades que desarrollan las empresas extractoras y transportadoras de gas, empresas madereras, transporte fluvial y otros.

Actualmente los ecosistemas acuáticos en el Bajo Urubamba son los mas afectados por estas actividades alterando la calidad de los cuerpos hídricos, y en muchas ocasiones contaminándola con elementos nocivos.

Estos cuerpos de agua son de vital importancia no sólo por ser ecosistemas, ricos en biodiversidad acuática, sino también para las comunidades que habitan en las riberas de los ríos, donde se abastecen de éstos para satisfacer primordialmente su necesidad de alimentación, siendo la fuente importante los peces que se encuentran en los ríos y quebradas.

A fin de establecer medidas correctivas y preventivas para la conservación del ambiente y los recursos hídricos en el Bajo Urubamba, es necesario la instalación e implementación de un Laboratorio para el Análisis de Aguas y Recursos Biológicos, que permita su monitoreo. ya que al agua se le debe considerar un medio vivo, un sistema ecológico en equilibrio que presenta propiedades físicas, químicas y biológicas, necesarios de conocer, asi como sus cambios por acción antrópica. OBJETIVO Realizar una propuesta técnica para la implementación y funcionamiento de un laboratorio de análisis de aguas y recursos biológicos.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

• Definir parámetros de los análisis de agua a monitorear con sus metodologías respectivas.

• Proponer el lugar donde se ubicará el laboratorio. • Proponer los puntos de muestro para su monitoreo. • Proponer técnicas de monitoreo de recursos biológicos (relacionados a biomasa y

dinámica de poblaciones) MARCO LEGAL

DECRETO LEY Nº 17752 LEY GENERAL DE AGUAS (24/07/1969)

Las aguas, sin excepción alguna, son de propiedad del Estado, y su dominio es inalienable e imprescriptible. No hay propiedad privada de las aguas ni derechos adquiridos sobre ellas. El uso justificado y racional del agua, sólo puede ser otorgado en armonía con el interés social y el desarrollo del país.

DECRETO SUPREMO Nº 261-69-AP. Reglamento de los Títulos I, II y III del Decreto Ley Nº 17752”Ley General de Aguas” .

DECRETO SUPREMO Nº 41-70-AG. Complementación del Reglamento del Título III del D.L. Nº 17752”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 007-83-SA. Modifica Reglamento de la”Ley General de Aguas”.

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DECRETO SUPREMO Nº 007-88-SA. Actualizan las tarifas establecidas por Arts. 207° y 208° del Reglamento de la ”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 003-2003-SA Modifican artículo 82° del Reglamento de los Títulos I, II y III de la”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 274-69-AP/DGA. Reglamento del Título IV del Decreto Ley Nº 17752 ”Ley General de Aguas” DECRETO SUPREMO Nº 929-73-AG. Reglamento del Título VI del Decreto Ley Nº 17752”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 1098-75-AG. Reglamento del Título VII del Decreto Ley Nº 17752”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 473-71-AG. Reglamento del Título VIII del Decreto Ley Nº 17752 ”Ley General de Aguas” DECRETO SUPREMO Nº 939-73-AG. Reglamento del Título IX del Decreto Ley Nº 17752”Ley General de Aguas”. DECRETO SUPREMO Nº 495-71-AG. Reglamento del Título X del Decreto Ley Nº17752”Ley General de Aguas”. 1.- LABORATORIO DE ANALISIS DE AGUAS Y RECURSOS BIOLOGICOS.

JUSTIFICACION

La cuenca del Urubamba en estos últimos años se ve afectada por las actividades que realizan las diferentes empresas que operan a lo largo de ella, ocasionando alteraciones en los diferentes ecosistemas presentes en la zona; por tal motivo es importe la implementación de un laboratorio de análisis de aguas y recursos biológicos, con la finalidad de monitorear la calidad de las aguas y vigilar sus recursos.

1.1.- REQUISITOS PARA LA APERTURA Y ESTABLECIMIENTO DEL LABORATORIO.

Los trámites de apertura y establecimiento DEL LABORATORIO, se realizarán en el Ministerio de Salud, ( Anexo Nº 01)

Para que un laboratorio tenga acreditación, los tramites se realizan en el INDECOPI

1.2.- INFRAESTRUCTURA El laboratorio de análisis de aguas debe contar con 4 ambientes separados y servicios higiénicos.

• Un ambiente pequeño para la recepción de muestras: • Un ambiente para el laboratorio de aguas: • Un ambiente para el lavado y esterilización de material • Un ambiente para el almacén

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1.2.1.- Características del Laboratorio

• El laboratorio debe ser localizado en un ambiente limpio bien ventilado e iluminado, libre de polvo, de corrientes de aire, con temperatura y humedad controlada

• Los pisos deben ser lavables, resistentes y mantenerse desinfectados, limpios y libres de objetos salientes en los que pueda tropezar el personal. Los mismos deben mantenerse secos y si están encerados se debe utilizar cera antideslizante; de igual manera las paredes lisas y de fácil limpieza

• Puertas y ventanas, deben ser de cierre hermético, que permitan una presión de aire ligeramente positivo.

• En cuanto a las instalaciones eléctricas, se debe revisar las conexiones, tomacorrientes que sean adecuados de acuerdo al requerimiento de cada uno de los equipos y suficientes tomas de energía eléctrica y puesta a tierra.

• Suministro de agua, suficientes lavaderos con agua caliente y fría, para la distribución del agua, las tuberías deben ser de acero inoxidable u otro material no tóxico.

• Las mesas de trabajo a una altura conveniente, de preferencia deben ser de acero inoxidable, amplias y de superficies lisas y lavables para procesar muestras.

• Los ambientes deben poseer armarios, cajones y estantes para proteger a los materiales limpios esterilizados, medios y reactivos.

• El ambiente de recepción de muestras debe de contar con un escritorio sillas, una mesa pequeña para colocar las muestras, una computadora e impresora, archivadores y material de escritorio.

• El laboratorio debe tener un grupo electrógeno. • El laboratorio debe de contar con una planta de tratamiento de residuos sólidos

y líquidos ya que se trabajará con reactivos contaminantes y estos no pueden ser eliminados al río directamente (el tamaño dependerá de la cantidad de muestras que se procesen)

• Ventilación natural o mecánica controlada.

1.2.2.- Ubicación del Laboratorio

Las instalaciones del Laboratorio de Análisis de Aguas y Recursos Biológicos debe ser ubicado en la Comunidad Nativa de Camisea como primera opción y la Comunidad Nativa de Shivancoreni como segunda alternativa.

Se proponen estas dos comunidades por que a partir del próximo año, contarán con fluido eléctrico durante las 24 horas.

1.2.3.- Organización y Uso del Laboratorio

• .Todos los equipos deben ser inventariados y localizados en un lugar apropiado. • .Los colorantes y reactivos de uso continuo, deben ser revisados en su calidad y

cantidad, después de cada cierto periodo de tiempo. • .Las pipetas usadas en el análisis deben ser descartadas a un vaso de precitación o a

un frasco de base ancha que contenga agua y desinfectante • .No se bebe abandonar el material limpio ni contaminado en las mesas de trabajo,

estos deben colocarse en el lugar que le corresponde.

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• .Finalizando el trabajo, limpiar las mesas con desinfectante y los materiales desechables deben ser descartados en un lugar apropiado en bolsas se plástico.

1.3.- PERSONAL

El laboratorio de análisis de aguas y recursos biológicos debe de contar con el personal necesario en número y tener las calificaciones para desarrollar las funciones y responsabilidades correspondientes.

Dadas las características y la naturaleza del trabajo realizado por un laboratorio, es importante destacar que todo personal involucrado debe mantener confidencia en las informaciones y resultados.

Se requiere:

a) Permanentemente

• Un Biólogo (análisis microbiológico). • Un Ingeniero Químico (análisis físico-químico del agua) • b) Eventuales • Para realizar los monitoreos de los recursos biológicos se requerirá

profesionales biólogos de las diferentes áreas ( peces, mamíferos mayores y menores, aves, insectos, Anfibios y otros).

1.4.- NORMAS DE BIOSEGURIDAD

Cuando se trabaja en un laboratorio de análisis de aguas y recursos biológicos, hay que tomar ciertas precauciones, ya que pueden existir microorganismos patógenos y también se trabaja con reactivos nocivos que puede significar un riesgo para la salud. Es indispensable cumplir con ciertas normas de seguridad como:

1.-Usar siempre elementos de seguridad personal; como .guarda polvo, guantes, lentes, dentro del laboratorio. 2.-No se debe comer, fumar, beber, guardar alimentos en el área del laboratorio. 3.- Lavarse las manos cuidadosamente con agua y jabón antes de ingresar y abandonar el laboratorio 4.- Antes de cada trabajo, limpiar el área y las mesas con un desinfectante 5.-Siempre usar la técnica de asepsia estricta y esterilizar los materiales antes y después de su uso. 6.-Nunca pipetear con la boca, usar una bombilla de goma. 7.-Dejar el área de trabajo en perfecto orden al momento de retirarse. 8.-Los equipos deben ser inspeccionados periódicamente por personal especializado para mantenimiento preventivo.(registrar los hallazgos) 9.-En caso de que se quiebre frascos, tubos o placas con material contaminado, se debe proceder inmediatamente a desinfectar el lugar contaminado. Cuando se preparan soluciones cáusticas, corrosivas e inflamables, se bebe realizar bajo una campana extractora o cubriendo el rostro con una máscara, contar con cartillas de seguridad para cada reactivo y medio de cultivo. 10.-Verificar que las llaves del gas y el suministro de agua estén cerrados y revisar que los equipo excepto incubadora y refrigeradora estén apagados y desconectados. 11.-Las autoclaves consideradas como equipos de alto riesgo, deben contar con una hoja técnica adecuada y válvula de alivio, además deben estar ubicadas en un ambiente separado del laboratorio donde labora el personal.

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13.-Si se trabaja con aguas contaminadas el personal del laboratorio debe ser vacunado contra la tifoidea y tétano 14.-Reportar inmediatamente cualquier accidente. 15.-El laboratorio debe tener un botiquín de primeros auxilios con los elementos

necesarios 16.-Cada laboratorio debe tener una copia de un manual de seguridad e instrucciones para tratamientos de emergencias, para brindar los primeros auxilios en caso de accidentes. 1.5.- EQUIPOS Y MATERIALES DE LABORATORIO Equipos.

• Refrigerador.- un laboratorio de análisis de aguas debe disponer de un refrigerador manteniendo la temperatura de 4 grados centígrados, para almacenamiento y conservación de muestras y reactivos.

• Autoclave.- es esencial para esterilizar la mayoría de los soportes microbiológicos. Este es capaz de mantener una temperatura interna de 121 Cº bajo una presión de 15 libras, ha de estar equipado con un termómetro de calibrado para medir la temperatura dentro de la cámara de esterilización con un manómetro de presión y con válvulas de seguridad directamente conectadas al tubo de suministro de vapor saturado y ha de ser capaz de alcanzar la temperatura deseada en 30 minutos.

• No es recomendable utilizar una autoclave vertical ni una olla a presión, por las dificultades para ajustar y mantener la temperatura de esterilización y los posibles riesgos que conlleva su uso.

• Incubadora.- Las incubadoras deben de mantener una temperatura constante en todo momento y en todas las zonas.

• Balanzas.- se utilizará balanzas con una sensibilidad de almenos 0,1g para cargas de 150g y pesas adecuadas. Para pesar cantidades pequeñas (inferiores a 2g) se utilizarán balanzas analíticas con una sensibilidad de 1 mg para una carga de 10g.Las mas recomendadas son las balanzas de pesada rápida y de un solo plato.

• Baño Maria.-Los baños Maria termo controlados deben emplearse en todos los casos en que la temperatura tenga que mantenerse dentro de un margen de tolerancia de 0 a 1 C, La tapa del baño María bebe estar bien ajustado para impedir una excesiva evaporación de la humedad.

• Horno.- El horno de aire caliente se emplea para esterilizar la mayoría de los instrumentos de vidrio del laboratorio. Debe de ser de tamaño suficiente para evitar el hacinamiento; ha de ser capaz de proporcionar temperatura uniforme y debe ir equipado con un termómetro calibrado que registre con precisión temperaturas comprendidas entre 160º y 180º C

• Balanza.- El laboratorio debe constar con dos balanzas de carga superior, una de ellas con una capacidad de 2000g y una sensibilidad de 0.1g y la otra con una capacidad de 100 -200 g. y una sensibilidad de 1mg.

• Espectrofotómetro.-Es un instrumento que permite medir la intensidad de la luz transmitida; se utiliza mucho en análisis químicos.

• Medidor de pH..-se utilizarán instrumento electrónicos, de una exactitud de al menos de 0.1 unidades de pH, para determinaos valores de pH.

• Destilador de Agua.

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• Cámara de Flujo laminar.- La cámara de flujo laminar horizontales y verticales nos permite obtener una zona estéril y esta compuesta de una cámara de acero inoxidable, lámparas fluorescentes y luz de rayos ultravioleta. Su principal función es de proteger de la contaminación al operador, producto y medio ambiente.

• Centrífugas.- aparato diseñado para acelerar la separación de partículas de sólidos suspendido en líquidos.

• Filtro de Membrana.- se utilizara embudos de filtración y soportes de membrana de acero inoxidable sin costuras, vidrio o plástico resistente al autoclave, que no tengan fugas ni sufran corrosión. Son aceptables los equipos de laboratorio de campo , pero son necesarios equipos y procedimientos normalizados para la filtración en el laboratorio

• Agitador Magnetito.- aparato diseñado para agitar las mezclas de los diferentes reactivos y medios de cultivo.

• Termómetro • Microscopio • Sistema de filtros

Material de Vidrio Para uso general en el laboratorio el material más adecuado es el de vidrio de borosilicato muy resistente. Existen vidrios especiales con características tales como alta resistencia al ataque por álcalis, bajo contenido de boro u opacidad. Se utilizarán material de vidrio para volumetría y de uso frecuente en un laboratorio de agua. ( Anexo Nº 02) Lavado y Esterilización de Material de Vidrio Se lavará cuidadosamente todo el instrumental de vidrio con un detergente adecuado y agua caliente, se enjuagará con agua caliente para eliminar todos los residuos del compuesto lavado y por ultimo, se enjuagará con agua pura de laboratorio (agua destilada). Materiales de otra Naturaleza Mechero Bunsen Luz fluorescente Encendedor eléctrico, de bencina, gas ó fósforo Asas y agujas de siembra Espátulas de metal o cucharas Canastillas, cestos de metal o gradillas Hornilla eléctrica. Pinzas, tijeras, cuchillo Bombilla de goma para pipetas Culer con gradillas metálicas para llevar las muestras. Papel kraff, aluminio, toalla e higiénico Algodón, gasa 1.6.- EQUIPOS DE SEGURIDAD Equipo de Laboratorio a) Extintores.- a menudo se recomiendo la instalación de extintores multiusos en los laboratorios. Hay que comprobar que los extintores se revisan y recargan de forma periódica.

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b) Envases de Seguridad.-Los envases de seguridad están diseñados para minimizar las consecuencias de un accidente o para evitar la diseminación de materiales peligrosos. Se utilizan para transportar productos químicos, sobre todo ácidos y álcalis concentrados, Para disolventes inflamables, emplease envases sometidos a controles de calidad por los organismos pertinentes.

c) Instalaciones de Almacenamiento.-Para guardar los materiales de laboratorio, hay que conocer sus propiedades así como las consecuencias de accidentes tales como derrames, explosión o fuego. Por lo general no debe almacenarse grandes cantidades de reactivo en las áreas de trabajo, sino utilizar envases mas pequeños que sólo contengan lo suficiente para el trabajo diario o semanal. Evítese la mezcla, en caso de accidente, de productos químicos que puedan combinarse dando lugar a compuestos explosivos, inflamables o peligrosos; para ello deberán almacenarse por separados, los materiales peligrosos en un recinto con recipientes específicos.

d) Equipos de vertidos de sustancias.- La zona de almacenamiento y de trabajo debe disponer de equipo para el vertido de productos químicos; estos equipos pueden comprarse o prepararse en el laboratorio, utilizar equipos de tamaño adecuado para las cantidades utilizadas de ácido, base y disolventes.

e) .Avisos de Seguridad en las paredes.- Colocar en un lugar central para informar de las sustancias peligrosas existentes en el laboratorio.

Equipo de Protección Personal El equipo y materiales de protección personal están constituidos por: guardapolvos, Mascarillas, gafas de protección y guantes de goma pueden; utilizarse para manipular líquidos peligrosos y lavado de materiales de vidrio; los de cuero, para los materiales radioactivos, y los quirúrgicos para el material patógeno. Material de Limpieza Detergentes Desinfectantes Escoba Recogedor Tachos de basura Franelas para el limpiado de mesas 1.7.- REACTIVOS Y MEDIOS DE CULTIVO Agua de Laboratorio. Para la preparación de los reactivos y medios de cultivo, se utilizará únicamente agua destilada o desmineralizada, que haya sido analizada y que no presente trazas de metales disueltos ni de compuestos bactericidas o inhibidores.

Reactivos y Medios de Cultivo (Anexo Nº 03) 2.- PASOS PARA LA ELABORACIÓN DE UN PLAN DE TOMA DE MUESTRA DE AGUA COMO EVIDENCIA EN CASOS DE CONTAMINACIÓN

Los pasos pueden diferir entre sí en consideración de las características particulares de cada caso. No obstante, existen algunos pasos básicos que son los más pertinentes o adecuados en la mayoría de los casos. A continuación, presentamos los principales:

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Identificar los aspectos clave, problemas y causas de la preocupación Consultar a los representantes de los diferentes grupos de interés, incluyendo a los pobladores Definir el área que va a abarcar el análisis del agua de acuerdo a las dimensiones del problema (por ejemplo: ubicación de los puntos de descarga de contaminantes; detección del área en que aparecen de manera patente o visible las manifestaciones de la contaminación, ubicación de las poblaciones, entre otros). Identificar los problemas de acuerdo a las referencias que se obtenga en los dos puntos anteriores y establecer prioridades para los parámetros a evaluar. Elaborar un esquema de toma de muestras Comenzar, por ejemplo, con la elaboración de un mapa de la localidad o del curso del cuerpo de agua de donde se va a tomar la muestra. Identificar la ubicación de los posibles puntos de descarga de contaminantes, poblaciones afectadas, entre otros. Es importante consultar con representantes de los grupos de interés, incluyendo a los consumidores. Es útil informarse sobre los factores que afectan tanto la fuente de descarga como el cuerpo receptor y que pueden influir en los resultados de los análisis. Tomar muestras, realizar análisis y reportar los resultados Asegurarse de contar con personal adiestrado técnicamente, para la toma de muestras y su manipulación Asegurarse de la validez de los resultados de laboratorio (comparar con otros lugares o circunstancias similares). En algunos casos, será necesario realizar análisis complementarios para asegurar la validez y confiabilidad de los resultados. Organizar los sistemas de registro, archivo y comunicaciones. Retroalimentar a los grupos de interés (comunidades, gobiernos locales, entidades públicas y privadas) con los resultados de los análisis y conseguir el compromiso de las mismas para buscar y encontrar soluciones al problema. Toma de Muestras Ningún análisis de laboratorio tiene sentido si la muestra tomada no es representativa del agua que se está examinando. La falta de cuidado en tomar las medidas necesarias para preparar una muestra, puede alterar por completo los resultados de un análisis. Es muy raro que los resultados de una sola muestra sean suficientes para determinar el grado de contaminación del agua por lo general, es necesario tomar duplicado o triplicado. Pero deben ser paralelos a las otras muestras y los otros análisis (una muestra, en muchos casos, complementada con el análisis de otros indicadores, dependiendo de cada caso).

Es pertinente subrayar el hecho que el propósito de este documento es brindar pautas generales para la mejor y fácil manera de tomar una muestra y manejar la prueba hídrica en casos de contaminación. El posterior análisis de las muestras se realizará en laboratorios calificados y compete a los laboratoristas la responsabilidad de hacerlo profesionalmente. Un aspecto fundamental para el personal a cargo de la toma de muestra: Cuanto más alto sea el nivel profesional o capacitación del personal a cargo de la recolección de las muestras, tanto mayor será la seguridad y credibilidad que tendrá el resultado del análisis como evidencia de contaminación. En la mayoría de casos, es necesario y oportuno llevar a cabo un entrenamiento del personal; este entrenamiento lo debe

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realizar personas versadas en el tema. Las actualizaciones periódicas aseguran o refuerzan el conocimiento y se pueden conocer nuevas técnicas. Es importante tener en cuenta que, en algunos casos, es necesario tomar medidas especiales para dotar al personal con el conocimiento y las medidas necesarias para protegerlo en la manipulación de muestras contaminadas (por ejemplo, en el caso de epidemias e indicios de la presencia de agentes patógenos potencialmente peligrosos -entre otras sustancias perjudiciales para la salud-) o en el manejo de muestras con sustancias tóxicas, cancerígenas, corrosivas, volátiles, reactivas, etc. Equipo Necesario Las muestras de agua para análisis químicos y/o físicos, deben ser tomadas en frascos de vidrio neutro y de plástico de polipropileno o policarbonato (esterilizables en autoclaves) de boca ancha, limpia e incolora, con tapas herméticas igualmente limpias. Generalmente, los frascos para los análisis químicos y físicos no necesitan ser estériles, pero deben estar bien limpios. Lávelos con un detergente adecuado y enjugarlos 3 a 5 veces en agua destilada para remover los residuos y olores. Para el caso de análisis microbiológico debe recordarse que si es preciso esterilizar los frascos y tapas. También se deben seguir pautas precisas para la toma de las muestras, su manipulación y su transporte. En el caso de análisis microbiológicos, las muestras deben ser analizadas en un plazo máximo de 24 horas después de tomadas También para las de análisis físicos y químicos. Es necesario contar con cajas herméticas (Kuler) que guarden las muestras a una temperatura adecuada (4-8 °C). De no ser así, los resultados de los análisis microbiológicos, físicos, químicos, pueden verse alterados por efecto de la temperatura. Es mejor usar “hielo sintético” (baterías que se congelan) y no hielo normal, para evitar la presencia de agua derretida. Cantidad de muestra necesaria La cantidad de muestra necesaria puede variar mucho, dependiendo tanto del tipo de contaminante como de la metodología y técnica analítica empleada por el laboratorio. Por lo general, por punto de toma de muestra, se necesitan aproximadamente 4 litros de muestra para realizar un análisis completo físico y químico y un mínimo de 250 ml (¼ de litro) para análisis microbiológicos. . (Anexo Nº 04) Procedimientos para la toma de muestras La toma de muestras para análisis químico y físico del agua sigue, básicamente, el mismo proceso que para el análisis bacteriológico, con la diferencia que para este último se debe contar con frascos estériles y los frascos para el análisis fisicoquímico se deben enjuagar con agua destilada. Al hacer la toma de muestra para el análisis bacteriológico se deja un espacio aéreo en el frasco (al menos 2.5cm) para facilitar la mezcla por agitación, antes de proceder al análisis y p ara el Fisicoquímico llene la frasco completamente y cierre bien la tapa inmediatamente en ambos casos. Los análisis se deben realizar tan pronto como sea posible, y no deben retrasarse más de 24 horas en el caso de los análisis microbiológicos y parasicológicos, ni más de 72 horas en el caso de los análisis físicos y químicos. En tanto sea posible, las muestras deben guardarse entre 4-8 °C durante el almacenamiento y transporte.

Cuando se toman varias muestras en un mismo lugar y al mismo tiempo, se deben tomar las muestras para análisis bacteriológico primero, para evitar contaminarlas con el

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equipo no esterilizado. En ambos tipos de toma de muestra, las principales consideraciones son las mismas: obtener muestras representativas de agua sin contaminarlas, cerrar muy bien los envases o frascos y llevarlos rápidamente al lugar donde se realizará el análisis. Toma de muestra de una corriente o depósito Las muestras deben ser recogidas del centro (en puntos alejados de las orillas) del cauce del río, riachuelo o depósito, con la boca del frasco orientado hacia la corriente –en caso de ríos, riachuelos, arroyos. Si la muestra es tomada desde una embarcación, tome la muestra desde el lado de la embarcación que esté situado contra la corriente, esto es: donde la corriente choca contra la embarcación.

1. Remueva la tapa del frasco, teniendo cuidado de no tocar la parte interna ni el cuello del mismo.

2. Sostenga el frasco desde la parte inferior. Con la boca del frasco contra la corriente, sumerja el frasco con el cuello hacia abajo, dentro del cauce del riachuelo o río.

3. Incline el frasco hasta que el cuello del mismo apunte ligeramente hacia arriba, con la boca del mismo apuntando a la corriente. Deje que el frasco se llene.. No permita que entren salpicaduras dentro del frasco.

4. Si no es posible hacer la toma de esta forma, se coloca un peso en la base del frasco y se sumerge en el agua En cualquier caso se deberá evitar el contacto con la orilla o lecho de río, pues de lo contrario el agua puede ensuciarse. tape el frasco cuidadosamente.

5. Etiquete el frasco inmediatamente.

La persona que toma las muestras no debe usar crema, repelente contra insectos, etc. al tomar muestras para análisis físico-químico (por ejm. pesticidas). Estabilidad de la Muestra

Las concentraciones de los agentes nocivos que se van a determinar en una muestra pueden alterarse durante el lapso que transcurre entre el momento del muestreo y el momento del análisis, como consecuencia de:

a. contaminación externa durante la toma de muestra, b. contaminación causada por el recipiente, o c. por procesos químicos, físicos o biológicos dentro de la muestra.

Si no se toman las precauciones adecuadas pueden producirse errores graves. Por ello, deben tomarse en cuenta los métodos uniformes recomendados para evitar la contaminación causada por el recipiente y reducir al mínimo la modificación de las concentraciones de agentes nocivos durante el almacenamiento y transporte. Debe recordarse que, el método de preservación de la muestra con frecuencia está determinado por el método de análisis que se emplea. Para evitar complicaciones, deben realizarse pruebas para verificar que la concentración de la sustancia en cuestión no se modifica considerablemente en el período entre la toma de muestra y su análisis. (Ver Anexo Nº 04) Etiquetado del Frasco Todas las muestras deben tener una etiqueta que las identifique, la cual debe ser colocada inmediatamente después de ser recolectada la muestra La información en la etiqueta debe incluir:

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1.- Número de la muestra (se trata de un número correlativo) del muestreador y/o del laboratorio. Es muy importante darle la debida atención para que no haya lugar a confusión. 2.- Tipo de análisis a realizar: bacteriológico, físico, químico, otros. 3.- Nombre del lugar preciso donde se tomó la muestra incluyendo: 4.- Ubicación exacta del lugar (si se puede georeferenciar, es ideal). 5.- Temperatura del agua al momento de la toma de muestra (existen aparatos que

miden, simultáneamente, la temperatura, el pH y el oxígeno disuelto. Son datos muy útiles si se toman en el lugar mismo).

6.- Fecha y hora de la toma de muestra. Con respecto a la etiqueta, es importante recomendar que se llenen con lápiz, plumón indeleble o crayón graso. el uso de tientas no es recomendable porque pueden borrarse o disolverse. Además, es importante anotar en una hoja, complementaria a la etiqueta, algunos datos tales como:

• Número de la muestra (que debe ser el mismo que aparece en la etiqueta). • Nombre de la persona que realizó la toma de muestra y persona o entidad

responsable de solicitar los análisis. • Observaciones y comentarios para cada caso en especial tales como:

Si la muestra ha sido tomada de un río o riachuelo, especificar datos tales como: profundidad a la cual se ha tomado la muestra. Si la muestra se ha tomado desde una embarcación, indicar de qué tipo de embarcación y posibles fuentes de contaminación Si la muestra proviene de un manantial, especificar si la muestra ha sido tomada directamente del manantial o de alguna fuente recolectora (de ser este último el caso, especificar el material del que está hecha la fuente recolectora)

Como Manejar las Muestras Para el caso del manejo de la muestra existen 4 principios básicos que no se pueden olvidar: mantener en sitio oscuro; mantener en ambiente frío; llevar rápido para su análisis; cuidar la limpieza en todos los momentos. Las muestras para análisis deben ser colectadas cuidadosamente para asegurar que sean técnicamente representativas de la fuente de agua analizada. Debe garantizarse que no se contaminen durante su recolección (ya sea por otras fuentes o por la misma persona que toma la muestra). Para ello, es importante mantener el frasco cerrado hasta el momento mismo de la toma de la muestra. Es muy importante tener mucho cuidado con no tocar el interior del frasco ni el cuello o la tapa del mismo durante su manipulación. Se debe preparar las etiquetas anticipadamente, para que se puedan emplear inmediatamente después de la toma de las muestras para identificar claramente cada una de ellas . Almacenamiento de las Muestras Durante el período de almacenamiento de una prueba, se pueden dar importantes cambios en su contenido microbiológico, físico y químico. Para tener un análisis correcto del agua, las muestras para análisis fisicoquímico (Anexo Nº 04) y microbiológico deben ser analizadas dentro de las 24 horas posteriores a la toma de la muestra. Cuando se usan equipos portátiles (“kits”) en el campo, es posible realizar el análisis de las muestras dentro del plazo de una hora desde la toma de la muestra, Si las muestras deben ser transportadas a otro lugar, muchas veces es imposible analizarlas

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pronto. Por lo tanto, éstas deben ser almacenadas cuidadosamente y ser transportadas de manera tal que, al momento del análisis, desde el punto de vista técnico y científico, se pueda garantizar que aún son representativas de la fuente de agua sujeta del análisis. La temperatura de almacenamiento debe ser, preferiblemente entre 4 y 8 °C, para mantener su estado y no facilitar procesos naturales que la alteren. Se debe llevar un registro del tiempo y de la temperatura de almacenamiento.

3.- PUNTOS DE MUESTREO Se propone muestrear los siguientes puntos georeferenciados:

Pongo: 441m de altura, 18L 0737247, UTM 8648254 Malvinas: 372 m de altura, 18L 0723470, UTM 8690852 C.N. Camisea: 365m de altura, 18L 0723921, UTM 8704014 Microcuenca del rió Picha: 332m de altura, 18L 0704837, UTM 8718316 C.N Kirigueti: 325m de altura, 18L 0703685, UTM 8720366 C.N. Nuevo Mundo: 317m de altura, 18L 0703775, UTM 8722730 Afluente Witicaya: 307m de altura, 18L 0703222,.UTM 8728398 Afluente Paquiria: 295m de altura,,18L 0717037, UTM 8734828 C.N. Nueva Luz: 304m de altura, 18L, 0715216, UTM 8733670 CN. Miaria: 219m de altura, 18L, 0718781, UTM 3508750 Sepahua: 266m de altura, 18L, 0713423, UTM 8767898

Se propone estos puntos para realizar el análisis y el monitoreo constante de esta agua, ya que a partir del centro operador de la Plus Petrol de las Malvinas hasta la Población de Sepahua (departamento de Ucayali) hay un trafico intenso de los botes de las diferentes empresas que operan en el Bajo Urubamba, además en caso de derrames estas aguas son vulnerables a ser contaminadas como lo que sucedió en la microcuenca del Río Picha. A todo esto se debe indicar que a partir del próximo año en el mes de Abril, la empresa Petro Bras empieza con las exploraciones de gas en la zona de Kirigueti.

Es importante mencionar que a lo largo de toda la cuenca existe poblados de las diferentes comunidades nativas, como también una diversidad de ecosistemas y de especies como: mamíferos, aves, anfibios, peces, insectos y otros, en donde el agua es un recurso indispensable para su supervivencia y si estos cursos de aguas se ven afectados tendrá consecuencias negativas como la alteración y perdida de los diferentes ecosistemas y consecuentemente desaparición de muchas especies presentes en la zona como también afectara en la salud de los diferentes pobladores.

Realizar el análisis y monitoreo de los recursos hídricos en el Pongo es importante, ya que en este punto, las diferentes actividades es en menor grado a comparación de los demás puntos.

Los puntos de muestro deben ser en toda la cuenca del alto, medio y bajo Urubamba, Además de los puntos ya propuestos y se debe de acudir de inmediato en casos derrames por accidente.

Se recomienda que el monitoreo de la calidad de las aguas deben ser una vez por mes, y de los recursos biológicos, por lo menos 2 veces la año, en tiempo de lluvias y de Secas

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4.- PARAMETROS A MEDIR EN EL LABORATORIO DE AGUA

Análisis Fisicoquímico

• Determinación Temperatura • Determinación pH • Determinación Salinidad • Determinación Turbiedad • Determinación Conductividad • Determinación Alcalinidad • Determinación Cloruros • Determinación Acidez • Determinación TDS (Total Sólidos Disueltos) • Determinación Dureza • Determinación Sulfatos • Determinación Nitratos • Determinación Nitritos • Determinación Aceites y grasas • Determinación de Hidrocarburos • Determinación Metales pesados (Cu, Cr Fe Mn, Pb, Zn) Biológico

• Oxigeno Disuelto OD • Demanda Química de oxigeno DQO • Demanda Bioquímica del Oxigeno DBO Microbiológico

• Coliformes totales y fecales • Heterótrofos

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4.1.-ANALISIS FISICOQUIMICO DEL AGUA 4.1.1- METODOS POR INSTRUMENTOS Son análisis de lectura directa mediante el uso de equipos o instrumentos y para la confiabilidad de los resultados de este método es esencial que los instrumentos estén calibrados y que se compruebe con frecuencia y comparados regularmente con un método patrón o con resultados de análisis simultáneos. Bajo este tipo de análisis se determinan los siguientes patrones de: pH, conductividad, sólidos totales disueltos, salinidad, temperatura.

Determinación de pH. El pH es una medida de la concentración de iones de Hidrógeno en el agua, fuera del rango normal de 6 a 9 pueden ser dañinas para la vida acuática (por debajo de 7 son ácidas y por encima de 7 son alcalinas). Estos niveles de pH pueden causar perturbaciones celulares y la eventual destrucción de la flora y fauna acuática. Determinación de la Conductividad.

La conductividad de una muestra de agua es una medida de la capacidad que tiene la solución para transmitir corriente eléctrica.

Esta capacidad depende de la presencia, movilidad, valencia y concentración de iones, así como de la temperatura del agua.

Determinación de Sólidos Totales Disueltos.

Los Sólidos Totales Disueltos (STD) constituyen una medida de la parte de sólidos en una muestra de agua que pasa a través de un poro nominal de 2,0 µm (o menos) en condiciones específicas.

Determinación de la Salinidad.

La salinidad es el contenido de sal disuelta en un cuerpo de agua. Dicho de otra manera, es la concentración de sal que hay en el agua y puede ser expresada en partes por millón (ppm) La salinidad es un factor ecológico de alta importancia, influenciando mucho sobre los tipos de organismos que podrán vivir en esos cuerpos de agua

Determinación de la Temperatura.

La lectura de la temperatura se utiliza en el cálculo de diversas formas de alcalinidad, en estudios de saturación y estabilidad respecto al carbonato de calcio, cálculo de la salinidad y en operaciones generales de laboratorio, en estudios limnológicos que requieren conocer la temperatura del agua en función a la profundidad. La temperatura elevada con secuencia de descargas de agua calentada, puede tener un impacto ecológico significativo. A menudo la identificación de la fuente hídrica como en los manantiales profundos, sólo es posible efectuando medidas de temperatura Materiales y Métodos Equipo Multíparamétrico. Para el uso y procedimiento del método seguir con las recomendaciones del fabricante. Flujograma para Análisis por Instrumentos (Anexo Nº 05)

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4.1.2.- METODOS VOLUMETRICOS Son análisis realizadas en volumen determinado de muestra que contiene un reactivo determinado el cual al virar de color indica que la titulación ha terminado, estos métodos son aplicados ha ácidos, los cuales son neutralizados por bases estandarizadas y de manera opuesta. También se determina bases titulando con ácidos estandarizados, es decir se cumple con el proceso de neutralización Por este método se realiza la lectura de los parámetros de: Alcalinidad, dureza total, dureza Cálcica, acidez y cloruros (Ver Anexo Nº 06) DETERMINACION DE LA ALCALINIDAD En las aguas naturales, o sea en aquellas que no han sufrido tratamiento alguno, los bicarbonatos representan generalmente la alcalinidad, desde que son formados en considerable cantidad por acción del CO2 sobre materiales básicos del suelo. Para los propósitos de la presente norma técnica peruana se aplica las siguientes definiciones. pH de Punto Final: Cuando se debe solamente al contenido total de carbonatos (CO3) y bicarbonatos (HCO3), el pH en el punto de equivalencia de la titulación, es determinado en función de la concentración de dióxido de carbono La concentración de dióxido de carbono a su vez, de las especies totales de carbonato presentes originalmente y de cualquier pérdida que pueda haberse producido durante la titulación. Como puntos de equivalencia para las concentraciones de alcalinidad correspondientes en mg CaCO3/L, se sugieren los valores de pH que se expresa. Tabla Nº 01 –Valores de pH de Punto Final pH de Punto Final

Condiciones de la medición

Alcalinidad total

Alcalinidad de Fenoptaelina

Alcalinizad en mg CaCO3 /L:

30 150 500

4,9 4,6 4,3

8,3 8,3 8,3

Silicatos y Fosfatos, Conocidos o supuestos

4,5 8,3

Análisis habituales o automatizados

4,5 8,3

Residuos Industriales o sistemas complejos

4,5 8,3

Fuente: Norma Técnica Peruana Alcalinidad de Fenolftaleina.-Término para designar la alcalinidad medida en mg/L de CaCO3 mediante titulación a pH 8,3 independiente del indicador de color que se emplea para su determinación. Para este efecto se puede usar el indicador de fenoptaelina o púrpura de metacresol

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Alcalinidad Total.- Término para designar la alcalinidad medida en mg/L de CaCO3 mediante titulación a pH 8,3 3 y pH 4,5. Las variaciones de color producidas por los indicadores como fenoptaelina o púrpura de metacresol (a pH 8,3), verde de bromocresol y rojo de metilo o anaranjado de metilo (a pH 4,5) conceden utilidad a estos indicadores la determinación de alcalinidad. Materiales y Métodos Equipo titulador Vaso de precipitación Agitador magnético Pipetas volumétricas de 1,3,5, 10,20, 25 y 50ml Frascos volumétricos de 1,000, 200 y 100ml. Buretas de vidrio borosilicato de 50, 25 y 10ml. Balanza analítica con precisión de 0,001mg Método Volumétrico Principio La alcalinidad es una medida de la capacidad del agua o un medio acuoso para neutralizar la acidez de los iones hidrógenos. La alcalinidad del agua se debe principalmente al contenido de carbonatos, bicarbonatos e hidróxido, por lo cual se considera una indicación de la concentración de estos componentes, pero también puede incluir contribuciones de boratos, fosfatos, silicatos y otras bases. Interferencia Los jabones, las materias grasas y los sólidos en suspensión o precipitados pueden recubrir el electrodo de vidrio y causar una respuesta retardada. Dejar un tiempo adicional entre las adiciones del reactivo para permitir que el electrodo recupere el equilibrio, o limpiar éste, según sea el caso. No se debe filtrar, diluir, concentrar o alterar la muestra Reactivos Agua para diluciones Carbonato de Sodio´ Ácido sulfúrico o ácido clorhídrico concentrado Indicador de Verde de Bromocresol Indicador de Rojo de Metilo Indicador Púrpura de metacresol Indicador Anaranjado de Metilo Indicador de Fenolftaleina I Tiosulfato de Sodio Solución patrón de Carbonato Sódico aproximadamente. 0.05 N Ácido Sulfúrico o ácido Clorhídrico 1N Solución de Ácido sulfúrico o clorhídric, 0.02 N Solución de Verde de Bromocresol, indicador de pH 4,5. Solución indicadora de Verde de Bromocresol – rojo de metilo, indicador de pH 4,5. Solución indicadora de anaranjado de Metilo.- Indicador de pH 4,5: Solución alcoholica de Fenolftaleina.-indicador de pH 8.3 Solución indicadora Púrpura de Metacresol, indicador de pH 8.3

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Procedimiento a) Estandarización de la solución tituladota. Curva de titilación potenciométrica.- Titular potenciométricamente 15ml de una solución de 0,05n de Na2CO3 diluidos con 50ml de aguas destilada, en vaso de precipitación de 100ml, hasta un pH cercano a 5. Anotar el gasto de la solución ácida, retirar los electrodos y enjuagarlos en el mismo frasco, hervir suavemente de 3 a 5 minutos, cubrir el frasco con una de reloj. Enfriar a temperatura ambiente, enjuagar la luna de reloj dejando caer el agua en el frasco y concluir la operación titulando gota a gota y registrando el gasto de solución ácida y la lectura de pH, entre 4 y 3. Todo el tiempo y después de cada adición, mezclar completamente con agitador magnético. Hacer la curva de calibración, determinar el punto de inflexión de pH y el volumen correspondiente. Regístrese el gasto de ácido y la lectura de pH en ese punto. Calcular la normalidad del ácido según la ecuación A x B

Normalidad = ------------------- 5.3,00 x C

donde: A = es la concentración en mg/l de la solución estándar de Na2CO3 (2,500 g/l) B = es la concentración en mg/l de la solución estándar de Na2CO3 para titulación C = es el volumen en mililitros de solución ácida empleado. b) Determinación de la alcalinidad por cambio de color.- seleccionar el tamaño de la muestra según la alcalinidad esperada: Volumen de muestra (ml) Alcalinidad esperada (mg/L CaCO3 )

100 0 – 100 51 250 – 500 25 500 – 1000

Acondicionar la muestra a la temperatura ambiente, medir el volumen adecuado de muestras y transferir a un erlenmeyer de 300ml. Si la muestra tiene cloro residual libre, adicionar 0,05 ml (una gota) de solución 0,1M de Na S2O3. Adicionar 0,25ml (cinco gotas) de solución indicadora y titular con la solución estándar de ácido, sobre una superficie blanca hasta conseguir un cambio de color persistente, característico del punto de equilibrio al pH de punto final. Para apreciar mejor el cambio de coloración, tomar 2 volúmenes iguales de muestra, una de ellas servirá como testigo, es decir que sólo se le añadirá la solución indicadora. c) Determinación de la alcalinidad por titulación potenciométrica a pH 3,7 y 8,3. Determinar el pH de la muestra. Acondicionar la muestra y realizar la titulación con solución ácida estándar 0,02N, conforme al procedimiento para confeccionar la curva de titulación potenciométrica. Titular a pH de punto final sin registrar valores intermedios y sin provocar retrasos indebidos. A medida que se alcanza el punto final, realizar adiciones de ácido mas pequeñas, comprobando que alcance el equilibrio antes de añadir más reactivo d) Titulación potenciométrica de alcalinidad baja.- Para alcalinidades menores de 20mg/l, titular 100ml a 200ml, siguiendo el procedimiento indicado en 10.3, usar una

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microbureta de 10ml y solución ácida estándar 0,02N. Detener la titulación a un pH en un rango de 4,3 a 4,7 y registrar el volumen y el pH exacto. Se añade más reactivo hasta el pH exacto a 0,30 unidades, registrando de nuevo el volumen Expresión de Resultados. Titulación potenciométrica a pH de punto final Con la formula que se indica a continuación se calcula tanto la alcalinidad de fenolftaleina (pH final 8,3) y la alcalinidad total (pH 4,5 – 4,6), la diferencia es que para cada caso se emplea indicadores apropiados

A x N x 50000

Alcalinidad CaCO3 /L = ------------------- ml. de muestra

donde: A = es el volumen en mililitros de ácido estándar N = es la Normalidad de ácido estándar Titulación potenciométrica de alcalinidad baja (2B – C) x N x 50000

T = Alcalinidad total, mg CaCO3 /L = ---------------------------------- ml. de muestra

donde: B = es el volumen en ml del ácido gastado para el primer pH registrado. C = volumen total en ml del ácido para alcanzar pH inferior en 0,3 unidades. N = normalidad del ácido

DETERMINACION DE LA DUREZA Originalmente la dureza del agua se entendió como una medida de su capacidad para precipitar el jabón. El jabón es precipitado preferentemente por los iones calcio y magnesio. Otros cationes polivalentes también pueden hacerlo, pero éstos suelen estar presentes en formas complejas, frecuentemente con componentes orgánicos, y su influencia de la dureza del agua puede ser mínima y difícil de determinar. De acuerdo con los criterios actuales, la dureza total se define como la suma de de las concentraciones de calcio y magnesio, ambos expresados como carbonato de calcio, en miligramos por litro. Cuando la dureza es numéricamente mayor que la suma de alcalinidades de carbonato y bicarbonato, esta cantidad de dureza equivalente a la alcalinidad total se denomina”dureza de carbonatos”; la cantidad de dureza que excedan esta se llama “dureza no carbonatada”. Cuando la dureza es numéricamente igual o menor que la suma de alcalinidades de carbonato y bicarbonatos, toda la dureza es de carbonato, estando ausente la de bicarbonato. La dureza oscila entre cero y cientos de miligramos por litro, dependiendo de la fuente o tratamiento que haya sido sometida.

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Materiales y Métodos Matraz o Erelenmeyers Pipetas volumétricas de 10, 25 y 50ml Frascos volumétricos de 1,000, 200 y 100ml. Buretas de vidrio borosilicato de 50 y 10ml. Balanza analítica con precisión de 0,001mg Método Titulométrico de EDTA Dureza Total Principio El ácido etilendiaminotetraacético y sus sales de sodio (abreviada EDTA) forman un quelato complejo soluble cuando se adiciona a una solución de ciertos cationes metálicos. Si se adiciona una pequeña cantidad de un colorante, como el Negro-Cromo T a una solución acuosa que contenga iones de calcio y magnesio, a un valor de pH de 10 +/- 0,1, la solución vira al rojo vino; si añade EDTA como titulante se forman complejos de calcio y magnesio, y al agotarse estos iones la solución virará de color rojo vino a azul, que es el punto final de la titulación. El ion magnesio debe estar presente para rendir un viraje satisfactorio, para lo cual se añade a la solución amortiguadora una pequeña cantidad de la solución magnesica EDTA complexométrica neutral. Esto introducirá automáticamente suficiente magnesio y obviara el uso de un blanco de corrección. La presencia del viraje mejorara el aumento del pH pero este no debe aumentarse indefinidamente ya que se puede precipitar el carbonato de calcio o el hidróxido de magnesio y además por que se produce un cambio de coloración a PH altos. El PH se debe mantener en 10. La duración de la titilación se fija en 5 minutos como limite, para minimizar la tendencia a la precipitación de carbonato de calcio. Interferencia Algunos iones metálicos interfieren produciendo puntos finales o indiferenciados, o provocando un consumo estequiométrico de EDTA. Se reduce esta interferencia añadiendo algunos inhibidores antes de la titulación. Las materias orgánicas o en suspensión también pueden interferir con el punto final. Esta interferencia se elimina por evaporación de la muestra por secado en baño de vapor y calcinación en horno de mufla a 550 ‘C hasta que se produzca la oxidación completa de la materia orgánica. Diluir el residuo con 20ml de solución de ácido clorhídrico 1N, neutralizar a pH 7,0 con solución de hidróxido de sodio 1N y completar hasta 50ml con agua destilada o desionizada; enfriar y continuar de acuerdo con el procedimiento general. Reactivos Solución amortiguadora Indicador Negro-Cromo T Titulador EDTA Procedimiento 1.-A 50ml de muestra en un matraz Erlenmeyer agregue 2ml de la solución amortiguadora y agite. 2.-Agregue 2ml de inhibidor (pH =10 al finalizar la titulación)y agite. 3.-Agregue una cucharadita (0.1gr) del indicador negro cromo T.(1ó2 gotas)

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4.-Lentamente y con agitación agregue el titulador EDTA hasta que desaparezca el tinte rojizo. Las últimas gotas se agregan a intervalos de 3 a 5 segundos. El color en el punto de vire normalmente es azul. 5.-El factor “f” se halla diluyendo a 50ml con agua didestilada, 10ml de CaCO3 Agregar 2ml de solución amortiguadora y agite. Luego siga los procedimientos 3 y 4 anteriores. Cálculos

ml EDTA x 1.000 x f Dureza Total mg/lt de CaCO3 = ------------------------------------

ml de muestra

Notas (1) La porción de muestras analizada debe consumir menos de 15ml del titulador. La duración de la titulación no debe exceder de 5 minutos, contados a partir de la adición de la solución amortiguadora, para reducir la tendencia a la precipitación del CaCO3. (2) La materia orgánica suspendida o coloidal puede interferir con el vire. Se obvia este inconveniente evaporando la muestra a sequedad en baño maría y calentando el residuo a 600 grados centígrados en un horno hasta que la materia orgánica se haya oxidado completamente. El residuo se disuelve en 20ml de HCl 1N se neutraliza a 2pH 7 con NaOH 1.Se continua luego con el procedimiento general. Dureza Cálcica El principio de la determinación se basa en que al agregar el EDTA a un agua que contenga calcio y magnesio, se combina en primer lugar con el calcio presente si el pH es suficientemente alto para que la mayor parte del magnesio se precipite como hidróxido y si se usa un indicador que se combine sólo con el calcio, es posible cuantificar el calcio en EDTA. A pH 1.2 el purpurato de Amonio (Murexida) tiene un color púrpura y en presencia de Ca vira de púrpura a rosa. El EDTA también extrae el Ca del complejo que forma con el Murexida, virando la coloración de rosa a púrpura. Reactivos Solución de Hidróxido de Sodio, 1N Indicador de Púrpura de amonio o Murexida Titulador EDTA, 0.01M Procedimiento 1.- Tome 50ml de la muestra 2.- Agregar 2.0 ml de Na OH, 1N. Mezcle 3.- Agregue 2 cucharadas (00.2g) de la mezcla indicadora (2 gotas) 4.- Agregue lentamente el titulador EDTA, con agitación continua hasta el vire el color rosa al púrpura (rosa a morado)

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DETERMINACION DE ACIDEZ Puede definirse como el poder de un agua de neutralizar iones hidroxilo y se expresa en términos equivalentes de carbonato de Ca. La acidez de un agua puede deberse a la presencia de CO2 no combinado, ácidos minerales y sales de ácidos fuertes y bases débiles. En esta última categoría entran las sales de fierro y aluminio de origen mineral o industrial. El punto de equilibrio para la titulación de un ácido mineral tiene lugar a un pH alrededor de 4.5, mientras que la titulación del CO2 libre al punto de equivalencia del bicarbonato de sodio a un pH aproximado de 8.9. Materiales y Métodos Matraz o Erelenmeyers Pipetas volumétricas Buretas de vidrio Balanza analítica con precisión de 0,001mg Método Volumétrico Interferencias. La presencia de concentración apreciables de fierro y aluminio contribuyen con frecuencia a un vire transitorio e impreciso, por hidrólisis de esas sales estas interferencias hacen difícil una determinación exacta. l cloro libre residual puede decolorar el indicador, en cuyo caso es necesario decolorar con una gota de Ti – sulfato de Sodio 0,1n o por medio de irradiaciones ultravioleta. Reactivos Solución de Hidróxido de Sodio 0.02N Indicador de Fenolftaleina Indicador de Anaranjado de Metilo Solución de tiosulfato de Sodio. Aprox. 01N Procedimiento. Se recomienda que se usen volúmenes de muestra que necesiten menos de 50ml. De la solución tituladota, pues se obtiene un vire mas preciso. La determinación se debe hacer dentro de las 24 horas. Acidez Total Se agregan 0.15 ML. (3gotas) de indicador de fenolftaleina a una muestra de volumen adecuado, 50ml, si es posible contenida en un matraz. Se titula sobre una superficie blanca con NaOH 0.02N hasta el vire a un ligero naranja de pH 4.5. Acidez de Ácidos Minerales Se agrega 0.1ml (2gotas) de indicador de Anaranjado de Metilo a una mezcla de volumen, adecuado, 50 ó 100ml. Si es posible contenida en un matraz. Se titula sobre una superficie blanca, con NaOH 0.02N, hasta el vire a un ligero naranja de pH 4.5.

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Cálculo

ml NaOH 0.02N x 1,000 Acidez Total, en ppm CaCO3 = ------------------------------------ ml de muestra

ml NaOH 0.02N x 1,000 Acidez de ácidos minerales en ppm de CaCO3 =-----------------------------------

ml de muestra DETERMINACION DE CLORUROS Las agua naturales contiene cloruros en concentraciones que varían ampliamente, y el contenido aumenta normalmente, cuando se incrementa el contenido mineral. Las aguas de vertiente y montañas usualmente tienen una concentración baja de Cloruros, mientras que aguas de río o subterráneas usualmente tienen una cantidad considerable y las aguas de mar tienen grandes concentraciones. El cloruro en forma de ion (Cl -) es uno de los aniones inorgánicos principales en. agua natural y residual. Un contenido elevado de cloruro puede dañar las conducciones y estructuras metálicas y perjudica el crecimiento vegetal. Materiales y Métodos Medidor de pH o potenciómetro Frascos Erelenmeyer de 150, 200 y 250ml. Freascos volumetricos de 100 y 1000ml. Microbureta, 5ml graduados con intervales Vaso de precipitación de 150 – 250ml. Pipetas de 25 y 100ml Método Volumétrico del Nitrato Mercúrico Principio El método consiste en la titulación del ión con nitrato de mercurio Hg(NO3)2 para la formación de cloruro mercúrico soluble, ligeramente disociado. En el rango de pH de 2,3 a 2,8 la difenilcarbazona indica el punto final de la titulación por formación de un complejo de color púrpura con los iones mercúricos en exceso. El xilenocianol FF sirve de indicador de pH, para resaltar el punto final. Aumentando la concentración del titulante y modificando las mezclas indicadoras, se amplia la gama de concentraciones medibles de iones cloruro. Interferencia El bromuro y yoduro se originan con soluciones Hg(NO3)2 del mismo modo que el ión cloruro. Los iones cromato, férrico y sulfito interfieren cuando se encuentran presentes en cantidades superiores a 10mg/l

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Reactivos Agua destilada Cloruro de Sodio, NaCl Ácido Nítrico HNO3

Hidroxido de Sodio, NaOH S-difenilcarbazoma Xilenocianol FF. Alcohol etílico o isopropilico Bicarbonato de Sodio Nitrato de Mercurio Azul de Bromofenol Solución para concentraciones de cloruro de sodio Solución reactiva indicador –acidificador Solución titulante de nitrato mercúrico 0,007 5M (0,014 1N) Solución para concentraciones de cloruro superiores a 100mg/ -Solución indicador mixtol. -Solución indicador de nitrato mercúrico 0,07 5M (0,014 1N) -Solución patrón de nitrato mercurico 0,07 5M (0,014 1N) Procedimiento Titulación de la muestra con cloruro inferiores a 100mg/l: - Analizar un volumen de muestra de 100ml o un volumen menor, de forma que el contenido de cloruro sea inferior a 10mg. - Colocar la muestra en un erlenmeyer. Añadir 1,0 ml de solución indicador acidificador . (El color de la solución debe ser verde azul en este punto; un color verde pálido indica pH menor que 2,0 y el color azul indica un pH superior a 3,8). Para la mayoría de aguas para consumo humano, el pH depuse de esta adición es de 2,5. En aguas muy ácidas o alcalina, ajustar el pH a 8 aproximadamente, antes de añadir la solución reactiva indicador acidificador. - Titular la solución de Hg(NO3)2 0,014 1N hasta el punto final de color púrpura. La solución vira de color verde azul, unas gotas antes del punto final, a color azul. Titulación de muestras con contenido de cloruros superiores 100mg/l - Analizar un volumen de 5 ml a 50ml que requieran menos de 5ml de solución titulante para llegar al punto final. - Colocar la muestra en un erlenmeyer - Añadir aproximadamente 0,5ml de la solución indicador mixto y homogenizar. El

color que se obtenga debe ser púrpura. - Añadir solución de ácido HNO3 0,1N, gota a gota, hasta que el color cambie a

amarillo. - Titular con Hg(NO3)2 0,014 1N hasta color púrpura. - Determinar el blanco de titulación empleando 100ml de agua. utilizando el mismo

procedimiento.

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Cálculo

(A x B) x N X 35.46 mg/litro Cl = ---------------------------

ml de muestra

Donde: A = ml. titulante para la muestra B = ml. titulante para el blanco, y N = normalidad de la solución Hg(NO3)2

mg/litro Na Cl = (mg/litro Cl) x l.65 4.1.3.- METODOS OPTICOS Son análisis en el espectrofotómetro, cuyo principio se fundamenta en la cantidad de absorbancia de luz de una muestra, la cual es expresada en concentración mediante el cálculo basado en una curva patrón y de esta manera se determina el patrón en mg/l. Por este método se realizara los parámetros de Turbiedad, Nitratos, Nitritos, Mn, Fe, Cu, Zn y Sulfatos ( Anexo Nº 07) DETERMINACION DE LA TURBIEDAD La turbidez del agua es producida por material en suspensión como arcilla, cieno o materias orgánicas e inorgánicas finamente dividas, compuestos orgánicos coloreados, plancton y otros microorganismos. La turbidez es una expresión de la propiedad óptica que origina que la luz se disperse y absorba en vez de transmitirse en línea recta a través de la muestra. La correlación de la turbiedad con la concentración en peso de la materia en suspensión es difícil de establecer, ya que en la dispersión luminosa también interviene el tamaño, la forma y el índice de refracción de las partículas. Partículas ópticamente negras, como las de carbona activado, pueden absorber luz y aumentar significativamente las cifras de turbidez Materiales y Métodos Nefelómetro Celdas o tubos de medida Sistema de Filtración Balanza analítica Pipetas volumétricas de 5ml y 10ml. Frascos volumétricos Método Nefelométrico. Principio La determinación de la turbiedad se basa en el paso de la luz a través de una muestra de agua y una suspensión patrón de turbiedad en idénticas condiciones.

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Cuando mayor es la incidencia dispersada mayor es la turbiedad. Como suspensión patrón de turbiedad se emplea el polímero formalina. Interferencia La turbiedad se puede determinar en cualquier muestra de agua que se encuentre libre de residuos o sedimentos gruesos. El material de vidrio sucio y la presencia de burbujas de aire, las cuales pueden presentar en la muestra durante la agitación pueden resultar falsos. El color del agua debido a sustancias disueltas que absorben luz, da lugar a valores de turbiedad bajos. Este efecto por lo general no resulta significativo en el caso de aguas tratadas. Reactivos .Agua para dilución Solución I- de Sulfato de Hidracina Solución II- de Hexametilenetetramina Preparación.- Mezclar en un frasco 5,0 ml de solución I y 5,0 de la solución II. Guardar la mezcla durante 24 horas a 25ºC .Transferir la suspensión patrón asi obtenida a una botella de vidrio ámbar para su almacenamiento. La turbiedad de esta suspensión es de 4000 UNT y es estable hasta por un año si se almacena apropiadamente Preparación de suspensiones patrones intermedias Diluir patrón primario de 4000 UNT con agua para dilución. Estas suspensiones diluidas se preparan inmediatamente antes de usarlas y se descartan después. Se puede preparar la siguientes diluciones: -Suspensión patrón de formación de 4000 NTU. Tomar una alícuota de 10ml de suspensión patrón primaria de formalina, colocar en una fiola de 100ml y aforar con agua para dilución. -Suspensión de formación de 40 NTU. Tomar una alicota de 10ml de suspensión patrón de formación de 400 NTU, colocar en una fiola de 100ml y aforar con agua para dilución. -Suspensión patrón de formación de 4 NTU. Tomar una alícuota de 10ml de suspensión patrón de formación de 40 NTU, colocar en una fiola de 100ml y aforar con agua para dilución. Calibración del Nefelométro Seguir instrucciones del fabricante. El equipo debe ser calibrado por lo menos cada tres meses o dependiendo del número de mediciones realizadas. Se debe verificar que el nefelométro facilite lecturas estables en todos los rangos de sensibilidad empleados. Procedimiento Medición de la turbiedad.- agitar cuidadosamente la muestra esperar que las burbujas de aire desaparezca y luego verter la muestra en la celda de medición. Cuando sea necesario y posible, verter la muestra homogenizada en la celda de medición y sumergir en un baño ultrasónico durante 1 a 2 segundos, o aplicar vació para desgasificar y obtener la eliminación total de las burbujas. Leer directamente la turbiedad en la escala del instrumento. Las muestras se deben analizar dentro de las 24 horas. y conservar en oscuridad y a 4ºC. Expresión de Resultados Reportar las lecturas de los valores de turbiedad con la precisión siguiente.

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Tabla Nº 02: Registro de lectura de Turbidez

Rango de Turbidez

Precisión

0 - 1,0 1 - 10 10 - 40

100 - 100 100 - 400 400 - 1000

mayor de 1000

0,005

0,1 1 5

10 50

100

Fuente: Norma Técnica Peruana DETERMINACION DE NITRITOS El nitrito es inestable en presencia del Oxigeno y por lo tanto, esta ausente o presente en muy pequeña cantidad en la mayoría de las aguas naturales en condiciones aeróbicas. La presencia de Nitrito en el agua es algunas veces tomada como índice de “polución” orgánica Materiales y Métodos Espectrofotómetro Fotómetro de filtro Método Colorimétrico Principio La concentración de nitritos se determina por la formación de un colorante azoico de color púrpura rojizo (pH 2 a 2.5) por acoplamiento del ácido sulfanilamida diazotizada con el clorhidrato de N-( 1-naftil) etilendiamina (diclorhidrato de NED) El rango de aplicación del método para medidas espectofotométricas es de 10 a 1.000 um de N2 -N/l, y se puede aplicar de 5 a 50um de N2-N si se usan recrridos de luz de 5cn y filtro de color verde. E l sistema de color obedece a la ley de Beer hasta 180um N/l con 1cm de recorrido de luz a 543nm. Diluyendo las muestras se puede determinar concentraciones más altas de nitritos Interferencia La incompatibilidad química hace improbable la coexistencia de N2

-, cloro libre y tricloruro de nitrógeno (NCl3), este proporciona un color rojo falso cuando se añade el reactivo colorante. Los iones siguientes interfieren debido a precipitación en la condiciones de la prueba y deben estar ausentes. Sb3+, Au3+, Bi3+, Fe3+, Pb3+, Hg 3+, Ag +, cloroplatino y metavanadato. El ion cíprico puede dar lugar a resultados bajos por catalizar la descomposición de la sal de diazonio. Los iones coloreados que alteran el sistema de color también deben estar ausentes. Elimínese por filtración los sólidos suspendidos.

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Reactivos Agua extinta de nitrito Reactivo Colorante (Ácido Fosforito Sulfanilamida, Diclorhidrato) Oxalato de Sodio Sulfato Amonio Ferroso Solución Madre de Nitrito Procedimiento Eliminación de sólidos en suspensión.- Si la muestra contiene sólidos en suspendidos, filtrar a revés de un filtro de membrana de 0,45um de diámetro de poro. Desarrollo del color.- si el pH de la muestra no estuviera entre 5 y 9, ajustar a ese valor con HCl 1N o NH4OH según convenga. Añadir 2ml de reactivo de color a 50ml de muestra a una proporción diluida a 50ml y mezclar. Medida Fotométrica.- Medir la absorbancia a 543nm, entre 10 minutos y 2 horas después de añadir el reactivo de color a las muestras y patrones. Utlice como guia los siguientes recorridos de luz para las concentraciones indicadas de N2 –N Tabla Nº 03: recorridos de luz para las concentraciones indicadas de N2 –N

Recorrido de Luz Cm

N2 -N um/l

1 5 10

2-25 2-6 < 2

Fuente: Métodos Normalizados para análisis de aguas potables y residuales

Expresión de Resultados Preparar una curva patrón comparando la absorbancia de los patrones de la concentración de N2 –N. Calcular la concentración de la muestra directamente a a partir de la curva.

DETERMINACION DE NITRATOS El nitrato contiene la forma mas altamente oxidada de nitrógeno y es probablemente la forma mas estable bajo condiciones de oxigeno presente en la mayoría de las aguas superficiales. El nitrógeno también parece ser estable bajo las condiciones normales presente debajo de la mesa de agua. Debido a su relación con los procesos de vida, la concentración de nitrato en el agua parece estar influida por las actividades de plantas y animales. Las bacterias juegan un papel particularmente importante en relación al nitrato con el agua. Materiales y Métodos Espectrofotómetro Celdas de cuarzo Sistema de Filtración Desecador de vidrio Filtro de Membrana Balanza analítica Pipetas volumétricas

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Frascos volumétricos Método Espectrofotómetrico Principio La medición de la absorbancia de la luz en el rango ultravioleta (UV), a la longitud de onda de 220nm permite la determinación de nitratos. La curva de calibración de NO3

-

sigue la ley de Beer hasta 11mg N/L. Debido a que la metería orgánica disuelta también absorbe a 220nm se debe efectuar una segunda medición a 275nm para corregir el valor debido a la absorción de la materia orgánica, ya que el NO3

- no absorbe a 275nm. El alcance de esta corrección empírica está relacionada con la naturaleza y con la concentración de la materia orgánica y puede variar de un tipo de agua a otra. Interferencia Interfieren la materia orgánica disuelta, los tensiactivos, nitritos (NO2) e iones de Cromo (Cr6+).Puede interferir varios iones inorgánicos, que no se encuentran normalmente en el agua natural, como los cloritos y cloratos. Las sustancias inorgánicas pueden ser compensadas con un análisis independiente de sus concentraciones y la preparación de curvas de corrección individuales. Reactivos Agua libre de Nitratos Nitrato de Potasio Cloroformo Ácido clorhídrico Solución primaria de nitratos Solución intermedia de nitrato Solución de ácido clorhídrico Obtención de la curva de calibración: seguir las instrucciones del fabricante para el manejo del espectrofotómetro. Procedimiento A 50ml de muestra, añadir 1ml de solución de HCl y mezclar bien. Si la muestra contiene sólidos suspendidos, filtrar usando filtros de membrana de 0,45um Para la medición en el espectrofotómetro leer la absorbancia, concentración o transmitancia que corresponde al agua destilada puesta en cero de absorbancia, o concentración o a 100% de transmitancia. Las muestras se deben analizar dentro de las 48 horas. y conservar a 4ºC. Una vez calibrado el instrumento, determinar la concentración de la muestra de acuerdo al siguiente procedimiento: a) Leer las muestras en lote de 5 en 5, insertando entre lotes las soluciones de calibración y de cero. Repetir las lecturas en caso necesario. b) Después de introducir cada muestra, esperar que el sistema se estabilice. c) Hacer diluciones apropiadas de la muestra cuando las concentraciones estén fuera del rango de la curva de calibración. d) Usar longitud de onda de 220nm para obtener la lectura de NO3

- y a 275nm para determinar la interferencia debida a la materia orgánica

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Expresión de Resultados. Corrección por materia orgánica disuelta.- Para obtener la absorbancia debida a NO3- -N2 , restar dos veces la lectura de la absorbancia a 275nm de la lectura para obtener la absorbancia debida a NO3

- . Usando la muestra corregida por absorbancia obtener las concentraciones de las muestras directamente de la curva estándar. Nota: Si el valor es mayor del 10% de la lectura a 220nm, usar el método del electrodo selectivo, el método de cromatografía iónica el método por reducción con cadmio. Cálculos Calcular la concentración de NO3 -N en la muestra, de acuerdo a la siguiente expresión: mg/L NO3 –N = lectura mg/L (interpolada de la curva de calibración) x Factor de dilución Para expresar los resultados como nitratos, usar la siguiente mg/L NO3 = mg/L NO3 –N x 4.428 DETERMINACION DE METALES PESADOS DETERMINACIO DEL COBRE Cu El cobre es un metal que ocurre naturalmente en el ambiente y también en plantas y en animales. El Cobre en bajos niveles es esencia para mantener buena salud. En niveles altos, el cobre puede producir efectos nocivos como por ejemplo irritación en la nariz, la boca y los ojos, vómitos, diarrea, calambres estomacales, nausea y aún la muerte. El cobre se ha encontrado en por lo menos 906 de los 1,647 sitios de la lista de prioridades nacionales identificados por la Agencia de Protección Ambiental (EPA). El cobre es un metal que ocurre naturalmente en el ambiente en rocas, el suelo, el agua y el aire. El cobre es un elemento esencial para plantas y animales (incluso seres humanos), lo que significa que es necesario para la vida. por tanto, las plantas y los animales deben absorber cobre de los alimentos o bebidas que ingieren, o del aire que respiran. El cobre liberado al ambiente generalmente se adhiere a partículas de materia orgánica, arcilla, tierra o arena. El cobre no se degrada en el medio ambiente. Los compuestos de cobre pueden degradarse y liberar cobre al aire, el agua o los alimentos Materiales y métodos Equipo calorimétrico Espectrofotómetro Fotómetro de filtro Tubos Nessler de 100ml Método de la Batocuproina Principio El ion cuproso forma un quelato de color naranja soluble en agua con bisulfato de batocuproina (sal disódica ácido 2,9-dimetil-4,7difenil-1,10fenantrolindisulfónico). Aunque el color se forma en intervalo de pH 3,5 a 11, el intervalo de ph recomendado es 4 y 5.

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La muestra se tampona a un pH de aproximadamente 4,3 y se reduce con clorhidrato de hidroxilamina. Se mide la absorbancia 483nm. E l método puede aplicarse de cobre hasta al menos 5mg/l con una sensibilidad de 20um/l. Interferencia Las siguientes sustancias pueden tolerarse con un error inferior a +/- 2 por 100 Sustancias Concentración mg/l Cationes Aluminio 100 Berilio 10 Cadmio 100 Calcio 1,000 Cobalto (II) 5 Cromo (III) 10 Estroncio 200 Hierro (II) 100 Hierro (III) 100 Litio 500 Magnesio 100 Manganeso (II) 500 Níquel (II) 500 Sodio 1,000 Torio (IV) 100 Zinc 200 Aniones Clorato 1,000 Cloruro 1,000 Fluoruro 500 Nitrato 200 Nitrito 200 Ortofosfato 1,000 Perclorato 1,000 Sulfato 1,000 Reactivos Agua libre de cobre Solución de cobre de reserva (ácido Nítrico, lamina de cobre electrolítico) Solución de cobre patrón Ácido clorhídrico Solución de clorhidrato de hidroxilamina Solución de citrato de sodio Solución Disulfonato de batocuproina disódica. Procedimiento Llevar con la pipeta 50ml de muestra, o porción adecuada diluida hasta 50ml, a un erlenmeyer de 250ml. En distintos matraces de 250ml, prepara un blanco de agua de 50ml y una serie de patrones de cobre de 50ml que contengan 5, 10, 15, 20, y25ug Cu. Añadir a la muestra

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blanco y patrones, mezclando después de cada adición 1mlde HCl + 1, 5ml de solución de solución de citrato y 5ml de solución de clorhidrato de hidroxilamina, 5ml de solución de citrato de sodio y 5ml de solución de disulfonato de batocuproina disódica. Pasar las células y leer las absorbancia en función de los microgramos de Cu en los patrones. Calcular la concentración a partir de la curva de calibración. Cálcular um/Cu (en 66ml de volumen final) mg/l Cu= ------------------------------------------------- ml. de muestra DETERMINACION DEL HIERRO Fe El hierro es el cuarto elemento más abundante en la corteza terrestre (5%). Es un metal maleable, tenaz, de color gris plateado y magnético. El hierro se encuentra en muchos otros minerales y esta presente en las aguas freáticas y en la hemoglobina roja de la sangre. En condiciones reductoras, el hierro existe en estado ferroso. En ausencia de iones que forman complejos, el hierro férrico no es significativamente soluble a menos que el pH sea muy bajo. Al exponerlo al aire añadir oxidantes, el hierro ferroso se oxida al estado férrico y puede hidrolizarse para formar oxido férrico hidratado insoluble. En muestras de agua el hierro puede estar en forma de solución auténtica, estado coloidal que puedes ser peptizado por materia orgánica, en complejos inorgánicos u orgánicos de hierro o en partículas suspendidas relativamente gruesas. Puede estar en forma ferrosa o férrica, suspendida o disuelta. Materiales y Métodos Equipo Calorimétrico Espectrofotómetro Tubos de Nessler Embudos de separación Método de la Fenantrolina Principio Este método se basa en la 1.10 fenantrolina se combina con Fe ++, para formar un ion completo rojo anaranjado. El hierro se disuelve y se reduce al estado ferroso por ebullición con ácido e hidroxilamina, haciendo reaccionar posteriormente con 1,10 fenatrolina, a valores de pH de 3,2 – 3,3. El color rojo producido en la solución obedece a la ley de Beer y es fácilmente medible por comparación visual o fotométrica. La intensidad del color es independiente del pH, en el ámbito de 3 a 9 y estable cuando menor por 6 meses. Como las muestras de agua que se analizan han estado por lo general expuestas a al atmósfera por lo general expuesta a la atmósfera oxidándose el hierro ferroso a férrico, es con precipitación de hidróxido férrico, es necesario lograr que todo el fierro esté en solución. Esto se hace tratando la porción de la muestra a analizar con HCl, para disolver el hidróxido férrico.

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Tres moléculas de 1,10 fenatrolina forma un quelato con cada átomo de hierro formando un complejo rojo naranja Para lograr un desarrollo rápido de color es necesario trabajar a un pH entre 2,9 y 3,5, en presencia de un exceso de fenantrolina Interferencia Se tiene los iones interferentes los fosfatos, cromo, cobre, níquel, cobalto, zinc, mercurio, plata, cadmio, bismuto, fluoruro y algunos metales (raros). Si la muestra tiene demasiado color o materia orgánica es conveniente evaporarla y calcinar suavemente y el residuo redisolver en ácido. Reactivos Ácido Clorhídrico concentrado Solución tapón de Acetato de Amonio Solución de Acetato de Sodio Solución de Fenantrolina Reactivo de Hidroxilamina Solución Madre de Hierro Solución patrón de Hierro Éter diisopropilico. Procedimiento Hierro Total: Si se supone que la muestra contiene menos de 2,4mg/litro de Fe., tomar con una pipeta una porción de 50ml en un matraz de 125ml. Si se supone que la muestra contiene mayores concentraciones de Fe pipetear porciones alícuotas menores, medidas con precisión, que contengan menos de 0,12mg de Fe y se agrega agua destilada hasta completar aproximadamente 50ml. Agregar 2ml de HCL concentrado y 1ml del reactivo de Hidroxilamina. Calentar a ebullición, agregando antes unas cuantas perlas de vidrio. Para tener la seguridad de la disolución de todo el hierro, continúe la ebullición hasta que el volumen se reduzca a 15 - 20ml, aproximadamente 5 minutos. Si la muestra hay que calcinarla se disuelve el residuo con 2ml de solución de fenantrolina. Mezclar bien y dejar reposar por 15 minutos para lograr el máximo desarrollo de color Pasar a un tubo nessler de 100ml, diluya hasta el aforo con agua destilada, compare con los patrones de color. Hierro Disuelto Se deja sedimentar la muestra y se decanta el sobrenadante a través de un papel filtro fino, descartando la porción inicial. Se continúa con un volumen medio como se indica para hierro total. Hierro Suspendido Se determina los contenidos de hierro total y hierro disuelto, conteniendo hierro suspendido por diferencia.

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Cálculo mg de Fe x 1,000

mg/l de Fe= ---------------------------- ml. de muestra DETERMINACION DEL PLOMO Pb El plomo es un metal gris azulino que ocurre en forma natural en pequeñas cantidades en la corteza terrestre. No tiene olor ni sabor especial. El plomo se encuentra ampliamente distribuido en el medio ambiente. La mayor parte proviene de actividades como la minería, la producción de materiales industriales y de quemar combustibles fósiles. Materiales y Métodos Espectrofotómetro Embudos de separación Buretas de distribución automática. Método de la Ditizona Principio Se mezcla una muestra acidulada que contenga cantidades del orden microgramos de plomo con solución reductora amoniacal de citrato-cianuro y se extrae con ditizona en cloroformo (CHCL3) para formar un ditizanato de plomo de color rojo cereza. Se mide fotométricamente el color de la solución de color mixta. El volumen de la muestra tomada será de 2 litros cuando se emplea digestión. Interferencia La ditozina forma complejos coloreados con bismuto, estaño estannoso y talio monovalente en solución amoniacal débil de cianuro (pH 8,5- 9,5). En solución amoniacal fuerte (pH 10 – 11,5) de citrato- cianuro, los ditizonatos de estos iones son inestables y solo se pueden extraer parcialmente. Este método utiliza una extracción única de ditizona de color mixto y pH elevado. La interferencia de estaño, estannoso y talio monovalente se reduce posteriormente Cuando estos iones se oxidan durante la indigestión preliminar. Una modificación del método permite la detección e interferencias de bismuto. Las cantidades excesivas de bismuto, estaño y talio pueden eliminarse. La ditizona en CHCl3, absorve a 510nm, controlar la interferencia mediante el empleo de concentraciones aproximadamente iguales de ditizona en exceso en muestras, patrones y blancos. El método carece interferencia para la detección de 0,0 a 30ug Pb en presencia de 20um Ti+, 100um Sn+2, 1200 um In3+, así como 1,000um de cada uno de las siguientes: Bario, cadmio, cobalto, cobre, magnesio, manganeso, plata zinc, aluminio, cromo, hierro, estroncio y vanadio. PO4 Y SO4.-cantidades de orden de metales alcalinos no interfieren. Existe una modificación para evitar interferencia de cantidades excesivas de bismuto o estaño. Reactivos Solución de plomo de reserva Solución de plomo de trabajo Ácido Nítrico Hidróxido de Amonico Solución de citrato – cianuro

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Solución de ditizona Solución de sulfito de sodio Procedimiento a) Con digestión de la muestra.-Añadir a una muestra digerida, que no contenga mas de 1ml de ácido conc, 2 ml de ácido nítrico 1+4 y filtrar Aclarar el vaso de digestión con 50ml de agua y añadir al filtro. Añadir 50ml de solución amoniacal de citrato-cianuro, mezclar y enfriar a temperatura ambiente. Añadir 10ml de solución de ditizona de trabajo, sacudir vigorosamente durante 30 segundos el embudo tapado y deje que se separen las capas. Insertar algodón carente de plomo en el vástago del embudo de separación y saque la capa inferior . Descartar 1 a 2ml de la capa CHCl 3, y llenar a continuación la célula de absorción. Medir la absorbancia del extracto a 510nm, utilizando una solución de ditizona de trabajo, según el aparato 3g, poner el espectrofotómetro a cero. b) Sin digestión de la muestra.- Añadir a 100ml de muestra acidulada (pH 2) en un embudo de separación de 250ml , 20ml de ácido nítrico 1+4 y 50ml de solución reductora de citrato-cianuro , mezclar. Añadir 10ml de solución de ditizona de trabajo y trabajar como se indica anteriormente. c) Curva de Calibración.- Trazar la grafica de concentración por lo menos de 5 patrones y un blanco en función de la absorbancia. Determinar la concentración de plomo en el extracto a partir de la curva. Todas las concentraciones son ug Pb/10ml de extracto final. DETERMINACION DEL CROMO Cr El cromo es un metal que ocurre naturalmente en el ambiente en rocas, el suelo, el agua y el aire El cromo es liberado por la industria minera, actividades agrícolas, de manufactura y por la liberación de aguas residuales a ríos y lagos. El cromo también es liberado desde fuentes naturales como por ejemplo volcanes, polvo que sopla el viento, vegetación en descomposición e incendios forestales. El cromo liberado al ambiente generalmente se adhiere a partículas de, arcilla, tierra o arena Materiales y Métodos Equipo colorimetrito Espectrofotómetro Fotómetro de filtro Embudos de separación Método Colorimetrito Principio Este método mide únicamente el cromo hexavalente (Cr6). Por tanto para medir el cromo total hay que convertir todo el cromo a la forma hexavalente con permanganato de potásico. El cromo hexavalente se determina colorimétricamente por una reacción de difenilcarbazida en solución ácida. Se produce un color rojo violeta de composición desconocida. La reacción es muy sensible, siendo la capacidad de absorción molar basada en el cromo de aproximadamente 40.000 l g-1 cm-1 a 540nm. Para determinar el cromo total digiérase la muestra con una mezcla ácido sulfúrico- nítricoy oxidese con permanganato potásico antes de la reacción con la difenilcabazida.

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Interferencia La reacción con la difenilcarbazida es específica para el cromo. Las sales de molibdeno hexavalente y de mercurio reaccionarán para formar color con el reactivo, pero las intensidades son muchas mas bajas que para el cromo al pH especificado. Se puede tolerar concentraciones de hasta 200mg Mo o Hg/l. El vanadio interfiere fuertemente, pero las concentraciones hasta 10 veces del cromo no causarían problemas. La interferencia potencial del permanganato se elimina por reducción previa con ácido. El hierro a concentraciones superiores a 1mg/l, puede producir un color amarillo, pero el color del ion férrico no es fuerte y normalmente no se encuentra dificultades si se mide la absorbancia fotométricamente a la longitud de onda apropiada. Las cantidades de molibdeno, vanadio, hierro y cobre que interfieren pueden eliminarse por extracción de los cupferratos de estos metales con cloroformo. Reactivos Solución cromo de reserva (K2Cr2O2) Solución de cromo patrón Acido Nitrico Peroxido de Hidrogeno Hidroxido Amonico Solución de permanganto de Potasio Solución azida sódica Solución de cupferrón Cloroformo Solución de fenilcarbazida Ácido Fosforito Ácido Sulfúrico Agua redestilada Procedimiento a) Preparación de la curva de calibración,- Analizar volúmenes medidos de solución de cromo patrón ( 5um/ml) que varia entre 2 y 20 ml para obtener patrones de 10 a 100ug Cr, en un matraz de 250ml, requieren las muestras tratamiento, con el cupferrón de los patrones. Pasar una porción adecuada de cada solución coloreada a una célula de absorción de 1 cm y medir la absorbancia a 540nm Utilizar agua destilada como referencia, corregir las lecturas de los patrones restando la absorbancia de un blanco de reactivo que ha sido trabajado con el mismo método. Trazar una curva de calibración llevando valores de absorbancia corregidos frente a microgramos de cromo en un volumen final de 102ml. b) Analizar una porción de muestra digerida en un matraz de 125ml con o sin las interferencias eliminadas y que contenga 10 – 100ug de Cr. Empleando indicador naranja de metilo añadir hidróxido de amonio conc., hasta que la solución sea justo básica al naranja de metilo. Añadir ácido sulfúrico gota a gota hasta que se vuelva ácida, mas 1ml.Ajustar el volumen aproximadamente 40ml añadir un pedazo de plato poroso y calentar a ebullición. Añadir 2 gotas de solución de permanganato de potasio para obtener un color rojo oscuro. Si se empalidece añadir permanganato de potasio gota a gota, hasta mantener un exceso aproximadamente de 2 gotas, hervir por 2 minutos. Añadir 1ml de solución de

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nitrato de plata y continuar una suave ebullición por 1 minuto, desaparecido el color por completo, enfriar, añadir 2ml de ácido fosforico. Para el desarrollo de color y medida utilizar ácido sulfúrico 0,2N y un pHmetro para ajustar a la solución a un pH de 1. Pasar la solución a un matraz volumétrico diluir hasta 100ml y mezclar. Añadir 2ml de la solución de difenicarbazida mezclar y dejar reposar de 5 a 10 minutos para el total desarrollo del color. Pasar una porción apropiada a una célula de absorción de 1cm y medir la absorbancia a 540nm. Utilizar agua destilada como referencia. Corregir la lectura de la absorbancia restando la absorbancia de un blanco tratado con el mismo método. Determinar los microgramos de cromo (um Cr) presentes a partir de la absorbancia corregida por referencia a la curva de calibración. Cálculos ug/ Cr (en 102 volumen final) mg/ Cr /l =……………………………………… A x B Donde: A = ml de muestra original, y B = ml de porción de 100ml de muestra digerida DETERMINACION DEL MANGANESO Mn El manganeso es un metal que ocurre naturalmente y que se encuentra en muchos tipos de rocas. El manganeso puro es de color plateado, pero no ocurre naturalmente en esta forma. Se combina con otras sustancias tales como oxigeno, azufre o cloro. El manganeso también puede combinarse con carbono para producir compuestos orgánicos de manganeso. Algunos compuestos orgánicos de manganeso comunes incluyen pesticidas, tales como maneb o mancozeb, y metilciclopentadienil manganeso tricarbonuil (MMT) un aditivo en ciertas gasolinas... Materiales y Métodos Equipo colorimetrito Espectrofotómetro Fotómetro de filtro Tubos nessler Método de Persulfato Principio La oxidación con persulfato de los compuestos manganosos solubles para formar permanganato se realiza en presencia de nitrato de plata. El color resultante es estable durante 24 horas al menos, si existe un exceso de persulfato y si no hay materia orgánica.

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Interferencia La interferencia de hasta 0,1 g de cloruro (Cl) en una muestra de 50 ml puede evitarse añadiendo 1 g de sulfato mercúrico para formar complejos ligeramente disociados. Aun interferirán el bromuro y el yoduro y solos pueden estar en cantidades de traza. El procedimiento del persulfato puede ser empleado para agua potable con cantidades traza a pequeñas de materia orgánica si se aumenta el periodo de calentamiento después de añadir mas persulfato. Las soluciones coloreadas de otros iones inorgánicos se compensan en la etapa calorimétrica final. Las muestras que han sido expuestas al aire pueden dar resultados bajos debido a la precipitación del dióxido de manganeso (MnO2). Añadir a la muestra una gota de peroxido de hidrógeno al 30 %, después de añadir reactivo especial para redisolver el manganeso precipitado. Reactivos Reactivo especial (H2SO4,HNO3, HPO4 Y AgNO3) Persulfato amonico Solución de manganeso patrón. Procedimiento a) Tratamiento de la muestra.- preparar una muestra digerida según las indicaciones de reducción de materia orgánica y/o los cloruros en exceso, pipetear 0,5 a 2,0mg de Mn a un matraz de 250ml. Añadir agua destilada hasta 90ml si es necesario .b) Añadir 5ml de reactivo especial y una gota de peroxido de hidrógeno una porción adecuada de la muestra.. Concentrar hasta 90ml por ebullición y luego diluir hasta 90ml. Añadir 1g de sulfato de amonio, llevar a ebullición y dejar hervir por 1 minuto. No utilizar baño maría, secar de la fuente de calor dejar reposar por 1 minuto y enfriar en el grifo. Diluya hasta 100ml con agua destilada y mezclar. Preparar patrones que contengan 0, 5,00…1,500ug de Mn tratando diversas cantidades de soluciones de Mn patrón de la misma forma. c) Comparación con tubos de Nessler.-utilizar los patrones preparados que contienen entre 5 y 100ug/ Mn/100ml de volumen final. Comparar las muestras patrón visualmente. d) Determinación Fotométrica.- utilice una serie de patrones de 0 a 1,500ug Mn/100ml de volumen final. Realizar las mediciones fotométricas frente a un blanco de agua destilada. Tabla Nº 04: Longitud Apropiada del Trayecto Luminoso para diversas cantidades de Mn en 100ml de volumen final

Intervalo de Mn ug Trayecto Luminoso 5 – 200 20 – 40

50- 1.000 100-1,500

15 5 2 1

Fuente: Métodos Normalizados para el análisis de aguas potables y residuales Preparar una curva de calibración de concentración de manganeso en función a la absorbancia de los patrones y determinar el Mn en la muestra a partir de la curva.

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e) Concentración para la turbiedad o color.- Evitar la filtración por posible retención de parte del permanganato sobre el papel filtro. Si se emplea la comparación visual, solo puede calcular el efecto de la turbidez sin que pueda hacerse ninguna corrección para los iones coloreados que interfieren, cando se realizan medidas fotométricas utilice el método de decoloración que también corrige el color que interfiere. En cuanto se ha hecho la lectura en el fotómetro, añadir 0,05ml de solución de peroxido de hidrogeno directamente a al muestra en al célula óptica. Mezclar y como tan pronto el color del permanganato desaparece por completo y no queda burbujas, leer de nuevo. Deduzca al absorbancia de la solución decolorada de la absorbancia inicial para obtener la absorbancia del Mn. Cálculo a) Cuando se toma la muestra original para análisis ug Mn ( en 100ml. de volumen final)

mgMn/l = ------------------------------------------------ ml. de muestra

b) Cuando se toma una porción de la muestra digerida (100ml) para el análisis. ug Mn x 100ml.

mgMn/l = -------------------------- ml. de muestra

DETERMINACION DEL ZINC Zn Materiales y Métodos Espectrofotómetro Tubos Nessler Fotómetro de filtro Embudos de separación Método de I de la Ditizona Principio Cerca de 20 metales pueden reaccionar con la ditizona para producir compuestos de coordinación coloreados. Estos ditizonatos se pueden extraer con disolventes orgánicos tal como el tetracloruro de carbonato (CCl4). La mayoría de las interferencias en la reacción de ditozina – zinc puede resolverse por ajuste del pH entre 4,4 y 5, 5 y por adición de suficiente tiosulfato sódico. El zinc también forma un complejo tiosulfato débil que tiende a retardar la lenta e incompleta reacción entre zinc y ditozona. Por esta razón, la determinación es empírica y exige emplear una técnica idéntica en análisis de patrón y muestra.

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Interferencia La interferencia del bismuto, cadmio cobalto, cobre, oro , plomo, mercurio, níquel, paladio, plata y estaño estagnoso en las pequeñas cantidades en la que se encuentran en las aguas se elimina por formación de complejos con tiosulfato de sodio y por ajuste del pH. El hierro férrico, el cloro residual y otros agentes oxidantes confieren a la ditizona un color pardo amarillo. La reacción ditizona – zinc es extremadamente sensible y se debe tomar las precauciones para evitar la contaminación. La ditizona y ditozonatas se descomponen rápidamente a la luz intensa, no se debe exponer las soluciones a la luz del fotómetro mas tiempo del necesario, evitar la luz directa del sol. Reactivos Agua destilada Solución madre de Zinc Solución patrón de Zinc Acetato de Sódico Ácido Clorhídrico Solución tampón de Acetato Solución de Tiosulfato de sodio Solución de Ditizona I Solución de Ditizona II Solución de Citrato de Sodio Tetracloruro de carbono Procedimiento a) Preparación de patrones colorimetricos.- a una serie de embudos de 125ml añadir 0, 1,00, 200, 3,00,4,00 y 5,00ml de solución patrón de zinc para obtener patrones para obtener patrones que comprendan 1,00, 200, 3,00,4,00 y 5,00ug de Zn respectivamente, aforar cada volumen con agua a 10ml , añadir a cada embudo 5ml de tampón de acetato y de 1ml de solución de tiosulfato de sodio y mezclar, el pH de la solución deberá estar entre 4 y 5,5, añadir a cada embudo 10ml de ditozina II, tapar y agitar durante 4 minutos. Dejar que se separen las capas, secar el interior del vastago, por debajo de la llave del embudo empleando tiras de papel filtro y pasar la capa interior (CCl4) a una célula de absorbancia limpia y seca. b) Medida Fotométrica.-medir el color rojo del ditozonato de zinc a 535 nm o el color verde de la ditizona sin reaccionar a 620nm, fijar el fotómetro al 100 por 100 de transmitancia con el blanco si se elige la longitud de onda de 535 nm, si se emplea 620 nm, fijar el blanco a una transmitancia del 10 por 100. Trazar la curva de calibración. c) Tratamiento de la muestra.- si el contenido de zinc no esta dentro del intervalo de trabajo, diluir la muestra con agua o concentrar en una placa que contiene sílice. Si la muestra se ha conservado en ácido, evaporar una porción hasta su secado en una placa con sílice para eliminar el exceso de ácido, no se debe neutralizar con hidróxidos debido a que éstos suelen contener cantidades excesivas de zinc, ajustar el pH de la muestra entre 2 y 3 con HCl, empleando un pHmetro. Pasar 10ml a un embudo de separación completar el análisis como se describe el el paso a.( añadir a cada embudo 5ml de tampón de acetato) d) Comparación Visual.- si no se dispone de un instrumento fotométrico, tratar la muestras y patrones de la misma manera y pasar a tubos de ensayo emparejados o tubos nessler. La gama de colores obtenida con las diversas cantidades de zinc, es a grandes rasgos, como se indica:

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Zinc ug Color 0 (blanco)

1 2 3 4 6

Verde Azul

Azul – violeta Violeta

Rojo- violeta Rojo - violeta

Fuente: Métodos Normalizados para el análisis de aguas potables y residuales Cálculo ug Zn mgZn/l = -------------------- ml de muestra

DETERMINACION DE SULFATOS El sulfato (SO4) se distribuye ampliamente en la naturaleza y puede presentarse en aguas naturales en concentraciones que van desde poco a varios de miles de miligramos por litro. Los residuos de drenes de minas puede aportar gran cantidad de sulfatos debido a la oxidación de la pirita. Los sulfatos de sodio y magnesio ejercen una acción catalítica Materiales y Métodos Nefelometro Espectrofotómetro Fotómetro de Filtro Cronometro o reloj Cuchara de medida de 0,2 a 0, 3ml Agitador magnético Método Turbidimétrico Principio El ion sulfato (SO4) precipita en un medio de ácido acético con cloruro de bario (BaCl2) de modo que forma cristales de sulfato de bario (Ba SO4) de tamaño uniforme. Se mide la absorbancia luminosa de la suspensión del sulfato de bario con un fotómetro y se determina la concentración de SO4 por comparación de la lectura con una curva patrón Interferencias Interferirá el color o la materia suspendida en gran cantidad. Parte de la materia en suspensión puede ser eliminados por filtración. Si ambas interferencias son pequeñas en comparación con la concentración sulfatos. Interferirá también un exceso de Sílice superior a 500ml/l, y en las aguas con gran cantidad de materia orgánica puede o no ser posible precipitar BaSO4 satisfactoriamente

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Reactivos Solución Tampón A.( Cloruro de Magnesio, acetato de sodio, nitrato potasico, ácido acético) Solución Tampón B.-requerida cuando la concentración en la muestra de sulfatos es inferior a 10mg/l. (Cloruro de magnesio, acetato de sodio, nitrato de potasio, sulfato de potasio y ácido acético) Cloruro de Bario (BaCl2) Solución Patrón de Sulfato . Procedimiento Formación de Turbidez.-con el sulfato de bario, medir 100ml de muestra en un erelenmeyer de 250ml. Añadir 20ml de solución tampón y mezclar en un agitador. Mientras se agita añadir una cucharada de cristales de BaCl2 empezando el recuento de tiempo inmediatamente. Agitar durante 60 segundos a velocidad constante. Medida de la Turbidez del Sulfato. de Bario.- Tras finalizar el periodo de agitación, verter la solución en la cubeta del fotómetro medir la turbidez a los 5 minutos. Preparación de la curva de Calibración.- Calcular la concentración de SO4 en la muestra comparando la lectura de la turbidez con una curva calibrada preparada, sometiendo los patrones de SO4 al método completo. Espáciense los patrones a incrementos de 5mg/l en el rango de 0 a 40 mg SO4/l. Por encima de 40mg/l, la precisión disminuye y las suspensiones de sulfato de bario pierde estabilidad. Comprobar la fiabilidad de la curva de calibración, llevando a un patrón en paralelo con cada 3 ó 4 muestras. Corrección para el Color y Turbidez.- Corregir el color y turbidez realizando blancos a los que no se añadido BaSO4 Cálculo mg SO4 x 1.000 mg/lt SO4 = --------------------------------------------

ml. de muestra Si se utiliza la solución Tampón A, determinar la concentración de sulfatos directamente a partir de la curva de calibración, tras sustraer la absorbancia de la muestra antes de añadir cloruro de bario. Si se utilizo la solución Tampón B.- sustraer las concentraciones del sulfato del blanco a partir de la concentración aparente de sulfato, tal como se ha determinado antes: dado que la curva de calibración no es una línea recta, esto no es equivalente a sustraer la absorbancia del blanco de la absorbancia de la muestra. 4.1.4.- DETERMINACION DE ACEITES Y GRASA En la determinación de grasa y aceites no se mide una cantidad absoluta de una sustancia especifica, mas bien se determina cuantitativamente grupos de sustancias con características físicas similares sobre la base de solubilidad común en triclorotrifluoroetano. “Aceite y Grasas” es cualquier material recuperado como sustancia soluble en triclorotrifluoroetano, incluye otros materiales extraíbles por el disolvente de una muestra acidificada (tales como los componentes de azufre, ciertos tintes orgánicos, y la clorofila) y no volatilizados durante la prueba limitación que se

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debe entender claramente. De otro lado alguno constituyente que representan diferentes elementos químicos, compuestos o grupo de compuestos, aceites y grasas están definidos en el método usado para su determinación. El termino “Grasa” entonces, se aplica a una amplia variedad de sustancias orgánicas que son extraídas de suspensiones o de soluciones acuosas por el exano y por el freón. Los hidrocarburos esteres, aceites, grasas, ceras y ácidos grasos de alto peso molecular son los materiales mayormente disueltos por dichos solventes. El termino “Aceite” representa una gran variedad de hidrocarburos de bajo o elevado peso molecular, de origen mineral, que abarca desde gasolina hasta combustibles y aceites lubricantes. Además incluye todos los glicéridos de origen animal y vegetal que son líquidos a temperatura ordinaria. Materiales y Métodos Aparato de Extracción Soxhlet. Bomba de vacío u otra fuente de vacío Embudo Buchner 12cm Funda de Calentamiento Eléctrico Parrilla Eléctrica con cubierta Cartuchos de extracción , de papel Papel filtro de 11 cm de diámetro Discos de Muselina de 11cm de diámetro Agitador Magnético Método de Extracción de Soxhlet Principio Los jabones metálicos solubles son hidrolizados por acidificación. Solo los aceites y grasas sólidas o viscosas presentes se separan de las muestras liquidas por filtración Después de la extracción en un aparato de Soxhler con triclorotrifluoroetano, se pasa el residuo que queda después de la evaporación del disolvente para determinar el contenido de aceite y grasa. los compuestos que volatilizan a, o por debajo de 103ºC se perderán cuando se seque el filtro. Interferencias El método es netamente empírico y solo se puede obtener resultados duplicados solo con ajustarse de forma estricta a todos los detalles por definición cualquier material recuperable es aceite y grasa, por lo cual cualquier sustancia soluble es Triclorotrifluoroetano filtrable tal como elementos de azufre y ciertos orgánicos, serán extraídos como aceite y grasa. La velocidad y el tiempo de extracción en el aparato Soxhlet se debe a la variable solubilidad de las diferentes grasas. Además la duración del tiempo requerido para secar y enfriar el material extraído no puede ser alterado. Pueda que haya un incremento gradual en el peso, debido presumiblemente a la absorción del oxigeno, y/o una pérdida gradual de peso debido a la volatilización. Reactivos Ácido Clorhídrico Triclorotrifluoroetana Suspensión de ayuda al filtro del Sílice de diatomeas 10g/litro de agua destilada.

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Procedimiento Tomar 1 litro de muestra en un frasco de vidrio de boca ancha y marcar el nivel de la muestra en el frasco para determinación posteriormente el volumen exacto de la muestra. Acidular a pH 2 o inferior; por lo general, con 5ml de HCl. Preparar un filtro que consista en un disco de muselina cubierto con papel filtro,. humedecer el papel y la muselina y doblar los borde del papel. Utilizando la bomba de vacío, pasar 100ml de suspensión de diatomeas a través del filtro preparado y lavar con un litro de agua destilada; el vació se suspende cuando ya no pase agua a través del filtro Filtra la muestra acidulada, aplicando el vació hasta que no pase mas agua (muestra a través del filtro). Transferir el papel filtro a un vidrio de reloj utilizando pinzas. Adicionar el material que se adhirió a los bordes de la muselina. Limpiar lo lados y el fondo del recipiente colector, y el embudo, con trozos de papel filtro impregnado con freón, teniendo cuidado en remover todas la películas de grasa y recolectar todo el material sólido. Juntar estos trozos tonel papel filtro que se coloco en el vidrio de reloj. Enrollar el papel filtro con los trozos utilizados en la limpieza y acomodarlos dentro del cartucho de extracción. Adicionar cualquier trozo de material que quede en el vidrio reloj, limpiar el vidrio de reloj con un papel filtro impregnado de freón y colocarlo en el cartucho de extracción. Secar el cartucho con su contenido en una estufa de aire caliente a 103ºC durante 30 minutos. Adicionar al cartucho lana de vidrio o perlas de vidrios. Pesar el matraz de extracción. Extraer el aceite y grasa en un aparato Soxhlet, usando freón, a una velocidad de 20 ciclos por hora durante 4 horas. Tomar el tiempo desde el primer ciclo. Destilar el freón del matraz de extracción en un baño maría a 70ºC. por 15 minutos, haciendo pasar aire a través del matraz por medio del vació durante el ultimo minuto. Enfriar en un secador durante 30 minuto exactos y pesar. Cálculos Si el solvente orgánico esta libre de residuos, el aumento en peso del matraz de destilación tarado se debe principalmente a grasa y aceites. El aumento total en peso del matraz (A, mg) menos el residuo calculado de un testigo de freón (B, mg) es la cantidad de grasa y aceites en la muestra de agua. ( A + B) x 1,000 Grasas y Aceites mg/litros = -------------------------- ml. de muestra 4.1.5 DETERMINACION DE HIDROCARBUROS En ausencia de productos industriales especialmente modificados, el aceite y la grasa están compuestos fundamentalmente de materia grasa de origen animal, vegetal y de hidrocarburos del petróleo. Conocer el porcentaje de cada de uno de estos constituyentes en el aceite y grasa reduce la dificultad de determinar el origen principal del material, y simplifica la corrección de los problemas causados por el aceite y la grasa en el funcionamiento de las centrales de tratamiento de aguas residuales, y la disminución de la contaminación de los cursos de agua.

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Principio El gel de sílice tiene la capacidad de absorber los materiales polares, si se mezclan una solución de hidrocarburos y materiales grasos en triclorotrifuoroetano con gel de sílice, los ácidos grasos son extraídos de la forma selectiva de la solución. Los materiales no eliminados por adsorción al gel de sílice son considerados hidrocarburos en esta prueba. Interferencia Los hidrocarburos polares, tales como los compuestos aromáticos complejos y los de derivados hidrocarburos del cloro, azufre y nitrógeno pueden ser absorbidos por el gel de sílice. Cualquier compuesto distinto de los hidrocarburos y materia grasa recuperado por los procedimientos para la determinación de aceite y gras también interfiere. Reactivos Freón Sílice gel malla de 60 a 200 Procedimiento. Utilizar el aceite o grasa extraídos por el método de extracción de Soxhlet. Cuando sea solo de interés los Hidrocarburos, introducir este procedimiento en el método indicado, antes de hacer la medición final. A 100ml de freón que contenga menos de 100mg de material graso, adicionar 3.0g de sílice gel. Tapar el recipiente y agitar por 5 minutos en u agitador magnético. Filtrar la solución a través de papel filtro. Lavar la sílice gel y el papel filtro con 10ml de Freón y combinar el lavado con el filtrado antes de efectuar las etapas de desalojo del Freón.

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5.-ANALISIS BIOLOGICOS DETERMINACION POR INSTRUMENTACION Son análisis de lectura directa mediante el uso de equipo o instrumentos, y las ventajas de utilizar estos es de minimizar el consumo de reactivos, los volúmenes de muestra y reduce el área de trabajo. Para la confiabilidad de los resultados de este método por instrumentación es esencial que los instrumentos estén calibrados y que se compruebe con frecuencia y comparados regularmente con un método patrón o con resultados de análisis simultáneos. Bajo este tipo de análisis se determinan los siguientes patrones de: Oxigeno Disuelto Demanda Bioquímica de Oxigeno y Demanda Química de Oxigeno OXIGENO DISUELTO (O. D ) En una u otra forma todos lo organismos vivientes dependen del Oxigeno, para mantener el proceso metabólico que produce energía para crecer y reproducirse Los niveles de oxigeno disuelto (OD) en aguas naturales y residuales dependen de la actividad físicas, química, bioquímica del sistema del agua DEMANDA BIOQUIMICA DE OXIGENO (D.B.O) Es la cantidad de Oxigeno requerido por las bacterias para descomponer o estabilizar la materia del agua, bajo condiciones especificas de tiempo y temperatura.(I.MA cuenta con un equipo de análisis para DBO) DEMANDA QUIMICA DE OXIGENO (D.Q.O) Es la medida del oxigeno equivalente al contenido de materia orgánica de una muestra que es susceptible a la oxidación por un oxidante química fuerte. Es la cantidad de oxigeno necesaria para oxidar el carbono orgánico completamente a C02, H20 y NH4

Materiales y Métodos Equipo de análisis para la determinación del Oxigeno Disuelto Equipo de análisis para la determinación de la Demando Bioquímica de oxigeno Equipo de análisis para la determinación de la Demanda Química de Oxigeno Para el uso y procedimiento del método seguir con las recomendaciones del fabricante (Anexo Nº 7) La determinación de estos parámetros es importante por que nos dará a conocer la cantidad de Oxigeno presente en los cuerpos de agua, ya que para la vida y desarrollo de los peces y otros organismos acuáticos es necesario mantener los niveles adecuados de oxigeno en el agua.

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6.-ANALISIS MICROBIOLOGICOS DEL AGUA ANALISIS MICROBIOLOGICOS PARA COLIFORMES TOTALES Y FECALES El grupo de las coliformes esta formado por todas las bacterias aerobias y anaerobias facultativas gran negativas, no formadoras de espora y con forma de bastón que fermentan a lactosa, produciendo gas y ácido alas 48 horas a 35ºC. Los resultados de los tubos y diluciones replicados se comunican en términos del Número Mas Probable (NMP) de microorganismos existentes. Este análisis generalmente esta hecho para investigar casos de contaminación con excretas de agua de consumo, aguas de ríos, sistemas de tratamiento de aguas residuales, aguas de balnearios, aguas marinas y en general, para el monitoreo de la calidad del agua. Materiales y Métodos. Autoclave Incubadora Balanza Baño Maria (Coliformes Fecales) Filtro de membrana Refrigerador Material de vidrio de rutina Agua destilad Medios de cultivo MÉTODO DE LOS TUBOS MÚLTIPLES PARA COLIFORMES TOTALES Y FECALES Medio de Cultivo para Coliformes Totales Prueba Presuntiva. Existen tres medios de cultivo para esta prueba (caldo Luaril Sulfato, Caldo Lauril Triptosa, Caldo Lactosa) Medio de Cultivo: Caldo Lauril Sulfato Triptosa Fundamento. Debido a su elevada calidad nutritiva y al tampón de fosfatos que contiene este medio de cultivo se garantiza el crecimiento y la Intensa producción de gas. La producción de gas puede evaluarse con tubos de fermentación. El contenido de Luaril Sulfato inhibe notablemente el crecimiento de otras bacterias.

Composición Gramos Triptosa 20 Fosfato de Hidrógeno di potásico K2HPO4 2.75 Fosfato de dihidrógeno potasio KH2PO4 2.75 Cloruro de Sodio NaCl 5.0 Lactosa 5.0 Laurel Sulfato de Sodio 0.1 --------- 35.6

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Preparación Disolver 35.6gr en 1,000ml de agua destilada , mézclese cuidadosamente y caliéntese para disolverlo, distribuir la cantidad de 10ml en los tubos de ensayo provistos de los tubos durhan invertidos. Esterilizar en el autoclave por 15 minutos a 15 libras de presión a 121ºC. Al final de la esterilización el pH es 6.8 +/- 02. Incubar por 24 horas. Procedimiento La eficacia de esta técnica es de sembrar cantidades alícuotas de muestras de agua de 10ml, 1ml y 01ml, según el caso que requiera en cada una de las series de los tubos múltiples. Todas las muestras deben ser agitadas vigorosamente al igual que las diluciones antes de inocular en la serie de los tubos múltiples. Se trabajara con una serie de 3 (10ml.1ml.y 0.1ml) con 5 repeticiones. Al cabo de 24 horas los tubos deben ser examinados, si no se ha producido gas se examina a las 48 horas. Prueba Confirmativa Medio de Cultivo: Verde Brillante de Lactosa Bilis (Brilla) Fundamento: La bilis y el colorante verde brillante inhibe notablemente el desarrollo de la flora contaminante e incluso Clostridios degradadores de la lactosa (C. perfringens). La fermentación de la lactosa con formación de gas, es un indicativo de la presencia de E.coli, se demuestra mediante los tubos de fermentación de gas Durhan. Las otras bacterias coliformes crecen, pero sin producir gas. Composición Gramos Peatona de Carne .10.0 Lactosa 10.0 Bilys Buey Desecada 20.0 Verde Brillante 0.0133 ------------- 40.0133 Preparación Disolver 40gr en 1,000ml de agua destilada , mézclese cuidadosamente y caliéntese para disolverlo, distribuir la cantidad de 10ml en los tubos de ensayo provistos de los tubos durhan invertidos. Esterilizar en el autoclave por 15 minutos a 15 libras de presión a 121ºC. Al final de la esterilización el pH es 7.2 +/- 0.1 Procedimiento Llévese a la fase de confirmación todos los tubos primarios en los que haya aparecido abundante cantidad de gas, o de crecimiento ácido a las 24 horas de incubación. Si se observa una fermentación activa o un crecimiento ácido antes de las 24 horas los tubos se llevan al medio de confirmación sin esperar a que transcurra las 24 horas. S i hay otros tubos primarios con crecimiento ácido después de 48 horas de incubación también se llevara a al fase confirmativa.

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Agítense suavemente o hágase rotar los tubos primarios que muestran formación de gas o crecimiento ácido suficiente para que se produzca una resuspensión de los mismos microorganismos. Con una asa estéril de 3mm de diámetro pásese una asa completa de cultivo al tubo de fermentación que contiene el medio verde brillante de lactosa bilis , introduzca rápidamente al fondo del tubo con el medio. Repita esta operación en todos los tubos posiblemente positivos. Incubar por 24 y 48 horas a 35ºC Interpretación. La formación de cualquier cantidad de gas en el vial invertido en el medio de fermentación de verde brillante de lactosa bilis a las 48 horas constituye un resultado positivo en la fase confirmativa. Calcúlese el valor del NMP a partir del número de tubos positivos. Medio de Cultivo para Coliformes Fecales La prueba para coliformes fecales permite diferenciar, entre los coliformes de origen fecal (intestino de los animales de sangre caliente)y los procedentes de otras fuentes. Medio de Cultivo: EC Fundamento La lactosa favorece a las bacterias lactosa – positivas, especialmente coliformes y E. coli. Los gérmenes lactosa consumen lactosa con producción de gas; las sales biliares inhiben notablemente el crecimiento de gérmenes Gran positivos o de microorganismos no adaptadas al medio ambiente intestinal Composición Gramos Triptosa 20.0 Cloruro de Sodio 5.0 Lactosa 5.0 Sales biliares Nº 3 o mezcla de sales biliares 1.5 Fosfato de Hidrógeno di potásico K2HPO4 4.0 Fosfato de dihidrógeno potasio KH2PO4 1.5 ---------- 37.0 Preparación Disolver 37 gr de este medio en 1000ml de agua destilada, mezclar cuidadosamente y calentar para disolverlos. Antes de esterilizar distribuir la cantidad de 10ml en los tubos de ensayo provistos de los tubos durhan invertidos, cerrar los tubos con tapones de metal o de plástico resistentes al calor El pH debe ser de 6.9 después de la esterilización. Analizar todos los tubos de fermentación presuntivos que hayan mostrado alguna cantidad de gas o un fuerte crecimiento durante las 48 horas de inoculación en la prueba de confirmación. Agitar suavemente y gírar los tubos de fermentación que muestran gas o un fuerte crecimiento. Con una asa estéril de metal de 3mm de diámetro, pase el cultivo a cada tuvo de fermentación con el medio, Incubar los tubos con medio EC. a 44.5 ºC. durante 24 horas, poner todos los tubos con EC. en un baño de agua antes que transcurra 30 minutos de la inoculación y mantener a una profundidad suficiente.

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Interpretación S e considera como reacción positiva la aparición de gas en el medio EC. a las 24 horas o menos de incubación La falta de gas ( a veces se produce crecimiento)constituye un resultado negativo, que indica que el origen de los microorganismos no es el aparto digestivo de los animales de sangre caliente. Los resultados se calculan mediante el NMP. Prueba Complementaria.

Agar EMB según Levin (agar –eosina-azul de metileno-lactosa sacarosa) Fundamento Los colorantes contenidos en su formula inhibe a muchos gérmens gram positivos de acompañamiento Composición Gramos Peptona de carne 10.0 Lactosa 5.0 Sacarosa 5.0 Di- potasio de hidrogeno fosfato 2.0 Eosina amarilla 0.4 Azul de Metileno 0.065

Agar –agar 13.5 ------------ 35.965

Preparación. Disolver 36gr del en 1,000ml de agua destilada, dejar reposar 15 minutos, llevar a baño Maria (punto de ebullición) hasta la disolución completa.) Esterilizar en autoclave por 15 minutos a 15 libras de presión y 121ºC. El pH medido después de la esterilización es de 7.1 Agar MacCONKEY Fundamento Las sales biliares y violeta inhibe considerablemente a la flora gran – positiva. La lactosa con el inhibidor de pH rojo neutro, sirve para la comprobación de la degradación de dicho azúcar. Composición Gramos

Peptona de caseina 17.0 Peptona de carne 3.0 Cloruro de sodio 5.0 Lactosa 10.0 Mezcla de sales biliares 15.0 Rojo neutro 0.03 Cristal Violeta 0.001 Agar –ager 13.5 ----------- 50.031

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Preparación. Disolver 50gr del agar en 1,000ml de agua destilada, dejar reposar por 15 minutos, calentar baño Maria (punto de ebullición) hasta la disolución completa.) Esterilizar en autoclave por 15 minutos a 15 libras de presión y 121ºC. El pH medido después de la esterilización es de 7. CALCULO Y REGISTRO DEL NUMERO MAS PROBABLE MNP El calculo de la densidad probable de bacterias coliformes totales y fecales en una muestra esta basada en la combinación de los resultados positivos y negativos obtenidos en cada dilución. La densidad de bacterias coliformes se expresa como NMP de coloformes totales por 100ml y NMP de coliformes fecales por 100ml. El NMP se obtiene a través de tablas en las que se presentan límites de confianza de 95% para cada valor de NMP determinado (Anexo Nº 08) Tres diluciones son necesarias para la obtención del código del NMP, Si tenemos sembrados 3 de 10ml; 3 de 1ml; y 3 de 0.1ml resultados positivos es de 3 de 10ml, 2 de 0.1ml y ninguno de 0.1ml. El código resultante para la obtención del NMP será 3- 2- 0 Se localiza el valor en la tabla y se ajusta con la siguiente formula . Valor de la tabla del NMP x 10 NMP = ------------------------------------------------

Volumen de la dilución inicial

NMP = /100ML Cuando se utiliza más de tres diluciones en series de diluciones decimales, sólo se tomarán los resultados de tres de ellas para calcular el NMP. Para seleccionar las tres diluciones a utilizar en la determinación del código del NMP, elíjase la dilución mas alta con resultados positivos entre los 5 estudiados (no hay ninguna dilución menor que haya dado un resultado negativo) y las dos siguientes diluciones mas altas. (Ver Anexo Nº 08).

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METODO POR EL FILTRO DE MEMBRANA PARA COLIFORMES TOTALES Y FECALES Esta técnica de filtro de membrana (FM) es altamente reproducible se puede utilizar para estudiar volúmenes relativamente grandes de muestra y proporciona resultados numéricos mas rápidos que el método de los tubos múltiples. La técnica del filtro de membrana es extraordinariamente útil para controlar las posibles situaciones de urgencia en relación con el agua potable y para el estudio de las distintas aguas naturales. Sin embargo esta técnica tiene limitaciones, sobre todo para estudiar aguas con elevada turbidez o que contengan bacterias no coliformes. (Métodos Normalizados para análisis de aguas Potables y residuales) Materiales y Métodos Medio de Cultivo para ColiFormes Totales Agar selectivo para aislamiento y diferenciación del Escherichia coli en la investigación biológica del agua. Medio de Cultivo: Agar Endo LES Composición Gramos Ex tracto de levadura 1.2 Casitona o Tripticas 3.7 Tiopeptona o tiotana 3.7 Trptosa 7.5 Lactosa 9.4 Fosfato de Hidrógeno di potásico K2HPO4 3.3 Cloruro de Sodio NaCl 3.7 Fosfato de dihidrógeno potasio KH2PO4 1.0 Luaril Sulfato de Sodio 0.05 Desoxicolato de sodio 0.1 Sulfato de sodio Na2So3 1.6 Fucsina básica 0,8 Agar 15.0 ---------- 50.45 Preparación Para rehidratar el medio disolver 51gr en 1 litro de agua destilada conteniendo 20ml de etanol (alcohol de 95º, que controla el crecimiento de fondo y el tamaño de las colonias de coliformes) dejar reposar por 15 minutos y se calienta en Baño Maria a punto deebullición para disolver el medio por completo. Enfriar a 45 – 50ºC. uniformemente girar el frasco o agitándolo suavemente antes de verterlo en placas petri estériles en porciones de 5 -7ml por placa Preparar lo necesario de acuerdo a la cantidad de muestras a analizar en un periodo de 3 días. Las placas no se expondrán a al luz directa, sino que se conservarán en la oscuridad a 2.10ºC, desechándose las no utilizadas después de 2 semanas Procedimiento Se analizaran las aguas filtrando tres volúmenes distintos (diluidos o no) en función a la densidad bacteriana que se espere (cuadro Nº 1)..Cuando se filtra menos de 20ml (diluidos o no) se añadirán alrededor de 10 ml de agua de dilución estéril al embudo antes de la filtración, se aumenta con ello el volumen del agua, lo que ayuda a tener una

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dispersión uniforme de la suspensión bacteriana en la totalidad de la superficie filtrante electiva.. Para la filtración de la muestras se coloca con pinzas estériles un filtro de membrana estéril (con la trama hacia arriba) sobre la placa porosa del receptáculo. Sitúese con cuidado la unidad del embudo correspondiente sobre el receptáculo y fíjese .La filtración se lleva acaba bajo un vacío parcial. Todavía con el filtro en su lugar, aclárese el embudo filtrado tres porciones de 20 a 30ml de agua de dilución estéril. Tras el enjuagado final y la desconexión al vacío del proceso de filtrado, desbloquéese y retírese el embudo e inmediatamente quitar el filtro de membrana con una pinzas estériles, colocándolo en el medio seleccionado con un movimiento de rotación para evitar que quede aire atrapado si esto ocurre se debe tratar de aprisionar eliminando con una pinza estéril los bordes de la membrana con suavidad. Introducir una muestra de agua de lavar estéril (100ml) después de filtrar una serie de 10 muestras para comprobar posibles contaminaciones cruzadas o contaminación de agua de lavado. Incubar la membrana de control en las mismas condiciones que las demás muestras (a 35ºC por 22- 24 horas) Al comienzo de cada serie de filtraciones, utilice unidades de filtración estériles como mínima precaución para evitar la contaminación accidental. Considerar que se interrumpe una serie de filtraciones cuando transcurre un intervalo de 30 o mas minutos entre la filtración de dos muestras. Si se produjera una interrupción de este tipo, tratar la filtración siguiente como si fuese una nueva serie y esterilizar los soportes de los filtros de membrana que se están utilizando. Descontaminar los filtros mediante rayos ultravioleta (UV), chorro de vapor o agua hirviendo. En el caso del empleo de luz UV, bastara con la exposición de 2 minutos Las placas se incuban por 22-24 horas a 35ºC en posición invertida Interpretación La típica colonia de coliformes tiene un color rojo oscuro con un brillo metálico en superficie. El área brillante puede ser un pequeño punto, o bien cubrir por completo la superficie de la colonia. Cuadro Nº 01: Volúmenes de Muestra Recomendados Para la Prueba de

Coliformes Totales en Filtro de Membrana Volumen (X) a Filtrar ml Origen del Agua 100 50 10 1 0.1 0.01 0.001 0.0001 Agua Potable X Piscinas X Pozos, Manantiales. X X X Lagos, Pantanos. X X X Entrada al suministro de agua. X X X Playas Públicas. X X X Agua de Río X X X X Alcantarillado clorado. X X X Alcantarillado no tratado X X X X

Furente: Métodos Normalizados para el análisis de Agua potables y residuales Cálculo y Expresión de Resultados Los resultados de la densidad de coliformes es el total de coliformes por 100ml. Calcúlese el recuento utilizando filtros de membrana que tengan 20- 80 colonias de coliformes y no mas de 200 colonias de todos los tipos por membrana, y aplicando la siguiente ecuación.

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Colonias de coliformes contadas x100

Colonias de coliformes totales/100ml = ------------------------------------------------- Volumen de muestra filtrada Para recuento de coliformes comprobados, ajústese al recuento inicial, teniendo en cuenta el porcentaje de comprobación positiva y comuníquese como”recuento comprobado de coliformes por 100ml

Colonias de Coliformes contadas Porcentaje de coliformes verificados = ------------------------------------------- x100 Volumen de muestra filtrada

Medio de Cultivo Para Coliformes Fecales: Caldo M-FC Medio selectivo para demostración y aislamiento de E.coli fecal. Medio de Cultivo: Caldo M-FC

Composición Gramos Triptosa 10.0 Proteosa peptona Nº3 polipeptona 5.0 Extracto de levadura 1.5

Lactosa 12.5 Cloruro de sodio NaCl 5.0 Salas biliares Nº 3 o mezcla de sales biliares 1.5 Azul de anilina 0.1 Agua destilada 1,000ml pH 7

Preparación. Rehidratar en agua destilada con 10ml de ácido rosalito al 1 por 100 en NaOH al 0,2N. Calientar hasta casi ebullición, retirar rápidamente del calor y enfrié a menos de 50ºC. No se esteriliza en autoclave. Divida en porciones de 5-7ml y colóquelo en placas petri de 50x 12mm donde se deja solidificar si se utiliza agar el pH final debe ser de 7.4. Conservase el medio preparado a 2-10ºC. descartando a las 2 semanas. Procedimiento. La técnica de filtros de membrana para coliformes fecales es parecida con la de coliformes totales con las siguientes diferencias Para efectuar las diluciones se utilizará los volúmenes que produzcan recuento de 20 – 60 colonias de coliformes fecales por membrana. Los cultivos en membrana para coliformes fecales se incuban en bolsas de plástico impermeables o sellar las placas individualmente con una cinta a prueba de agua para evitar la filtración durante la inmersión sumergida en Baño Maria a 44 ºC durante 24 horas.

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El tiempo transcurrido desde la filtración hasta la incubación no debe exceder de 30 minutos. Todas las colonias azules son fecales. Recuento Las colonias producidas por bacterias de coliformes fecales en el medio M-FC presentan distintos matices de azul. Las colonias amarillo pálido pueden ser de E. coli y hay que comprobar si producen gas en manitol a 44,5ºC. Las colonias de coliformes no fecales son de tonos grises a cremosos. En condiciones normales se observan pocas colonias de coliformes no fecales en el medio M-FC debida a la acción selectiva de la elevada temperatura y la adición de la sal ácido rosólico. Las colonias se cuentan por medio de una lupa estereoscópica binocular de campo amplio y pocos aumentos (10 a 15) o mediante dispositivos ópticos similares Cuadro Nº 02: Volúmenes de Muestra Recomendados Para la Prueba de

Coliformes Fecales en Filtro de Membrana

Volumen (X) a Filtrar ml Origen del Agua 100 50 10 1 0.1 0.01 0.001 Lagos y pantanos X X Pozos, manantiales X X Toma del suministro de agua X X X Aguas naturales de baño X X X Planta de tratamiento de aguas residuales, efluente secundario X X X Chacras de granjas, ríos X X X Torrenteras X X X Alcantarillado municipal no tratado X X X Desague de establos X X X

Furente: Métodos Normalizados para el análisis de Agua potables y residuales Cálculo y Expresión de Resultados Los resultados de la densidad de coliformes es a partir de las cantidades de la muestra que producen recuentos dentro de los limites deseados de 20 – 60 colonias de coliformes fecales, estos limites son mas restrictivos que los de 20 -80 colonias de coliformes totales, debido al mayor tamaño en las colonias del M-FC. El cálculo se realizara como se describe para coliformes totales. Los resultados se emitirá en términos de densidad de Coliformes Fecales /100ml. ANALISIS MICROBIOLOGICOS PARA HETEROTROFOS Materiales y Métodos. Autoclave Incubadora Balanza Baño Maria (Coliformes Fecales) Filtro de membrana Refrigerador Material de vidrio de rutina Agua destilad Medios de cultivo

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METODO POR EL FILTRO DE MEMBRANA PARA HETEROTROFOS Existen tres medios de cultivo para esta prueba (Agar RHP, Agar R2A y Agar NWRI) Medios de Cultivo: Agar RHP Este medio altamente nutritivo solo se utilizara para el método de filtro de membrana Composición Gramos Peptona 20.0 Gelatina 25.0 Glicerina 10.0 Agar 15.0 Agua destilada 1,000ml Preparación Mezclase todos lo ingredientes salvo la glicerina, ajuste el pH a 7.1 con NaOH al 01 N. Caliéntese hasta que se disuelva, añádase la glicerina y poner a la autoclave por 5 minutos a 121ºC. También se puede utilizar el Agar R2A, bajo poder nutritivo, proporciona recuentos mas elevados Preparación de Placas Verter porciones de 5ml. de medio estéril en las placas petri, las placas preparadas pueden guardarse en bolsa plástico o envases bien cerrados bajo refrigeración y se recomienda no conservarlos mas de una semana. Tamaño de Muestra El volumen que se va a filtrar varía según el tipo de muestra. Selecciónese el tamaño máximo de la misma que produzca 20 -200 UFC Procedimiento Fíltrese el volumen adecuado a través de un filtro de membrana estéril de 47mm y 0.45 um de poro, en vació parcial. Aclárese el embudo con 3 porciones de 20 a 30 ml de agua de dilución estéril. Colóquese el filtro en la placa con agar. Colóquese la placas ajustadas en cajas o bolsas de plástico que contengan toallas de papel humedecidas, incubar a 35 +/-o5ºC durante 48 horas. Recuento En los filtros de membrana cuéntese las colonias con ayuda de un microscopio estereoscópico a 10 -15 aumento. Por ello es preferible colocar la placa petri en la platina del microscopio en un angula de 45º, con una fuente de luz que incida verticalmente sobre las colonias. La densidad óptima de colonias por filtro es de 20 a 200, con colonias pequeñas y no próximas entre si, se acepta un número mayor. Cuente todas las colonias que existen en la membrana, en el caso que existan 1 a 2 o menos por cuadrado. Para intervalo de 3 a 10 colonias por cuadrad, cuéntese 10 cuadrados y obtengas la medida por cuadrado. Cuando exista de 10 a 20 colonias por cuadrado cuente 5 y obtenga la medida por cuadrado. Multiplicar este numero medio

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por 100 veces el inverso de la dilución para obtener el número de colonias por mililitro. Si existen mas de 20 colonias por cuadrado comuníquese el recuento como > 2.000 veces al reciproco de la dilución. Los recuentos de los medios se lee como Unidades Formadoras de Colonias (UFC) calculadas. Solo se harán recuentos estimativos cuando existan colonias aisladas y seoparadas sin expansión METODO DE LA PLACA FLUIDA El método de la placa fluida es fácil de poner en práctica y puede adaptarse a volúmenes de muestra o de muestra diluida que axila entre 0,1 y 2,0ml. Las colonias que se producen son relativamente pequeñas y compactas y muestran menor tendencia de rodear unas a otras que las producidas por crecimiento en superficie. Por otro lado las colonias sumergidas suelen tener un crecimiento más lento, son difíciles de transferir y no se describe en los estudios publicados. Para mantener la temperatura del agar es necesario de un baño de agua controlado por un termostato así, puede producirse un significativo choque de calor durante la exposición transitoria de la muestra al agar a 45 – 45ºC. Materiales y Métodos Cámara de Flujo Laminar Placas petri Pipetas esterilizadas Agitador magnético Tubos Medios de Cultivo S e puede utilizar el agar R2A o el agar NWRI Medio de Cultivo: Agar NWRI Composición Gramos Peptona 3,0 Caseina soluble 0,5 K2PO4 0,2 MgSO4 0,05 FeCl3 0,001 Agar 15,0 Agua destilada 1,000ml Preparación Ajustar a ph 7,2 antes de pasar por la autoclave por 15 minutos a 121ºC. Procedimiento Marcar cada placa con el número de la muestra, la dilución y fecha Preparar cada volumen de muestra o dilución por duplicado. Mezclar las diluciones con movimientos de arriba hacia abajo (adelante y atrás) unas 25 veces o con agitador magnetico por 15 segundos Colocar de 10 a 12 ml de medio a cada placa manteniendo a 44 – 46 ºC.

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Una vez añadido el medio a todas las placas, mézclese cuidadosamente el medio líquido con la porción de la muestra en estudio. Girar las placas suavemente en forma horaria y antihoraria o rotando e inclinándola a la vez. Dejar solidificar las placas por 10 minutos, incubar a 35ºC por 48 horas en forma invertida Recuento Solo se consideraran en el recuento a las placas que muestran entre 30 a 300 colonias. , Registrar el recuento bacteriano multiplicando el numero medio por placa por el reciproco de la dilución utilizada y presentar en Unidades Formadores de Colonia (UFC) por mililitro calculado.

METODO DE LA PLACA FLUIDA

Muestra de

Agua

99 ml.

Blanco 1 ml.

Volumen añadido

0.1 ml.

Placas de

cultivo

1 ml. 0.1 ml.

1 ml. 0.1 ml.

10-2 ml. 10-3 ml.

1 ml.

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7.-RECURSOS BIOLOGICOS IDENTIFICACION DE FITOPLANCTON Y ZOOPLANCTON El plancton es el conjunto heterogéneo de organismos que viven en suspensión en las aguas de los océanos, lagos, estanques y ríos. Como son incapaces de moverse, o a lo sumo realizan movimientos erráticos, están a merced de las corrientes y de las olas. Pueden dividirse en dos grupos principales: Fitoplancton.- (algas microscópicas) aparece en forma unicelular coloidal o filamentosa, muchas son fotosintéticas y sirven de alimento al zooplancton y a otros organismos acuáticos. Zooplancton.- (animales microscópicos) es el conjunto de animales diminutos con movimientos de cilios y flagelos, que constituyen los consumidores primarios de los ecosistemas acuícolas. Método Toma de Muestra

La toma de invertebrados se suele hacer con redes de mano de tipo Kick , tomando muestras en medio del río, en zonas de corriente, y no en las orillas. Las muestras se lavan y recogen en un frasco con formol al 4%.

Procedimiento

En el laboratorio se fijan con alcohol al 70%. Se observan al microscopio para determinar la especie. Se clasifican las muestras al menos hasta el nivel de taxón (especie, género, familia, etc.) exigido por los índices bióticos.

DINAMICA DE POBLACIONES

La dinámica de poblaciones es la especialidad de la ecología que se ocupa del estudio de los cambios que sufren las poblaciones biológicas en cuanto a tamaño, dimensiones físicas de sus individuos, estructura de edad y sexo y otros parámetros que las definen, así como de los factores que causan esos cambios y los mecanismos por los que se producen Tiene gran importancia en la gestión de los recursos biológicos y en la evaluación de las consecuencias ambientales por las acciones humanas.

INDICES PARA DETERMINAR LA DINAMICA DE POBLACIONES

Para determinar la dinámica de poblaciones mediante el uso de índices es necesario contar con una base de datos (inventarios de los diferentes taxones).

Indice de Shannon- Wiener Calcula la diversidad biótica en ecosistemas acuáticos y terrestres densidad y diversidad incluida el número de ejemplares y la diversidad y riqueza

Índice de diversidad de Simpson-Gini..- Expresa la probabilidad compuesta de que dos individuos extraídos al azar de una comunidad pertenecen a la misma especie. Si dicha probabilidad es alta la comunidad es poco diversa.

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Indice de diversidad de McIntosh.-. Trabaja los tamaños de las poblaciones de los distintos taxones

Indice de Berger-Parker.-. Mide la dominancia del taxón más abundante

Índice de Margaleet.- Numero total de especies o taxa encontrados. Índice de Captura por Unidad de Esfuerzo (CPUE) Índice relativo que nos da la idea de la abundancia densidad de los peces respecto a una unidad de esfuerzo determinada Índice de IBI.- Este sistema de calificación de tipos de hábitat fue diseñado originalmente por Karr 1991 para evaluar la condición de los cursos de agua. Un IBI mide hasta que grado el hábitat mantiene una “comunidad equilibrada, integra y adaptada de organismos que tienen una composición, diversidad y organización funcional de especies comparables a los hábitat naturales de la región”.. En caso de no existir una base de datos se deben realizar inventarios rápidos para poder trabajar con los diferentes índices de diversidad y abundancia. El método de uso para la diversidad, se determinara dependiendo del tipo de especies, adicionalmente a este análisis se puede emplear un análisis estadístico (programa estatistica de poblaciones CD) para su comprobación

Metodologías para realizar un inventario Rápido de Peces, Mamíferos, Aves y Anfibios - Reptiles

PECES Métodos La determinación y registro d e los diferentes peces es mediante distintos métodos de muestreo: Métodos de muestreo Hacer reconocimiento de la zona para determinar que zonas son propicias para la evaluación, para el muestreo de quebradas solo se considera las que tienen un ancho y profundidad significativa. En cada punto de muestreo se deben tomar los siguientes datos

• Ubicación de cada punto de muestreo con coordenadas geográficas en UTM Y altitud empleando GPS

• Caracterización física del punto de muestreo: ancho, profundidad, transparencia, color, fuerza de la corriente entre otros.

• Evaluación y colecta de los peces empleando metodologías estandarizadas.

Redes de arrastre.- para la colecta de peces se utiliza la red de arrastre a orilla de 9.6m x 17m de malla de 4mm (con una estandarización de 6 arrastres) y una red atarraya de 2m de diámetro y malla de 30mm (con una estandarización de 5 lances por pecados). Con los peces colectados determinar la especie.

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Aparato de Pesca Eléctrico. Los peces se capturados se identifican, cuentan y se devuelven las especies al río.

Encuestas. Se realizaran entrevistas a personas mayores de 18 años, habitantes de la zona o sus alrededores. AVES Métodos La determinación y registro de la diversidad ornitológica es mediante una combinación de distintos métodos de muestreo: Métodos de muestreo a) Observación directa.- Consiste en la observación directa de aves utilizando binoculares, recorriendo tramos y senderos. b) Captura de aves mediante redes de niebla Elección de sitio para la ubicación de las redes de neblina.- La elección de las zonas de muestreo se determinó mediante el previo reconocimiento de la zona y dependiendo de las características de la vegetación, la fisiografía y la accesibilidad, en total se utilizaron 7 redes de neblina por día. Captura de ejemplares mediante redes de neblina.- Estas redes se consideran como una de las formas de captura más comunes y difundías, se debe de trabajar con un mínimo de 06 redes de neblina de 12m de largo por 2.6m de alto con 61mm de cocada, deben ser instaladas en lugares estratégicos. La hora de apertura de redes es entre las 5:00 a 6:00 am. y el cerradas entre las 4:30 a 5:30 de la tarde; Una vez capturados los ejemplares determinar la especie y fotografiar con el fin de tener un registro fotográfico y finalmente liberar al ejemplar. Para la determinación de las especies se emplearan guías de campo: Las redes se deben ser revisadas continuamente (cada 15 minutos hasta las 11 a.m. y posteriormente cada hora, o cada media hora). Registros auditivos (cantos) Encuestas por reconocimiento de cantos.- Recorrer tramos y senderos, escuchando con atención los cantos de aves principalmente en las primeras horas de la mañana donde existe mayor actividad de aves, con el propósito de realizar la determinación de las especies. Las encuestas bien hechas pueden brindar datos importantes relacionados a la fauna silvestre. Estos datos pueden indicar la dirección correcta, o pueden ayudar a explicar cambios que se han observado en el número y distribución de la fauna silvestre antes de ir al campo. Las entrevistas también permiten la recolección de cierto tipo de datos que son difíciles de obtener de otra manera, como por ejemplo, información histórica de asentamientos, patrones de uso de la tierra y la presencia de fauna silvestre (Rabinonowitz, 2003).

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MAMÍFEROS Métodos La determinación y registro d e los diferentes mamíferos es mediante distintos métodos de muestreo: Mamíferos pequeños (murciélagos, marsupiales y roedores).- Métodos de muestreo a) Métodos de captura. Trampas Víctor y Sherman. Ubicar diferentes trampas con cebo en líneas de captura o transectos, separadas con un espacio entre 10 – 15 mt, entre cada una, en diferentes puntos del bosque. Trampas de Hoyo (Pitfall). Colocar en líneas diferentes a la de las trampas Victor Redes de niebla. Se utilizan redes de niebla de 11 x 6 m para capturar murciélagos (mamíferos voladores). y la apertura de las redes deben ser en horas de la noche (18:00 hasta las 23:00 horas). Mamíferos Grandes (carnívoros, edentados, primates y ungulados).- b) Métodos de observación directa (Visualizaciones) Recorridos Realizar recorridos en trochas y senderos disponibles dentro de las zonas a estudiar. Los recorridos deben ser a un ritmo normal que permita observar el máximo de especies presentes tomando en cuenta el tiempo y la distancia de recorrido. Puntos de observación. Se establecerán estaciones donde se realizaron sesiones de observación en intervalos de 20 minutos hasta cuatro horas, entre las 17:00 y 21.00 pm. c) Métodos de detección indirecta Identificación de evidencias. Se determinara la identificación de especies mediante huellas, rasguños, olores, excremento y vocalización. Encuestas. Se realizaran entrevistas a personas mayores de 18 años, habitantes de la zona o sus alrededores. ANFIBIOS Y REPTILES Métodos La determinación y registro de Anfibios y Reptiles es mediante la Encuesta por Encuentro Visual (Visual Encounter Survey) en transectos seleccionados complementándose cuando sea posible con transectos auditivos y captura manual.

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Métodos de muestreo a) Parcelas Horarias. La captura es mediante la técnica de muestreo en transectos (Crump & Scott 2001), que permite la búsqueda intensiva de anfibios y reptiles en dos franjas horarias. b) Transectos lineales. Realizar recorridos en trochas y senderos disponibles dentro de las diferentes formaciones vegetales. c) Puntos de observación. Establecer estaciones donde se realcen sesiones de observación en intervalos de 20 minutos hasta cuatro horas, entre las 9:00 y 1.00 pm. Encuestas. Se realizaran entrevistas a personas mayores de 18 años, habitantes de la zona o sus alrededores. INSECTOS Métodos La determinación de la fauna entomológica es mediante una combinación de diferentes métodos de muestreo Métodos de Muestreo a) Observación directa,. Consiste en examinar los puntos clave donde habitualmente se encuentran ejemplares de insectos; esta metodología, requiere el conocimiento de la biología de la especie que se busca. También se utiliza para aprovechar el factor “Lotería”, el cual es a veces el único que permite encontrar algunas especies, cuyas costumbres todavía se desconocen. Este método permite tener conocimientos sobre su planta huésped, costumbres, etc. b) Trampas de Captura.- Se ha utilizado las siguientes trampas

• Manga entomológica: Conocido también con el nombre de caza mariposas, sirve para capturar diferentes clases de especimenes diurnas o nocturnas con capacidad de volar.

• Manga de barrido: Parecida a la anterior de un material más resistente, se utiliza

para realizar barridos sobre la vegetación herbacéa o arbustiva de forma que en ella queda atrapada las diversas especies de insectos que los habitan.

• Trampa de intercepción (Pit fall): Consiste en enterrar uno o varios recipientes

de boca ancha, de modo que este al mismo nivel que el suelo. Sobre el recipiente se pone una piedra grande para evitar que caiga agua de lluvia, o la entrada de roedores u otra clase de depredadores de insectos.

• Trampa de cebo: Consiste en distribuir por el área de estudio y en forma

equidistante, diversos recipientes que contengan alguna clase de alimento potencial para los insectos

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CONCLUSIONES

• La propuesta técnica para la implementación de un laboratorio de análisis de aguas y recursos biológicos, nos da a conocer todos los alcances y necesidades que requiere un laboratorio para poder entrar en funcionamiento

• Contar con un Laboratorio de Análisis de Aguas y recursos biológicos en el

Bajo Urubamba es muy importante, ya que en estos últimos años estos, se ven amenazados por las diferentes actividades que desarrollan las empresas extractoras y transportadoras de gas, trafico fluido de votes y otros

• La determinación de la calidad del agua en el Bajo Urubamba es de importancia

ya que estos cuerpos hídricos son fuente primordial para la supervivencia de los pobladores de la zona y de los diferentes ecosistemas acuáticos y terrestres presentes.

• El monitoreo constante de los cuerpos hídricos y recursos naturales permitirá

establecer medidas preventivas y correctivas para el cuidado del medio ambiente.

• Se determinó 21 parámetros con sus respectivas metodologías para el análisis de aguas.

• El lugar para la instalación e implementación del laboratorio de Análisis de

aguas y recursos naturales es en la Comunidad Nativa de Camisea como primera opción, y segunda la Comunidad Nativa de Shivancoreni. (a partir del próximo año contaran con fluido eléctrico las 24 horas)

NOTA: Es importante mencionar que se tuvo entrevistas con los diferentes presidentes de las comunidades del Bajo Urubamba a quienes se les manifestó la propuesta de la Implementación de un Laboratorio de análisis de Aguas y Recursos Biologicos. Todos están de acuerdo con la propuesta y además manifiestan que es importante contar con el laboratorio en la misma zona, para que así los análisis y resultados sean de forma inmediata. También se conversó con los encargados de los centros de salud y nos indicaron que existe una prevalecen alta de enfermedades por causa del agua que consumen, que mayormente es captada de los manantes y directamente del río grande no son tratadas. A lo largo detona la cuenca del Bajo Urubamba no cuenta con programas de saneamiento básico.

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RECOMENDACIONES. Buscar alianzas con la Plus Petrol, Petro Bras y REPSOL, y otras entidades para poder viabilizar la propuesta de la instalación e implementación del laboratorio de análisis de aguas y de recursos biológicos en el bajo Urubamba. Buscar convenios estratégicos con el Ministerio de Salud, para que se encargue del personal que laborara de forma permanente en el laboratorio. Se recomienda que el monitoreo de la calidad de las aguas deben ser una vez por mes, y de los recursos biológicos, por lo menos 2 veces la año, en tiempo de lluvias y de Secas

Se recomienda desarrollar investigación sobre la calidad de aguas y poblaciones de peces en las cabeceras de los ríos y puntos limítrofes de la región.

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BIBLIOGRAFIA APHA-AWWA-WPCF, 1992. Métodos Normalizados para el análisis de aguas potables y residuales. Edición Díaz de Santos, S.A. Gobierno Regional Loreto, 2004. Monitoreo, Supervisión, Control y Evaluación de Impactos Ambientales en la cuenca del Tigre y corrientes. Iquitos - Perú INDECOPI1999, 2000 y 20001. Norma Técnica Peruana IDMA. Instituto de Desarrollo y Medio Ambiente Guerrero, R Jimeno Blasco Enrique, 1988 Análisis de Aguas y Desagues. Edición Banco de Libros Manual de Análisis Microbiológico del Aguas Mendoza Rubio Manuel, 1995 Lecciones de Microbiología y Cultivos. Cuarta Edición Sierra Jorge H, 1983. Análisis de Aguas y aguas Residuales Rabinnowitz, A.2003. Manual de capacitación para la investigación de campo y la conservación de la vida silvestre. FAN. Bolivia. pag. 101 – 107. Honren 1987. Inventario y evaluación de l0s Recursos Naturales del Medio y Bajo Urubamba. Lima, Perú. Organización Panamericana de Salud, 2000. Guía Para un Manual de Sistemas de Calidad de un Laboratorio de Prueba. Washington, D.C OPS, OMS 1996. La Calidad del Agua Potable en América Latina. Ponderación de los Riesgos Microbiológicos contra los Riesgos de la subproducción de la desinfección Química. Washington D.C. Organización Panamericana de Salud, 2000. Guía Para un Manual de Sistemas de Calidad de un Laboratorio de Prueba. Washington, D.C Plus Petrol Perú Coorporatión S.A. 2004 “Estudio De Impacto Ambiental y Social Lote 56, Línea de Base Ambiental” Superintendencia Nacional de Servicios de Saneamiento, 2002. Aplicación de Control de Calidad del Agua. Manual del Usuario. http//www.minsadigesa@minsadigesa.gob.pe dhttp://www.camisea-gtci.gob.pe/archivos/digesa/indice.pdf http://www.minem.gob.pe/archivos/dgaam/publicaciones/evats/tig_past/tig_pas5.pdf. http://www4.ujaen.es/~mjayora/docencia_archivos/Quimica%20analitica%20ambiental/presentacion%20analisis%20de%20aguas.pdf.

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http://www.perupetro.com.pe/downloads/NormasMA.doc

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ANEXOS

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Anexo Nº 01: Requisitos para la apertura de un Laboratorio

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Anexo Nº 02: Material de Vidrio

Nº Cantidad Material

1 2 Bureta 2 3 Probetas 100, 250 y 500ml

3 4 Vasos forma baja con pico graduado 50ml,100ml, 250ml, y 600ml

4 20 Pipetas serologicasde 0.1ml, 1ml, 2ml, 5ml, 10ml,(para c/U4) 5 50 Placas petri medianas 6 12 Matraces y Erlenmeyers de 250ml y 500ml 7 16 Pipetas Volumétricas 10,25, 50 y 100ml (para c/u 4) 8 150 Tubos de ensayo 9 150 Tubos durham 75mm de largo por 10mm de diámetro

10 50 Perlas de Vidrio 11 3 Fiolas de 50ml 12 2 cajas Porta Objetos 13 2cajas Cubre objetos 14 4 Embudos de Vidrio 15 4 Luna de reloj 16 2 Tubos Nessler de 100ml 17 2 Microbureta 18 40 Frascos de vidrio neutro de boca ancha (Toma de muestra) 19 40 Frascos de Plastico Boca ancha Muestras

Nota: los equipos con que cuenta I.M.A son del Nº 1 al Nº 4

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Anexo Nº 03: Reactivos y Medios de Cultivo

REACTIVOS Agua destilada Carbonato de Sodio Ácido Sulfúrico Ácido Clorhídrico Tiosulfato de Sodio Hidróxido de Sodio Hidróxido de Aluminio

Reactivo Colorante (ácido Fosforito sulfanilamida, diclorhidrato) Oxalato de Sodio Sulfato amonio ferroso Nitrato de Potasio

Cloroformo Cloruro de Magnesio Acetato de sodio, Nitrato de Potasico,

Sulfato de Potasico,

Cloruro de Bario (BaCl2) Triclorotrifluoroetana Suspensión de ayuda al filtro del Sílice de diatomeas 10g/litro de agua destilada. Ácido Nítrico Clorhidrato de Hidroxilamina

Citrato de Sodio Disulfonato de Batocuproina Disódica

Acetato de Amonio

Fenantrolina Hidroxilamina

Acetato de Sodio

Éter Diisopropilico. Nitrato de plomo Metal de plomo puro

Hidróxido Amonico Citrato Amonico Dibasico Ditizona Sulfito de sodio

Ácido Conc Fenantrolina Hidroxilamina Fenilcarbazida Peroxido de hidrogeno Persulfato Amonico Tetracloruro de Carbono

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Nitrato de Sodio Permanganato de Potasio Cloroformo

Cupferrón Ácido Fosforito Carbazida S-difenilcarbazoma

Xilenocianol FF. Alcohol etílico o Isopropilico Bicarbonato de Sodio Azul de Bromofenol

INDICADORES Indicador de Fenolftaleina

Indicador de Anaranjado de Metilo Indicador Púrpura de Metacresol Indicador rojo de metilo Indicador Verde de Bromocresol

Indicador Negro-Cromo T Indicador de Púrpura de amonio o Murexida Indicador de Púrpura de Amonio o Murexida Indicador-Acidificador

MEDIOS DE CULTIVO Caldo Lauril Triptosa Caldo Verde Brillante Bilis (Brilla)

Caldo E.C. Caldo M-FC Agar Endo LES Agar R2A

AgarRHP Agar NWRI

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Anexo Nº 04:

REQUISITOS PARA TOMA DE MUESTRAS DE AGUAS Y SU MANIPULACIÓN DETERMINACIONES BIOLOGICAS

Parámetro Material del frasco 1

Volumen requerido

Conservación/ preservación

Tiempo máximo para inicio análisis

Matriz2

BACTEORIOLOGICOS Coliformes

termotolerantes (NMP) V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 6 horas AR, AS

Coliformes termotolerantes (FM) V o P 500 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AD

Coliformes totales (NMP)

V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 6 horas AR, AS

Coliformes totales (FM) V o P 500 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AD

Escherichia (NMP) V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AR, AS

Escherichia (NMP) V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AD

Enterococos (NMP) V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 6 horas AM Estreptococos fecales

(NMP V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 6 horas AM,AT

Salmonella (A/P) V o P 2 a 4 L refrigerar a 4 °C 6 horas AS

Salmonella (A/P) V o P 1 L refrigerar a 4 °C 6 horas AR

Vibrio cholerae (A/P) V o P 2 a 4 L refrigerar a 4 °C 24 horas AS

Vibrio cholerae (A/P) V o P 1 L refrigerar a 4 °C 24 horas AR cruda

Bacterias heterotróficas V o P 100 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AD

Pseudomona aeroginosa V o P 250 mL refrigerar a 4 °C 24 horas Agua embotellada .PARASITOLOGICO

Enteroparásitos P o V 1000 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AR cruda

Enteroparásitos P 2000 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AR tratada 1ra lag

Enteroparásitos P 4000 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AR tratada 2da lag

Enteroparásitos P 8000 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AR tratada 3ra lag

Enteroparásitos P 4000 mL refrigerar a 4 °C 24 horas AS

Enteroparásitos P 20 L refrigerar a 4 °C 24 horas AP HIDROBIOLOGICOS

Fitoplancton cuantitativo V o P 250 mL Lugol ácido formalina 5

% 15 días

Fitoplancton cualitativo V o P > 5 L formalina 5 % 15 días Fitoplancton cuali o

cuantitativo V o P 250 - 5 L refrigerar a 4 °C 24 horas

(1) P(Plástico); V(Vidrio) esterilizados (2) AR(Agua Residual); AS(Agua Superficial); AD(Agua Tratada); AP(Agua Potable); AT(Agua Subterránea); AM(Agua de Mar) Nov-06 Coordinar previamente con el laboratorio

Fuente: DIGES

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REQUISITOS PARA TOMA DE MUESTRAS DE AGUAS Y SU

MANIPULACIÓN1 DETERMINACIONES QUIMICOS

Parámetro Material del frasco2

Volumen requerido

Conservación/ preservación

Tiempo máximo para inicio análisis

Ph determinación en campo

Temperatura determinación en campo

Turbiedad P o V 200 mL refrigerar a 4 °C 24 horas

Alcalinidad P o V 200 mL refrigerar a 4 °C 24 horas

Color P o V 500 mL refrigerar a 4 °C 48 horas

Sólidos sedimentables P o V 1 000 mL refrigerar a 4 °C 48 horas

Sólidos3 P o V 1 000 mL refrigerar a 4 °C 7 días

Cloruros P o V 200 mL refrigerar a 4 °C 28 días

Fluoruros P 300 ml refrigerar a 4 °C 28 días

Sulfatos P o V 100 mL refrigerar a 4 °C 28 días

Conductividad P o V 200 mL refrigerar a 4 °C 28 días

Dureza P o V 500 mL Agregar HNO3 hasta pH < 2 3 meses

Oxígeno disuelto determinación en campo

DBO P o V 1 000 mL refrigerar a 4 °C 48 horas

Fosfato V (A) 200 mL refrigerar a 4 °C 48 horas

Cianuros P o V 1 000 mL Agregar NaOH hasta pH = 12 refrigerar a

4 °C

14 días 24 h / sulfuros

Nitritos P o V 200 ml refrigerar a 4 °C 48 h

Nitratos P o V 200 mL refrigerar a 4 °C 48 horas 28 d / clorada

Aceites y grasas V ámbar boca ancha 1 000 mL

Agregar H2SO4 hasta pH < 2

refrigerar 4°C 28 días

DQO P o V 200 mL Agregar H2SO4

hasta pH < 2 refrigerar 4°C

28 días

Fuente: DIGESA

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REQUISITOS PARA TOMA DE MUESTRAS DE AGUAS Y SU MANIPULACIÓN1 DETERMINACIONES QUIMICOS

Parámetro Material del frasco2

Volumen requerido

Conservación/ preservación

Tiempo máximo para inicio análisis

METALES

En general V(A) o P(A) 1 000 mL Agregar HNO3 hasta pH < 2 2 meses

Arsénico V(A) o P(A) 500 mL Agregar HNO3 hasta pH < 2, refrigerar 4°C

2 meses

Mercurio V(A) o P(A) 500 mL Agregar HNO3 hasta pH < 2, refrigerar 4°C

28 días

Organoclorados V(D) revestimiento de TFE 1 000 mL

Añadir ácido ascórbico, 1.000 mg/L, si existe cloro residual; refrigerar 4° C

7 días

Bifenilopoliclorados V(D) revestimiento de TFE 1 000 mL

Añadir ácido ascórbico, 1.000 mg/L, si existe cloro residual; refrigerar 4° C

7 días

Organofosforados V(D) revestimiento de TFE 1 000 mL

Añadir ácido ascórbico, 1.000 mg/L, si existe cloro residual; refrigerar 4° C

7 días

Piretroides V(D) revestimiento de TFE 1 000 mL

Añadir ácido ascórbico, 1.000 mg/L, si existe cloro residual; refrigerar 4° C

7 días

Trihalometanos V(D) revestimiento de TFE 1 000 mL

Añadir ácido ascórbico, 1.000 mg/L, si existe cloro residual; refrigerar 4° C

7 días

Hidrocarburos V 1 000 mL Agregar HCl hasta pH < 2 refrigerar 4°C

28 días

(1) Basado en los métodos normalizados para análisis de aguas potables y residuales, APHA, AWWA, WPCF, 17a edición 1987 (2) V (Vidrio); P (Plástico); V(A) o P(A) = lavado con 1 + 1 HNO3; V(D)=lavado con acetona luego hexano (3) Para sólidos disueltos, fijos, suspendidos, volátiles, totales. Nov-06 Coordinar previamente con el laboratorio

Fuente: DIGESA

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Anexo Nº 05

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Anexo Nº 06

Anexo Nº 07

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84

Anexo Nº 08: Tabla del Numero Mas Probable NMP

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Anexo Nº 09. Equipos de Laboratorio

Nº Cantidad Equipo 1 Refrigeradora 2 Espectrofotómetro 3 Autoclave 4 Balanza de precisión 5 Balanza analítica

6 Medidor de pH 7 Equipo de análisis de Oxigeno Disuelto (O.D) 8 Equipo de análisis para Demanda Bioquímica del Oxigeno (DBO) 9 1 Agitador Magnético

10 1 Baño Maria 11 1 Incubadora 12 1 Horno 13 1 Cámara de flujo laminar 14 1 Destilador de agua 15 1 Filtro de Membrana 16 1 Nefelómetro 17 1 Equipo Multiparametros (Conductivida,Tº, pH, Salinidad, TDS.)

18 1 Estufa de secado, equipado con control termostatito 19 1 Sistema de Filtración 20 1 Sistema de vació 21 1 Aparato de Extracción Soxhlet.(Determinación de aceites y grasas) 22 1 Equipo de análisis para Demanda Química del Oxigeno (DQO) 23 2 Filtros: Crisol Gooch 24 1 Microscopio

Nota: los equipos con que cuenta I.M.A son del Nº 1 al Nº 8

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Anexo Nº 10 MATERIALES DE OTRA NATURALEZA Cantidad Materiales

1 Mechero Bunsen (con balon de gas) 1 Luz Florescente 1 Hornilla eléctrica.

3 Asas de siembra 3 Agujas de Siembra 5 Canastillas o cestos de Metal o gradillas 5 Espátulas de metal o cucharas 5 Pinzas de acero quirúrgico 5 Tijeras, Cuchillo 25 Bombilla de goma para pipetas

2 Frasco de Plástico de polipropileno o policarbonato (esterilizables en autoclaves)

Culer con gradillas metálicas para llevar las muestras. Papel Kraff Papel toalla Papel Aluminio Papel higiénico Algodón, gasa Encendedor electrico, de bencina,o gas o fósforo Equipos de Seguridad Extintores Envases de seguridad Mandiles Guantes de cuero Guantes de goma Guantes quirúrgicos Mascarillas Gafas de protección Material de Limpieza Detergentes Desinfectantes Escoba Recogedor Tachos de basura Franelas

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Anexo Nº: 11 Direcciones de Empresas que se dedican a la venta de equipos e insumos para implementar un laboratorio OMEGA PERU S.A. Centro de Capacitación Av. Arequipa 2950. San Isidro Lima – Perú Telef: 440-7184 / 4421880 E- mail: omega@omegaperu.com.pe. Telef. 244-3490 / fax 446- 7720 Abel Pilares abrlpilares@omegaperu.com.pe. TELSTAR H.W. Kessel S.A. Telef. 244-3490 / fax 446- 7720 Abel Pilares abrlpilares@omegaperu.com.pe. CIMATEC S.A. Insumos y Equipos para Laboratorio Av. Venezuela 2392 Lima 1 Telef.336-5150 / 3365156 MERCK. Merck Peruana S.A. Reactivos. Productos químicos. Productos para diagnostico.

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