TECNICAS DEL DIAGNOSTICO DE LOS ENTEROPARASITOS

1. Examen directo

Materiales

Suero fisiológico Aplicador (baja lengua) Pinza de metal Coladera de metal o de plástico

Procedimiento

En la coladera encima se le pone las heces y luego se le agrega suero fisiológico y se homogeniza con pinzas de metal.

Objetivo

Observar las características anormales de las heces como: color, moco, sangre, alimentos sin digerir, presencia de gusanos redondos o aplanados enteros o partes de ellos.

2. Examen directo microscópico

Materiales

Laminillas cubreobjetos Laminillas portaobjetos Aplicador de vidrio o de madera Marcador de vidrio Suero fisiológico Solución Lugol Colorante verde brillante Colorante rojo neutro Heces

Procedimiento

Colocar, en un extremo de la lamina una gota de suero fisiológico. Agregar 1 a 2 miligramos de heces, emulsionarla y cubrirla con la

laminilla cubreobjetos. Colocar en el otro extremo de la lamina portaobjetos, una gota de

Lugol y proceder a la aplicación de las heces.

Luego con el suero fisiológico, homogenizar y agregar los colorantes vitales verde brillante al 0.2% y rojo neutro al 0.01%.

Objetivo

Observar los parasitos de tamaño microscopicosy su estadio evolutivo.

3. Métodos de Concentracion

3.1 .- Metodos de Concentracion por Sedimientacion

Materiales

Tubos de vidrio o plástico Laminas portaobjetos Cloruro de Sodio o Sal de Cocina Laminilla de celofan Pipetas de vidrio o plástico Agua destilada, hervida o de lluvia Gasa recortada en trozos de 9 x 9 cm. Heces.

Procedimento

Tomar una porción de heces y homogenizarla con suero fisiológico en un recipiente limpio.

Colocar la gasa hundiéndola en la abertura del tubo y sujetándola con una liga alrededor de ella.

Filtrar el homogenizado atravez de la gasa, llenando el tubo hasta la cuarta parte de su contenido.

Agregar el suero fisiológico hasta 1cm por debajo del borde del tubo.

Ocluir la abertura del tubo con el papel celofan. Agitar enérgicamente el contenido por 15 segundos. Dejar en reposo por 45 min. Aspirar con la pipeta la parte media del sedimento y colocar unas 4

gotas en la lamina portaobjetos. Aspirar nuevamente con la pipeta el fondo del sedimento y

agregar 1 o 2 gotas de solución Lugol. Cubrir ambas preparaciones con laminillas de celofan y luego

observar en el microscopio.

Objetivo

Observar las formas móviles del parasito antes de echar el Lugol y luego observar las heces (estructuras) después de echar el Lugol.

3.2.- Metodo de sedimentación Rapida

Materiales

Copa o vaso de vidrio Coladera de malla metalica o de plástico Placas petril Aplicador de madera Agua corriente o filtrada Gasa Pipeta pasteur

Procedimiento

Homogenizar 4 a 6 gr de heces con agua filtrada Colocar la coladera en la abertura del vaso y atravez de ella filtrar

la muestra Retirar la coladera y llenarla con agua filtrada hasta 1cm del borde

del vaso Dejar sedimentar la muestra durante 20 a 30 min . Decantar las 2/3 partes del contenido del vaso y agregar

nuevamente agua Repetir los pasos anteriores por 4 veces cada 5 minutos, hasta que

el sobre nadante quede limpio Transferir el sedimento a una placa petril Observar al microscopio a menor aumento

Objetivo

Observar la presencia de huevos y de parasitos en las heces

3.3.- Metodo de sedimentación: técnica de FAUST

Materiales

Gradillas para tubos de ensayo Tubos de prueba de 15 x 150 cm y de 13 x 100 cm Lugol Laminas portaobjetos Embudo de vidrio

Laminillas cubreobjetos Gasa Bajalenguas de madera Sulfato de zinc al 33.3 %, densidad 1.180

Procedimentos

Colocar 1 o 2 gr de heces en el tubo de prueba y agregar e agua filtrada hasta los 8 mililitros y hacer una buena homogenización

Colocar el tubo de 13 x 100 cm debajo del embudo de vidrio con dos capas de gasas y filtrar la muestra homogenizada hasta alcanzar 1 cm del bode del tubo .

Retirar el embudo y centrifugar a 2.00 hasta 2.500 r.p.m durante 2 a 3 minutos

Decantar el sobre nadante, adicionar el agua al sedimento y repetir la centrifugación 1 o 2 veces mas hasta que quede limpio el sobre nadante

Eliminar el sobre nadante y agregar la solución del sulfato de zinc Homogenizar y completar con la misma solución hasta 1 cm del

borde del tubo Centrifugar por 2 minutos de 2.00 a 2.500 r.p.m Colocar el tubo en la gradilla con la ayuda de un gotero agregar

sulfato de zinc hasta formar un meñisco en la boca del tubo. Colocar una laminilla cubreobjetos sobre el meñisco y dejar en

reposo por 30 minutos. Depositar 1 gota de Lugol en la lamina portaobjetos Retirar la laminilla cubreobjetos y tomar con el asa de platino la

superficie del meñisco y colocarla en la lamina portaobjetos y observar al microscopio.

Objetivo

Observar los quistes y los huevos, larvas del parasito los cuales se valorizan por las cruces, una cruz = escaso o nulo, 2 cruces = 5 a 11 x campo y 3 cruces = mayor de 11 x campo

3.4.- Metodos de flotación: SHEATHER SUGAR

Materiales

Tubo de ensayo

Laminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Aplicador Solución saturada de azúcar Asa de platino Gradillas para tubo de ensayos Suero fisiológico Embudo de vidrio Gasa Lugol Heces

Procedimiento

Homogenizar 1 a 2 gramos de heces con suero fisiológico Colocar el embudo de vidrio en la abertura del tubo de ensayo con

una gasa doblada Filtrar el material homogenizado. Centrifugar el tubo con el material homogenizado a 1.500 r.p.m

durante 2 a 5 minutos. Eliminar el sobre nadante y agregar la solución de azúcar hasta 1

centimetro del borde del tubo Agitarlo hasta disolver el sedimento, centrifugar y completar con la

solución de azúcar hasta el borde y formar el menisco, esperar 5 minutos.

Con la ayuda del asa de platino, tomar una muestra de la superficie del menisco

Colocar la lamina portaobjetos y agregar Lugol en caso sea necesario cubrir con la laminilla y observar en el microscopio; en caso de ver cocideas, tomarlas con el asa de platino y prepararla con el teñido ZIEHL – NEELSEN.

Objetivo

Observar los estadios evolutivos de los parasitos como: isospora, crypptosridium, cyclospora y sarcocystis.

4. Método de PARODI ALCARAZ

Materiales

Formol Tubo de ensayo

Laminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Solucion sobresaturada de azúcar (azúcar rubia) Lugol Aplicador de madera

Procedimiento

Colocar 1 a 2 gr de heces en el tubo de ensayo Agregar 3 a 5 mililitros de la solución sobresaturada de azúcar y

homogenizar Completar el contenido del tubo con la solución de azúcar hasta

formar un menisco en la abertura del tubo, dejar en reposo 30 minutos.

Colocar en contacto con el menisco la abertura del tubo una laminilla cubreobjetos que va a permitir la adherencia por viscosidad de los quistes y huevos.

En la lamina portaobjetos colocar una gota de solución de Lugol . Retirar la laminilla con sumo cuidado y colocar sobre la lamina

portaobjetos Examinar al microscopio.

Objetivo

Observar los estados evolutivos de parasitos como: nematodos y tenias.

5. Método de BAERMANN

Materiales

Copas conicas Rejilla o coladera metalica Pipeta pasteur Laminas escavadas Gasa Suero fisiológico Laminas portaobjetos Heces

Procedimiento

Verter la solución salina caliente en la copa, cantidad suficiente que apenas toque la coladera o rejilla

Colocar la rejilla metalica con la base doblada dentro de la copa y gasa 2 a 3 capas

Colocar 4 a 6 gr de muestras de heces en fresco sobre la gasa Dejar todo el sistema a temperatura ambiente durante 30 a 50

minutos, sacar la rejilla y con la ayuda de la pipeta pasteur obtener 1 mililitro de sedimento

Colocar el sedimento en la luna de reloj Observar al microscopio

Objetivos

Se observa trofozoitos y larvas en movimiento de nematodos Observar las formas adultas de E. Vermicularis macho

6. Método cualitativo de KATO

Materiales

Aplicador Laminas portaobjetos Papel celofan Malla metalica Solución de glicerina con verde de malaquita

Procedimiento

Tamizar 0.5 gr de la muestra de heces atravez de la malla metalica. El tamizado se extiende sobre la lamina portaobjetos Cubrir la laminilla impregnada con glicerina Envolver con papel filtro y por 30 min sacar el exceso de glicerina Observar al microscopio

Objetivos

Observar los huevos de helmintos Observar los protoozoarios como : izospora belli.

7. Métodos de coloración: ZIEHL – NEELSENN

Materiales

Lamina portaobjetos Laminillas cubreobjetos Soporte de varillas de vidrio Estiletes o pinzas curvas Fucsina fenicada Azul de metileno acuoso Metanol Hidróxido de sodio al 4 % Alcohol acido

Procedimiento

Colocar lamina portaobjetos sobre el soporte de la varilla de vidrio Con el estilete hacer un frotis en la lamina portaobjetos y dejar

secar Fijar la lamina con alcohol acido por 2min y dejar secar Agregar hidroxido de sodio por 1min, eliminar el exceso Cubrir con la fucsina fenicada Lavar solamente la lamina portaobjetos con agua corriente Decolorar con alcohol acido cubriendo el portaobjetos por unos

segundos hasta quitar el colorante Lavar suavemente el portaobjetos con agua y enjuagarlo a chorro

de agua Colocar como colorante de contraste verde malaquita, azul de

metileno durante 5 min Lavar suavemente con agua corriente Realizar el montaje con bálsamo de canada y laminilla

cubreobjetos Observar al microscopio

Objetivos

Observar los ooquistes de crystosporidium, izospora y cyclospora. Evidenciar tropismos positivos, geotropismo, terinotropismo e

Inotropismo de los trofoitos, de los protozoos y larvas de helmintos especialmente de valatidium coli y larvas de strongiloides, stercolaris.

8. Método de RITCHE

Materiales

Gradilla de tubo de ensayo

Tubo de ensayo Pipeta pasteur Lamina portaobjetos Laminillas cubreobjetos Izopo Formol al 10 % Eter etílico Lugol Solución fisiológica Bajalenguas descartables

Procedimiento

Colocar en un tubo de ensayo 2 gr de muestra de heces Agregar 8 mililitros de solución fisiológica Homogenizar y centrifugar a 2.000 r.p.m por 2 a 3 min Descartar el sobrante y repetir el paso anterior hasta que se

observe el sobre nadante limpio Decantar el sobre nadante Agregar al sedimento 6 mililitros de formol Homogenizar y reposar por 5 min, luego de las cuales se agrega

3mililitros de eter. Taponar el tubo y agitar cuidadosamente para evitar la salida del

material Retirar la tapa y centrifugar el tubo a 2 – 3.000 r.p.m por 3 minutos Eliminar las capas formadas de sobrenadante con la ayuda del

izopo Depositar el sobre nadante con la gota de Lugol en la lamina

portaobjetos con la ayuda de la pipeta pasteur, tomar una porción del sedimento y mezclar con la gota de Lugol

Cubrir una laminilla cubreobjetos Observar al microscopio

Objetivos

Observar los quistes y huevos de parasitos. Observar la presencia de cristales de charcot – Leyden

9. Método cuantitativo de KATO – KATZ

Materiales

Aplicador

Papel celofan Molde de plástico Malla metalica Laminas portaobjetos

Procedimiento

Con un aplicador se transfiere la muestra fecal 5 a 10 miligramos sobre el papel absorvente.

Colocarlo la malla sobre la muestra que esta sobre el papel absorvente, comprimir la muestra con el aplicador y llenar el molde perforado.

Transferir el molde sobre la lamina portaobjetos, dejar la muestra del cilindro.

Colocar la laminilla de glicerina y con la ayuda del tapon de jebe extender el material sobre toda la laminilla. Dejar a temperatura ambiente por 30 min

Observar los huevos sobre toda la laminilla

Objetivos

Observar y contar el numero de huevos parasitarios encontrados en la lamina y multiplicarlos por 24 en las heces (Nhpgh).