Absorcion y asimilacion del nitrogeno en la remolacha azucarera

ABSORCIÓN Y ASIMILACIÓN DEL NITRÓGENO EN LA REMOLACHA

AZUCARERA

Dinámica del nitrato en la remolacha azucarera (beta

vulgaris)

Juan J. Martínez Quesada

Dinámica del nitrato en la remolacha azucarera

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INDICE

1. INTRODUCCIÓN 2

1.1. LA REMOLACHA AZUCARERAY EL NITRÓGENO 2

1.2. ABSORCIÓN DE NITRATO 2

1.3. ASIMILACIÓN DE NITRATO 6

2. OBJETIVOS 8

3. MATERIAL Y MÉTODOS 9

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 14

4.1. EVOLUCIÓN 14

4.1.1. DESARROLLO DE LA PLANTA 14

4.1.2. ABSORCIÓN DE NITRATO 15

4.1.3. CONTENIDO DE N-NO3 DE LA PLANTA 16

4.1.4. ASIMILACIÓN DE NITRATO 18

4.1.5. CONTENIDO EN CLOROFILA 19

4.1.6. NITRATO REDUCTASA 20

4.2. INTERRELACIONES 23

4.2.1. DESARROLLO FOLIAR 23

4.2.2. ABSORCIÓN DE NITRATO 24

4.2.3. CONTENIDO DE N-NO3 DE LA PLANTA 25

4.2.4. ASIMILACIÓN DE NITRATO 28

4.3. APLICACIONES PRÁCTICAS 29

4.3.1. ESTIMACIÓN DEL LAI EN CAMPO 29

4.3.2. CRECIMIENTO 30

4.3.3. NITRÓGENO NÍTRICO EN PECIOLOS 32

5. CONCLUSIONES 37

6. BIBLIOGRAFÍA 38

7. AGRADECIMIENTOS 41

8. FIGURAS 42

9. FOTOGRAFÍAS 63


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1. INTRODUCCIÓN

El nitrógeno es el nutriente mineral más necesario en las plantas. Las plantas

deben competir en el suelo por el nitrógeno con procesos bióticos y abióticos como la

erosión, el lixiviado, los microorganismos, etc.. El nitrógeno desaparece también

cuando la cosecha es recogida y el material vegetal es separado.

1.1. LA REMOLACHA AZUCARERA Y EL NITRÓGENO

Para el cultivo de la remolacha azucarera (Beta vulgaris) el principal nutriente

es el nitrógeno. Se han descrito extracciones de 4-7 kg por Mg de peso fresco

producido (Shock et al, 2000). En recolección se han descrito valores medios de 200-

250 kg/ha (Bilbao, 2001, datos no publicados) para cosechas medias, con importantes

variaciones interanuales. Entre el 80% y el 90% del nitrógeno absorbido por la

remolacha azucarera fue absorbido en los primeros estadíos del desarrollo (Armstrong

et al, 1986).

Es necesario un adecuado manejo de la fertilización nitrogenada para reducir el

impacto ambiental de las prácticas agrícolas así como obtener un incremento de la

rentabilidad de la producción. En el cultivo de la remolacha azucarera, el nitrógeno

no sólo determina el desarrollo del cultivo, sino que también actúa sobre la producción

de sacarosa y la calidad industrial. El nitrógeno es especialmente importante en el

desarrollo de los primeros estadíos, pero una aplicación excesiva o tardía determinan

una descenso en la concentración de sacarosa y pueden determinar una merma en la

producción final de azúcar y en la calidad industrial (Bilbao et al, 2001; AIMCRA,

1999,2000,2002)

1.2. ABSORCIÓN DEL NITRATO

Para ser competitivas, las plantas han desarrollado varios mecanismos tanto

para adquirir nitrógeno a bajas concentraciones como para utilizar varias fuentes de

nitrógeno. Las plantas pueden absorber formas inorgánicas, tales como el nitrato y el

amonio, y formas orgánicas tales como urea y aminoácidos (Crawford y Glass, 1998).


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En suelos de pH neutro o básico y bien aireados, la actividad de las bacterias

nitrificantes asegura que la mayor parte del nitrógeno presente en el suelo se

encuentra en forma de nitratos (Crawford, 1995). Este es el caso de la remolacha

azucarera, la cual toma la mayoría del nitrógeno en forma de nitratos, máxime tras la

prohibición legal del uso de compuestos ureicos para el abonado de cobertera(Orden

del 27 de Junio del 2001).

Los sistemas de absorción del nitrato en las plantas deben ser versátiles y

robustos debido a que las plantas deben poder incorporar suficiente nitrato para

satisfacer la demanda total de nitrógeno extrayéndola del exterior, cuya concentración

puede variar en 5 órdenes de magnitud (Crawford, 1995).

Existen dos vía de entrada del nitrato en las raíces: la vía simplástica y la vía

apoplástica ( A y B del cuadro 1, respectivamente). La vía simplástica se realiza a

través de la interconexión entre células por los plasmodesmos. La vía apoplástica se

realiza a través del apoplasto, que son los espacios intercelulares. Sea cual fuere la vía

de entrada, en algún momento el nitrato debe entrar a la planta a través de las

membranas plasmáticas de las células radicales.

El transporte del NO3- al interior de las raíces debe ocurrir contra gradiente

eléctrico con potenciales entre –100 y –250 mV (milivoltios, carga negativa en el

interior celular). Si existe una concentración de nitratos de 2 mM (milimolar) y un

Cuadro 1. Tomadode Marschner, 1995


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potencial eléctrico de –100 mV, se podría esperar una concentración del citoplasma de

0.028 mM de nitrato, basado en la ecuación de Nernst. En cebada, la concentración

de nitrato se ha observado que se encuentra entre 1 y 5 mM, es decir entre 35 y 175

veces los niveles predichos (Crawford, 1995). Esto indica que el transporte hacia el

interior de la célula se realiza contragradiente y con transporte activo, es decir, que

necesita energía.

Durante la absorción del nitrato se produce una despolarización de la

membrana de forma muy rápida. Esta despolarización puede llegar a 60 mM. Esto

indica que en la acción de transporte hacia el interior deben ser cotransportados 2 H+ .

Las plantas poseen diferentes sistemas de transporte con distintas afinidades

por el nitrato (Crawford y Glass, 1998; Gringnon et al, 1997; Le Bot et al, 1998;

Marschner, 1995). Existen sistemas de alta afinidad (HATSs) que son responsables de

la absorción de nitrato a bajas concentraciones (menores de 1 mM). Esos sistemas

poseen cinética de saturación, Michaelis-Menten, con Km (concentración a la cual la

velocidad de absorción es la mitad de la velocidad máxima) muy bajas, por debajo de

300 µM. Los valores más bajos descritos para la Km han sido 7 µM en cebada y 0.2

µM en algunas algas marinas. Estos sistemas pueden absorber muy eficientemente a

bajos niveles de nitrato. Por ejemplo, mientras que la concentración óptima para el

crecimiento del ryegrass es de al menos 1.4 mM de nitrato, solo 14 µM puede soportar

un crecimiento del 90% del óptimo (Crawford, 1995).

Existe otro sistema de absorción de nitrato de baja afinidad (LATS). Este

sistema actúa con concentraciones mayores de 1 mM y su respuesta es lineal a la

concentración del nitrato en el medio. Se ha descrito (Le Bot et al, 1998) que el

sistema LATS puede tener una cinética de saturación con altas velocidades máximas y

altos Km (25 mM), que producirían una respuesta lineal a las concentraciones

normales de ensayo y de estado natural.

El uso de isótopos ha permitido describir la existencia de una salida de nitratos

desde el interior de las raíces hasta el medio exterior, proceso llamado eflujo o

extrusión (Crawford y Glass, 1998; Le Bot et al, 1998; Marschner, 1995). Se conoce

poco sobre este eflujo pero existen ciertos elementos que se han descrito: la tasa de


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eflujo se incrementa con el incremento de la concentración externa del nitrato, el eflujo

del nitrato es pasivo, y existen evidencias de que es saturable y nitrato selectivo y el

uso de inhibidores de la síntesis de ARN y proteínas indica que es inducible (Crawford

y Glass, 1998). Según Le Bot et al (1998), el eflujo depende sólo de la concentración

interior de la planta y no de la concentración del medio. Como la concentración en el

interior de las raíces tiene cierta dependencia de la concentración exterior es posible

que según el elemento medido (medio o planta), los dos autores tengan razón. Existe

mayor probabilidad de que el eflujo dependa de la concentración de la planta y sea

éste un mecanismo para mantener esta concentración a los niveles adecuados

(Gringnon et al, 1997). Se han descrito tasas de eflujo entre el 5 y el 93% para el

nitrato (Le Bot et al, 1998).

Tanto los sistemas HATS como LATS son regulados en respuesta a las

diferentes condiciones internas de la planta y ambientales . Por ejemplo, la absorción

de nitratos aumenta durante los periodos de luz y decrementa durante la oscuridad. La

tasa de absorción de nitratos se reduce fuertemente por desfoliación en menos de 90

minutos. Tratamientos con diferentes aminoácidos reducen la absorción de nitratos,

mientras que tratamientos con malato la inducen (Le Bot et al, 1998). Esto podría

explicar que la absorción de nitratos está regulada por las necesidades de asimilación

de la planta, de tal forma que es inhibida por los elementos orgánicos nitrogenados e

inducida por los esqueletos carbonados, es decir, por el balance fotosíntesis-nitrato

reductasa. Para mantener una tasa neta adecuada de absorción entraría en juego el

eflujo, al cual le ha sido demostrada (Le Bot et al, 1998) una relación lineal positiva

con el contenido de nitratos (Cuadro 2).

Cuadro 2


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1.3. ASIMILACIÓN DEL NITRATO

Los iones nitrato y amonio son las mayores fuentes inorgánicas de nitrógeno

absorbidas por las plantas superiores. La mayoría del amonio es incorporado en

compuestos orgánicos en las mismas raíces, mientras que el nitrato suele movilizarse a

través del xilema y puede ser guardado en vacuolas en las raíces, órganos superiores u

órganos de reserva. La acumulación de nitrato en vacuolas puede ser de considerable

importancia para el balance catión-anión, para osmoregulación, especialmente para

las especies llamadas “nitrofílicas” tales como Chenopodium album y Urtica dioica

(Marschner, 1995). De todas formas, para ser incorporado en estructuras orgánicas

cumpliendo su función esencial como nutriente de la planta, el nitrato debe ser

reducido a amonio. La importancia de la reducción y asimilación del nitrato para la

vida de la planta es similar a la reducción y asimilación del CO2 en la fotosíntesis.

La reducción de nitrato a amonio ocurre como sigue:

NO3-

a NO2-

b NH4+

El paso a es catalizado por la enzima Nitrato Reductasa (NR) y el paso b es

catalizado por la enzima Nitrito Reductasa (NiR). La NR se encuentra en el citoplasma

de las células mientras que la NiR se encuentra en el cloroplasto. Raramente se

acumula nitrito en las células y al amonio es tóxico a bajos niveles. Por ello el enzima

que regula el proceso de reducción, y por ende el de asimilación, es la nitrato

reductasa.

La NR es una enzima que es regulada de diversas formas y a diferentes niveles.

Esta regulación se produce a través de la síntesis y degradación, inactivación reversible

y concentraciones de substratos y productos. La vida media del enzima es de varias

horas y en plantas sin aporte de nitratos esta enzima puede estar ausente (Marschner,

1995). La nitrato reductasa puede ser inducida en un plazo de pocas horas por adición

de nitrato y ser suprimida por ciertos aminoácidos.

Parece ser que el principal modulador de la actividad nitrato reductasa es el

propio nitrato. La luz juega también un papel principal en esta activación, al igual que


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ciertas fitohormonas como la citoquinina. La ausencia de nitrato, la oscuridad y ciertas

fitohormonas como el ABA (ácido abcisico) reducen dicha actividad. El papel de la

luz parece ser indirecto en la medida de que es componente principal para la

asimilación fotosintética produciendo esqueletos carbonados, siendo estos

(principalmente la glucosa 6-fosfato) los que realmente activan la nitrato reductasa (De

Cires, 1996).

Por otro lado parece que existe una relación entre el contenido de clorofilas y el

estado nutritivo de las plantas. Un mayor contenido en nitrógeno se relaciona con un

mayor contenido en clorofilas. De igual forma, la aparición de síntomas visuales por la

carencia de nitrógeno no es otra cosa que la desaparición de clorofilas, quedando tan

solo los carotenoides, que confieren el característico color amarillo. Un aporte de

nitrógeno supone un aumento rápido de la clorofila a y un aumento mas lento del

resto de las clorofilas. Esto es debido al rápido recambio que sufre esta clorofila

respecto a las otras(Margalef, 1995). Esto mismo ocurre con la disminución del aporte

de nitrógeno. Es por ello que la relación Clorofila a/Resto de clorofilas puede ser un

indicador del estado nutritivo de la planta. En las plantas superiores solo existen la

clorofila a (Cl a) y la clorofila b (Cl b), por lo que la relación queda entre estas dos

clorofilas.


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2. OBJETIVOS

El objetivo principal de este proyecto es describir la relación del contenido de

N-NO3 en los diferentes órganos de la planta de remolacha azucarera y el medio, y

determinar su posible aplicación.

Existen otra serie de objetivos como son:

- determinar la relación desarrollo-nitrógeno.

- obtener evidencias de si el contenido en N-NO3 en peciolos puede llegar a

ser una herramienta práctica para la recomendación del abonado

nitrogenado.

- Comprobar si el contenido en clorofila puede ser un indicador válido del

estado nutricional de la remolacha azucarera.

- Determinar si existe una relación entre la actividad nitrato reductasa y el

contenido en N-NO3 en la planta.


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3. MATERIAL Y MÉTODOS

Para realizar este experimento se cultivó la remolacha azucarera en cámara con

condiciones controladas. Estas plantas se mantuvieron en medio hidropónico durante

73 días. Se realizaron tres tipos de tratamientos nitrogenados. Periódicamente se

tomaron plantas para su análisis. A estas plantas se les determinó: Desarrollo,

contenido de nitrato de los diferentes órganos, contenido de nitrato en jugo de

peciolos, actividad nitrato reductasa en limbos y contenido de clorofila en limbos.

MATERIAL VEGETAL

Se utilizó remolacha azucarera (Beta vulgaris) de la variedad Claudia (KWS).

Las semillas fueron sembradas sobre vermiculita en invernadero. Durante este

periodo solo fueron regadas con agua desionizada.

En estado de 2 hojas verdaderas fueron trasladadas a la cámara de cultivo e

implantadas en cultivo hidróponico, sobre botes cilíndricos de 50 cm de longitud con

una capacidad de 5.8 litros. Se dispusieron las plantas en columnas secuenciales de 5

botes de profundidad con tratamientos alternativos. Se implantaron 90 plantas en

bloques de 5, de las cuales se utilizaron 4 plantas por tratamiento para la toma de

muestras. La densidad de plantas fue de 30 plantas por metro lineal (6 plantas por

metro * 5 plantas por bloque, Ver fotografía 1).

La condiciones de la cámara fueron:

- 14 horas de luz y 10 de oscuridad

- 25ºC durante el periodo de luz y 20ºC durante el periodo de oscuridad

- Radiación PAR: 350 µmol de fotones/m2 s

- Humedad relativa: 60-75%

MEDIO DE CULTIVO

Se utilizó un medio de cultivo basado en el medio de Hoagland para la

obtención de tres tratamientos diferenciados por la nutrición nitrogenada. Se utilizaron

tres tratamientos:


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- T1 : 2.5 mM de NO3

- T2 : 7.5 mM de NO3

- T3 : 15 mM de NO3

La composición de los medios fue:

Elementos estándares a todos los tratamientos

Compuesto Concent

MgSO4 1 mM

KH2PO4 0.5 mM

NaCl 0.5 mM

Fe - EDDHA 10 µM

Microelementos *

* Las concentraciones de los microelementos fueron: H3BO3 12.5 µM; MnSO4 1.0 µM; ZnSO4 1.0 µM;

CuSO4 0.25 µM; (NH4)Mo7O24 0.20 µM.

Elementos diferenciales nitrogenados

Compuesto T1** T2 T3

Ca(NO3)2 0 mM 2.5 mM 5 mM

KNO3 2.5 mM 2.5 mM 5 mM

** En el tratamiento 1, para evitar la deficiencia de Ca, se añadió a la solución nutritiva CaCl2 2.5 mM.

Las soluciones fueron añadidas al comienzo de la experiencia, reponiendo el

medio periódicamente con agua desionizada según demanda evapotranspiratoria.

A mitad de la experiencia se añadió nueva solución nutritiva (sin NO3) para

prevenir carencias de otros elementos.

TOMA DE MUESTRAS

Se realizaron un total de 6 tomas de muestras por tratamiento a los 21, 30, 38,

49, 58, 73 días tras la implantación del cultivo en medio hidropónico.

Se tomaron 4 plantas por tratamiento y fecha de muestreo. Sobre las 72 plantas

analizadas se determinó la anulación de 5 plantas por contaminación del medio. Estas


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muestras pertenecían al quinto muestreo y fueron dos plantas del tratamiento 1, una

planta del tratamiento 2 y dos plantas del tratamiento 3.

Una vez extraída la planta de la cámara, se separaron los limbos, los peciolos,

la raíz principal y las raíces secundarias. Para distinguir el limbo del peciolo, se

seccionó la hoja a la altura de la inserción del primer nervio de la base. Cada una de

las fracciones fueron pesadas inmediatamente.

Se consideró como hoja válida aquella que superaba 1cm de longitud.

La superficie foliar se midió tomando para ello el ancho y alto del limbo y

aplicando la siguiente fórmula:

S = 0.75 a b

siendo a, el ancho del limbo y b, el largo. Esta fórmula fue obtenida, usando fotografía

digital y software de diseño propio, sobre todas las hojas de tres plantas, tomadas al

azar. Esta fórmula coincide con la obtenida por Mildford et al (1985b).

Se analizó el contenido de nitrógeno nítrico en el jugo del peciolo y el

contenido de nitrógeno nítrico en el medio de cultivo por reflectometría.

El porcentaje de materia seca se obtuvo pesando una porción de cada una de

los órganos que se mantuvieron en estufa a 55ºC durante al menos 48 horas. Al cabo

de este tiempo, se pesaron de nuevo y se halló la diferencia.

A partir del tercer muestreo, se tomaron muestras del conjunto de todos los

limbos que fueron congeladas con nieve carbónica a –80ºC para la determinación de

nitrato reductasa. A partir del quinto muestreo se determinó el contenido en clorofilas.

ANALISIS DE NITRATOS

- DETERMINACIÓN REFLECTOMÉTRICA DEL CONTENIDO EN N-NO3.

El Nitrachek es un aparato que utiliza la reflectometría para cuantificar el grado

de color de una superficie. El color se desarrolla en unas varillas impregnadas de una

sustancia que al reaccionar con el nitrato de una solución toma un color violáceo cuya

intensidad depende del contenido en nitratos de la solución. Se utilizó el Nitrachek

404 con varillas Merckoquant 1.10020.0001/1 de Merck.


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El contenido del NO3 en el medio de cultivo se realizó a través de este método.

Para la determinación en peciolos, se tomaron peciolos en posición media de

las plantas. Se prensaron y se les extrajo el jugo. Posteriormente este jugo se diluyó

con agua destilada. La dilución dependía del contenido en nitratos del jugo, de tal

forma que la lectura entrase dentro del rango de medidas del aparato. Posteriormente

se realizaron las medidas. Se realizaron al menos 3 medidas por determinación.

El cálculo de N-NO3 en peciolos se realizó con la siguiente fórmula:

N-NO3 = LectMedia*0.2258*(mLjugo+mLagua)*100/(mLjugo*%MS))*k

Donde LectMedia es la media de las lecturas; mLJugo son los mililitros utilizados de jugo; mLagua son los

mililitros de agua que se le añadió para diluir; %MS es el porcentaje de materia seca de los peciolos,

previamente calculado y k es una constante que sale de recalibrar el aparato y que en este caso vale 1.0532

- DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE N-NO3 SOBRE MATERIA SECA

Se pesaron 200 mg de material vegetal seco y molido. Se le añadió 24 mL de

sulfato de plata-ácido acético y 1 mL de solución de fosfato sódico. Se agitó durante

quince minutos y se filtró con papel Wathman nº42. Se tomó 1 mL del filtrado y se le

añadieron cuatro gotas de una suspensión de carbonato cálcico y dos gotas de agua

oxigenada. La muestra, cubierta con un vidrio de reloj, se digirió en placa eléctrica

durante treinta minutos. Una vez desecada, se añadieron 2 mL de ácido 2,4

fenoldisulfónico y se dejó reposar durante diez minutos. Se traspasó el contenido a un

matraz de 50 mL lavando con solución de EDTA diluida de forma que al final de la

operación el matraz contuviese 30-35 mL. Se añadió un exceso de hidróxido amónico

1:1 y después de enfriar se aforó el volumen. A continuación se midió la absorbancia

a 420 nm por espectrofotometría. El resultado se obtuvo utilizando la curva de

calibrado (previamente obtenida con concentraciones crecientes de nitrato potásico),

multiplicando el resultado por 125.

DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE CLOROFILA

La clorofila se extrajo triturando 0.1 g del segmento central de las hojas en un

homogeneizador tipo Potter (cubierto de papel aluminio) con 8 mL de acetona al 80%

(v/v). El producto obtenido obtenido, sumado a 2 mL más de acetona al 80% que se


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emplearon para lavar el homogeneizador y el pistilo (en total 10 mL), se filtró por

papel Wathman nº1. El filtrado se recogió en un tubo de ensayo protegido de la luz y

se diluyó en proporción 1:3 en acetona al 80%.. Tras una leve agitación se determinó,

por espectrofotometría, la absorbancia de los extractos de hoja a 664, 652 y 647 nm.

La concentración de clorofilas a y b se calculó aplicando los coeficientes de extinción

descritos por Arnon (1949):

Cla = 13,19.A664nm – 2,57.A647nm

Clb = 22,10.A647nm – 5,26.A664nm

Cla+b = 7,93.A664nm + 19.53.A647nm

DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD NITRATO REDUCTASA

La actividad nitrato reductasa se determinó como producción de nitrito a partir

de nitrato. Las muestras se homogeneizaron en N2 líquido y se extrajeron

rápidamente en relación 3/20 (p/v) en Hepes-KOH, 50mM, pH 7.6, conteniendo

albúmina sérica bovina (BSA), 0.5%, KPQO4H-K2PO4H, pH 7.6, 10mM y

leupeptina, 50 µM (de Cires, 1996). El nitrito formado se determinó

colorimétricamente.

TRATAMIENTO DE LOS DATOS

Los datos obtenidos se analizaron con los software SPSS (para el análisis

estadístico) y CurveExpert (para las curvas de regresión).

Todas los coeficientes R2 de las curvas de regresión poseen al menos una

p<0.05 y pertenecen a R2 ajustadas.

La determinación de diferencias significativas se realizaron por la aplicación de

análisis de varianza (ANOVA) de una vía, y un posterior análisis de LSD (mínima

diferencia significativa).

Los datos están representados por la media por muestreo y tratamiento, y por

el error estándar de la media (EE) , cuando corresponda.


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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. EVOLUCIÓN

4.1.1 DESARROLLO DE LA PLANTA

En la gráfica adjunta (fig. 1) podemos observar la evolución del peso fresco(gr)

de la raíz de los diferentes tratamientos a lo largo del desarrollo de la experiencia.

Inicialmente el peso de la raíz de los tres tratamientos era similar. A partir de ahí, el

tratamiento 1 mantiene una evolución siempre creciente pero menor que los

tratamientos 2 y 3, hasta alcanzar en el último muestreo valores algo menos de la

cuarta parte que el tratamiento 3. Los tratamientos 2 y 3 mantienen una evolución

similar hasta el muestreo 5 (58 días), terminando el tratamiento 2 con valores algo

superiores a la mitad del tratamiento 3. El tratamiento 3 evoluciona siempre con

valores superiores al resto, alcanzando al final del periodo de investigación valores

cercanos a 90 gr de raíz por planta.

En la figura 2 se representa la evolución del peso fresco de las hojas

(Peciolos+Limbos) de los tres tratamientos. Como se puede observar, existe una gran

diferencia en el desarrollo foliar de T1 respecto a los demás. El tratamiento 1 sigue una

línea ascendente hasta alcanzar los 49 días, a partir del cual prosigue con una pérdida

de peso. El tratamiento 2 y el tratamiento 3 siguen una evolución similar, donde los

valores de T2 son ligeramente inferiores a los valores de T3. A los 58 días en T2 se

produce, al igual que T1, una pérdida neta de masa foliar, aspecto que no ocurre en

T3.

Observando el desarrollo del peso fresco del total de la planta (fig.3), se puede

ver cómo las tendencias son similares a lo que ocurre con las hojas (debido a su peso

proporcional con respecto a la planta completa), aunque cabe destacar que el

descenso que ocurre tras el día 49 en T1 es menos pronunciado, y que enT2 el peso

total de la planta entre los dos últimos muestreos no varía, es decir que la pérdida de

hojas es compensada por la ganancia de raíz.

Observando el numero de hojas por planta (fig.4) se puede ver cómo los tres

tratamientos poseen valores similares durante los dos primeros muestreos,

diferenciándose inicialmente el tratamiento 1 y posteriormente (al final del ensayo) en


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tratamiento 2. En el caso de T1, a partir de los 30 días no aumenta significativamente

el número de hojas por planta, situándose en todo momento en las 15 hojas. En el

caso de los tratamientos 2 y 3, el número de hojas por planta continúa aumentando

hasta los 49 días, donde en el tratamiento 2 se paraliza el aumento del número de

hojas (incluso decae ligeramente). En el tratamiento 3 aumenta el número de hojas

hasta el final del ensayo. Hay que constatar que el número de hojas indicado

anteriormente es el número de hojas netas, es decir, el número de hojas que aparecen

menos el número de hojas senescentes.

La superficie foliar (m2) de los diferentes tratamientos se encuentra

representada en la figura 5. Como se observa, el tratamiento 1 comienza con valores

aproximadamente la mitad que T2 y T3. Este superficie aumenta hasta los 38-49 días,

disminuyendo posteriormente. Los tratamientos 2 y 3 evolucionan similarmente hasta

los 58, a partir del cual la superficie del tratamiento 2 decae.

Aún teniendo el mismo número de hojas en los tres primeros muestreos la

superficie foliar del tratamiento 1 es menor que la de T2 y T3. Esto indica el tamaño

de la hoja de T1 es menor que la del resto de los tratamientos, hecho que se constata

también al observar el peso de las hojas.

4.1.2. ABSORCIÓN DE NITRATO

Como se puede observar en el gráfico (fig.6) el contenido de nitrógeno del

medio es decreciente para los tres tratamientos desde el comienzo de los muestreos.

A partir del muestreo 3, en el tratamiento 1 había desaparecido el nitrógeno del

medio, cosa que le ocurre a T2 en el muestreo final. En T3 no existió ningún periodo

donde el medio estuviera totalmente carente de nitrógeno.

En el gráfico (fig.7) donde se representa la tasa de absorción (mmol NO3 /día

grPS de raíces secundarias, PS= peso seco) se observa como el punto inicial (tasa

media de absorción radicular desde la implantación en hidroponía hasta la primera

toma de muestras) posee valores altos y similares para los tres tratamientos, siendo

ligeramente superior en el T2. Con posterioridad, en la semana siguiente, la velocidad

de absorción ha decrecido en los tres tratamientos, hasta 1.6 mmol/grPS día para el


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tratamiento 2 y hasta aproximadamente 1 mmol/grPS día en los tratamientos 1 y 3.

Tras esta bajada se observa un acusado incremento en los tratamientos 2 y 3, no

observándose en el tratamiento 1. El punto máximo parece depender del régimen

nutricional, siendo mayor el tratamiento 3 que el tratamiento 2.

A partir del día 38 los niveles de los tratamientos se vuelven más bajos: valores

cercanos al 0 o incluso 0 en T1; los tratamientos 2 y 3 sufren posteriores caídas, siendo

más acusada la del tratamiento 3, para hacerse aproximadamente constantes en el

periodo que comprende desde el día 38 hasta el final del periodo estudiado. Aunque

en los tratamientos 2 y 3 la velocidad de absorción del NO3 se vuelve

aproximadamente constante, los valores son diferentes, con medias de 0.08

mmol/grPS día en el tratamiento 2 y de 0.8 mmol/grPS día en el tratamiento 3, es

decir, el tratamiento 3 posee 10 veces mayor velocidad de absorción.

En la figura 8 se observa el porcentaje de NO3 absorbido por la planta respecto

al contenido inicial y podemos destacar cómo ya en la primera toma de muestras el

tratamiento 1 ha absorbido más del 70% del contenido inicial del medio, el

tratamiento 2 ha absorbido aproximadamente el 35% y el tratamiento 3 algo menos

del 20%. En T1 se alcanza el 100% de la absorción a los 38 días, en T2 se alcanza a

los 73 días aunque supera el 90% a los 40 días aproximadamente y en T3, aunque no

se llega a alcanzar el consumo completo del contenido de NO3 en el medio, supera el

90% a los 70 días aproximadamente.

4.1.3. CONTENIDO DE N-NO3 DE LA PLANTA

Lo primero que nos llamó la atención observando los gráficos de contenido en

N-NO3 en planta(fig. 9, fig. 10 y fig. 11) fue las mayores concentraciones, en general,

respecto a condiciones de campo. En campo, los valores máximos de N-NO3 en

peciolos suele estar alrededor de 10000-15000 ppm. Esto puede ser debido

posiblemente a que las radiaciones son más bajas en la cámara de cultivo en

comparación con el campo (Marschner, 1995).


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Observando estos gráficos se destaca el hecho de que es en los peciolos donde

se encuentra en mayor concentración este elemento y donde mayor variación

experimenta a lo largo del desarrollo del experimento.

Al comienzo, en todos los tratamientos el reparto de N-NO3 es similar en las

diferentes partes de la planta. La mayor concentración se encuentra en los peciolos,

seguido de las raíces secundarias, la raíz principal y por último el limbo. A partir de

aquí el contenido en peciolos, raíces secundarias y raíz principal mantienen un

descenso progresivo hasta el final del periodo ensayado.

Las concentraciones en las raíces secundarias y raíz principal se hacen similares

a partir del día 38 en los tres tratamientos. En este mismo punto la concentración en

limbos es similar a estas dos últimas. Tras el muestreo 3 (38 días) la concentración del

limbo se mantiene similar a la de las raíces secundarias y la raíz principal en T1. En T2

y T3 el contenido en N-NO3 del limbo se conserva superior al del sistema radicular.

Al final del periodo todos los niveles de N-NO3 se encuentran entre el 5% y el

10% de los valores iniciales salvo el del limbo que va de un 17% en T1 hasta un 30%

en T3.

Observando la concentración de N-NO3 en limbo se puede ver cómo en los 3

tratamientos la concentración se mantiene aproximadamente constante hasta el día

40. Los niveles de dicho elemento depende del tipo de tratamiento, siendo de

aproximadamente 3700 ppm en T1, 8600 ppm en T2 y de 9600 ppm en T3. A partir

de este momento, existe una caída pronunciada en T1 quedando constante a niveles

cercanos a 700 ppm. En T2 la caída es más suave hasta alcanzar aproximadamente

2600 ppm al final del periodo. En T3 los niveles iniciales se mantienen hasta el día

58, sufriendo en el último muestreo una súbita bajada hasta niveles cercanos a 2700

ppm.

Si consideramos el contenido de N-NO3 (en miligramos por órgano completo,

fig. 12, 13 y 14), como reserva de nitrógeno, podemos observar que al igual que su

concentración, la mayor parte del nitrógeno se encuentra en los peciolos durante la

mayoría del experimento, teniendo su máximo alrededor del día 40 en T1 y T2 y no

alcanzándolo hasta el día 58 en T3. A diferencia de lo que podría hacer pensar la


- 18 -

concentración de N-NO3, el segundo órgano con mayor contenido total de nitrógeno

son los limbos; y aunque inicialmente son las raíces secundarias el tercer órgano en

importancia como reserva de nitrógeno, rápidamente deja este lugar a la raíz principal.

El contenido porcentual en miligramos de N-NO3 de cada órgano (Fig. 15, 16 y

17) indica que inicialmente, y con independencia del cómputo total, la cantidad de N-

NO3 existente en los peciolos se encuentra aproximadamente alrededor del 40% en los

3 tratamientos. Posteriormente sufre una ascenso hasta alcanzar y estabilizarse durante

un periodo entre el 55% y el 60% en T2 y T3, mientras que en T1 la subida continúa

hasta el 70% del total de N-NO3 en la planta. El contenido en los limbos se conserva

más o menos estable en los tres tratamientos aunque con porcentajes distintos, siendo

aproximadamente 20% para T1, 30% para T2 y T3. Al final del periodo el porcentaje

de N-NO3 en limbos se encuentra cercanos al 40% en los tres tratamientos estudiados.

La participación de las raíces secundarias como reserva de nitrógeno comienza

siendo importante (aproximadamente un 20%) para hacerse cada vez más

insignificante siendo menores del 5% a partir de los 38 días. En cambio la raíz

principal mantiene inicialmente unos niveles de aproximadamente el 10% del total del

nitrógeno inorgánico existente en la planta. Estos niveles son más o menos estables,

con cierta tendencia a descender en los tres tratamientos, convirtiéndose en una

reserva importante al final del periodo con valores entre el 20% y el 25%.

4.1.4. ASIMILACIÓN DE NITRATO

La asimilación es la conversión del nitrógeno inorgánico en nitrógeno

constituyente de la materia orgánica.

La asimilación la medimos como la cantidad de nitrógeno inorgánico que

desaparece del sistema medio-planta, suponiendo que todo el nitrógeno que

desaparece de dicho sistema ha sido incorporado por la planta en forma de materia

orgánica.

El contenido inicial del sistema es de 203 mg de N-NO3 en T1, 609 mg de N-

NO3 en T2 y de 1218 mg de N-NO3 en T3. Con ello, en la fig. 18, se puede observar

cómo en T1 ya en el día 21(comienzo de las tomas de muestra) había asimilado 120


- 19 -

mg de NO3, es decir, el 60% del existente inicialmente. El tratamiento 2 solo había

perdido el 21% y el tratamiento 3 el 10% del inicial.

En T1 se supera el 90% de asimilación del nitrógeno disponible a los 45 días,

en T2, este nivel de asimilación se alcanza a los 70 días, mientras que en T3 no se

llega a alcanzar en el periodo estudiado quedando al final de dicho periodo con una

asimilación del 89%.

Parece existir una correspondencia entre el contenido total del sistema y los

síntomas visuales de carencias en Nitrógeno, ya que en T1 estos síntomas aparecieron

a los 49 días, cuando el contenido total de N-NO3 del sistema era del 6.63%, mientras

que en T2 y T3 los síntomas aparecieron a los 73 días, aunque no tan acusados como

en T1, cuando el contenido del sistema era de 8.18% y 11.31% del contenido inicial.

4.1.5. CONTENIDO EN CLOROFILA

Utilizamos la clorofila como un indicador del potencial fotosintético con una

metodología de análisis simple e inmediata. Se realizaron análisis del contenido de

clorofila a, clorofila b y clorofila a+b en los muestreos 5 y 6, con la finalidad de

obtener los puntos de mayor diferencia entre los diferentes tratamientos. Los

resultados obtenidos se representan en la tabla adjunta.

Cl a Cl b Cl a+bDía 58 73 58 73 58 73

T1 0.95±0.16 a 0.97±0.03 a 0.41±0.08 a 0.41±0.02 a 1.36±0.23 a 1.37±0.03 a

T2 1.43±0.08 b 1.16±0.08 ab 0.59±0.05 a 0.48±0.01b 2.02±0.13 ab 1.64±0.08 a

T3 1.58±0.16 b 1.41±0.16 b 0.64±0.08 a 0.59±0.03 c 2.22±0.23 b 2.00±0.18 b

- Contenido en clorofilas. Media±EE (mg / gr PF )- Test LSD(mínima diferencia significativa) con p<0.05

En todos los casos y en todos los tipos de clorofila los valores de las medias son

ascendentes desde el tratamiento 1 al tratamiento 3, disminuyendo los valores para

cada tipo de clorofila con el paso del tiempo, salvo para el caso del tratamiento 1

donde sus medias se mantienen similares.


- 20 -

Como se observa, a los 58 días el contenido en clorofila a (mg/grPF) es

significativamente diferente en T1 respecto a T2 y T3 que son estadísticamente

semejantes. Ya a los 73 días, T2 toma un nivel intermedio entre T1 y T3, no siendo

significativamente diferente a los tratamientos restantes.

En el caso de la clorofila b, a los 58 días los tres tratamientos son

estadísticamente similares, mientras que a los 73 días se produce una diferenciación de

los tres tratamientos entre sí.

Respecto al conjunto de estas dos clorofilas, indicado como clorofila a+b,

observamos que a los 53 días existe una diferencia significativa entre el tratamiento 1

y el tratamiento 3, mientras que el tratamiento 2, con valores intermedios, no posee

diferencias respecto a los anteriores. A los 73 días el tratamiento 2 se ha definido

como similar al tratamiento 1 y diferentes ambos del tratamiento 3 , que presenta

valores superiores.

Aunque no se muestra en la tabla anterior cabe indicar que solo el tratamiento

2 muestra una diferencia significativa entre los dos periodos muestreados a nivel de la

clorofila a+b.

Observando la relación entre Cl a/Cl b se ve que posee un valor promedio de

2.4-2.5, no siendo significativo la relación con el tratamiento ni con el contenido de

nitratos en peciolos ni en limbos. Esto podría ser debido posiblemente a que las

condiciones de cultivo se realizaron bajo intensidades de luz bajas, no saturante.

4.1.6. NITRATO REDUCTASA

Se analizó la actividad Nitrato Reductasa (NR) en limbos en los muestreos 3, 4,

5 y 6. Los resultados obtenidos se representan en la tabla adjunta.


- 21 -

Día

38 49 58 73

T1 1.54±1.4a 0.20±0.1 a 0.04±0.0 a 0.00±0.0 a

T2 2.99±0.4a 1.19±0.5 ab 0.18±0.1 a 0.04±0.0 a

T3 2.59±1.3 a 2.29±0.9 b 1.28±0.4 b 0.10±0.1 a

- Actividad nitrato reductasa. Media±EE (µmol NO2- / gr PF h)

- Test LSD(mínima diferencia significativa) con p<0.05

Lo primero que destaca es la gran variabilidad dentro de un mismo muestreo,

debido en parte al pequeño número de muestras y en parte al contenido en N-NO3

diferencial de cada planta, como veremos más adelante. Aún así, existen diferencias

significativas.

A los 38 días desde la implantación en hidroponía, los 3 tratamientos se

consideran similares, siendo T2 el de mayor actividad NR y T1 el de menor.

A partir de aquí, en orden ascendente se encuentra siempre T1, T2 y T3,

evolucionando de forma decreciente, dentro de un mismo tratamiento, cuanto más

avanza el desarrollo de la experiencia.

A los 49 días el tratamiento 1 se hace significativamente diferente de T3,

mientras que el tratamiento 2 conserva un valor intermedio. A los 58 días, T1 y T2 son

estadísticamente iguales (aunque la media de T1 es inferior a la media de T2) y

diferentes de T3. Ya a los 73 días los tres tratamientos son similares, muy inferiores a

los del día 38, aunque conservando el orden de magnitud de sus medias.

En la tabla no se refleja la diferencia estadística que sufren los tratamientos

entre sí a través del paso del tiempo. Ante esto cabe destacar, que el tratamiento 1 no

posee diferencias estadísticas entre los diferentes muestreos En el tratamiento 2, el

muestreo 3 (38 días) posee diferencia significativa con el 4, el cuatro con el 5 y el

muestreo 5 se considera similar al 6. En el caso de T3, los muestreos 3 y 4 son

similares estadísticamente, el muestreo 5 no posee diferencias con los anteriores ni con

el muestreo 6, y el muestreo 6 posee diferencias con el 3 y el 4. Lo anteriormente

expuesto se refleja de forma más visual en la tabla siguiente:


- 22 -

Día

38 49 58 73

T1 a a a a

T2 a b c c

T3 a a ab b

Variación estadística de la actividad nitrato reductasa entre toma de muestras para los tratamientosindividuales


- 23 -

4.2. INTERRELACIONES

4.2.1. DESARROLLO FOLIAR

Según Milford et al (1985a), en los primeros estadíos del desarrollo de la

remolacha azucarera, la aparición de las hojas ocurre cada 30ºDia (grados día), con

independencia de la disponibilidad de nitrógeno o agua (en condiciones no muy

severas). Partiendo del número de hojas al comienzo de la toma de muestras, cuando

aún no existe senescencia foliar, observamos que la aparición de las hojas ocurre cada

41.8ºD (±1.5 EE).

Existe una relación lineal significativa entre el nitrógeno asimilado (mg de N-

NO3) y el número de hojas de la planta, R2=0.91 (fig. 19), lo cual nos indicaría que el

número de hojas es proporcional al nitrógeno asimilado. Si tomamos como cierto el

hecho de que la aparición de la hoja es independiente de la disponibilidad de

nitrógeno, hemos de pensar que la senescencia foliar ocurrida como consecuencia de

una deficiencia en nitrógeno, se hace proporcional a dicha deficiencia, de tal forma

que el resultado neto final se hace lineal a la asimilación de nitrógeno.

La superficie foliar específica, SFE (en inglés SLA, m2/kg de PS), es una medida

del contenido de materia seca por unidad de superficie foliar. De alguna forma indica

la densidad de la hoja y su grosor (Terradas, 2001). Otra medida similar es la

superficie foliar por unidad de peso fresco, SFF (m2 / kg PF, peso fresco), donde no

solo interviene el contenido en materia seca sino también el grado de hidratación y los

espacios intercelulares (Delgado, 1995). Las figuras 20 y 21 muestran estos

parámetros. Como se ve, la superficie foliar específica evoluciona de forma similar en

los tres tratamientos, aunque parece haber una pequeña tendencia de T3 a tener

menores valores. En cambio, observando la SFF se puede ver cómo T1 mantiene

valores superiores desde el comienzo, manteniendo una tendencia general a aumentar

salvo en el último muestreo. El tratamiento 2 mantiene valores similares a T3 al

comienzo, ascendiendo paulatinamente desde el muestreo 3 (38 días) hasta alcanzar

niveles similares a T1. El tratamiento 3 conserva la misma evolución que T2 pero con

niveles más bajos en todos los periodos muestreados. Todo lo anterior indica que los

tres tratamientos poseen la misma cantidad de materia seca por unidad de superficie,


- 24 -

pero el tratamiento 1 y posteriormente el tratamiento 2 poseen un menor peso fresco

por unidad de superficie. Es decir, el contenido de agua es menor en estos

tratamientos. Esta relación se traduce en un menor turgor celular y por lo tanto en un

menor grosor de la hoja.

4.2.2. ABSORCIÓN DE NITRATO

Como se indica en la introducción, la absorción del nitrato por parte del sistema

radicular depende de un conjunto de factores cuya acción establece la absorción neta

de la planta. Se describe como un factor importante en la absorción radicular del

nitrato a la concentración del medio. Para ello describe la existencia de sistemas de

transportes HATS (Sistemas de transporte de alta afinidad) para bajas

concentraciones, normalmente menores de 1mM, y sistemas LATS (sistema de

transporte de baja afinidad) para concentraciones superiores de 1mM. Estos sistemas

presentan una dinámica que ha sido asemejada a una cinética enzimática y que opera

con la fórmula de Michaelis-Menten, con dependencia de la concentración del NO3 en

la solución exterior. En el caso de los LATS, la Km y Vmax son tan grandes que se ha

considerado que posee una respuesta lineal en la mayoría de las concentraciones

ensayadas.

Cabría esperar que el tratamiento 1, que en todo momento del periodo de

observación ha estado con concentraciones inferiores a 1mM de NO3 en el medio

nutritivo, presentase una cinética basada en la fórmula de Michaelis-Menten, mientras

que el tratamiento 2 presentaría esta cinética a partir del muestreo 3, periodo a partir

del cual la concentración del medio es inferior a 1mM. El tratamiento 3 y los dos

primeros muestreos del T2 deberían poseer una dependencia lineal de la

concentración del medio.

Si se observa en el gráfico (Fig. 22) donde se presenta la tasa o velocidad de

absorción del NO3 por gramo de materia seca de las raíces secundarias y día, frente a

la concentración media del periodo entre toma de muestras, se puede ver como el

tratamiento 1 responde a una curva de tipo cuadrática (y = 3.1113 x2 + 1.5451 x +

0.0096 , R2 = 1) durante todo el desarrollo, como el tratamiento 2 responde a este


- 25 -

mismo tipo de curvas a partir del muestreo 3 (y = 0.7931 x2 - 0.3522 x + 0.1133 ,

R2= 0.9997) y cómo el tratamiento 3 a partir del muestreo cuatro parece tener una

tasa de absorción independiente de la concentración del medio.

El hecho de que a igualdad de concentración exterior los niveles de absorción

radicular del NO3 de los diferentes tratamientos sean diferentes, hace pensar que existe

otro mecanismo que ha regulado la absorción, al menos en los estadios iniciales y

para concentraciones iniciales.

La regulación de la absorción de NO3 por parte de la planta depende no solo

de la concentración exterior del medio sino también de la concentración en el interior

de dicha planta. En este caso se ha encontrado una evidente relación entre le

contenido de N-NO3 de la planta con la tasa de absorción.

Si se representa la tasa de absorción radicular como mmoles de NO3

absorbidos frente a mmoles de NO3 asimilados por gramo de materia seca de limbo y

día (fig. 23), se observa que existe una alta correlación lineal (R2=0.90) entre estas dos

tasas (se omite el uso del primer muestreo por suponer un periodo demasiado

prolongado, con un crecimiento exponencial acusado).

Es por todo esto por lo que parece indicar que, al menos en las condiciones

ensayadas, es la tasa de asimilación, es decir la demanda y uso del nitrógeno por parte

de la planta, el principal mecanismo que regula la absorción de dicho nitrógeno por

parte de las raíces. Es posible que esta regulación esté influenciada por el contenido de

nitrógeno del medio a concentraciones bajas.

4.2.3. CONTENIDO DE N-NO3 DE LA PLANTA

Como se ha visto anteriormente es en los peciolos donde existe mayor

concentración de nitratos a lo largo del desarrollo, e incluso observando el contenido

total en miligramos de los diferentes órganos de la planta también es en peciolos

donde se encuentra el mayor contenido de N-NO3. Es por ello que nos hace pensar

que son los peciolos el principal órgano de reserva de nitrógeno inorgánico.

En los limbos de las plantas se produce la mayoría de la asimilación del

nitrógeno, donde pasa de forma inorgánica a formas orgánicas a través de la actividad


- 26 -

NR. Es aquí donde, en última instancia, es necesario la existencia de un aporte

continuo de nitratos.

Tomando todo esto como base, se estudiará a continuación la relación entre la

reserva de nitratos y su asimilación, así como el papel de los diferentes órganos de la

planta frente a las necesidades de dicha planta.

Parece existir una estrecha relación entre los diferentes órganos de la planta

respecto a la concentración de N-NO3. En la figura 24 se observa como la

concentración de N-NO3 en la raíz responde a una relación cuadrática (y=406.40 +

0.0097 x + 6.61E-06 x2 , R2=0.946) con la concentración en peciolos, manteniendo

cierta independencia con el tratamiento. En la figura 25 están representadas la

concentración de las raíces secundarias frente a la concentración en peciolos. En este

caso el mejor ajuste lo ha presentado una curva del tipo y=a (x - b)c, comportándose

de forma diferente según el tratamiento. Se puede observar cómo los tratamientos 2 y

3 (R2=0.987) poseen niveles similares frente al tratamiento 1 (R2=0.99) donde, aún

utilizando el mismo tipo de curva los parámetros de dicho ajuste son diferentes.

Respecto a la relación de las concentraciones de N-NO3 entre los limbos y los

peciolos (fig. 26), se observa que se ajustan a una curva del tipo saturación (Michaelis-

Menten). Aunque el tipo de curva es similar en los 3 tratamientos, existen diferencias

entre los parámetros de los diferentes tratamientos. En los tres casos existe un

crecimiento correspondiente a un aumento de la concentración en peciolos, hasta

llegar a un punto a partir del cual la concentración en limbos es aproximadamente

constante. Dicho de otra forma, la concentración de N-NO3 en limbos es

independiente del contenido en peciolos mientras que en éstos exista suficiente

nitrógeno para seguir aportando las demandas de dichos limbos. Cuando la cantidad

aportada por las reservas de la planta no son suficientes para mantener el nivel del

limbo, la concentración del limbo se hace proporcional a la del peciolo.

Observando tanto las figura 26 como la figuras 9, 10 y 11 se puede apreciar

que el valor de N-NO3 de peciolos a partir del cual las reservas no son capaces de

mantener los niveles del limbo se encuentra en un punto alrededor de 20.000 ppm de

N-NO3, en las condiciones de ensayo.


- 27 -

Si la mayor cantidad de N-NO3 se encuentra en los peciolos y al mismo tiempo

existe una relación entre el contenido de N-NO3 entre los peciolos y los diferentes

órganos de la planta, parecería correcto pensar que conociendo el contenido de N-

NO3 de los peciolos se podría estimar el contenido total de la planta. En el gráfico (fig.

27) se muestra esta relación. Se ha encontrado que la curva que mejor la describe

corresponde a una curva exponencial con un R2=0.97.

Otro objetivo de este estudio era contrastar si la metodología utilizada en

campo (Nitrachek) era capaz de estimar el contenido de nitratos en peciolos. Como se

ve en el gráfico (fig. 28, donde se muestran los puntos individuales con el fin de

obtener la relación individual de las dos lecturas), existe un estrecha relación entre

estas dos formas de medir el contenido en nitratos en peciolos. Ahora bien, la lectura

realizada en jugo está sobreestimada con respecto a la obtenida en análisis de materia

seca. Esto es así por la diferencia de los elementos muestreados. Es decir, mientras que

en análisis sobre materia seca se toman todos los peciolos, con lo cual el dato

obtenido es la media del total de los valores de cada peciolo individualmente, en el

método del análisis del jugo, se toman los peciolos intermedios, que son, de hecho los

de mayor contenido en nitratos.

De todas formas cabe destacar la diferencias puntuales de los niveles

comprendidos entre 20000 y 40000 ppm de N-NO3 en jugo, de tal forma que un

mismo nivel de jugo puede suponer diferencias en materia seca de 20000 ppm entre

las dos determinaciones. Esto podría llevar a error si se intenta utilizar una medida

puntual como indicador del estado nutritivo real del cultivo, aunque si parece

permitirnos saber el contenido de nitrógeno aproximado (mucho, poco, medio, etc.).

Ante esto cabe plantearse dos situaciones, por un lado utilizar todos los peciolos (o

una muestra representativa de ellos) para el análisis en jugo y por otro recalibrar las

dos metodologías.


- 28 -

4.2.4. ASIMILACIÓN DE NITRATO

Como hemos visto en los resultados la actividad nitrato reductasa decrece a lo

largo del desarrollo en los tres tratamientos. Los niveles de esta actividad parecen

depender del tratamiento, de tal forma que los niveles de T1 evolucionan de forma

inferior a T2 y T3, y los de T2 inferior a T3.

El nitrato actúa como activador de la nitrato reductasa al igual que los

productos de la fotosíntesis y la luz; podemos suponer que esa diferencia entre

tratamientos proviene tanto del contenido en nitratos como de la menor tasa

fotosintética (cuantificada aquí por el contenido en clorofila).

Representando la actividad nitrato reductasa frente al contenido de N-NO3 en

los diferentes órganos, el mayor ajuste se produce al representarlo frente al contenido

de los peciolos (fig. 29). Como se observa esta relación sigue una curva cuadrática: y

= 7E-10 x2 + 4E-05 x - 0.0361 (R2 = 0.96). Aunque la curva posee un buen ajuste en

sus medias, existe una gran variabilidad en valores similares y superiores a 20000 ppm

de N-NO3 en peciolos, lo que nos hace pensar que a partir de estos niveles existe otro

factor, o factores, que influyen en esta actividad.

Como la luz es un factor importante en la activación de la nitrato reductasa, es

quizás este factor el que produce la alta variabilidad a altos niveles, ya que, como las

muestras son tomadas sobre el total de los limbos, el LAI se convierte en un factor

importante, porque a mayor LAI mayor superficie foliar en sombra, y por lo tanto

menor actividad nitrato reductasa por gramo de peso fresco.

Si representamos el contenido de clorofila frente al contenido de N-NO3 en

limbo (fig. 30), podemos observar como a niveles inferiores a 4000-6000 ppm existe

una relación lineal y = 0.0002x + 1.2773 (R2 = 0.614) entre el contenido de clorofila

y el contenido de nitrógeno de reserva. La falta de valores intermedios nos impide

conocer esta relación a niveles medios, pero todo parece suponer que los niveles de

clorofila son más o menos estables e independientes del contenido en nitrógeno de

peciolos, hasta alcanzar un nivel basal, a partir del cual la planta comienza a denotar

cierta carencia de nitrógeno sobre el aparato fotosintético.


- 29 -

4.3. APLICACIONES PRÁCTICAS

4.3.1. ESTIMACIÓN DEL LAI EN CAMPO

Actualmente el cálculo de las necesidades hídricas del cultivo se realiza a través

del cálculo de la ETo (evotranspiración de referencia) multiplicado por un coeficiente,

Kc, dependiente del estado de desarrollo del cultivo. Este coeficiente está

estrechamente relacionado con el índice de área foliar (LAI). La estimación del LAI “in

situ” puede llegar a ser una herramienta muy útil para el cálculo puntual del riego de

una parcela concreta, ayudando a pasar de una recomendación general a una

específica.

La gráfica (fig. 31) nos muestra la relación entre la superficie foliar y peso fresco

de los limbos. Se puede observar cómo existe una relación lineal con un buen ajuste

(R2=0.96) entre estos dos parámetros.

Esta relación permite hacer una buena estimación de la superficie foliar a partir

de la pesada de los limbos. El cálculo del grado de cobertura en campo es una práctica

habitual en la investigación de la remolacha azucarera(AIMCRA, 2002) y unido a la

medida del peso de los limbos de la suficiente cantidad de plantas que lo hagan

representativo, se puede obtener el LAI por la fórmula siguiente.

LAI = (0.0024 * PLimbo (g) + 0.0085)*[Nplantas/ha] / (10000*[%Cob/100])

Donde Plimbo=Peso fresco medio del limbo en gramos por planta; Nplantas/ha es el número de plantas

por hectárea; %Cob: Porcentaje de cobertura.

Como quizás la separación de todos los limbos por cada planta pueda

convertirse en una tarea ardua y laboriosa (al igual que la medida del ancho y el largo

de todos los limbos), se puede sustituir por el peso total de las hojas, que posee una

estrecha relación con el peso del limbo (R2=0.95, al menos en las condiciones

ensayadas), siendo esta última una operación relativamente rápida.

LAI = (0.0012 * PHojas (g) + 0.0225)*[Nplantas/ha] / (10000*[%Cob/100])


- 30 -

4.3.2. CRECIMIENTO

Se sabe que una mayor absorción de nitrógeno por parte de la remolacha

azucarera produce un mayor desarrollo foliar y crecimiento de la planta en general, en

detrimento de la riqueza en sacarosa en la raíz (AIMCRA 1999, 2000, 2002;

Armstrong, 1986; Gordo, 1994; Mildford et al, 1985b). De hecho, en el cultivo de la

remolacha azucarera se pueden reconocer dos estadíos, el primero representado por

un crecimiento vegetativo y el segundo representado por una fase de acumulación de

reservas, “crecimiento acumulativo”. Parece ser que el paso de una fase a otra esta

determinada por un mecanismo inducido por algún tipo de estrés sobre la planta,

normalmente déficit de nitrógeno o agua.

En la figura 32 se representa el peso seco del total de la planta frente al total de

miligramos asimilados de N-NO3. Como se puede observar en los primeros muestreos

de los 3 tratamientos existe una relación lineal de estos dos parámetros, de tal forma

que la planta acumula entre 0.0251gr(T1) y 0.0282gr(T3) de peso seco por cada

miligramo de N-NO3 asimilado ( ó toneladas de peso seco por kilogramo de N-NO3

asimilado). Se ve como la eficiencia del uso del nitrógeno en estas primeras fases es

muy similar en los tres tratamientos. A partir del muestreo 3 (38 días) la tendencia del

tratamiento 1 cambia. Igual ocurre en el tratamiento 2 a partir del muestreo 4 (49

días). En al caso del tratamiento 3 solo existe un punto (muestreo final) que parece

escaparse de la tendencia, por lo que no nos permite determinar su comportamiento,

aunque parece sugerir un proceso similar. Las nuevas tendencias de crecimiento frente

a la asimilación del nitrógeno de T1 y T2 son relativamente semejantes, con

pendientes entre 0.17744 y 0.1454 gr de peso seco por cada miligramo de nitrógeno

asimilado.

Este cambio de tendencia nos hace pensar que es en esos momentos cuando la

planta comienza a estar en estado de deficiencia de nitrógeno. Como se observa, la

cantidad asimilada y la cantidad de peso seco acumulado para los dos tratamientos es

diferente, siendo alrededor de 150 mg N-NO3 en T1 y 450 mg N-NO3 en T2.

Con los datos anteriores no se podría extraer una conclusión de cuando una

remolacha comienza a sufrir déficit de nitrógeno, ya que cada tratamiento lo sufre con


- 31 -

una cantidad de nitrógeno asimilado diferente. Como el concepto de déficit de

nitrógeno proviene de un balance entre la disponibilidad de este elemento para la

planta y las necesidades de dicha planta, parece lógico suponer que es la proporción

del nitrógeno disponible frente al nitrógeno utilizado la que determinará el estado de

déficit .

Para ello hemos representado el peso seco de la planta de cada muestreo y

tratamiento frente al porcentaje de N-NO3 asimilado del total disponible inicialmente.

Como se observa en la gráfica (fig. 33) este cambio en el comportamiento de la

eficiencia del uso del nitrógeno ocurre cuando se ha asimilado entre el 70-80% del

nitrógeno disponible.

Como se puede observar en esta última gráfica, aunque el cambio de

tendencias ocurre aproximadamente cuando se ha asimilado entre el 70-80% del

nitrógeno disponible, las pendientes con que alcanzan estos niveles son diferentes al

igual que las pendientes tras el cambio de tendencia. A mayor contenido inicial de

nitrógeno las pendientes son más acusadas. Con objeto de generalizar la dependencia

de las curvas con respecto al tipo de tratamiento inicial, hemos calculado el

crecimiento respecto al porcentaje de nitrógeno asimilado, al adecuar el

comportamiento a un crecimiento exponencial donde se integra la variable nitrógeno

disponible inicial (NIni). Con ello hemos encontrado una curva del tipo y=a e(b x), que

describe de forma bastante ajustada (R2=0.938) el comportamiento general del

crecimiento de la remolacha azucarera frente al nitrógeno(Fig. 34).

PS(gr)=0.004719*[NIni(mg)]*exp(0.023311*[Nasimil(%)])

- Nini=N-NO3 disponible inicial

- Nasimil= (N-NO3 asimilado/ N-NO3 inicial)*100

Esto nos indica que si un cultivo de remolacha tiene disponible a lo largo de su

desarrollo 150 kg/h de N (UF), alcanzaría un peso de materia seca de 7.28 t/h

(aproximadamente 51 Tm de peso fresco) al consumir el 100% del nitrógeno

disponible. En el caso de disponer de 220 UF, llegaría a alcanzar 10.68 t/h de MS (76 t


- 32 -

PF) y si el nitrógeno disponible fuera de 300 UF el resultado sería de 14.56 t/h de MS

(103 t de PF).Esto es, del doble de nitrógeno resulta el doble de producción.

Resulta sorprendente cómo con independencia del total de la disponibilidad de

nitrógeno, todas las curvas teóricas (fig. 35) se cruzan en aproximadamente las 80 UF

asimiladas. A partir de este punto los diferentes tratamientos teóricos comienzan a

representar su individualidad marcando sus diferencias.

Se ha querido comprobar si esto mismo ocurría en condiciones de campo. En

la figura 36 se encuentran representados la producción de peso seco en t/ha frente al

nitrógeno (kg/ha) de la planta de diferentes campos de cultivo, obtenidos en la

campaña 01/02 en la zona sur (AIMCRA, datos no publicados). Estos puntos

pertenecen a muestreos periódicos realizados sobre remolacha azucarera en múltiples

fincas con múltiples tratamientos, por lo que representan una amplia variedad de

estados nutricionales y de desarrollo. Como se puede observar inicialmente todos los

tratamientos poseen el mismo crecimiento frente al nitrógeno hasta alcanzar el periodo

entre 60-80 kg/h de N asimilado a partir del cual existe una diversificación cada vez

mas acusada de los diferentes puntos. Hasta este momento (60 kg/ha de N asimilado)

el crecimiento es lineal siguiendo la Y = 0.0357 x - 0.0118 (R2=0.961), donde se

observa que la pendiente es ligeramente superior a las obtenidas en nuestra

experiencia: 0.0357(campo) frente a 0.0244(T1), 0.0266(T2) y 0.0282(T3); es posible

que esta diferencia sea debida, en parte, a que en los análisis de campo no están

incluidas las raíces secundarias, parte importante, por peso proporcional y alto

contenido en nitrógeno, en estas primeras fases del crecimiento.

4.3.3. NITRÓGENO NÍTRICO EN PECIOLOS

Uno de los grandes retos en la investigación aplicada del cultivo de la

remolacha azucarera es poder realizar la recomendación más adecuada de abonado

nitrogenado para las condiciones específicas (contenido del suelo, climatología, etc.)

de una parcela concreta.

Hasta la fecha se ha realizado, de forma muy ajustada, dicha recomendación

para grandes zonas (Norte, Centro y Sur de España) por parte de AIMCRA, con unos


- 33 -

resultados excelentes a nivel general. Pero todavía no se posee una herramienta para

realizar ajustes, y sobre todo reajuste “in situ”, según el estado y la evolución de una

parcela concreta.

La recomendación de AIMCRA se basa especialmente en el contenido de

nitratos en el suelo (en los 30 primeros centímetros) antes de la implantación del

cultivo y en la precipitación, y ha demostrado ser suficiente para una recomendación

general (AIMCRA 1999, 2000 y Bilbao et al, 2001). Existen excepciones que se

escapan a dicha recomendación como es el caso de años muy lluviosos (tierras muy

ligeras, suelos drenados), cultivos de secano, etc..

Muchas especies acumulan nitrato de forma temporal en vacuolas celulares

dentro de la hoja. La remolacha azucarera acumula transitoriamente grandes

cantidades de nitrato, especialmente en los peciolos(Armstrong et al, 1986).El

contenido en nitrógeno nítrico de los peciolos es un método que se suele utilizar para

determinar el estado nutritivo de ciertos cultivos, como es en este caso la remolacha

azucarera (Analogides, 1988). Dicho contenido en N-NO3 referenciado sobre materia

seca sigue una evolución característica, de tal forma que aumenta al comienzo del

ciclo hasta un máximo que alcanza dependiendo de ciertos factores, especialmente el

climatológico y el contenido de nitrógeno en el suelo. En la siembra otoñal este pico

máximo suele producirse entre Febrero y Marzo, mientras que en siembra primaveral

suele producirse en Junio. Tras este máximo comienza un descenso más o menos

pronunciado hasta alcanzar niveles inferiores a 1000 ppm. Tanto la pendiente de

descenso como el nivel final alcanzado parece depender del nitrógeno disponible para

la planta. Analogides (1988) describe para una buena producción de azúcar, la

concentración de N-NO3 en los peciolos más jóvenes totalmente maduros

(desplegados), debe encontrarse alrededor de 1000 ppm de 4 a 8 semanas antes de la

recolección. Este autor también indica que tanto la concentración como el periodo no

es fijo, sino que podría depender del lugar y las condiciones de crecimiento.

Por todo ello es importante conocer el comportamiento de la concentración de

N-NO3 en peciolos a lo largo del desarrollo de la remolacha azucarera, especialmente

el descenso que se produce tras su nivel máximo.


- 34 -

Si consideramos que la concentración de N-NO3 en peciolos proviene del

balance entre el nitrato absorbido y el nitrato asimilado, parece lógico pensar que la

concentración será máxima cuando este balance se decante por la absorción y mínima

cuando se decante por la asimilación. Pero, como se ha demostrado antes, la

absorción posee gran dependencia de la asimilación, y parece que es este proceso el

que rige la evolución de la concentración.

Podemos pensar dos posibles situaciones para el descenso de la concentración

de N-NO3 en peciolos, por una parte cuando existe suficiente nitrógeno en el medio

para que la planta pueda absorber según su propia demanda y por otra cuando el

contenido del medio no es suficiente para aportar todo el nitrógeno demandado por la

planta y por lo tanto lo extrae de las reservas, la mayoría de las cuales se encuentran

en los peciolos. La primera situación nos hace pensar que si existe este equilibrio entre

asimilación y absorción, la concentración de N-NO3 en peciolos debería ser constante,

cosa que no ocurre en realidad. Como la concentración está referida a materia seca, es

quizás este elemento el que aumenta provocando la “dilución” del N-NO3 sobre esta

materia seca. En el proceso de desarrollo, el aumento de peso seco es representado

por la acumulación de dicho peso seco y por el aumento en el porcentaje de materia

seca, es decir por la disminución en el contenido de agua. Observando las figuras 37

y 38 se puede ver que aunque la disminución de la concentración de N-NO3 está

relacionada con el aumento en peso seco, esta relación es dependiente del

tratamiento; por el contrario la dependencia del tratamiento es mucho menor si se

representa la concentración de N-NO3 frente al porcentaje de materia seca. Es por ello

que parece ser que aún actuando los dos elementos, es el aumento en el porcentaje de

materia seca el mayor artífice de la disminución de la concentración del N-NO3 en el

peciolo en esta primera fase.

En la segunda fase en la cual el medio no es capaz de aportar el nitrógeno que

demanda la planta, la concentración de N-NO3 en peciolos debe ser dependiente de la

demanda de la planta al tiempo que de la tasa de crecimiento (que es de alguna forma

dependiente del contenido en N-NO3, cuando este se convierte en limitante).


- 35 -

Como se ha visto la concentración de N-NO3 en peciolos depende de ciertos

factores que son difíciles de estudiar de forma independiente, ya que están

interactuando: tamaño de la planta, tasa de crecimiento relativo, aumento del

contenido en materia seca, pérdida de nitrógeno del medio, asimilación, etc. A

continuación se estudiará el comportamiento de la concentración de N-NO3 en

peciolos de remolacha azucarera de una forma global.

Se ha observado que no es el total de nitrógeno asimilado sino el porcentaje de

nitrógeno asimilado frente al total disponible lo que mantiene una buena relación con

los parámetros. Parece lógico, ya que este concepto engloba no solo el nitrógeno

asimilado, sino también el nitrógeno del medio, al mismo tiempo que la respuesta

fisiológica de la planta respecto al nitrógeno. Por otra parte se ha considerado que ya

que el porcentaje de materia seca influye en el contenido de N-NO3 de la planta, sería

interesante incluirlo dentro de los parámetros a tener en cuenta de forma

independiente (aunque de alguna manera debe estar incluido dentro de la respuesta

fisiológica al estado nutricional).

Con todo ello se ha ajustado la concentración de N-NO3 en peciolos como

variable dependiente del porcentaje de N asimilado y del porcentaje de materia seca

en peciolos. El resultado ha sido una recta con un R2=0.887 para el total de los

puntos individuales (Fig.39), tal que:

N-NO3 Peciolos = 67370.74-341.633*[%Nasim]-2658.831*[%MSPec]

Esta dependencia del porcentaje del nitrógeno asimilado también la

encontramos en cierta forma en el limbo (Fig. 40). De hecho este parámetro es el que

permite un mejor ajuste del contenido en de N-NO3 en limbo. Esto nos explicaría por

qué en el muestreo 1, cuando suponemos que el contenido de N-NO3 de las reservas

es suficiente para mantener el desarrollo vegetativo y son capaces de aportar todo el

nitrógeno que los limbos demanden, los niveles de nitrógeno de limbo de T1 son

inferiores a los de T2 y T3 (fig. 9, 10 y 11).

Con todo ello se encuentra que el contenido de N-NO3 en peciolos puede llegar

a ser una buena herramienta para el reajuste “in situ” en la recomendación de


- 36 -

abonado nitrogenado en el cultivo de la remolacha azucarera, ya que integra la

relación entre el nitrógeno asimilado, el nitrógeno disponible y el estado de desarrollo

de la planta.

Como se ha visto es el proceso de asimilación el que parece regular gran parte

de la dinámica del nitrógeno en la remolacha azucarera. Algunos autores (Alt C. et al,

2000) atribuyen el contenido de N-NO3 a la radiación. Esta atribución a la radiación

parece consecuente con nuestros datos ya que a mayor radiación mayor tasa

fotosintética y por lo tanto mayor asimilación de nitrógeno. Por ello pensamos que

sería conveniente profundizar en el estudio de este proceso a través de elementos tales

como la regulación de la nitrato reductasa, la tasa fotosintética, etc.

.


- 37 -

5. CONCLUSIONES

- La proporción de nitrógeno asimilado frente al nitrógeno disponible es la

que determina el tipo de crecimiento (“vegetativo” o “acumulativo”) y la

respuesta al estrés nutricional, más que la cantidad absoluta de nitrógeno

absorbida. Principalmente, es esta proporción la que determina el contenido

en N-NO3 de la planta.

- El mayor contenido en nitrato, y por lo tanto la mayor reserva, se encuentra

en los peciolos de la planta. De hecho se puede estimar uno (planta)

conociendo el otro (peciolos).

- Existe una estrecha relación entre el contenido de nitrato de las diferentes

partes de la planta. Aunque cada órgano se comporta de una forma

diferente con respecto al nitrato.

- Parece existir cierta relación entre el contenido de N-NO3 del limbo y la

actividad nitrato reductasa foliar, aunque esta dependencia es muy variable

a niveles altos de nitratos.

- El contenido en clorofilas mantiene una buena relación con la nutrición

nitrogenada, pudiéndose convertir en una herramienta de análisis rápido

para la detección de carencias en nitrógeno.


- 38 -

6. BIBLIOGRAFÍA

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- 39 -

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MILDFORD, G.F.J., POCOCK, T.O., RILEY, J. y MESSEM A.B. (1985b) An analysis

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dinámica de comunidades y paisajes. Ediciones Omega. Barcelona


- 41 -

7. AGRADECIMIENTOS

Quisiera mostrar mi agradecimiento a la EUITA de la Universidad de Sevilla

por su todo su apoyo y muy especialmente a José Manuel Quintero y a Antonio

Delgado.

También quisiera agradecer la enorme colaboración por parte del

Departamento de Ciencias Medioambientales de la Universidad Pablo de Olavide, con

especial atención a Juan Manuel Infante y a Jesús Sánchez , por prestarme un trozo de

su laboratorio, todo el material necesario, su asesoramiento y sobre todo por su gran

interés en que este trabajo llegase a buen puerto.

Quiero aprovechar estas líneas para agradecer también al Departamento de

Fisiología Vegetal de la Universidad de Sevilla y muy especialmente a Alfonso de Cires

y a Rocío Caballero por su colaboración prestada, tanto para la determinación de la

actividad nitrato reductasa como por su disposición a resolverme cualquier cuestión

sobre esa “compleja fisiología” de la asimilación del nitrato.

Mi agradecimiento también lo dirijo a toda la gente de AIMCRA, mi empresa, y

especialmente a Rodrigo Morillo-Velarde , José Luis Bermejo y Luis Gordo, no solo por

su apoyo activo, que ha sido mucho, bueno y valioso, sino también por el pasivo (es

decir, por permitirme escaparme alguna vez a ver mis plantas).

No quisiera dejar pasar la ocasión sin agradecer a Marcelino Bilbao toda la

confianza que depositó en mi capacidad para resolver este tipo de problemas.

Y sobre todo quiero agradecer a Yolanda Aguilera, mi mujer, sin la cual este

trabajo no se hubiera realizado (y no es un elemento retórico). Gracias a su apoyo

moral y físico, a la de horas que me ha dedicado, a la de veces que me ha alentado no

solo para empezar sino también para terminar este trabajo.

Sinceramente Gracias.


- 42 -

8. FIGURAS

Fig. 1Evolución del peso de raízMedia+-Error Estandar(EE)La evolución está representada en días después de la implantación en medio hidropónico

Fig. 2Evolución del peso foliarMedia+-EE

0

20

40

60

80

100

120

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

gr /

plan

taT1

T2

T3

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

gr /

plan

ta

T1

T2

T3

Evolución del peso fresco de raíz de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del peso fresco de hojas de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 43 -

Fig. 3Evolución del peso total de la plantaMedia+-EE

Fig. 4Media+-EE

0

5

10

15

20

25

30

35

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

nº h

ojas

/ pl

anta

T1

T2

T3

0

50

100

150

200

250

300

0 10 20 30 40 50 60 70 80

días

gr /

plan

taT1

T2

T3

Evolución del peso fresco total de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del número de hojas de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan lamedia (+-) error estándar

- 44 -

Fig. 5Evolución de la suiperficie foliarMedia+-EE

Fig. 6Evolución del contenido de nitratos del medioMedia+-EE

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

m2

/ pla

nta

T1

T2

T3

0

2

4

6

8

10

12

14

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mM

T1

T2

T3

Evolución de la superficie foliar de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan lamedia (+-) error estándar

Evolución del contenido de nitratos del medio nutritivo de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 45 -

Fig 7Evolución de la tasa de absorción radicular

Fig. 8Porcentaje de nitrógeno absorbido frente al contenido inicialMedia+-EE

0

2

4

6

8

10

12

14

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mm

ol d

e N

O3

/ grP

S dí

a

T1

T2

T3

0

20

40

60

80

100

120

0 10 20 30 40 50 60 70 80

días

%

T1

T2

T3

Evolución de la tasa de absorción radicular (mmol de NO3 / día gramo de PS de raíces secundarias) de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3).

Evolución del porcentaje de nitrógeno absorbido frente al contenido inicial de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 46 -

Fig.9Evolución del contenido en N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

Fig. 10Evolución del contenido en N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

T1

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

40000

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

ppm

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

T2

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

ppm

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

Evolución de la concentración de N-NO3 (ppm sobre materia seca) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 2.5 mM (T1). Los datos representan la media (+-)error estándar

Evolución de la concentración de N-NO3 (ppm sobre materia seca) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 7.5 mM (T2). Los datos representan la media (+-)error estándar

- 47 -

Fig. 11Evolución del contenido en N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

Fig 12Evolución del contenido total de N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

T3

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

ppm

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

T1

0

5

10

15

20

25

30

35

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mg

N-N

O3

/ pla

nta

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

Evolución de la concentración de N-NO3 (ppm sobre materia seca) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del contenido total de N-NO3 (mg / planta) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 2.5 mM (T1). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 48 -

Fig. 13Evolución del contenido total de N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

Fig. 14Evolución del contenido total de N-NO3 de los diferente órganos de la plantaMedia+-EE

T2

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mg

N-N

O3

/ pla

nta

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

T3

0

50

100

150

200

250

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mg

N-N

O3

/ pla

nta

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

Evolución del contenido total de N-NO3 (mg / planta) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 7.5 mM (T2). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del contenido total de N-NO3 (mg / planta) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 49 -

Fig. 15Evolución del contenido en % de mg de N-NO3 en los diferentes órganosMedia+-EE


T1

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

%Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

T2

0

10

20

30

40

50

60

70

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

%

Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

Evolución del contenido porcentual de N-NO3 (mg órgano / mg total *100) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 2.5 mM (T1). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del contenido porcentual de N-NO3 (mg órgano / mg total *100) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 7.5 mM (T2). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 50 -


Fig. 18Evolución del total de N-NO3 asimilado en miligramosMedia+-EE

T3

0

10

20

30

40

50

60

70

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

%Raíz

Peciolo

Limbo

R.Sec.

0

200

400

600

800

1000

1200

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

mg

/ pla

nta

T1

T2

T3

Evolución del contenido porcentual de N-NO3 (mg órgano / mg total *100) de los diferentes órganos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con solución nutritiva 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución del total de N-NO3 (mg) asimilado plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 51 -

Fig. 19Relación entre nº de hojas de la planta y el nitrógeno asimiladoy=0.0169x+11.957 , R2=0.91Media+-EE

Fig. 20Evolución de la superficie foliar específicaMedia+-EE

0

5

10

15

20

25

30

35

0 200 400 600 800 1000 1200 1400mg de N-NO3

nº h

ojas

/ pl

anta

T1

T2

T3

Ajuste

SFE

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

m2

/ kg

PS

T1

T2

T3

Relación entre el número de hojas de la planta y el nitrógeno asimilado (mg) por dicha planta. Esta relación se ajusta a una ecuación lineal: y=0.0169 x + 11.957 (R2=0.91). Datos obtenidos de plantas de remolacha azucarera cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Evolución de la superficie foliar específica (m2 / kg de PS de limbos) de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 52 -

Fig. 21Evolución de la superficie foliar por peso frescoMedia+-EE

Fig. 22Tasa de absorción diaria de NO3 frente a contenido del medio de cultivo

y = 3.1113x2 + 1.5451x + 0.0096

R2 = 1

y = 0.7931x2 - 0.3522x + 0.1133

R2 = 0.9997

0

2

4

6

8

10

12

14

0 2 4 6 8 10 12 14 16mM

mm

ol N

O3

/ grP

S dí

a

T1

T2

T3

Ajuste T1

Ajuste T2 (M3,4,5,6)

SFF

2

2.2

2.4

2.6

2.8

3

3.2

0 10 20 30 40 50 60 70 80días

m2

/ kg

PF T1

T2

T3

Evolución de la superficie foliar sobre peso fresco (m2 / kg de PF de limbos) de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Tasa de absorción diaria de NO3 representada frente al contenido de nitrato del medio (mM). Datos obtenidos de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Las ecuaciones representan el ajuste de las curvas para T1 y T2 cuando las concentraciones del medio son inferiores a 1 mM.

- 53 -

Fig. 23Relación entre la tasa de absorción de NO3 y la tasa de asimilación de NO3 diarias

Fig. 24Relación entre la concentración de N-NO3 de raíz respecto los peciolos (Media+-EE)y=a+bx+cx^2a = 406.408 b = 0.0097 c = 6.6e-06R2=0.946

y = 6.8165 x - 0.0109

R2 = 0.90

0

2

4

6

8

10

12

14

0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2

mmol de NO3/dia grPS Limbos

mm

ol N

O3/

día

grP

S R

.Sec

.

Muestreo 2-6

Muestreo 1

Ajuste

0

5000

10000

15000

20000

25000

0 10000 20000 30000 40000 50000 60000 70000ppm N-NO3 peciolos

ppm

N-N

O3

raíz

T1

T2

T3

Ajuste

y = 406.408 + 0.0097 x + 6.6E-6 x^2R2=0.94

Relación entre la tasa de absorción diaria de NO3 (de raíces secundarias) y la tasa de asimilación diaria de NO3 (de limbos). Los datos representan a los tres tratamientos. Se diferencia entre el muestreo 1 (21 días) y el resto de los muestreos. Se realiza esta diferenciación debido a la mayor duración del periodo entre implantación y toma de muestra y a la tasa de crecimiento que ha existido en este periodo. El ajuste lineal se ha realizado para el periodo comprendido entre el muestreo 2 (30 días) y la finalización del experimento (73 días)

Relación entre la concentración de N-NO3 de raíz y la concentración de N-NO3 de peciolos (ppm sobre materia seca). Dicha relación obedece a un ajuste de tipo cuadrático cuya fórmula se representa en el gráfico. Datos obtenidos de plantas de remolacha azucarera cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 54 -

Fig. 25Relación entre la concentración de N-NO3 de raíces secundarias respecto los peciolosMedia+-EEy=a*(x-b)^c T1 a= 2.75e-34 b= -40118.7 c= 7.789266

R2= 0.99T2 y T3 a= 7.31e-28 b= -39369.25 c= 6.38917

R2= 0.987

Fig. 26Relación entre la concentración de N-NO3 de limbos respecto los peciolos (Media+-EE)y=a*x/(b+x) T1 a = 5798.42 b= 15186.28

R2 = 0.947T2 y T3 a = 12135.7 b= 11542.18R2 = 0.820

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

40000

45000

50000

0 10000 20000 30000 40000 50000 60000ppm N-NO3 peciolos

ppm

N-N

O3

R. S

ec.

T1

T2

T3

Ajuste T1

Ajuste T2yT3

y = 2.75E-34 (x + 40118.7)^7.789R2=0.99

y =7.31E-28 (x + 39369.25)^6.38917R2=0.987

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

0 10000 20000 30000 40000 50000 60000 70000ppm N-NO3 peciolos

ppm

N-N

O3

Lim

bos

T1T2T3Ajuste T1Ajuste T2Ajuste T3

y = 5798.42 x / (15186.28 + x)R2=0.947

y = 10810.823 x / (11024.854 + x)R2=0.895

y = 12589.598 x / (9858.0744 + x)R2=0.812

Relación entre la concentración de N-NO3 de raíces secundarias y la concentración de N-NO3 de peciolos (ppm sobre materia seca). Dicha relación obedece a un ajuste de tipo y=a * (x - b)^c cuyas fórmulas se representa en el gráfico. Los parámetros de la fórmula de T1 (2.5 mM) son diferentes de T2 y T3 (7.5 mM y 15 mM). Los datos representan la media (+-) error estándar

Relación entre la concentración de N-NO3 de limbos y la concentración de N-NO3 de peciolos (ppm sobre materia seca). Dicha relación obedece a una curva de saturación y=a * x / (b + x) cuyas fórmulas se representa en el gráfico. Los parámetros de las fórmulas son diferentes para cada tratamiento. Los datos representan la media (+-) error estándar

- 55 -

Fig. 27Relación entre el contenido (en mg) de nitrógeno total frente al contenido en peciolos (Media+-EE)

Fig. 28

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0 50 100 150 200 250mg N-NO3 en peciolos

mg

N-N

O3

plan

ta c

ompl

eta

y=3.3952* x^0.864 R2=0.97

y = 1.0456x + 3688.4

R2 = 0.90

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

0 10000 20000 30000 40000 50000 60000

N-NO3 (ppm) calculado de Jugo

N-N

O3

(ppm

) s

obre

mat

eria

sec

a

Relación entre el contenido (en mg) de N-NO3 total de la planta frente al contenido de N-NO3 en peciolos. Dicha relación obedece a una curva de tipo potencial y=a * x^b cuya fórmula se representa en el gráfico. Están representados todos los puntos de los diferentes tratamientos. Los datos representan la media (+-) error estándar

Estimación del contenido en N-NO3 (ppm sobre materia seca) de peciolos utilizando el método del análisis de nitrato en el jugo de peciolos (Nitrachek). Los datos pertenecen alos valores de todos los tratamientos.

- 56 -

Fig. 29Relación entre el contenido de N-NO3 de peciolos y actividad nitrato reductasa(Media+-EE)

Fig. 30Contenido en clorofila a+b frente al contenido de N-NO3 en limbos

y = 7E-10x2 + 4E-05x - 0.0361

R2 = 0.96

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 35000 40000

ppm NO3 peciolos

mic

rom

ol N

O2

/ gr

PF

h

1

1.5

2

2.5

3

3.5

0 2000 4000 6000 8000 10000 12000

ppm N-NO3 en limbos

mg

/ gr

PF

y=0.0002 * x+1.2773 R2=0.614

Relación entre el contenido de N-NO3 en peciolos y la actividad nitrato reductasa. Se utilizan los peciolos por ser su contenido en nitrato el que mejor se relaciona con dicha actividad. El mejor ajuste lo encontramos en una curva tipo cuadrática cuya fórmula se muestra en el gráfico. Los datos representan la media (+-) error estándar

Relación entre el contenido en clorofila a+b y la concentración de N-NO3 (ppm sobre materia seca) en limbos. Se puede observar cómo el contenido en clorofilas es independiente de la concentración de N-NO3 (con valor medio aproximado de 2.3 mg / gr PF de limbo) hasta alcanzar aproximadamente 4000 ppm. A partir de este punto el contenido en clorofilas parece hacerse proporcional a la concentración de nitrógeno nítrico en limbos.

- 57 -

Fig. 31Relación entre el peso fresco de los limbos y la superficie foliar.(Media+-EE)

Fig. 32Relación entre el peso seco de la planta y el nitrógeno asimilado por ella.CV: Supuesto crecimiento vegetativoCNV: Supuesto crecimiento no vegetativo(Media+-EE)

y = 0.0024 x + 0.0085

R2 = 0.96

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100gr / planta

m2

/ pla

nta

T1

y = 0.0251x - 0.0959R2 = 0.96

y = 0.1744x - 23.388R2 = 0.98

0

5

10

15

20

25

30

35

0 100 200 300 400 500

mg de N-NO3

gr d

e PS

T1 CV

T1 CA

Aj. T1 CV

Aj. T1 CA

T2

y = 0.1454x - 52.226R2 = 0.92

y = 0.0266x + 0.3987R2 = 0.98

0

5

10

15

20

25

30

35

0 200 400 600 800 1000

mg de N-NO3

gr d

e PS

T2 CV

T2 CA

Aj. T2 CA

Aj. T2 CV

T3

y = 0.0282x + 2.713R2 = 0.86

0

5

10

15

20

25

30

35

0 200 400 600 800 1000mg de N-NO3

gr d

e PS

T3 CV

Aj. T3 CV

Relación entre el peso fresco de limbos y la superficie foliar. Esta relación es lineal siguiendo la fórmula que aparece en el gráfico. Se representan los datos de los tres tratamientos. Los datos representan la media (+-) error estándar de todos los puntos de los tres tratamientos.

Relación entre el peso seco de la planta y el nitrógeno asimilado. Inicialmente existe un "crecimiento vegetativo" (CV) sin limitación por el nitrato y posteriormente existe un "crecimiento acumulativo" (CA) cuando el nitrógeno comienza a ser limitante. En T3 no se ha caracterizado esta segunda fase. Los datos representan la media (+-) error estándar

- 58 -

Fig. 33Relación entre le peso seco de la planta y el porcentaje de nitrógeno asimilado por ella.CV: Supuesto crecimiento vegetativoCNV: Supuesto crecimiento no vegetativo(Media+-EE)

Fig. 34Relación entre producción real y producción calculada(Media+-EE)

y = 0.3541x - 23.388

R2 = 0.98

y = 0.1622x + 0.3987

R2 = 0.98

y = 0.8855x - 52.226

R2 = 0.92

y = 0.344x + 2.713

R2 = 0.86

y = 0.0966x - 3.2473

R2 = 1

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100% N-NO3 Asimilado

gr P

S / p

lant

a

T1 CV

T1 CA

T2 CV

T2 CA

T3 CV

T3 CA

Aj. T1 CA

Aj. T2 CV

Aj. T2 CA

Aj. T3 CV

Aj. T1 CV

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

0 20 40 60 80 100 120

% N-NO3 asimilado

gr P

S / p

lant

a

AjusteT1

T1

AjusteT2

T2

AjusteT3

T3

y= 0.004719 * [mgrIni] * exp(0.023311 * [%NAsimil])R2=0.94

Relación entre el peso seco de la planta y el porcentaje de nitrógeno asimilado (N-NO3 asimilado / N-NO3 inicial * 100). CV= "crecimiento vegetativo" sin limitación de nitrato;CA= "crecimiento acumulativo" cuando el nitrógeno comienza a ser limitante. En T3 se considera el punto del último muestreo como comienzo de CA. Los datos representan la media (+-) error estándar

Predicción de la producción de PS por planta mediante el nitrógeno inicial (mgIni) y el porcentajede nitrógeno asimilado(%NAsimil). A través de la fórmula mostrada en el gráfico existe la posibilidad de predecir la producción en peso seco conociendo solo parámetros de nitrógeno. El ajuste posee un coeficiente R2 de 0.94 para la relación observados-calculados en todos los puntos de los tres tratamientos. Los datos representan la media (+-) error estándar

- 59 -

Fig. 35Curvas teóricas de crecimiento dependiendo del contenido inicial del medio. Cada lectura representa el contenido inicial en mg(Kg) y el resultado se expresa en gr PS (t).

Fig. 36Relación entre nitrógeno asimilado (Kg) y producción (t PS) enb condiciones de campo

0

5

10

15

20

25

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225kg / ha de nitrógeno asimilado

tone

lada

s de

PS

/ ha

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320

mg de N-NO3 asimilados

gr P

S pr

oduc

idos

150 mg Iniciales

220 mg Iniciales

300 mg Iniciales

Curvas teóricas de producción dependiendo del nitrógeno disponible aplicando la fórmula de la figura 34. Cada curva representa una cantidad diferente de nitrógeno disponible inicialmente (según leyenda). El último punto de las curvas representa el 100% del nitrógeno consumido. Las unidades también pueden ser leídas como toneladas de PS producidas y kilogramos de N-NO3 asimilado.

Relación entre el nitrógeno asimilado (kg / ha) y la producción (t PS / ha) en condiciones de campo. Datos obtenidos por AIMCRA sobre diversas parcelas con diferentes condiciones nutritivas. Observar las similitudes (comentadas en el texto) con la figura 35.

- 60 -

Fig. 37Relación entre el contenido de N-NO3 en peciolos y el peso seco de dichos peciolos(Media+-EE)

Fig. 38Relación entre el contenido de N-NO3 en peciolos y %MS de dichos peciolos(Media+-EE)

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

0 2 4 6 8 10

gr PS / planta

ppm

de

N-N

O3

T1

T2

T3

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

0 2 4 6 8 10 12 14 16% Mat. Seca

ppm

N-N

O3

T1

T2

T3

Relación entre el contenido de N-NO3 (ppm) de peciolos y el peso seco (gr / planta) de dichos peciolos, de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones iniciales de nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

Relación entre el contenido de N-NO3 (ppm) de peciolos y el porcentaje de materia seca (%) de dichos peciolos, de plantas de remolacha cultivadas durante 73 días en condiciones controladas, con soluciones nutritivas con distintas concentraciones inicialesde nitrato: 2.5 mM (T1), 7.5 mM (T2) y 15 mM (T3). Los datos representan la media (+-) error estándar

- 61 -

Fig. 39Relación entre contenido real de N-NO3 en peciolos y contenido calculadoN-NO3=67370.74-341.663*[%Nasim]-2658.831*[%MS](Media+-EE)

Fig. 40Relación entre el contenido de N-NO3 en limbos y el % de nitrógeno asimiladoN-NO3 Limbos=12892.174*(1-exp(-0.0184*(100-[%Nasim])))R2=0.85(Media+-EE)

y = 1.0124x + 191.17R2 = 0.98

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

0 10000 20000 30000 40000 50000 60000ppm N-NO3 Calculado

ppm

N-N

O3

Rea

l

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

0 20 40 60 80 100 120% N asimilado

ppm

N-N

O3

Lim

bos

La concentración de N-NO3 en peciolos se puede predecir conociendo el porcentaje de nitrógeno asimilado y del porcentaje de materia seca, mediante la fórmula: N-NO3 Peciolos = 67370.74 - 341.663 * [%Nasim] - 2658.831 * [%MS] (%Nasim: N-NO3 asimilado / N-NO3 inicial * 100; %MS: porcentaje de materia seca)

En el gráfico se muestra la relación entre el valor real y el calculado, así como los valores de dicho ajuste lineal. Los datos representan la media (+-) error estándar

La relación entre el contenido de N-NO3 de los limbos y el porcentaje de nitrógeno asimilado se ajusta a la curva: N-NO3 limbos = 12832.174 * (1 - exp(-0.0184 * (100 - [%NAsim]))) ; R2=0.85 (%Nasim: N-NO3 asimilado / N-NO3 inicial * 100)

Los datos representan la media (+-) error estándar

- 62 -


- 63 --

9. FOTOGRAFÍAS

Standard

Fotografía 2. Remolacha azucarera cultivada en medio controlado a los 13 días de la implantación en medio hidropónico. Obsérvese que todavía no existen diferencias entre los 3 tratamientos.

Standard

T2

Standard

T1

Standard

T3

Standard

T1

Standard

T2

Standard

T1

Standard

T3

Standard

Fotografía 1. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 6 días de la implantación en medio hidropónico con nutrición nitrogenada diferencial: T1 (2.5 mM), T2 (7.5 mM) y T3 (15 mM).

Standard

- 64 -

Standard

Fotografía 4. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 38 días de la implantación en medio hidropónico con nutrición nitrogenada diferencial. El tratamiento 1 (2.5 mM) se muestra diferente en el desarrollo, mientras que los tratamientos 2 (7.5 mM) y 3 (15 mM) comienzan a mostrar diferencias.

Standard

T3

Standard

T1

Standard

T2

Standard

T1

Standard

T3

Standard

Fotografía 3. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 22 días de la implantación en medio hidropónico con nutrición nitrogenada diferencial. El tratamiento 1 (2.5 mM) comienza a mostrar diferencias en el desarrollo mientras que los tratamientos 2 (7.5 mM) y 3 (15 mM) se mantienen similares.

Standard

- 65 -

Standard

T1

Standard

T2

Standard

T3

Standard

Fotografía 5. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 73 días de la implantación en medio hidropónico con 2.5 mM de nitrato.

Standard

T1

Standard

T2

Standard

T3

Standard

Fotografía 6. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 73 días de la implantación en medio hidropónico con 7.5 mM de nitrato.

Standard

Fotografía 7. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 73 días de la implantación en medio hidropónico con 15 mM de nitrato.

Standard

- 66 -

Standard

Fotografía 8. Remolacha azucarera cultivada en condiciones controladas a los 73 días de la implantación en medio hidropónico con nutrición nitrogenada 2.5 mM de nitrato (T1). Detalle del total de limbos presentes en una planta. La disposición de los limbos es la misma que existía en la planta: más jóvenes (interiores) en esquina superior izquierda, más viejas (exteriores) en esquina inferior derecha. La madurez de los limbos avanza de izquierda a derecha y de arriba a bajo. Observese los diferentes tonos de verde a amarillo existentes entre los limbos de la misma planta, que corresponde aproximadamente con la posición (edad) de la hoja en la planta.

Standard

T1

Standard

- 67 -

Documents

Absorcion y asimilacion del nitrogeno en la remolacha azucarera