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Colorantes para microscopia Agregar categoría a favoritos

 

Los colorantes se utilizan en microscopia cuando deben visualizarse componentes de células y tejidos en material animal y vegetal. Frecuentemente estas técnicas de visualización ópticas son los únicos métodos de identificar y diferenciar tales tejidos. Los colorantes para microscopia se utilizan principalmente en histología, citología y microbiología, pero también en el análisis de fibras textiles, papel y otros productos técnicos. Los colorantes para microscopia Certistain® son analizados químicamente de acuerdo con estrictas especificaciones y son comprobados respecto a su eficacia funcional. Los colorantes aseguran una eficacia coherente de lote a lote, adaptados a los criterios de la Biological Stain Commission de los Estados Unidos de América. Con Certistain® le ofrecemos la mejor calidad de manera que se pueden obtener siempre resultados reproducibles.

TinciónDe Wikipedia, la enciclopedia libreSaltar a: navegación, búsqueda

Un espécimen histológico teñido, colocado entre portaobjetos y cubreobjetos, montado sobre la platina de un microscopio óptico.

Una tinción o coloración es una técnica auxiliar utilizada en microscopía para mejorar el contraste en la imagen vista al microscopio. Los colorantes y tinturas son sustancias que usualmente se utilizan en biología y medicina para resaltar estructuras en tejidos biológicos que van a ser observados con la ayuda de diferentes tipos de microscopios. Los diferentes colorantes pueden ser utilizados para aumentar la definición y examinar grandes cortes de tejido (resaltando por ejemplo fibras musculares o tejido conectivo), poblaciones celulares (por ejemplo clasificando diferentes células sanguíneas) o incluso para resaltar organelas dentro de células individuales.

En bioquímica, esto implica agregar un colorante específico (esto significa que se una de manera selectiva ya sea a ADN, proteínas, lípidos, carbohidratos, etc.) a un sustrato para cualificar o cuantificar la presencia de un determinado compuesto. Tanto la tinción como el marcado fluorescente pueden servir para los mismos propósitos.

Diferentes tipos de tinciones biológicas son utilizadas también para marcar células en citometría de flujo y para marcar proteínas ó ácidos nucleicos en electroforesis en gel.

Las tinciones no están limitadas a su uso en materiales biológicos, también pueden ser utilizadas para estudiar la morfología de otros materiales (por ejemplo, las estructuras lamelares de polímeros semicristalinos de las estructuras de dominio de bloques de copolímeros.

Índice

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1 Tinción in vivo e in vitro o 1.1 Métodos de tinción in vitro

1.1.1 Preparación 1.1.2 Tinción adecuada

o 1.2 Tinción directa o 1.3 Tinción indirecta

2 Afinidad de diferentes tejidos por diferentes colorantes o 2.1 Tinción negativa

3 Colorantes o 3.1 Colorantes histológicos más comunes o 3.2 Azul brillante de Coomassie o 3.3 Azul de metileno o 3.4 Azul Nilo o 3.5 Bismarck brown o 3.6 Bromuro de etidio o 3.7 Carmín o 3.8 Cristal violeta o 3.9 DAPI o 3.10 Eosina

4 Lista de algunas de las tinciones más comunes 5 Referencias 6 Enlaces externos

Tinción in vivo e in vitro[editar · editar código]

Una tinción in vivo (tinción supravital) es el proceso de teñir tejidos vivos. Al provocar que determinadas células o estructuras adquieran los colores de contraste, se puede estudiar su ubicación y morfología mientras están desempeñando su función. El propósito más común es revelar detalles de la citoestructura que de otra manera no resultarían evidentes, sin embargo, la tinción supravital puede revelar además donde aparece un determinado producto químico o donde se lleva a cabo una determinada reacción química dentro de las células o tejidos.

A menudo estas tinciones son llamadas tinciones vitales o supravitales. Se introducen en el organismo mientras las células aún se encuentran vivas. Para conseguir el efecto deseado, el colorante usualmente se utiliza en soluciones muy diluidas que van entre 1:5.000 a 1:50.000. A pesar de esto las tinciones son eventualmente tóxicas para los organismos, algunas más que otras.

Una tinción in vitro involucra el coloreo de células o estructuras que han sido removidas de su contexto biológico. Se utiliza a menudo una combinación de varios colorantes para revelar más detalles y características de las que se obtendrían con la utilización de uno solo. Combinados con protocolos específicos de fijación y de preparación de muestras, los científicos y profesionales de la salud pueden utilizar estas técnicas estandarizadas como una herramienta diagnóstica repetible y consistente. Una contratinción es una tinción que consigue que las células o estructuras sean más visibles, cuando no se consigue que sean totalmente visibles con la tinción principal.

Por ejemplo, el cristal violeta tiñe únicamente a las bacterias Gram positivas en la tinción de Gram. Se utiliza una contratinción de safranina (que colorea todas las células), para permitir también la identificación de bacterias Gram negativas.

Es de notar que muchas tinciones pueden ser utilizadas tanto en células vivas como en células fijadas.

Métodos de tinción in vitro[editar · editar código]

Preparación[editar · editar código]

Las etapas preparatorias involucradas en una tinción van a depender del tipo de análisis planeado; bajo estas premisas se puede considerar que algunos o todos de los siguientes pasos podrían requerirse.

Fijación : de por si, esta etapa puede consistir en varios pasos. La fijación es una modificación de las propiedades fisicoquímicas de las proteínas que forman una célula o tejido y que tiene por finalidad preservar las formas de las células o tejidos tanto como sea posible. A veces se puede utilizar una fijación por calor para matar, adherir y alterar un espécimen de modo que acepte la tinción. La mayor parte de las veces se utiliza un fijador químico. Los fijadores químicos en general causan la formación de enlaces cruzados entre proteínas, o entre proteínas y otras sustancias presentes en la muestra, incrementando su resistencia mecánica. Entre los fijadores químicos más comunes se encuentran el formaldehído, etanol, metanol, y/o el ácido pícrico. Pequeños bloques de tejido pueden ser embebidos en parafina o algún polímero, proceso conocido como inclusión, para incrementar su resistencia y estabilidad, y para hacer más fácil cortarlos en rodajas extremadamente delgadas, ya que cuanto más delgado es un corte histológico, más definición se obtiene en las imágenes microscópicas.

Permeabilización este paso implica el tratamiento de las células con un surfactante suave. Este tipo de tratamiento tiene como finalidad disolver la membrana celular para permitir que las grandes moléculas de colorante puedan acceder a las estructuras del interior de las células.

Montaje frecuentemente implica adherir los cortes histológicos a un portaobjetos de vidrio para su observación al microscopio o análisis. En algunos casos, se puede cultivar a las células directamente sobre le portaobjetos. En muestras de células sueltas, como las que se presentan en un extendido de sangre o de fluidos biológicos, la muestra puede ser aplicada directamente sobre el portaobjetos. Para piezas de tejido de mayor tamaño, se utiliza un micrótomo que corta la muestra en rodajas sumamente delgadas. Estas rodajas son luego adheridas al portaobjetos por medio de una substancia que funciona como pegamento, ya sea una resina transparente, gelatina o clara de huevo. El montaje tiene por finalidad aumentar la resistencia mecánica de una muestra que de otra manera sería extremadamente

frágil, para que soporte el proceso de teñido conservando lo más posible su estructura original.

Tinción adecuada[editar · editar código]

En su forma más simple, el verdadero proceso de tinción puede implicar la inmersión de la muestra (antes o después de la fijación y el montaje) en la solución colorante, seguido del aclarado que es un lavado para eliminar el exceso de colorante y la observación. Muchos tintes, sin embargo, requieren del uso de un mordiente, esto es, un compuesto químico que reacciona con el colorante para formar un precipitado coloreado insoluble. Cuando la solución de colorante en exceso se elimina durante el aclarado, la tinción mordentada permanece.

La mayoría de los colorantes utilizados en microscopía se encuentran disponibles como colorantes certificados. Esto significa que los colorantes ofrecidos por el fabricante han sido evaluados por un organismo independiente, la Biological Stain Commission, y que este organismo ha determinado que el producto ofrecido cumple o excede ciertos estándares de pureza, concentración de sustancia colorante y desempeño en las técnicas de tinción empleadas. Estos estándares son publicados detalladamente en la revista Biotechnic & Histochemistry.1 Muchos colorantes presentan una composición diferente entre diferentes fabricantes. La utilización de colorantes certificados elimina una fuente de resultados inesperados.2

Tinción directa[editar · editar código]

Hablamos de tinción directa cuando el colorante interacciona directamente con el sustrato, sin otro tratamiento previo.

Tinción indirecta[editar · editar código]

Se denomina de este modo a las tinciones que hacen uso de un mordiente. Un mordiente habitual es el ácido tánico.3

Afinidad de diferentes tejidos por diferentes colorantes[editar · editar código]

Cuando un tejido u estructura subcelular presenta una afinidad por un determinado colorante se suele designar por los sufijos -filo o -fílico. Por ejemplo, los tejidos que se tiñen con azure suelen ser nombrados como azurófilos o azurofílicos. También puede ser utilizado para designar propiedades tintoriales más generalizadas, por ejemplo los tejidos que se tiñen con colorantes de naturaleza ácida (por ejemplo la eosina) suelen ser denominados como acidofílicos, basofílicos cuando se tiñen con colorantes de naturaleza básica (tales como por ejemplo el azul de metileno o la hematoxilina), y anfifílicos cuando aceptan ambos colorantes.4 Por el contrario, los tejidos cromófobos no toman colorante con facilidad.

Tinción negativa[editar · editar código]

Un método sencillo de tinción para bacterias, que además es un claro caso de cromofobia y que por lo tanto funciona aún cuando los métodos de tinción positiva fallan, es la tinción negativa. Esto puede ser conseguido simplemente extendiendo la muestra en un portaobjetos y aplicando directamente sobre ella una gota de nigrosina o tinta china y cubriendo luego la muestra humedecida con un cubreobjetos. Luego de esto, los microorganismos pueden ser observados fácilmente por medio de microscopía en campo claro como inclusiones claras muy bien contrastadas contra el medio oscuro que las rodea.5 Adicionalmente, la tinción negativa es una técnica suave que no destruye a los microorganismos, permitiendo por lo tanto un recultivo posterior para el estudio de patógenos.

Colorantes[editar · editar código]

La mayoría de los colorantes son compuestos orgánicos que tienen alguna afinidad específica por los materiales celulares. Muchos colorantes utilizados con frecuencia son moléculas cargadas positivamente (cationes) y se combinan con intensidad con los constituyentes celulares cargados negativamente, tales como los ácidos nucleicos y los polisacáridos ácidos. Ejemplos de colorantes catiónicos son el azul de metileno, el cristal violeta y la safranina. Otros colorantes son moléculas cargadas negativamente (aniones) y se combinan con los constituyentes celulares cargados positivamente, tales como muchas proteínas. Esos colorantes incluyen la eosina, la fucsina ácida y el rojo Congo. Otro grupo de colorantes son sustancias liposolubles; los colorantes de este grupo se combinan con los materiales lipídicos de la célula, usándose a menudo para revelar la localización de las gotículas o depósitos de grasa. Un ejemplo de colorante liposoluble es el negro Sudán. Si se desea simplemente incrementar el contraste de las células para la microscopía, son suficientes los procedimientos simples de tinción. El azul de metileno es un buen colorante simple que actúa sobre todas las células bacterianas rápidamente y que no produce un color tan intenso que oscurezca los detalles celulares. Es especialmente útil para detectar la presencia de bacterias en muestras naturales, puesto que la mayor parte del material no celular no se tiñe.

Colorantes histológicos más comunes[editar · editar código]

Los diferentes colorantes reaccionan o se concentran en diferentes partes de las células o tejidos, y estas propiedades son utilizadas como una ventaja para revelar partes o áreas específicas. Algunos de los colorantes biológicos más comunes se listan más abajo. A menos que se indique lo contrario la mayoría de estos colorantes se utilizan con células y tejidos fijados. Las tinciones vitales (que pueden ser utilizadas con organismos vivos) se encuentran destacadas.

Azul brillante de Coomassie[editar · editar código]

Coomassie blue (también conocido como azul brillante) es un colorante que tiñe en forma no específica a todas las proteínas con un fuerte color azul. Se utiliza frecuentemente para teñir las corridas de proteínas en las electroforesis en gel.

Azul de metileno[editar · editar código]

Azul de metileno se utiliza para teñir células animales, para hacer más visibles sus núcleos. Es también utilizado para teñir los extendidos de sangre para ser utilizados en citología y como colorante vital en el recuento de reticulocitos.

Azul Nilo[editar · editar código]

El Nile blue (o Nile blue A), es decir azul Nilo, tiñe a los núcleos de color azul. También puede ser utilizado para teñir células vivas.

Bismarck brown[editar · editar código]

Bismarck brown, Marrón Bismarck, (también conocido como Bismarck brown Y o Manchester brown) le imparte un color amarillo a las mucinas ácidas. Se puede utilizar con células vivas.

Bromuro de etidio[editar · editar código]

El bromuro de etidio (BE) se intercala en el ADN y le otorga un color rojo naranja fluorescente. A pesar de que no es capaz de teñir células vivas ya que no atraviesa las membranas intactas, puede ser utilizado para identificar células que se encuentran en las etapas finales de la apoptosis, ya que tales células poseen unas membranas mucho más permeables. Por el mismo motivo, el bromuro de etidio es utilizado como un marcador de apoptosis en poblaciones celulares y para localizar las bandas de ADN en una corrida en electroforesis en gel. Este colorante puede ser utilizado en combinación con naranja de acridina (NA) en el conteo de células viables. Esta tinción combinada BE/NA le otorga a las células vivas un color verde fluorescente mientras que las células apoptóticas aparecen con la distintiva fluorescencia rojo-naranja.

Carmín[editar · editar código]

El carmín es un colorante de un intenso color rojo que puede ser utilizado como sal de litio para teñir glicógeno, mientras que las sales de alumbre-carmín son colorantes que se adhieren al núcleo. Las tinciones con carmín requieren del uso de un mordiente, que usualmente es aluminio o alumbre.

Cristal violeta[editar · editar código]

El cristal violeta, al ser combinado con un mordiente adecuado, tiñe las paredes celulares de color púrpura. El cristal violeta es un componente importante en la coloración de Gram.

DAPI[editar · editar código]

El DAPI es un colorante nuclear (tiñe el núcleo) fosforescente, se excita con luz ultravioleta para producir una fuerte fluorescencia azul cuando se encuentra unido al ADN. El DAPI se une a las regiones de alta repetición A=T en los cromosomas. Además no es visible cuando se utiliza con un microscopio de transmisión corriente. Puede ser utilizado en células vivas o fijadas. La técnica de tinción con DAPI es especialmente adecuada para el recuento celular.6

Eosina[editar · editar código]

La eosina se utiliza más frecuentemente como contracoloración de la hematoxilina, impartiendo un color que va del rosado al rojo al material citoplasmático, membrana celular, y algunas estructuras extracelulares. Además imparte un fuerte color rojo a los eritrocitos. La eosina puede ser utilizada también en algunas variantes de la coloración de Gram, y en muchos otros protocolos de tinción. De hecho existen dos compuestos muy estrechamente relacionados (aunque no iguales) conocidos como eosina. El más frecuentemente utilizado es la eosina Y (también conocida como eosina amarillenta) ya que posee una tonalidad amarillenta muy suave. El otro compuesto conocido como eosina es la eosina B, también conocida como eosina azulada o rojo imperial, la cual posee una suave tonalidad azul. Los dos colorantes son intercambiables, y el la utilización de uno u otro es más una cuestión de preferencia y tradición.

Lista de algunas de las tinciones más comunes[editar · editar código]

Nota: Esta lista incluye sólo algunas de las tinciones más comunes, y no es ni con mucho completa.

Tinción Tipo Características Uso Ejemplo

HematoxilinaBásica /

Acidofílica

Tiñe núcleos, ácidos nucleicos y estructuras basofílicas (mitocondrias y ribosomas) en azul.

Tinción histológica general

EosinaÁcida /

Basofílica

Tiñe proteínas y estructuras con afinidad por los ácidos en diferentes tonos de rojo

Tinción histológica general

Tinción hematoxilina-eosina

BicomponenteAnfifílica

Los núcleos aparecen en azul (hematoxilina)

Los ácidos nucleicos asociados a proteína (ej. ribosomas) en violeta

Fibra muscular en rojo

Tejido conectivo en rosado

Tinción histológica general

Tinción hemalumbre-eosina

Similar a la tinción H&E con colores más marcados y definidos

Tinción histológica general

Tinción HOPS

Policromática Los núcleos aparecen en azul (hematoxilina)

La elastina aparece en negro (orceína)

Fibra muscular en rojo (filoxina)

Tejido conectivo (colágeno) en amarillo (safranina)

Tinción HPS Los núcleos aparecen en azul (hematoxilina)

Fibra muscular en rojo (filoxina)

Tejido conectivo

(colágeno) en amarillo (safranina)

Tinción de Papanicolau

Permite ver la cromatina con mucha claridad

Núcleos aparecen entre azul y negro

Células con alto contenido de queratina en amarillo

Glucógeno en amarillo

Células superficiales de naranja a rosado.

Células intermedias y parabasales entre turquesa y azul.

Células metaplásicas muestran coloraciones mezcladas (P. Ej. verde y rosa)

Se utiliza para diferenciar células en muestras de secreciones biológicas (esputo, LCR, orina, etc.) y en raspados y biopsias. Permite distinguir con relativa facilidad células con transformaciones neoplásicas, levaduras y bacterias.

Tinción de Romanowsky

Pancromáticade

Romanowsky Extendidos sanguíneos

Tinción de Wright

Tinción de Giemsa

Tinción de Jenner

Tinción de Leishman

Tinción de Field

Tinción de May Grünwald

Tinción de May Grünwald-Giemsa

Tinción con azul de metileno

Supravital

metacromática

Tiñe de azul oscuro restos de ácidos nucleicos, y los proteoglicanos ácidos en varios tonos de violeta.

Diagnóstico de anemias regenerativas

Demostración de estructuras metacromáticas

Tinción con azul de prusia

Tiñe los depósitos de hemosiderina y hierro de color azul-celeste

Diagnóstico de hemopoyesis ineficaz, y hemocromatosis

Tinción tricrómica de Masson

Tricrómica Los núcleos aparecen en marrón o negro

Keratina y músculo en rojo

Los citoplasmas en tonos de rosa

El colágeno y hueso en azul o verde

Tinción tricrómica de Lillie

Símil tricrómica de Masson

Tinción tricrómica AZAN de Heidenhan

Símil tricrómica de Masson, los citoplasmas aparecen en tonos de rojo más profundos y el conectivo en tonos más intensos de azul

Tinción tricrómica de Mallory

Símil tricrómica de Masson

Tinción de Van Gieson

Núcleos celulares color marrón a negro.

Colágeno (tejido conectivo fibroso): Color rosa o rojo.

Músculo y Citoplasma: Color amarillo.

Tinción de Movat

Negro = núcleos, fibras elásticas

Amarillo = colágeno, fibras reticulares

Azul = sustancia basal, mucina

Rojo brillante = fibrina

Rojo = músculo

Tinción tricrómica de Gömöri

TricrómicaArgéntica

Tinción de Warthin-Starry

Argéntica

Tinción de Von Kossa

Tiñe de tonos de marrón y negro los depósitos de fosfato inorgánico en hueso.

Tinción de Golgi

Tinción de Bielchowsky

Tinción de Jones

Tinciones para Microbiología

Tinción de Gram

Tinción de Ziehl-Neelsen

Tinción de Schaeffer-Fulton

Tiñe endosporas de verde y bacterias en rojo

Sirve para diferenciar endosporas y bacterias

Tinción de Conklin

Tiñe endosporas de verde, similar a Schaeffer-Fulton

Tinción de Grocott

Detección de microorganismos, en especial

fúngicos.

Tinción de Dieterle

Búsqueda de microorganismos, ej., Treponema pallidum

Tinción negativa

Tiñe el exterior, pero no el interior de células y estructuras

Es muy utilizada en microscopía electrónica. En microscopía óptica para identificar microorganismos encapsulados.

Tinción con mucicarmina

Tiñe las paredes celulares de polisacáridos de un intenso color rojo

Sirve para diferenciar bacterias con pared de polisacáridos de otras que no. (Ej Cryptococcus son mucicarmina +)

Tinciones para Organelas

Tinción metacromática

Produce colores púrpuras y violetas en presencia de mucopolisacáridos ácidos sulfatados

Tinciones para Fibras

Tinción de Weigert

Tiñe fibras elásticas en tonos de azul y violeta

Tinción con orceína

Tiñe fibras elásticas en tonos de marrón y negro

Tinciones para Carbohidratos

Tinción PASTiñe carbohidratos y proteínas glicosiladas de color rojo magenta

Tinción con Lugol

Tiñe el almidón de azul, el glucógeno de amarillo y el resto en tonos de ocre

Tinción con Carmín

Tiñe el glicógeno de intenso color rojo.

Tinciones para Proteínas

Tinción argéntica

Dependiendo del fijado tiñe proteínas y ácidos nucleicos en tonos de negro y marrón

Tinción con Rojo Congo

Tiñe el amiloide de un intenso color rojo

Se utiliza con hematoxilina eosina en patología cuando se busca amiloide

Tinción con Alcian Blue

Tiñe mucopolisacáridos ácidos de color azul

Tinción con Coomassie Brilliant Blue

Tiñe inespecíficamente proteínas de color azul

Tinciones para Ácidos Nucleicos

Tinción de Feulgen

Tiñe el ADN y cromosomas de color rojo-violeta

Naranja de acridina

Tiñe ADN y cromosomas de color verde fluorescente, ARN y ribosomas en color rojo fluorescente

DAPITiñe ADN de color azul-celeste fluorescente

Bromuro de etidio

Tinciones para Lípidos

Tinción con Luxol Fast Blue

Tiñe la mielina de azul-celeste

Técnica de la Hematina ácida de Baker

Tiñe fosfolípidos y nucleoproteínas de color azul negro

Tinción con Oil Red O

Sudánlipofílica

Tiñe lípidos neutros de color rojo intenso

Tinción con Sudan Black B

Tiñe gotas de lípidos netros de color negro azulado

Tinción con Sudan IITinción con Sudan III

Tiñe lípidos neutros de color rojo

Tinción con Sudan IV

¿El aceite de inmersión: por qué se llama así, que función tiene, cuando y como se debe usar?

CHE_TED HE_RT preguntada hace 3 años

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dmdn respondida hace 3 años

Esta es una pregunta de microscopia... su funcion es de darle mas nitidez a la muestra que se esta observando, solo se puede usar con el objetivo de 100X que es el objetivo de inmersion, y se usa aplicando 1 gota de aceite de cedro ( es el mas común o bueno el que conozco ) entre el objetivo y la muestra.

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Comentario Microscopio

Importancia del microscopio en la micología:

Una vez analizados los datos macroscópicos del hongo, los cuales pueden variar mucho de unos ejemplares a otros, ayuda mucho y es imprescindible para la determinación de muchos géneros y especies, el conocer los datos microscópicos. Los caracteres microscópicos, son mucho más estables y fiables que los macroscópicos.

Se puede secar el hongo o una parte de él, y guardarlo por muchos años en un herbario. De tal manera, que varios años después, podríamos determinar dicho hongo, compararlo con otro o incluso darnos cuenta que en su día se determinó mal.

Permite a los noveles o principiantes en el estudio de los hongos, a un coste relativamente bajo, determinar los propios hongos recolectados con bastante seguridad permitiendo un aprendizaje rápido y seguro, a la vez que nos da independencia y permite formarnos nuestras propias conclusiones e impresiones.

Ayuda mucho, saber llegar macroscópicamente a los géneros y aproximarnos a las posibles especies de los hongos que queremos determinar, para saber qué buscar. Saber lo que buscar, ayuda mucho a reconocer los elementos o estructuras que vemos a través del microscopio.

Por otra parte, una vez tengamos los datos microscópicos, y junto con los datos macroscópicos recopilados, podremos ir avanzando en la determinación del hongo e ir llegando al género y luego a la especie con certeza a reducir la posibilidad de equivocarnos. Nos ayudaremos de las claves y libros especializados, en los que vengan los datos microscópicos. ¡Y como no! de la ayuda de otros micólogos, foros, listas y demás personas que estén dispuestas a echarnos una mano.

Los reactivos microscópicos nos van a ayudar mucho a la hora de llegar al género e incluso a la especie. Por eso es muy importante, conocer todo lo que podamos sobre las reacciones microscópicas existentes.

Sin duda el papel principal en el estudio microscópico recae en las esporas, siendo uno de los parámetros más importantes a tener en cuenta.

Tanto para las esporas, como para el resto de elementos o estructuras microscópicas; necesitaremos conocer las medidas, para lo cual tendremos que ayudarnos de un ocular micrométrico.

Partes del microscopio

Los microscopios ópticos son instrumentos que nos van a permitir ver una imagen ampliada por medio de un conjuntos de lentes. Los que nos interesan, para la microscopia de hongos estarán en el rango de ampliación comprendido entre 40 y 1000 aumentos (con oculares de 10X).

Los oculares

Deben su nombre a la proximidad a los ojos, los mas comunes suelen ser 10X esto quiere decir que aumentan la imagen que vemos diez veces. Cuando el microscopio tiene dos oculares (microscopio binoculares) tienen un mecanismo intermedio que sirve para ajustar la distancia interpupilar, su correcto

ajuste ocurre cuando al mirar a través de los dos vemos únicamente un circulo, un mal ajuste nos haría ver dos círculos o uno superpuesto en el otro.

Los Objetivos

Son lentes con diferente tipo de aumento, se encuentran insertados en una pieza metálica llamada revolver y que gira en ambas direcciones Lo más frecuente es encontrar revolver con cuatro objetivos que suelen ser de 4X 10X 40X 100X aumentos Cuando giremos el revolver para cambiar de objetivo debemos mantener la vista en ellos para evitar que rocen la preparación y dañar las lentes con ello.

Tipos de Objetivos

Acromático: son los que se usan más comúnmente en la micología. Se han corregido cromáticamente para dos longitudes de onda, azul y rojo y la aberración de esfericidad se fija para una longitud de onda, generalmente de color amarillo-verde. Ventaja: son los mas baratos y fáciles de encontrar. Inconveniente: solo se observa con calidad aceptable en el centro del campo de visión.

Semiapocromáticos: están ajustados para corregir las aberraciones cromáticas de dos o incluso tres colores básicos y las aberraciones de esfericidad. Con ellos se suele tener una mayor apertura numérica. Es raro encontrarlos a la venta.

Apocromáticos: están calibrados para 3 o cuatro longitudes de onda (cada una de ellas representa un color básico) y la aberración de esfericidad se corrige con azul y rojo. Bastante caros.

Planacromáticos: acromáticos donde la curvatura de campo está eliminada. Esto es que el campo de visión es igual en el centro que en cualquier lado. Lo mejor que podemos adquirir sin arruinarnos. Ideales para fotografía (evidentemente sin contar con los últimos).

Planapocromáticos: apocromáticos donde la curvatura de campo está eliminada. Son los ideales a fecha actual pero el precio nos hace descartarlos. Existen además los Semiplanacromáticos pero no merecen la pena pues la diferencia de precio con los Planacromáticos no es significativa (por lo general).

Mesa de trabajo “Platina”

Es la plataforma donde colocaremos las preparaciones para su observación, tiene un orificio central por donde pasa la luz procedente de la fuente de iluminación. Tiene dos pinzas para sujetar el portaobjetos y dos tornillos que nos van a permitir mover la preparación de adelante a atrás, de izquierda a derecha y viceversa.

Condensador:

Justo debajo de la mesa de trabajo se encuentra el condensador, es un sistema de lentes que concentra la luz de la fuente de iluminación hacia la preparación.En su interior tiene un diafragma-iris con el que podremos condensar (limitar) el haz de rayos de luz que atraviesa el sistema de lentes, eliminando los rayos demasiados desviados consiguiendo aumentar o disminuir el contraste, obteniendo una mayor nitidez en la visiónTiene un filtro de color azul para corregir el exceso de amarillo de la luz y proteger

la visión.Este filtro es intercambiable por otros de distinto color con los que se puede obtener distintos efectos.

Fuente de iluminación

Esta se encuentra en la parte inferior del microscopio y encargada de proporcionarnos la iluminación para ver la preparación tiene dos pulsadores uno de encendido y apagado y otro para regular la intensidad de luz.

Fuente de iluminación

Esta se encuentra en la parte inferior del microscopio y encargada de proporcionarnos la iluminación para ver la preparación tiene dos pulsadores uno de encendido y apagado y otro para regular la intensidad de luz.

Tercer ocular

En los microscopios trioculares tienen un tercer ocular diseñado para instalar una cámara digital específicas para microscópicos o en su defecto por medio de unos adaptadores también podremos acoplar nuestra cámara digital para resultarnos

mas cómoda la fotografía.

Macrométrico y micrométrico

Son los mando que están situados en la parte baja del pie que se usan para enfocar, subiendo y bajando la mesa de trabajo.

Con el de mayor tamaño (macrometico) subiremos y bajaremos de manera rápida mientras que con el mando pequeño enfocaremos con más precisión ya que son micras el desplazamiento que se obtiene con este mando.

Utilización del microscopio

En primer lugar encenderemos la luz del microscopio y ajustaremos los oculares a nuestro espacio interpupilar.

Deberemos tener colocado el objetivo de menor aumento 4X y la mesa de trabajo (Platina debe estar en su posición mas baja y totalmente recogida sin que ninguna pieza sobresalga de ella.

Cuando terminemos de trabajar con el, después de realizar la limpieza que le corresponda, esta debe ser siempre la posición en que lo guardemos.

Seguidamente colocaremos la preparación sobre la mesa de trabajo y procederemos a enfocar con el tornillo macrometrico, una ver enfocado cambiaremos al siguiente objetivo, siempre sin saltarnos el objetivo inmediatamente superior, y así lo haremos hasta llegar al de 40x que será el objetivo que mayormente usemos.

En el objetivo de 40X Sujetaremos el tornillo micrométrico y jugaremos (subir y bajar ligeramente y continuamente) para tener profundidad de campo ya que el microscopio nos da una visión bidimensional .

Para el calibrado del ocular micrométrico necesitamos de un portaobjeto micrométrico ya que la regla que aparece en el ocular, en muchos casos no corresponde a ninguna unidad de medida.

Calibrado del ocular micrométrico

Con el calibrado del ocular micrométrico conseguiremos determinar el valor que tiene cada división que vemos en el, generalmente suele tener cien divisiones.

Si es posible este proceso lo dejaremos en manos de un experto, o alguien que lo haya realizado con anterioridad o lo realizaremos bajo su supervisión, ya que el portaobjeto micrométrico suele resultar costoso y romperlo no seria del todo complicado para los que no tienen experiencia con el microscopio.

Si no tuviésemos a nadie que nos ayudase estos serian los pasos a seguir:

1º- Sustituiremos el ocular del microscopio por el ocularel ocular micrométrico

2º- Bajaremos la mesa de trabajo al punto mas bajo y colocaremos el objetivo de menor aumento 4x

3º- Colocaremos el portaobjeto micrométrico en la mesa del microscopio y enfocaremos hasta ver las dos escalas micrométricas

4º- Situaremos una escala sobrepuesta sobre la otra y haremos que coincidan en el punto 0

5º- Buscar una división del ocular que coincida con otra del portaobjeto micrométrico tomando el máximo de divisiones posibles tanto en el ocular micrométrico como en el portaobjeto micrométrico

6º- Por una regla de tres se calcula la medida en micras a lo que corresponde cada división del ocular

7º Este proceso lo realizaremos con el resto de objetivos

 

Utilización de la cámara para fotografía microscópica

No resulta fácil realizar una buena fotografía microscópica, será tan importante el buen conocimiento de nuestra cámara como la buena realización de la preparación a fotografiar Con práctica conseguiremos poco a poco ir mejorando los resultados

Existen cámaras en el mercado exclusivas para la fotografía microscopia que se introducen dentro del tercer ocular o en su defecto en el tubo donde va uno de nuestros ocular de visión Estas cámaras además de costosas suelen carecen de una buena lente óptica por los que las fotografías realizadas carecen de buena calidad, existen algunos modelos expresamente diseñados por los propios fabricantes de microscopios que serian de un elevadísimo coste A favor tienen que son muy cómodas de usar ya que se conectan al ordenador mediante un cable USB viendo la imagen en la pantalla de este, facilitándonos la realización de la fotografía y la selección de la zona a fotografiar

Tenemos también unos adaptadores para nuestra cámara digital por medio de adaptadores, anillos y oculares de rosca que conseguirán unir a los tubos de nuestro microscopio consiguiendo unos resultados muy buenos. Existen ciertos modelos de cámaras digitales en el mercado que podemos conectar a nuestro pc mediante el cable Usb con las que obtendremos las mismas comodidades que las anteriores

Este es el mejor método por que nos permite en un futuro cambiar de cámara si necesidad de cambiar el resto del materia, además de la gran calidad en las fotografías que podemos obtener. Con un coste bajo

Para los que no dispongan de estos adaptadores para la cámara también podemos realizar fotografía. Para la realización de esta, colocaremos la cámara sobre un trípode y haremos coincidir el objetivo de la cámara con el del microscopio, aproximándolos lo mejor posible Existen en el mercado cámaras con unos objetivos muy pequeños que se acoplan al ocular del microscopio y con las que obtendremos buenos resultados

Mantenimiento del microscopio

Solamente se requiere de uno pocos consejos para el mantenimiento de un microscopio.

Al terminar de trabajar con el, dejaremos el objetivo de menor aumento, dejaremos la mesa de trabajo (Platina) completamente recogía, sin quedar ningún elemento que sobresalga de ella.

Siempre que usemos el objetivo de inmersión debemos eliminar de el los restos de aceite Lo ideal es que utilicemos toallitas especiales para la limpieza de lentes con un compuesto también diseñado para la limpieza de las lentes llamado xilol, el mismo método emplearemos para la limpieza de las demás lentes siempre que lo necesiten y si abusar de ello.

No utilizaremos nunca alcohol para limpiar las lentes ya que su uso reiterado, dañará las lentes y su sujeción.

Cubriremos con una funda o bolsa para que no coja polvo y si lo vamos a dejar un tiempo continuado sin usar lo guardaremos en su caja.

Elección de microscopio

A la hora de adquirir un microscopio debemos tener presente que este debe reunir las características necesarias para el uso que le vamos a dar.Como ocurre con todas nuestras aficiones, en un principio adquirimos herramientas más económicas para luego ir mejorándolas con el tiempo.Lo mismo nos ocurrirá con el microscopio, no debemos hacer un gran desembolso para luego dejarlo guardado en un rincón cogiendo polvo.Es recomendable que el equipo que elijamos no este muy desfasado, para si es necesario, ir añadiéndole mejores elementos que el equipo que elijamos no este muy desfasado, para si es necesario, ir añadiéndole mejores elementos.Lo mínimo que le podemos pedir a un micro es lo siguiente: Que la longitud del tubo sea estándar (160 mm.) Que sea binocular (por comodidad, aunque se puede uno apañar con un monocular) y si se quiere comodidad para hacer fotografía, triocular (aunque con un binocular e incluso un monocular se pueden hacer).Que tenga al menos 3 objetivos (mejor 4 e ideal 5) de 10X, 40X y 100X (con 4 añadir el de 4X y con 5 añadir uno de 60X o de 20X).La calidad y la cualidad de dichos objetivos marca la diferencia en los precios: normales (acromáticos), mejores (semiplanacromatico), ideales (planacromaticos) y de soñadores (planapocromáticos).Que tengan una luz de al menos 20 w. No le daremos menos importancia a la mecánica, como son los tornillos de enfoque y a la mesa de trabajo (stage) con ejes de coordenadas X e Y para poder mover el portaobjeto de forma milimétrica y cómoda. Aparte debemos adquirir un objetivo micrométrico para poder realizar mediciones.

Errores a evitar

-. Debemos aprender a reconocer las burbujas de aire y no confundirlas con esporas de paredes gruesas.-. No confundir los basidiolos (basidios inmaduros) con cistidios.-. A la hora de la recolección de hongos para su observación en el microscopio es importantísimo guardarlos independientemente a poder ser envolver en papel de aluminio para evitar la contaminación de las esporas de unos con otros, ya que nos llevaría a cometer grandes errores.-. Nos aseguraremos ante una reacción negativa, del buen estado de los reactivos y que no sean demasiado viejos (se puede comprobar la validez de un reactivo probándolo sobre un hongo ya conocido y viendo su resultado).-. Si el microscopio no viniese montado (cosa que es frecuente) a la hora de montar los objetivos en el revolver, se deben de montar de menor a mayor y habituarse a la hora de usarlo en empezar por el de menor aumento e ir pasando progresivamente a mas aumento y acostumbrarse a hacerlo así para evitar golpear los objetivos de mayor aumento (a no ser que el micro tenga tope).-. No utilizaremos el portaobjetos micrométrico para realizar la elaboración de una preparación que luego vallamos a observar en el microscopio.-. A la hora de sustituir la bombilla de la fuente de alimentación debemos tener presente las indicaciones del fabricante de nuestro microscopio y respetar el voltaje de dicha bombilla.Colocar una bombilla, con distintas especificación en el microscopio va a reduciría notablemente su calidad del visionado

Componentes de un microscopio: