N° d’ordre : 3550
THESE
Présentée à
L’UNIVERSITE BORDEAUX 1 ECOLE DOCTORALE SCIENCE DE LA VIE
Par Karine ESTEVE
POUR OBTENIR LE GRADE DE
DOCTEUR
SPECIALITE : Biogéochimie de l’environnement
Procédé de traitement biologique aérobie d’effluents
phytosanitaires en viticulture
Date de soutenance : 14 décembre 2007
Après avis de :
Mme B. PICOT , Professeur, Université Montpellier Rapporteur
Mme H.CARRERE , Chargé de recherche - INRA Narbonne Rapporteur
Devant la commission d’examen formée de :
M. B. DONECHE, Professeur - Université Bordeaux II Président
M. M. COUDERCHET , Professeur - Université de Reims Examinateur
M. V. MILISIC , Professeur - Université Bordeaux I Directeur de thèse
Mme M. MIETTON-PEUCHOT , Professeur - Université Bordeaux II Directeur de thèse
-2007-
A l’attention de mon ami,
de mes parents,
et de toute ma famille.
Remerciements
Remerciements
Avant tout propos, je tiens à remercier Madame Martine MIETTON-PEUCHOT, Responsable de l’équipe
Génie des procédés et environnement de l’UMR INRA-Œnologie (1219), de m’avoir reçue et hébergée
au sein de son laboratoire. Je lui exprime tout spécialement ma gratitude pour avoir bien voulu
accepter d’être ma Directrice de thèse et qui m’a toujours efficacement soutenue et conseillée lorsque
je l’ai sollicitée.
Je remercie tout particulièrement et très chaleureusement Monsieur Vladan MILISIC pour l’accueil qu’il
m’a réservé, pour son encadrement, ses encouragements, sa confiance et l’aide qu’il a su m’apporter
tout au long de ce travail.
Je remercie Madame Bernadette PICOT, Professeur à la Faculté de Pharmacie de Montpellier, Madame
Hélène CARRERE, Chargé de recherche à l’INRA de Narbonne, Monsieur Michel COUDERCHET,
Professeur à l’Université de Reims, ainsi que Monsieur le Doyen de la Faculté d’oenologie de Bordeaux
II, Bernard DONECHE, qui me font l’honneur d’accepter de juger cette thèse.
Merci aussi au C.I.V.B. et en particulier à Mme Muriel BARTHE pour leur soutien financier qui m’a
permis de mener à bien mes travaux de recherche.
Un grand merci aussi à l’ensemble des personnes de l’équipe de Génie des Procédés : Audrey
DEVATINE, Michel SERRANO, Christian POUPOT, pour leurs précieux conseils.
Je tiens à remercier aussi Madame Laurence GENY, Monsieur Cédric SAUCIER et Monsieur Philippe
MICHONNEAU pour leur encadrement lors de mes stages précédents.
J’exprime ma gratitude à Monsieur et Madame Guy SOULAS pour leur gentillesse et leur amabilité. Je
n’oublie pas l’équipe du CNRS Transport de photoassimilats de Poitiers et particulièrement Madame
Pierrette FLEURAT-LEUSSARD pour son encouragement à continuer mes études.
Je remercie Monsieur Atif KABLI du LEGTA de Melle pour l’aide qu’il m’a apportée durant toutes ces
années d’études. Je tiens également à remercier le LPA de Jonzac qui m’a permis de mener de concert
ma recherche et l’enseignement.
Une grand merci à mes collègues de bureau : Caroline, Joana, Fabrice, Igor et Arnaud. Nos discussions
amicales n’ont peut-être pas toujours fait avancer la science, mais ont largement contribué à
entretenir notre enthousiasme et notre détermination. Merci aussi à tous les stagiaires avec lesquels le
travail et l’encadrement ont été très enrichissants.
Je remercie spécialement Mathieu, ainsi que notre « tribu », qui a consacré beaucoup de temps et de
patience lors de la rédaction de ce manuscrit. Je remercie mes parents et ma famille pour m’avoir
soutenue et aidée dans les moments difficiles.
TABLE DES MATIERES
Table des matières
i
Table des Matières
Table des illustrations vii
Nomenclature x
INTRODUCTION GENERALE 1
CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE 1 : Les produits phytosanitaires et leurs
impacts environnementaux 6
I.1.1. Les produits phytosanitaires : Caractéristiques générales 7
I.1.1.1. Définition 7
I.1.1.2. Caractéristiques chimiques 9
I.1.1.3. Utilisation et mode d’action 10
I.1.1.4. Origine et prévention de la pollution des eaux
par les produits phytosanitaires 12
I.1.2. La dégradation des produits phytosanitaires 14
I.1.2.1. Généralités 14
I.1.2.2. Photodégradation 15
I.1.2.3. Dégradation chimique 16
I.1.2.4. Dégradation biologique 17
Table des matières
ii
I.1.3. La stratégie française en matière de réduction de la pollution par
les produits phytosanitaires 20
I.1.3.1. La réglementation 20
I.1.3.2. Réduction et récupération des volumes d’effluent 22
I.1.3.3. Le traitement des effluents phytosanitaires 22
I.1.3.4. Le contrôle de l’épuration 26
I.1.4. Conclusion 28
PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE 2 : Traitement biologique par boues activées 29
I.2.1. Généralités 29
I.2.1.1. Description du procédé par boues activées 29
I.2.1.2. Les différentes natures de pollution et norme de rejet 29
I.2.1.3. Paramètres spécifiques du procédé par boues activées 31
I.2.2. Caractérisation et composition du floc biologique de boues
activées : comportement face à un toxique 32
I.2.2.1. Caractéristiques de la population microbienne 32
I.2.2.2. Caractéristiques d’un floc 36
I.2.2.2.1. Structure et nature d’un floc 36
I.2.2.2.2. Rôle des composés exocellulaires dans la formation
d’un floc 38
I.2.2.3. Incidence des pesticides sur l’épuration biologique 40
I.2.3. Mécanismes de transfert et de réaction d’une culture
microbienne 41
I.2.3.1. Transfert du substrat à travers un floc 41
I.2.3.2. Transfert et métabolisation du substrat dans un organisme 41
I.2.4. Modélisation des cinétiques de réaction 44
I.2.4.1. Rappel du modèle de MONOD 44
I.2.4.2. Spécificité des autres modèles 45
I.2.4.3. Utilisation actuelle du modèle de Monod pour
la dégradation des toxiques 47
I.2.5. Conclusion 47
Table des matières
iii
CHAPITRE II : MATERIELS ET METHODES
II.1. Description des pilotes
II.1.1. Le bioréacteur 48
II.1.2. Jar-test aéré 49
II.2. Molécules phytosanitaires 49
II.2.1. Concentrations des pesticides 49
II.2.2. Les matières actives phytosanitaires 50
II.3. Méthodes d’analyses 52
II.3.1. Analyses de l’effluent initial et traité 52
II.3.2. Analyses des boues 58
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 1: Dégradation biologique
des matières actives phytosanitaires 60
III.1.1. Dégradation biologique des effluents vinicoles 60
III.1.1.1. Mode opératoire 60
III.1.1.1.2. Caractéristiques physico-chimiques et biologiques
des boues activées initiales 60
III.1.1.1.3. Protocole d’essai 62
III.1.1.2. Etude de la dégradation des effuents vinicoles 63
III.1.1.2.1. Evolution de la DCO 63
III.1.1.2.2. Comportement des boues 64
III.1.1.3. Comparaison des deux modalités 68
III.1.2. La dégradation des produits phytosanitaires par boues activées 69
III.1.2.1. Les molécules phytosanitaires 69
III.1.2.2. Protocole d’essai 70
III.1.2.3. Etude de la Biodégradation 71
III.1.2.3.1. Evolution de la DCO 71
III.1.2.3.2. Evolution du phosphore total et du phosphate 73
III.1.2.3.3. Evolution de la concentration en pesticides
dans l’effluent 75
Table des matières
iv
III.1.2.3.4. Evolution de la concentration en pesticides
dans les boues 75
III.1.2.4. Comportement des boues 77
III.1.2.4.1. Le volume de boues 77
III.1.2.4.2. Les matières en suspension 78
III.1.2.4.3. Les matières sèches 79
III.1.2.4.4. Evolution des micro-organismes 80
III.1.2.4.6. Evolution des polysaccharides 83
III.1.2.5. Toxicité des effluents 84
III.1.3. Discussion 86
III.1.4. Conclusion 88
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 2: Dégradation biologique
d’un effluent phytosanitaire 90
III.2.1. L’effluent et la biomasse initiale 90
III.2.2. Etude de l’épuration des effuents viti-vinicoles 93
III.2.2.1. Evolution de la DCO 93
III.2.2.2. Comportement des boues activées 94
III.2.2.2.1. Evolution des Matières sèches (MS),
des matières Volatiles (MVS) 94
III.2.2.2.2. Evolution des matières en suspension (MES)
et de la turbidité 95
III.2.2.2.3. Evolution du volume de boues 96
III.2.2.2.4. Evolution de l’ATP 97
III.2.2.3. Discussion 99
III.2.3. Influence de la concentration en produits phytosanitaires 100
III.2.3.1. Evolution de la DCO 100
III.2.3.2. Etude des liqueurs mixtes 102
III.2.3.2.1. Evolution des MES et de la turbidité 102
III.2.3.2.2. Les Matières Volatiles (MVS) 104
III.2.3.3. Comparaison des paramètres après 24 h 104
III.2.3.4. Comparaison des paramètres cinétiques 105
III.2.3.5. Discussion 108
III.2.4. Conclusion 109
Table des matières
v
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 3: Saccharomyces cerevisiae
bio-marqueur de la pollution phytosanitaire 110
III.3.1. Rappel bibliographique 110
III.3.2. Protocole Opératoire 111
III.3.2.1. La souche de levure 111
III.3.2.2. Les conditions de culture 111
III.3.2.3. Le protocole d’essai 112
III.3.2.4. Dénombrement des levures 113
III.3.2.5. Test de viabilité 113
III.3.2.6. Dosage de l’ATP 113
III.3.3. Incidence des pesticides sur la levure Saccharomyces cerevisiae 116
III.3.3.1. Molécules phytosanitaires 116
III.3.3.2. Evolution des teneurs en ATP au cours du temps 117
III.3.3.3. Effet des pesticides sur la viabilité de la levure et la
production de biomasse 118
III.3.3.4. Discussion 118
III.3.4. Validation du test d’écotoxicité aiguë (ATPyeast test) 119
III.3.4.1. Molécules phytosanitaires 120
III.3.4.2. Réponse dose-effet des pesticides sur la synthèse
d’ATP de Saccharomyces cerevisiae 120
III.3.4.3. Détermination de l’EC50 121
III.3.4.4. Validation du biotest 123
III.3.4.5. Discussion 124
III.3.5. Conclusion 125
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 4: Etude du procédé de bio-élimination
des effluents viti-vinicoles 127
III.4.1. Mode opératoire 128
III.4.1.1. Molécules phytosanitaires 128
III.4.1.2. Caractéristiques physico-chimiques et biologiques
des boues activées 128
III.4.1.3. Protocole d’essai 130
Table des matières
vi
III.4.2. La dégradation des effuents viti-vinicoles 131
III.4.2.1. Evolution de la DCO et du COT 131
III.4.2.2. Evolution des teneurs en pesticides 132
III.4.3. Comportement des boues activées face aux produits phytosanitaires 134
III.4.3.1. Evolution des Matières Sèches (MS), des Matières Volatiles
(MVS) et du taux de boues 135
III.4.3.2. Evolution des MES et de la turbidité 136
III.4.3.3. Evolution des micro-organismes 137
III.4.3.4. Evolution des subtsances secrétées par les micro-organismes 138
III.4.4. Mesure de la toxicité 140
III.4.4.1. Toxicité de l’effluent d’entrée 140
III.4.4.2. Toxicité de l'effluent de sortie 144
III.4.4.3. Évolution de la toxicité au cours de la dégradation 145
III.4.5. Conclusion 146
CONCLUSION GENERALE 148
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 151
ANNEXES 160
TABLE DES ILLUSTRATIONS
Table des illustrations
vii
FIGURES
Figure I.1. Tonnage des substances actives vendues en France entre 1999 et 2006 d’après UIPP. 6
Figure I.2. Répartion mondiale des produits phytosanitaires par catégorie en 2005. 8
Figure I.3. Classification des pesticides selon leur nature physico-chimique. 10
Figure I.4. Principales causes de pollutions ponctuelles. 13
Figure I.5. Courbe dose-réponse d’un polluant des tests écotoxicologiques. 27
Figure I.6. Principe du procédé d’épuration par boues activées. 29
Figure I.7. Principales relations au sein de l’édifice biologique boues activées. 33
Figure I.8. Evolution des populations des boues activées. 35
Figure I.9. Représentation schématique du floc bactérien. 36
Figure I.10. Photographie au microscope optique (X100) de flocs de boues activées. 38
Figure I.11. Schéma d’un floc bactérien. 42
Figure I.12. Shématisation du floc selon différents modèles. 42
Figure I.13. Mécanismes de transfert et de réaction dans une culture bactérienne. 43
Figure II.1. Schéma du bioréacteur pilote de 30 L. 48
Figure II.2. Schéma du jar-test aéré. 49
Figure II.3. Protocole expérimental du test écotoxicologique. 57
Figure II.4. Méthode d’extraction des matières actives phytosanitaires dans les boues. 59
Figure III.1. Récapitulatif des expérimentations. 63
Figure III.2. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO) en traitement biologique. 64
Figure III.3. Evolution du volume de boues (Vb) et du pH au cours du traitement biologique. 64
Figure III.4. Evolution des teneurs en Matières Sèches (MS) et en turbidité au cours du
traitement biologique. 66
Figure III.5. Descriptif du procédé expérimental. 70
Figure III.6. Evolution de la microfaune dans la liqueur mixte issue du traitement
des effluents de soutirage. 80
Figure III.7. Evolution de la microfaune dans la liqueur mixte issue du traitement
des effluents de filtration. 81
Figure III.8. Exemple de structure du floc bacterien dans la liqueur mixte
de soutirage après traitement biologique des pesticides. 82
Figure III.9. Exemple de structure du floc bactérien dans la liqueur mixte de filtration
après traitement biologique des pesticides. 82
Figure III.10. Descriptif du disposif expérimental utilisé. 92
Figure III.11. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO) au cours du traitement biologique. 93
Figure III.12. Evolution en matières sèches (MS) au cours du traitement biologique. 94
Figure III.13. Evolution des matières volatiles (MVS) au cours du traitement biologique. 94
Figure III.14. Evolution du rapport MVS/MS au cours du traitement biologique. 95
Figure III.15. Evolution des matières en suspension (MES) au cours du traitement biologique. 96
Figure III.16. Evolution des turbidités au cours du traitement biologique. 96
Figure III.17. Evolution du volume de boues (Vb) au cours du traitement biologique. 97
Figure III.18. Evolution des teneurs en ATP au cours du traitement biologique. 98
Figure III.19. Evolution de la DCO et du rapport ATP/MVS au cours du traitement biologique. 98
Figure III.20. Evolution de la DCO dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte. 101
Figure III.21. Evolution des Matières en Suspension dans les essais en jar-test utilisant
une liqueur mixte. 102
Table des illustrations
viii
Figure III.22. Evolution des turbidités dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte. 103
Figure III.23. Evolution des Matières Volatiles dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte. 104
Figure III.24. Evolution du taux de croissance (µ) en fonction de la concentration S0 en substrat. 107
Figure III.25. Photo de levures au microscope optique Grossissement X400. 112
Figure III.26. Protocole expérimental du test ATPyeast. 112
Figure III.27. Protocole experimental de détermination de la viabilité des levures. 114
Figure III.28. Représentation simplifiée du métabolisme cellulaire. 114
Figure III.29. Evolution des teneurs en ATP (URL) de la levure : Témoin (�), Mélange phytosanitaire (�). 117
Figure III.30. Viabilité des levures : photo a (Témoin) et photo b (Mélange phytosanitaire). 118
Figure III.31. Structure des matières actives phytosanitaires sélectionnées. 120
Figure III.32. Effet de l’Azoxystrobine, du Cymoxanil et du Diuron sur la synthèse d’ATP de S.C. 121
Figure III.33. Graphique PROBIT pour déterminer les valeurs d’EC50 de Azoxystrobine, du Cymoxanil
et du Diuron. 123
Figure III.34. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO)(�) et du Carbone Organique
Total (COT)(□) au cours du traitement biologique. 131
Figure III.35. Evolution des Matières Sèches (MS) (�) et Matières Volatiles
(MVS) (�) au cours du traitement biologique. 135
Figure III.36. Evolution du volume de boues (Vb) au cours du traitement biologique. 136
Figure III.37. Evolution des matières en suspension (MES) (□) et de la turbidité (●) au cours du
traitement biologique. 136
Figure III.38. Evolution des teneurs en exopolymères (EPS) (protéines (◊),
substances humiques (�), polysaccharides (●), EPS totaux (▲)). 138
Figure III.39. Evolution des teneurs en EPS (◊) et en DCO (�). 139
Figure III.40. Evolution de l’adénosine 5-triphosphate (ATP) au cours du traitement biologique. 139
Figure III.41. Influence de la concentration en pesticides sur la synthèse d'ATP
de Saccharomyces cereviseae. 143
Figure III.42. détermination de l’EC50 de l’effluent d’entrée. 144
Figure III.43. Détermination de l’EC50 de l’effluent de sortie. 144
Figure III.44. Toxicité de l’effluent de sortie au cours du traitement biologique. 145
TABLEAUX
Tableau I.1. Propriétés chimiques, physiques et structurelles influençant la dégradation d’un pesticide. 15
Tableau I.2. Liste des procédés de traitement des effluents phytosanitaires reconnus
comme efficaces par le MEDD. 23
Tableau I.3. Charge massique et volumique 32
Tableau I.4. Classification de la faune des boues activées en fonction de la charge massique. 35
Tableau I.5 : Modèles applicables à la cinétique des boues activées. 46
Tableau I.6. Paramètres cinétiques quantifiés par différents modèles. 46
Tableau II.1. Matières actives phytosanitaires pures. 50
Tableau II.2. Matières commerciales phytosanitaires. 51
Tableau II.3. Propriétés des molécules actives phytosanitaires. 52
Tableau II.4 : Protocole de dosage des protéines et substances humiques. 54
Tableau II.5. Protocole de dosage des polysaccharides. 55
Tableau II.6. Phase mobile utilisée en HPLC. 56
Tableau III.1. Paramètres initiaux des liqueurs mixtes issues du traitement biologique de Latresne. 61
Tableau III.2. Observation des micro-organismes des boues activées de Latresne. 61
Table des illustrations
ix
Tableau III.3. Observation des micro-organismes des boues activées de l’expérimentation 1. 67
Tableau III.4. Observation des micro-organismes des boues activées de l’expérimentation 2. 68
Tableau III.5. Récapitulatif des molécules actives phytosanitaires testées. 70
Tableau III.6. DCO (mg O2.L-1) avant et après traitement biologique des pesticides, DCO résiduelle
et le pourcentage d’efficacité. 72
Tableau III.7. Evolution du phosphore total (mg.L-1) avant et après traitement biologique
de chaque pesticide et son pourcentage d’augmentation. 74
Tableau III.8. Evolution de la teneur en pesticides (mg.L-1) avant et après traitement biologique
de chaque pesticide et pourcentage d’élimination. 75
Tableau III.9. Evolution de la teneur en pesticides dans les boues (µg.g-1 de MS) avant et après traitement
biologique de chaque pesticide 76
Tableau III.10. Bilan global de l’épuration avant et après traitement biologique de chaque pesticide. 76
Tableau III.11. Evolution du volume de boue (mL.L-1 de liqueur mixte) après traitement biologique. 77
Tableau III.12. Evolution des matières en suspension (g.L-1) avant et après traitement
biologique de chaque pesticide. 78
Tableau III.13. Evolution des matières sèches (g.L-1) avant et après traitement biologique des pesticides 79
Tableau III.14. Evolution des polysaccharides après traitement biologique de chaque pesticide. 83
Tableau III.15. Toxicité de l’effluent après traitement biologique de chaque pesticide. 85
Tableau III.16. Paramètres initiaux des liqueurs mixtes issues du traitement biologique de Latresne. 91
Tableau III.17. Produits phytosanitaires composant l’alimentation des boues activées. 91
Tableau III.18. Concentrations initiales de l’effluent vinicole et viticole. 100
Tableau III. 19. Paramètres à 24 h du traitement biologique. 105
Tableau III.20. Détermination des taux de croissance µ (h-1) des 2 expérimentations. 107
Tableau III.21. Les produits phytosanitaires sélectionnés. 116
Tableau III.22. Comparaison des valeurs de toxicité aiguë de l’Azoxystrobine, du Cymoxanil
et du Diuron avec les différents biotests (ATPyeast-test, test Vibrio fisheri et test Daphnia magna). 123
Tableau III.23. Produits phytosanitaires composant l’alimentation des boues activées. 128
Tableau III.24. Caractérisation initiale de la liqueur mixte issue de l’unité d’épuration
(vignobles MABILLE). 129
Tableau III.25. Observation des micro-organismes des boues activées des vignobles MABILLE. 130
Tableau III.26. Concentrations résiduelles en sulfates, cuivre et soufre total après traitement. 132
Tableau III.27. Concentrations résiduelles en pesticides organiques après traitement. 133
Tableau III.28. Évolution des micro-organismes présents dans la liqueur mixte avant,
pendant et après traitement. 137
Tableau III.29. Pourcentage d'inhibition de l'ATP de Saccharomyces cervisieae en contact
avec différentes molécules phytosanitaires contenues dans le mélange phytosanitaire
formant l'effluent d'entrée. 141
Tableau III.30. Valeurs de toxicité aiguë de l’effluent avant et après traitement par différents biotests. 145
NOMENCLATURES
Nomenclatures
x
ABREVIATIONS
Abs Absorbance -
ADN Acide Désoxyribonucléique -
ATP Adénosine triphosphate -
EPS Substances Polymériques Extracellulaires -
LM Liqueur mixte -
HPLC Chromatographie liquide haute performance -
SC Saccharomyces cerevisiae -
LETTRES LATINES
Cm Charge massique T-1
Cv Charge volumique M.L-3.T-1
COT Concentration en carbone organique total M.L-3
DBO Demande biologique en oxygène M.L-3
DCO Demande chimique en oxygène M.L-3
ECx concentration en toxique qui provoque une inhibition M.L-3
Ki Constante d’inhibition dans le modèle de Haldane M.L-3
Koc coefficient de partage carbone organique/eau -
KS Constante de demi saturation M.L-3
L constante de diffusion dans le modèle de Powell -
Log P coefficient de partage eau/octanol -
NOEC concentration de toxique maximale qui ne cause pas d’effet M.L-3
NT Concentration en azote total M.L-3
NTK Concentration en azote Kjeldhal M.L-3
M maintenance -
MES Concentration des matières en suspension M.L-3
MS Concentration en matières sèches M.L-3
MVS Concentration en matières volatiles M.L-3
PT Concentration en phosphore total M.L-3
QEB Débit effluent d’entrée L3.T-1
Qp débit d’extraction ou de purge L3.T-1
rpm Rotation par minute L2.T-1
Rx vitesse de formation de biomasse M.L-3.T-1
Rs vitesse de consommation du substrat M.L-3.T-1
St concentration en substrat à l'instant t M.L-3
S Concentration en substrat M.L-3
S0 Concentration initiale en substrat M.L-3
Tb Taux de boues -
T constante de saturation dans le modèle de Teissier -
TR Temps de rétention T
Nomenclatures
xi
TRH Temps de rétention hydraulique T
V volume de liqueur mixte L-3
Vb volume de boues L-3
Vs Vitesse d’épuisement du substrat M.L-3.T-1
Vx vitesse de croissance des micro-organismes M.L-3.T-1
X constante déterminée expérimentalement dans le modèle de Moser -
X Concentration en biomasse M.L-3
Xp Concentration de purge M.L-3
Xt concentration en biomasse à l’instant t M.L-3
X0 Concentration initiale en biomasse M.L-3
Y Taux de conversion du substrat en biomasse -
LETTRES GRECQUES
λ Longueur d’onde L
θ Age de boues T
µ* Taux de croissance avec inhibition T-1
µ Taux de croissance T-1
µmax Taux de croissance maximal T-1
INTRODUCTION GENERALE
Introduction Générale
1
INTRODUCTION GENERALE
L’intensification de l’agriculture a engendré une utilisation croissante des fertilisants
et des produits phytosanitaires due au progrès dans le domaine de la chimie
organique de synthèse. Les produits phytosanitaires, de synthèse ou naturels, sont
destinés à limiter la prolifération des parasites (mauvaises herbes, insectes,
champignons, rongeurs, acariens) dans le but d’améliorer les rendements.
Aujourd'hui, La Direction Générale de la Santé a estimé à environ 100 000 tonnes la
quantité totale de matières actives utilisées en France pour une surface développée
(surface traitée / nombre d’applications) de 129 millions d’hectares. Les fongicides
et les herbicides représentent à eux seuls 89 % de ce tonnage et la viticulture est
de loin la plus grosse consommatrice de ces produits. L’utilisation des produits
phytosanitaires se caractérise en France par une très grande diversité des
substances actives (environ 400) et de spécialités commerciales (environ 6000).
Malgré leurs atouts non négligeables, ces composés ne sont pas anodins : fortement
actifs biologiquement, ils sont toxiques et ils représentent un risque potentiel pour
la santé humaine, la faune et l’environnement (Gavrilescu, 2005 ; Kordel et al.,
1997). Ce risque est maintenu à un niveau acceptable grâce à l’ensemble des
études menées dans le cadre de l’homologation des produits qui préconise
l’utilisation et en limite leur usage. Cependant, malgré les réglementations, ces
composés restent encore trop souvent mal ou trop abondamment utilisés et se
retrouvent dans le milieu écologique. Pour exemple, des insecticides organochlorés
qui ont des propriétés physico-chimiques hydrophobes, continuent à être détectés
dans les eaux 20 ans après leur utilisation (Kleka et al., 2001 ; Tanabe et al.,
1994).
Une mauvaise gestion de l’application des produits phytosanitaires se traduit par la
contamination des eaux de surface et des eaux souterraines. Cette dégradation de
la qualité de la ressource en eau provient des pollutions d’origine diffuse ou
ponctuelle. Les premières sont difficiles à maîtriser car elles sont dépendantes des
facteurs anthropiques (traitements, pratiques agricoles, type de culture) et des
paramètres liés au milieu naturel tels que le climat, le sol, la topographie. Par
contre, les pollutions ponctuelles peuvent être maitrîsées par des moyens
techniques adaptés car leurs causes sont identifiées : pour exemple, on peut citer
un manque d’information des utilisateurs, un mauvais entretien du matériel de
Introduction Générale
2
pulvérisation, la vidange des fonds de cuve et des eaux de lavage/rinçage des
instruments de traitement ou encore l’élimination des fonds de produits de
traitement.
A ce jour, il est indispensable de mettre en place toutes les mesures nécessaires
permettant de réduire les transferts de pesticides dans l’environnement en limitant la
concentration et la nature des intrants, en mettant en œuvre les bonnes pratiques
agricoles et en développant des dispositifs de traitement adaptés pour éliminer les
résidus phytosanitaires dans des conditions contrôlées. Ainsi, dans le cadre de la
protection intégrée des cultures, la viticulture s’oriente vers un mode de production qui
associe à la fois des traitements ciblés et basés sur une observation de la parcelle. En
parallèle, la pratique du rinçage à la parcelle se développe et est soutenue par les
structures institutionnelles (Rochard et al., 2001).
L’arrêté du 12 septembre 2006 relatif à la mise sur le marché et à l’utilisation des
produits visés à l’article L.253-1 du code rural, fixe une réglementation sur l’utilisation et
le rejet des pesticides (Annexe 1). Cela concerne des dispositions relatives à l’utilisation
des produits, à la limitation des pollutions ponctuelles, aux zones non traitées au
voisinage des points d’eau et aux conditions à respecter pour l’épandage, la vidange et le
rinçage du matériel de pulvérisation. La dernière partie décrit les dispositions relatives
aux procédés de traitement des effluents phytosanitaires et en particulier les modalités
pour qu’un procédé puisse être inscrit dans la liste des systèmes autorisés (B.O du
Ministère de l’écologie et du développement durable).
Le développement des systèmes de traitement de déchets phytosanitaires présente dans
ce contexte un intérêt croissant. Actuellement, plusieurs solutions d’épuration sont
proposées aux viticulteurs. Différents procédés physico-chimiques peuvent éliminer les
pesticides : la coagulation–floculation, utilisée en prétraitement pour limiter les
concentrations du traitement ultérieur ; l’osmose inverse, pour la concentration des
résidus ; la photocatalyse, pour la dégradation des matières actives organiques (Mietton-
Peuchot, 2003).
Parmi les technologies validées pour le traitement des produits phytosanitaires, certaines
impliquent de recourir à un prestataire de service, ce qui accroît leurs coûts ; d’autres
révèlent un fonctionnement difficile à contrôler dans le cadre ordinaire d’une exploitation.
Une des alternatives à ces procédés est l’utilisation de systèmes biologiques (Biobac,
boues activées,…). Les procédés biologiques sont conçus pour dégrader des contaminants
organiques dans les eaux souillées en utilisant des micro-organismes. Les micro-
Introduction Générale
3
organismes se développent et se reproduisent en utilisant les polluants comme substrat.
L’utilisation de tels procédés provient d’une constatation : les pesticides actuellement
homologués sont biodégradables. Kipopoulou et al. (2004) ont étudié la dégradation des
pesticides par différents micro-organismes. Des travaux montrent que la biodégradation
d'un pesticide est un processus complexe. Le résultat, qui dépend de plusieurs facteurs
(oxygène, pH, température ou alimentation), est fonction de la structure chimique et de
la concentration des composés, de leurs interactions et des conditions
environnementales.
En collaboration avec le Conseil Interprofessionnel des Vins de Bordeaux (CIVB),
l’équipe Génie des procédés et Environnement de la Faculté d’œnologie de
Bordeaux, développe des recherches dans l’objectif de réduire la pollution des
ressources en eaux générée par les activités viti-vinicoles. Les travaux, menés par
l’équipe, pour répondre aux différentes réglementations, ont permis de mettre en
place des solutions technologiques adaptées aux effluents vinicoles (issues de la
vinification). Il existe un ensemble de possibilités de choix d’équipements qui
permet de considérer la dimension de la propriété, l’intérêt d’un traitement collectif,
les méthodes de travail,… Parmi les procédés disponibles, les traitements
biologiques aérobies (stockage aéré et boues activées) constituent la part
prépondérante. Le principe de ces procédés est basé sur l’aération des effluents en
présence d’une biomasse qui dégrade progressivement la pollution organique.
Dans ce contexte, l’objectif global de ce travail est de développer un procédé
d’épuration des effluents phytosanitaires en utilisant les liqueurs mixtes du système
de traitement biologique par boues activées des effluents vinicoles comme biomasse
épuratrice. Les produits phytosanitaires devraient avoir deux effets :
- une réduction de la quantité de boues par leurs effets toxiques de façon à
limiter la production de boues. Actuellement en France, la production de
boues augmente et il est nécessaire de résoudre ce problème (Bougrier et al.,
2006).
- Une dégradation des matières actives phytosanitaires par une adaptation de
la biomasse résistante.
Cette étude doit permettre de définir les conditions de rejet des effluents
phytosanitaires dans les systèmes de traitement aérobie des effluents vinicoles pour
que les deux types d’effluents puissent être traités conjointement. Si l’idée et sa
mise en œuvre peuvent sembler simples au premier abord, on retrouve avec ce
dispositif la complexité des substrats, des populations microbiennes épuratrices et
leurs compétitions pour les nutriments.
Introduction Générale
4
Les différentes approches permettront d’évaluer le potentiel épuratoire des matières
actives dans un procédé par boues activées, d’identifier et de caractériser les
mécanismes de dégradation, d’analyser le comportement de la biomasse épuratrice
vis-à-vis des matières actives et de définir les conditions de fonctionnement du
traitement biologique.
Pour répondre à l’objectif du présent travail, la thèse se compose de 4 chapitres
principaux, présentés ci-après :
Le premier chapitre de ce travail permet de rassembler les connaissances disponibles
sur les propriétés des produits phytosanitaires, leurs impacts sur l’environnement et la
réglementation. Les phénomènes de dégradation physico-chimiques et biologiques sont
plus particulièrement mis en avant, puisqu’ils constituent une composante fondamentale
de notre travail. Dans un second temps, nous nous focaliserons sur les procédés
d’épuration des molécules phytosanitaires homologués par l’Arrêté du 12 septembre
2006 du Ministère de l’écologie et du développement durable. Ensuite, nous décrirons le
procédé de traitement biologique par boues activées en focalisant notre attention sur les
paramètres cinétiques le caractérisant et permettant d’évaluer l’adaptation de la
biomasse épuratrice aux produits phytosanitaires.
Le deuxième chapitre est consacré à l’exposé des matériels et méthodes. Outre la
description des méthodes analytiques utilisées pour mesurer les caractéristiques
physiques, chimiques ou biochimiques, nous préciserons les caractéristiques des pilotes
utilisés.
Dans le troisième chapitre, sont présentés les résultats obtenus. Dans un souci de
clarté, les deux premières parties sont consacrées à l’évaluation de l’efficacité du procédé
de dégradation des molécules phytosanitaires, la 3ème partie présente un dispositif
d’autocontrôle mis en place pour mesurer l’efficacité des procédés et la 4ème partie met
en œuvre le procédé de dégradation des effluents viti-vinicoles à l’échelle de pilote
dans des conditions plus proches du terrain.
� La première partie s’intéresse à la capacité d’adaptation de la biomasse épuratrice
à différentes matières actives phytosanitaires testées. Nous mettrons en
évidence le rôle de divers paramètres liés à la nature du pesticide et de la
biomasse.
Introduction Générale
5
� Dans la deuxième partie, sont présentés les efficacités épuratrices de deux types de
liqueur mixte : la première dégradant un effluent vinicole, la deuxième acclimatée à
un effluent viti-vinicole (mélange vin/pesticides). Grâce à ces essais, les conditions de
dégradation des produits phytosanitaires par la biomasse sont déterminées.
� La troisième partie décrit le dispositif d’autocontrôle mis en place pour mesurer
l’efficacité des procédés. Les expérimentations montrent l’effet inhibiteur des
pesticides sur l’activité métabolique (Adénosine-5-triphosphate (ATP)) des levures
Saccharomyces cerevisiae. Ces résultats permettent la mise en place d’un test
employé pour évaluer la dégradation des pesticides durant les différentes
expérimentations.
� La dernière partie s’intéresse à la mise en œuvre du procédé de dégradation des
effluents viti-vinicoles à l’échelle de pilote pour étudier conjointement
l’adaptation de la biomasse et l’élimination des produits phytosanitaires en
condition réelle.
La conclusion de ces travaux de thèse est réalisée au quatrième chapitre. Elle
permet une synthèse des principaux résultats obtenus lors de l’élaboration de ce
nouveau procédé en nous efforçant de mettre en perspective nos observations et les
conséquences pratiques qui pourraient en être tirées pour la gestion de ce dispositif
dans les exploitations agricoles. Enfin, les perspectives de ce travail seront
évoquées, en terme de complément d’expérimentations et d’utilisation future des
données acquises dans un objectif d’aménagement sur le terrain du procédé
d’épuration.
CHAPITRE I
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Partie bibliographique 1
6
PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE 1
Les produits phytosanitaires et leurs impacts environnementaux
Toutes les productions agricoles destinées à l’alimentation humaine ou animale ont
besoin d’être protégées contre les maladies et les attaques de ravageurs ou encore
contre la compétition des adventices. Les pertes de rendement des productions
agricoles dues aux maladies, aux ravageurs et aux adventices, peuvent représenter
jusqu'à 50 % dans certaines parties du monde (Asie, Afrique ou Amérique du sud)
(Oerke et Dehne, 1997). Depuis les années 90, la tendance semble être à la
stabilisation de la consommation en pesticides dans les pays développés et
particulièrement en France (Figure I.1). Ce phénomène est lié à l’évolution des
pratiques agricoles vis-à-vis des produits phytosanitaires : réglementation,
nouveaux produits sur le marché, mode de production raisonnée, …
Figure I.1. Tonnage des substances actives vendues en France entre 1999 et 2006 d’après UIPP (2007).
La viticulture consomme environ 50 % des produits phytosanitaires commercialisés
en France. En effet, c’est une culture pérenne et comme toute monoculture, elle est
favorable au développement de ravageurs et de champignons. Ainsi, le nombre de
produits phytosanitaires appliqués au cours d’une année oscille entre 7 et 33 selon
le mode de conduite de la vigne et la pression parasitaire de l’année (Thiollet,
2003). C’est pourquoi le secteur viticole prend en compte l’importance des
problèmes environnementaux provenant de leurs utilisations.
Partie bibliographique 1
7
I.1.1. Les produits phytosanitaires : Caractéristiques Générales
I.1.1.1. Définition
Les produits phytosanitaires ou phytopharmaceutiques, appelés couramment
« pesticides », représentent toutes les substances chimiques utilisées pour
préserver les plantes cultivées.
Pour compléter cette définition, il est essentiel de rappeler que le terme produit
phytosanitaire désigne la substance active et les préparations commerciales
constituées d’une ou plusieurs substances actives. La substance active est la
molécule qui détruit ou empèche l’ennemi de la culture de s’installer. A cette
substance active, sont associés dans la formulation un certain nombre de formulants
(mouillants, solvants, anti-mousses,…) qui la rend utilisable par l’agriculteur.
En France, les produits phytosanitaires sont soumis à une réglementation pour leur
mise sur le marché. Pour ce faire, un dossier d’homologation doit être déposé
conformément à la Loi d’homologation du 22/12/72 du Ministère de l’agriculture.
L’homologation d’un produit se base sur l’évaluation de son efficacité, des risques
pour l’opérateur, le consommateur et l’environnement mais aussi sur l’identification
des produits de dégradation ainsi que des modalités de ces dégradations. Avant la
mise sur le marché, le dossier doit en particulier comporter des informations sur les
propriétés physico-chimiques de la substance active, les méthodes d’analyse, le
comportement dans l’environnement (sol, eau, air) et les éventuels effets
écotoxicologiques (Rivière, 2001).
Cette homologation nationale a été harmonisée au niveau Européen avec la
Directive Européenne 91/414/CEE du 15 juillet 1991, spécifiant les lois pour
l’évaluation du risque environnemental pour toute nouvelle substance active
phytosanitaire (Rivière, 2001).
Devant le nombre considérable de produits phytosanitaires homologués en France
(d’après l’IFEN (2003), plus de 400 matières actives autorisées entrant dans la
composition de quelques 6000 préparations commerciales), les fabricants et les
utilisateurs les classent suivant la nature de l’espèce cible : les fongicides, les
herbicides et les insecticides qui représentent à eux seuls 97 % des produits utilisés
(Figure I.2). A ceux-ci s’ajoutent les acaricides, les nématicides (contre les
nématodes), les rodonticides (contre les rongeurs), les taupicides (contre les
Partie bibliographique 1
8
taupes), les molluscides (contre les limaces et les escargots), les corvicides et les
corvifuges (contre les oiseaux) et enfin les répulsifs.
Figure I.2. La répartition mondiale des produits phytosanitaires par catégorie en 2005 (UIPP, 2007).
Les Herbicides sont les pesticides les plus utilisés dans le monde toutes cultures
confondues (49 % du tonnage mondial en 2005). Ils permettent d’éliminer les
mauvaises herbes adventices des cultures. Ces herbicides sont dit de « pré-levée »
quand ils sont épandus avant la levée des adventices. Ces substances actives ont un
rôle antigerminatif ou racinaire et agissent au travers de leur persistance dans le sol
(ex : diuron, oryzalin,…). L’autre groupe d’herbicides est dit de « post-levée » car ils
agissent par contact après la levée des adventices (ex : gluphosinate
d’ammonium,…). Il est à noter que certaines substances actives agissent à la fois en
pré et post-levée des adventices (ACTA, 2004).
Les Insecticides sont destinés à détruire les insectes nuisibles et représentent 24 %
du tonnage mondial en 2005. Certains composés ont la propriété soit d’être toxique
par contact, soit de provoquer un empoisonnement rapide des insectes, car ils
traversent facilement leurs téguments cuticulaires.
Les Fongicides servent à combattre la prolifération des champignons
phytopathogènes et à lutter contre les maladies cryptogamiques qui causent de
graves dommages aux végétaux cultivés. Ces affections sont provoquées par
l’invasion des divers tissus des plantes par le mycélium de champignons
microscopiques. Les plus anciens fongicides connus sont des sels cupriques, le
soufre et certains de ses dérivés minéraux. Actuellement en France, ils sont les
Partie bibliographique 1
9
moins utilisés en terme de tonnage pour l’ensemble des cultures mis à part en
viticulture. Par exemple, le cuivre et le soufre sont largement utilisés en viticulture
pour lutter contre le mildiou, l’oidium et botrytis. Les composés organiques
représentent la part la plus importante des fongicides commercialisés (Gavrilescu,
2005).
I.1.1.2. Caractéristiques chimiques
Les produits phytosanitaires sont composés de substances actives répertoriées selon
leur structure chimique, leur mode d’action et d’utilisation et leur interaction avec
l’environnement. Ils peuvent être principalement classés en considérant deux
critères : la classe chimique et l’organisme cible.
Les noms chimiques de ces molécules sont rarement courts et ne sont pas faciles
pour l’usage général, c’est pourquoi, les organismes de normalisation assignent des
noms communs aux substances actives. Actuellement, plus de 1000 de ces noms
officiels ont été assignés par l’Organisation Internationale de Normalisation (ISO), selon
un système établi dans la nomenclature (Gavrilescu, 2005).
L’identité d’une matière active pour déterminer la famille à laquelle elle appartient est
constituée :
- des propriétés physiques (température de changement d’état, solubilité,…),
- des propriétés chimiques (acidité, aptitude à subir l’hydrolyse,…),
- des propriétés organoleptiques (couleur, goût, activité toxique,…).
Les principaux groupes de molécules phytosanitaires employés en viticulture sont
présentés dans la Figure I.3. Les familles de molécules les plus utilisées, pour citer
quelques exemples, sont les carbamates (ex : le méritam zinc), les hétérocycles
azotés composés de plusieurs sous-familles comme les strobilurines (ex :
azoxystrobine), les amides (ex : folpel), les imides (ex : vinchlozoline), les
organophosphorés (ex : glyphosate) et les urées (ex : flufénoxuron). Les structures
chimiques de ces molécules sont différentes dans un même groupe (ex : les
hétérocycles azotés) aussi bien qu’entre les groupes. Les matières actives dans un
même groupe n’ont pas toutes la même toxicité et le même mode d’action. Ainsi,
dans la famille des carbamates, le mancozèbe est un fongicide, le molinate est un
herbicide et le carbosulfan est un insecticide.
Partie bibliographique 1
10
Figure I.3. Classification des pesticides selon leur nature physico-chimique d’après ACTA, 2004.
I.1.1.3. Utilisation et mode d’action des produits phytosanitaires
Les substances actives ne sont jamais commercialisées à l’état pur. Que ce soit
individuellement ou, comme le plus souvent, en association, elles sont formulées
sous forme plus ou moins diluées (le mélange global contenant de 0,05 à 90 % de
matières actives) dans des spécialités commerciales qui renferment les adjuvants
(Fournier, 1989). Ces adjuvants sont de trois types :
� Les activateurs, qui amplifient l’activité de la matière active (tensioactifs,
mouillants, huiles,…) ;
� Les agents réduisant les pertes lors de l’épandage et le lessivage (les
épaississants, les moussants,…) ;
� Les produits de confort : ils rendent les manipulations plus aisées
(antimoussants, stabilisants d’émulsion ou suspension,…).
Les spécialités commerciales se présentent sous forme de formulations liquides
aqueuses ou non aqueuses (concentrés émulsionnables, concentrés solubles,
suspensions concentrées,…), de formulations sèches (poudres pour poudrage,
poudres mouillables, granulés sol,…) ou aérosols. Récemment, les fabriquants ont
développé de nouveaux types de formulations afin de limiter au maximum l’emploi
NON IONIQUE
Organo -Phosphorés
Chlorphyriphos éthyl Parathion
Fosetyl aluminium Glyphosate
Toluidines
Oryzalin Isopropalin Butraline
Pyrétrinoïdes
Alphamétrine Bifenthrine
Carbamates
Mancozèbe Molinate
Metirame-zinc Carbosulfan
Acide
Mecoprop Dicamba
Dichlorprop 2,4-D
IONIQUE
Basique
Atrazine Terbuthylazine
Hétérocycles Azotées
Amides/Amines
Dinocap Fluazinam
Spiroxamine Mefenoxam Cymoxanil
Folpel Isoxaben
Quinolèines
Quinoxyfène
Dérivées ac. cinnamiques
Diméthomorphe
Dodémorphe
Pyrimidines
Pyriméthanil
Pyroles
Cyprodinil Fludioxonil
Dérivées esters
Iprolicarbes Bupirimate
Strobilurines
Azoxystrobines Kresoxim methyl
ORGANIQUE
Cationique
Diquat Paraquat
Organo -Chlorés
DDT Lindane
Endosulfan Heptachlor
Urées
Flufénoxuron Isoproturon
NON ORGANIQUE PESTICIDES
Imides
Vinchlozoline Cinidon-ethyl Proximidone
Iprodone
Triazoles
Difénoconazole Penconazole
Produits minéraux
Soufre micronisé Sulfate de fer
Sulfate de cuivre Hydroxyde de cuivre
Partie bibliographique 1
11
d’adjuvants organiques (solvants) et la formation de poussières (sachet dispersif),
et de diminuer les risques de pollutions générées par les emballages souillés.
Les produits phytosanitaires sont appliqués en fonction du type de formulation : le
plus souvent par pulvérisation sur les cultures, recouvrant ainsi les parties
aériennes des plantes et le sol, ou par incorporation dans le sol sous forme de
granulés. Les doses appliquées varient en fonction d’un nombre important de
facteurs tels que l’activité du produit, sa sélectivité, le type de culture et le stade de
croissance. Depuis l’évolution de la législation, des techniques agricoles et de la
chimie de synthèse, une réduction des doses en matières actives utilisées à
l’hectare a été observée. Pour exemple, des études menées depuis 2006 par la
Chambre d’Agriculture de Pyrénées Atlantiques ont mis en évidence une réduction
pouvant atteindre 50 % des doses de matières actives appliquées pour une
protection des cultures comparable : cette méthode est appelée « optidose »
(Chambre d’Agriculture, 2007).
L’application des traitements phytosanitaires peut être unique à un certain stade de
croissance de la culture ou bien fractionnée. Dans ce dernier cas, pour la vigne, les
traitements fongiques sont réalisés à plusieurs stades : pré et post-floraison,
formation de la grappe, pré et post-véraison. En 1993, pour le vignoble français, on
estime qu’une exploitation moyenne effectue environ 14 traitements phytosanitaires
dont 2 par des herbicides, 3 par des insecticides et 9 par des fongicides (Mietton-
peuchot, 2003).
Le mode d’action des produits phytosanitaires est fortement lié à leur nature. Ainsi
les herbicides ont deux types de comportement vis-à-vis des végétaux. Les uns de
contact demeurent sur les organes traités (ex : le diquat). D’autres se déplacent à
l’intérieur de la plante, ils sont dit systémiques (ex : le glyphosate, diuron). Leurs
modes d’action sont nombreux, par exemple, en bloquant les divisions cellulaires, la
photosynthèse ou en inhibant la biosynthèse des métabolites. Les insecticides,
administrés à l’insecte agissent principalement par perturbation de la transmission
de l’influx nerveux ou par inhibition de l’acétylcholinestérase. Enfin, les fongicides,
molécules chimiques les plus utilisées par la viticulture, agissent soit par action
directe par contact sur l’organisme visé (Botrytis cinerea,…) en troublant son
métabolisme (respiration, biosynthèse des métabolites,…), soit en stimulant les
défenses naturelles de la plante.
Partie bibliographique 1
12
I.1.1.4. Origine et prévention de la pollution des eaux par les produits
phytosanitaires
En France, l’observation des produits phytosanitaires réalisée par l’Institut Français de
l’Environnement (IFEN) en 2000, portait sur 3000 points de surveillance des eaux
superficielles et souterraines (IFEN, 2003). Sur ces 3000 stations, 90 % de celles situées
sur des eaux de surface et 58 % de celles sur des eaux souterraines sont touchées par la
présence de pesticides. 148 pesticides différents sont retrouvés dans les eaux de surface
(sur 320 recherchés) et 62 dans les eaux souterraines (sur 292 recherchés). Au niveau
des cours d’eau, seuls 5 % des points présentent des concentrations compatibles avec le
développement sans risque de la vie aquatique et avec l’usage « eau potable ». Dans 40
% des cas, la présence de pesticides entraîne une qualité médiocre affectant de manière
plus ou moins importante la diversité biologique ou nécessitant des traitements
spécifiques d’élimination des pesticides, si ces ressources étaient utilisées pour
l’approvisionnement en eau potable. Seulement la moitié des prises d’eau superficielle
échantillonnées utilisées pour la production d’eau potable (56 %) présentent des teneurs
compatibles avec une distribution sans traitement spécifique aux pesticides (<0,1 µg.L-1).
La contamination des eaux par les produits phytosanitaires est généralement attribuée à
deux grands types de propagations : les pollutions diffuses et les pollutions ponctuelles.
Les pollutions diffuses sont liées à l’entraînement des produits phytosanitaires
épandus vers les eaux souterraines et de surface. Elles sont généralement limitées lors
d’une utilisation raisonnée des produits phytosanitaires. Le choix de produits moins
rémanents, de la réduction des doses par la méthode « optidose », de nouvelles
techniques culturales permettant de réduire le ruissellement diminueraient ce type de
pollution.
Les pollutions ponctuelles peuvent résulter des déchets générés par le nettoyage
interne et externe des instruments utilisés pour les traitements mais aussi d’une
mauvaise manipulation des produits lors de la préparation des bouillies. L’importance des
pollutions ponctuelles pour la contamination des eaux par les produits phytosanitaires a
été soulignée par de nombreuses études dont celle réalisée par l’Agence de l’Eau Seine-
Normandie. Cette étude menée durant 9 ans, et publiée en 1992, montre que plus de 75
% des pollutions sont de nature accidentelle. Ces pollutions résultent, pour l’essentiel,
d’une mauvaise manipulation des produits lors de la préparation de bouillies, lors de la
vidange et du rinçage du matériel de pulvérisation et seraient à l’origine de la majorité
des pollutions dues aux produits phytosanitaires (Figure I.4).
Partie bibliographique 1
13
Figure I.4. Principales causes de pollutions ponctuelles (Agence de l’Eau Seine-normandie, 1992).
La réduction des pesticides dans l'eau, le sol, l'air est un objectif que se fixe
l'ensemble du monde agricole. L'effort a porté sur les conditions d'emploi des
produits et il vise notamment à limiter les risques de transfert dans
l'environnement.
Le principe de base des Bonnes Pratiques Agricoles (BPA) phytosanitaires est
d'utiliser le produit approprié, à la bonne dose, au bon moment et appliqué
correctement (UIPP, 2003). De plus, elles impliquent l'aménagement d'un local de
stockage, d'une aire de remplissage et de nettoyage du matériel de pulvérisation.
Ces recommandations générales sont définies par le CORPEN (Comité d'Orientation
pour la Réduction de la Pollution des Eaux par les nitrates, les phosphates, et les
produits phytosanitaires provenant des activités agricoles) et sont relatives aux
techniques d'application et de manipulation des produits phytosanitaires.
Ainsi, malgré une réglementation européenne et nationale de plus en plus complète,
des problèmes environnementaux persistent. Ces derniers sont étroitement liés à la
gestion et à l’utilisation de ces produits dans tous les systèmes de culture.
M auvaise manipulat io n de la bo uillie
46%
R enversement de la cuve
ple ine4%
Vidange du pulvérisa teur et lavage du
matérie l17%
M auvaise gest io n desemballages
18%
A utres15%
Partie bibliographique 1
14
I.1.2. La dégradation des produits phytosanitaires
Les caractéristiques physico-chimiques pour étudier le devenir et la dégradation d’un
pesticide dans l’environnement sont :
� Au niveau physique :
La pression de vapeur saturante renseignant sur la volatilité d’un produit et la solubilité
dans l’eau à une température donnée.
� Au niveau chimique :
Les états ioniques (cationique, anionique, basique ou acide), les caractères
hydrophile/hydrophobe et la réactivité chimique, photochimique et biologique.
I.1.2.1. Généralités
Les propriétés intrinsèques des produits phytosanitaires (solubilité, volatilité,
polarité) et les conditions du milieu dans lequel ils se trouvent sont déterminantes
pour expliquer leurs comportements dans l’environnement.
Après l’application des pesticides, les molécules phytosanitaires lorsqu’elles
n’atteignent pas leur cible, se retrouvent dans l’environnement où elles subissent
trois processus majeurs : l’absorption, la dispersion (entraînement du produit par
ruissellement,…) ou la dégradation par des mécanismes complexes de
transformation. Les pesticides peuvent être dégradés par différents
processus (Johnson et al., 2003 ; Muszkat et al., 2002 ; Zertal et al., 2005):
photochimique, chimique et biologique. Le Tableau I.1 présente l’importance des
propriétés chimiques, physiques et structurelles qui influencent le pouvoir de
dégradation d’un composé organique (Boetther et Nyer, 2001).
Partie bibliographique 1
15
Tableau I.1. Propriétés chimiques, physiques et structurelles influençant la dégradation d’un pesticide
(Boetther et Nyer, 2001).
DEGRADABILITE PROPRIETE
FACILEMENT DIFFICILEMENT
Solubilité dans l’eau Soluble insoluble
Taille moléculaire Petite Moyenne à grande
Groupes fonctionnels Peu Beaucoup
Nature chimique Molécule biologique Molécule créée par l’homme par voie
pétrochimique
Forme aliphatique chaînes droites jusqu'à 10 C.
un ou deux groupements aromatiques
alcanes de hauts poids moléculaires.
Chaînes ramifiées.
Hydrocarbures polyaromatiques.
Substitution sur les
groupements aromatiques -OH,-COOH,-CHO,-CO,-OCH3,-CH3 -F,-Cl,-NO2,-CF3,-SO3H,-NH2
Position de substitution sur
les groupements
aromatiques
Position para Position méta, ortho
Fonctions chimiques Alcools,aldéhydes, acides, esters,
amides
Alcanes, oléfines, éthers, cétones, acide
carboxilique, nitrile, chloroalcanes
I.1.2.2. Photodégradation
La photodégradation est la transformation chimique des pesticides en petits
métabolites par l’absorption du rayonnement lumineux (ultra-violet, infra-rouge,…)
et peut se produire sur les parties aériennes des végétaux, à la surface du sol et
dans l'air. La dégradation photochimique (photolyse) correspond à l’énergie radiante
des photons brisant les liaisons chimiques d'une molécule.
La photolyse directe implique l’absorption directe des photons par la molécule. La
photolyse indirecte implique l’absorption de l'énergie par une molécule contenue
dans une autre molécule qui a absorbé les photons. La cinétique de la réaction
dépend de l’énergie fournie pour casser les liaisons chimiques, de l’intensité
disponible et de la présence de composés intermédiaires de photolyse. La photolyse
est fonction du temps et de l’intensité d’éclairement des particules dissoutes et de la
concentration de la solution.
Tous les pesticides sont susceptibles d’être photodégradés. Les facteurs influençant
la photodégradation des pesticides sont (Gavrilescu, 2005) :
� L’intensité lumineuse,
� Le temps d’exposition,
� La méthode d’application,
� Les propriétés chimiques du pesticide.
Partie bibliographique 1
16
L'étude du mécanisme de la photolyse des pesticides labiles est importante car elle
donne des informations de base sur leur devenir et leur persistance dans
l’environnement naturel lorsqu’ils sont notamment exposés à l’action de la lumière
du soleil (Kamiya et Nakamura, 1995). La photodégradation des molécules
phytosanitaires modifie les fonctions aromatiques (Tanaka et al., 1997 ; Faure et
Boule, 1997 ; Muszkat et al., 2002). L’étude de la phototransformation des
pesticides s’est portée sur des familles de molécules particulières:
� les urées substituées (Diuron, Monuron,…) (Tanaka et al., 1997 ; Jirkovsky et
al., 1997),
� les organophosphorés (Disulfoton, Pyrimiphos éthyl, Parathion,…) (Kamiya et
Nakamura, 1995 ; Guillard et al., 2001 ; Zamy et al., 2004),
� les imides (Vinchlozoline,…) étudiés seulement depuis quelques années
(Zertal et al., 2005).
Les pesticides qui sont appliqués sur les végétaux ou qui restent à la surface du sol
sont plus susceptibles d’être photodégradés que ceux pénétrant dans les sols. Par
ruissellement ou lessivage, les pesticides retrouvés dans les sols sont
majoritairement dégradés par voie chimique ou biologique.
I.1.2.3. Dégradation chimique
La dégradation chimique ou dégradation abiotique se produit par des réactions
incluant l’hydrolyse, l’oxydo-réduction et l’ionisation (Beltran et al., 2001). Les
réactions d'hydrolyse sont catalysées par la présence d'hydrogène ou d’ion
hydroxyde, d'où un taux de réaction fortement dépendant du pH (Gravilescu, 2005).
Ces réactions changent la structure du composé réagissant et peuvent modifier ses
propriétés. Selon les cas, le nouveau composé formé peut être plus ou moins
toxique. Différents auteurs ont défini plusieurs familles chimiques qui sont
susceptibles d’être hydrolisées, comme par exemple les amides (Morrica et al.,
2004 ; Kwon et al., 2004), les urées substituées (Sarmah et al., 2000), les
organophosphorés (Greenhalgh et al., 1980) et les organochlorés, ect…
La possibilité d'oxydation-réduction est un indicateur important car il permet de
définir l'état de l'oxydation et la structure chimique de la molécule phytosanitaire.
Le potentiel d’oxydo-réduction influence fortement les activités microbiennes et
donc la biotransformation ou la biodégradation des produits chimiques. Ainsi, des
Partie bibliographique 1
17
micro-organismes présents dans des boues activées peuvent réduire le parathion en
aminoparathion par oxydation chimique (Laplanche, 1981). Les réactions d’oxydo-
réduction sont très lentes et certaines peuvent être catalysées par les ions
métalliques (Gavrilescu, 2005). Les réactions de réduction sont dépendantes du pH
et de l’évolution de la réduction. Par exemple, le deséthyl-atrazine et le deséthyl-
terbutylazine, deux produits de dégradation subissent en milieu suffisamment acide
une réaction d’oxydo-réduction produisant des ions chlorures. Cette réaction dépend
du pH et de la forme protéonique de ces composés (Colombini et al., 1998).
Les composés organiques, comme les pesticides, de nature acide ou basique
peuvent être affectés fortement par la concentration en ion (H3O+ et OH-) de l'eau.
Depuis les années 90, de nombreux pesticides sont utilisés à des concentrations très
faibles et sont des acides ou bases faibles. Ils ont une influence négligeable sur la
valeur du pH de l'eau. Cependant, le pH du solvant peut modifier la solubilité,
l’adsorption, la concentration et les caractéristiques toxiques. Par conséquent,
comme un toxique peut être ionisé par des conditions environnementales
spécifiques, les propriétés physiques et la réactivité chimique changeront avec le pH
(Mills et al., 1985).
I.1.2.4. Dégradation biologique
Le terme de dégradation correspond à la destruction d'une substance organique en
produits minéraux simples tels que l'eau, l'hydrogène, le gaz carbonique ou en
composé organique simple tels que le méthane et d'autres produits de fermentation.
La biotransformation est un processus complexe passant par des étapes
intermédiaires qui peuvent conduire à la formation de métabolites plus toxiques que
le produit initial.
La transformation des produits phytosanitaires par voie biochimique est
particulièrement importante par le fait que des micro-organismes vivants disposent
d'un ensemble d'enzymes, qui agissent comme un catalyseur des réactions de
catabolisme de nombreuses matières actives. La voie de dégradation la plus directe
(voie métabolique) peut amener le micro-organisme à utiliser la matière active
comme source d'énergie et de carbone, mais ce phénomène reste limité dans le cas
des pesticides. En réalité, la dégradation complète d'un pesticide se fait rarement
par un micro-organisme unique car il est en effet peu probable qu'un seul micro-
organisme possède toutes les enzymes nécessaires à cette minéralisation. La
dégradation biologique des produits phytosanitaires a été particulièrement étudiée
Partie bibliographique 1
18
sur les différentes strates du sol et principalement dans la couche arable qui peut
contenir jusqu'à 109 germes par gramme de sol (Soulas et Fournier, 1978). Le sol
est composé d'une microfaune bactérienne et fongique qui est impliquée dans tous
ces mécanismes de dégradation.
Mécanismes de la dégradation
La capacité de certains micro-organismes à dégrader des pesticides peut avoir
plusieurs origines. En premier lieu, elle peut résulter de la présence chez les micro-
organismes d’un système enzymatique capable de catalyser une ou plusieurs étapes
de la dégradation d'une molécule. Ainsi Gravrilescu (2005) a montré que les
principaux mécanismes du métabolisme microbien des pesticides sont : l’oxydation,
la réduction et l’hydrolyse. L'oxydation est l’une des réactions les plus importantes.
Les enzymes impliquées dans la biodégradation sont des oxygénases, des
hydrolases, des péroxydases et des lactases qui peuvent fonctionner de façon
combinée (Bollag, 1982 ; Topp et al., 1997).
Des phénomènes de sélection de certaines souches pour leurs résistances à un
xénobiotique peuvent aussi intervenir. Mais, la capacité d'un organisme à dégrader
un produit peut aussi être liée à l'acquisition par la souche de caractères génétiques
nouveaux (Barik et Munnecke, 2003). Les principaux mécanismes de transfert
génétique sont la conjugaison, la transduction et la transformation. L’activation ou
l'acquisition par un micro-organisme d'un nouveau gène lui permet d'assurer la
dégradation totale d'un produit qui ne se transformait que partiellement, ce qui lui
donne un avantage écologique important.
Les gènes responsables de la dégradation des pesticides sont souvent portés par des
plasmides (kumar et al., 1999). En fonction de la nature du pesticide, on est amené
à distinguer deux comportements type chez les micro-organismes dégradant ces
substances : un comportement dit « métabolique » et un comportement dit « co-
métabolique ».
� Le comportement métabolique
Il correspond à la capacité pour un même micro-organisme de dégrader
complètement une partie ou la totalité d'une même molécule de pesticides en
assurant ainsi à la fois l'élimination du toxique et sa propre croissance à partir de
l'énergie et des éléments nutritifs. C’est le cas du champignon Aspergillus niger
Partie bibliographique 1
19
(présent naturellement dans les sols) qui minéralise l’endosulfan, pesticide
organochloré (Bhalerao et Puranik, 2007).
� Le comportement co-métabolique
Ce comportement microbien explique la dégradation de la plupart des pesticides
actuellement commercialisés. Certaines souches microbiennes incapables d'assurer
à elles seules l'ensemble des étapes métaboliques conduisant à la dégradation totale
d'un produit sont cependant susceptibles d'intervenir dans certaines phases de la
transformation (Abdelhafid et Calvet, 1998). Lorsqu'elles peuvent assurer les
premières étapes de celle-ci, il y a presque toujours une disparition de l'effet
biologique initial du produit. Cependant, il y a alors un risque d'accumulation de
produits intermédiaires éventuellement toxiques pour certains organismes non
ciblés. Heureusement, le plus souvent, d'autres souches microbiennes sont alors
capables de poursuivre la transformation jusqu'à la destruction totale de la molécule
(Schrijver et De Mot, 1999 ; Pietro et al., 1992).
Influence des facteurs environnementaux
Des facteurs liés à l'environnement et aux caractéristiques propres du pesticide
peuvent influencer sa dégradation (Topp et al., 1997). Malgré le fait que les
différents facteurs puissent interagir entre eux, leurs effets sont généralement
considérés individuellement.
Il existe différents paramètres influençant la dégradation des pesticides :
� la nature du sol (structure, texture, flore microbienne, oxygénation, matières
organiques),
� la teneur en eau. L'eau est un solvant pour le pesticide et est essentielle pour
son transport dans la cellule,
� la température (optimale entre 20 et 30 °C). L'activité de la microfaune est le
résultat d'un ensemble de réactions enzymatiques dont les cinétiques sont
modifiées par la température (Krieger et al., 2000). Au-delà d'un certain
seuil, la température peut avoir un effet défavorable et au-dessus de 50° C,
la plupart des germes ne peuvent plus se développer,
� Le pH peut conditionner l'activité de la microfaune en agissant sur l'état
d'ionisation des enzymes, modifiant ainsi leur affinité pour le substrat (Hundt
et al., 1998).
Partie bibliographique 1
20
Les caractéristiques physico-chimiques des molécules phytosanitaires peuvent
influencer leurs dégradations. La structure chimique d'un pesticide détermine son
comportement physique, sa toxicité, et sa valeur nutritive pour les micro-
organismes capables de le dégrader (Lal, 1983).
I.1.3. La stratégie française en matière de réduction de la pollution par les produits
phytosanitaires
La stratégie française est fondée sur une démarche combinée de prévention et
d'action contre les contaminants. Elle focalise son attention sur la recherche de la
protection des personnes et des milieux susceptibles d'être exposés vis-à-vis de
l'ensemble des produits phytosanitaires. Elle évalue les risques de pollutions diffuses
ou accidentelles, en vue de mettre en oeuvre des programmes basés sur la
prévention des pollutions ponctuelles et diffuses (pratiques agricoles raisonnées,
choix de produits moins toxiques, dispositifs de protection,…), le renforcement de
l’aspect réglementaire et la gestion des toxiques dont le traitement des effluents
agricoles.
I.1.3.1. La réglementation
Les produits phytosanitaires ne peuvent être mis sur le marché qu'après l'obtention
d'une autorisation de vente. Cette dernière n'est accordée que si le produit respecte
les exigences strictes contenues dans la directive 91/44/CEE entrée en vigueur en
1993. Ainsi, c'est aux industriels que revient la responsabilité de préciser les
conditions agricoles, phytosanitaires et environnementales spécifiques dans lequel le
produit peut être utilisé ou doit être utilisé (article 16, directive 91/44/CEE) (Klein
et Goedicke, 1993).
En France, jusqu'en 2006, la réglementation sur les produits phytosanitaires faisait
essentiellement référence au code de la santé publique et au code de
l'environnement. Par exemple, selon le Décret 89/3 de janvier 1989 découlant de la
Directive 80/778/CEE de juillet 1980 relatif aux eaux destinées à la consommation
humaine, les pesticides et les produits apparentés, tels que les insecticides
organochlorés persistants, organophosphorés et carbamates, les herbicides, doivent
avoir des valeurs de concentration inférieure ou égale aux valeurs de référence. Ces
références de qualité sont les suivantes : 0,1 µg.L-1 par substance individuelle (sauf
pour quatre d'entre elles : l’aldrine, la dieldrine, l’heptachlore et l’époxyde
Partie bibliographique 1
21
d’heptachlore, pour lesquelles la limite applicable est de 0,03 µg.L-1, ce qui
correspond à la valeur guide de l’OMS) et de 0,5 µg.L-1 pour le total des pesticides
quantifiés.
De même, dans le but d'optimiser la surveillance de la qualité des eaux de captage,
la Loi sur l'eau (directive 98/83/CE) a mis en place des périmètres de protection des
captages d'eau potable. L'article 216/6 du code de l'environnement interdit le rejet
dans les cours d'eau de toute substance pouvant entraîner des effets nuisibles sur la
santé et des dommages sur la faune et la flore. Ce dispositif réglementaire est
complété par une série d'Arrêtés (432/2, 212/1 à 7 du code de l'environnement).
En matière de gestion des déchets phytosanitaires, la Directive 91/689/CEE du 12
décembre 1991 relative aux déchets dangereux inclue les déchets constitués de
produits phytopharmaceutiques (ou phytosanitaires). Ces déchets sont d'ailleurs
considérés comme Déchets Industriels Spéciaux (DIS). Il est donc formellement
interdit d'abandonner des déchets (emballages souillés, ...) dans le milieu naturel
ou de procéder à leurs brûlages à l'air libre. En ce qui concerne les emballages de
produits phytosanitaires, la société ADIVALOR (agriculteurs, distributeurs,
industriels pour la valorisation des déchets agricoles) prend en charge leurs
collectes, leurs valorisations et leurs éliminations.
Depuis le 12 septembre 2006, L’arrêté relatif à la mise sur le marché et à l’utilisation des
produits visés à l’article L 253-1 du code rural, fixe une réglementation sur l’utilisation et
le rejet des pesticides. Cela concerne les dispositions relatives à l’utilisation des produits,
à la limitation des pollutions ponctuelles, aux zones non traitées au voisinage des points
d’eau, et aux conditions à respecter pour l’épandage, la vidange et le rinçage du matériel
de pulvérisation. La dernière partie, décrit les dispositions relatives aux procédés de
traitement des effluents phytosanitaires et en particulier les modalités pour qu’un
procédé puisse être inscrit dans la liste des systèmes autorisés (n°219 Bulletin Officiel du
Ministère de l’écologie et du développement durable ; Annexe 1).
I.1.3.2. Réduction et récupération des volumes d’effluents
Depuis la parution en 2000 du Référentiel Production Intégrée du raisin par l’ITV
(Institut de Technologie de la Vigne), la démarche « production raisonnée » se
développe dans l'ensemble des régions viticoles (Rochard et al., 2001). La limitation
de l'impact environnemental des produits phytosanitaires passe par l'adaptation des
pratiques viticoles. Dans le cadre de la protection intégrée des cultures, la
Partie bibliographique 1
22
viticulture s’oriente vers un mode de production qui associe à la fois des traitements
ciblés et basés sur une observation de la parcelle. En parallèle, la pratique du
rinçage à la parcelle se développe et est soutenue par les structures institutionnelles
(Rochard et al., 2001). Le rinçage à la parcelle en fin de traitement phytosanitaire
entre dans le cadre des Bonnes Pratiques Agricoles (BPA). Cette pratique préconisée
par les organismes institutionnels, tels que le CORPEN, consiste à diluer le volume
résiduel de bouillie phytosanitaire avec un volume d’eau au moins égal à 10 % du
volume nominal de la cuve ou au moins égal à cinq fois le volume résiduel diluable.
Le volume obtenu est ensuite pulvérisé sur une parcelle déjà traitée ou sur une zone
enherbée éloignée des points d'eau. Pour un fonds de cuve de 5 litres et un rinçage
en deux étapes les quantités résiduelles de produits peuvent être divisées par 200
(Debuissons, 2003).
La construction d'une aire de remplissage, de lavage et de collecte des effluents de
produits phytosanitaires est fortement recommandée. Il s'agit d'une surface
bétonnée située à proximité du local de stockage des produits phytosanitaires et à
l'écart des habitations ou des points d'eau. En amont de la cuve de collecte, un
dégrillage est réalisé au niveau du regard. Un déshuileur couplé à un dessableur doit
également être mis en place afin de retenir les hydrocarbures, les fractions de terre
et les débris végétaux éventuels présents sur le tracteur. Les déversements de
produits sur l'aire de lavage (effluents) sont collectés dans la cuve. Le volume de la
cuve est fonction du type de pulvérisateurs employés, du nombre de rinçages
effectués et du volume d’eau employé qui peut être très variable (10 à 30 L). La
cuve de stockage des effluents peut être reliée à un système de traitement. En
général, on peut considérer 0,2 à 0,3 m3 d’effluent par ha de vigne et par an
(Mietton-Peuchot, 2003).
I.1.3.3. Le traitement des effluents phytosanitaires
La dernière partie de l’arrêté du 12 septembre 2006 du Bulletin Officiel du Ministère de
l’écologie et du développement durable (Annexe 1) décrit les dispositions relatives aux
procédés de traitement des effluents phytosanitaires et en particulier les modalités pour
qu’un procédé puisse être inscrit dans la liste des systèmes autorisés. Actuellement, dans
le cas de la procédure, plusieurs procédés sont validés par le Ministère de l'écologie et du
développement durable pour le traitement des effluents phytosanitaires.
Partie bibliographique 1
23
Le Tableau I.2 présente la liste des procédés de traitement des effluents phytosanitaires
validés. Les dispositifs d'épuration reposent sur trois principes de base :
� Destruction par incinération d'un concentrat obtenu par coagulation
floculation, par filtration et, ou osmose inverse,
� Dégradation des matières actives phytosanitaires par oxydation avancée,
� Dégradation biologique des molécules.
Tableau I.2. Liste des procédés de traitement des effluents phytosanitaires reconnus comme efficaces
par le MEDD (BO du Ministère de l'Ecologie du Développement Durable, 15 mars 2007).
Nom du
procédé
Détenteur
Types
procédés
Pré-
traitement utilisation
mise en
place Validation
Limite
d'efficacité
Déchets dangereux
générés
Durée de
traitement
minimum retenu
PHYTOPUR®
Michael
Paetzold
Osmose
inverse Oui
Viticulture
arboriculture
Propre ou
prestations 5 ans 2°<T° opt <45°
Boues de
prétraitement
membranes et filtres
500 à 650 l/h
SENTINEL®
Alba
environnement
(Distributeur
pour WMEC)
Floculation Oui Viticulture
arboriculture
Propre ou
prestations 5 ans
Concentration en
substances
actives < 0,5 %
Filtres et boues de
traitement 100 à 500 l/h
BF BULLES®
Alpha-o Filtration Oui Viticulture
Propre ou
prestations 5 ans
Ne pas apporter
des effluents
concentrés
Boues de
prétraitement et filtre 1000 ou 1800 l/h
PHYTOCAT®
Résolution
Photo
catalyse Oui
Viticulture
cultures
légumières
ZNA
Propre ou
prestations
5 ans (après
un an suivi
écotox)
Tenir hors gel Filtres et papiers
usagés 15 jours (0,5 m3)
PHYTOMAX®
Agro
Environnement
SA
Photo
catalyse Oui
Viticulture
arboriculture
Propre ou
prestations
5 ans (après
un an suivi
écotox)
Tenir hors gel
Boues de
prétraitement filtre et
papiers usagés
30 jours
PHYTOBAC®
Bayer
Cropscience
Lit
biologique Non
Toutes
cultures
ZNA (zone
non agricole)
Propre 5ans Pas d'apport
massif
Hydrocarbures, débris
végétaux et fractions
de terre issues du
prétraitement si
nécessaire
5 mois de
maturation sans
aucun apport
ADERBIO
STBR2®
Aderbio
Développement
Biologique Oui Viticulture
Arboriculture Propre
5 ans
(après un an
suivi écotox)
Ne pas apporter
des effluents
concentrés
Boues de traitement 30 jours
(continu)
VITIMAX®
Agro
environnement
SA
Biologique
boues
activées
Oui Viticulture Propre 5 ans
Pas d'apport
massif nuisible à
la vie
microbienne
Boues de
prétraitement
Une saison, hors
période activité
vinicole
Partie bibliographique 1
24
Les procédés basés sur la concentration des produits phytosanitaires utilisent des
floculants et/ou des coagulants dans la cuve de stockage de l'effluent pour éliminer
les matières en suspension. Les boues issues de ce prétraitement sont récupérées et
sont traitées par incinération en centres agréés comme Déchets Industriels Spéciaux
(DIS).
Le surnageant obtenu après prétraitement est récupéré pour être épuré par un
procédé complémentaire:
� Filtration SENTINEL® et BF BULLES® : ces deux procédés utilisent du
charbon actif comme adsorbant. Il s'agit d'un transfert d'une phase liquide
contenant l'adsorbat (pesticides) vers une phase solide avec rétention des
solutés à la surface du charbon actif appelé adsorbant. En traitement de
finition du traitement des effluents viticoles, l’adsorption sur charbon actif
permet d’éliminer les concentrations résiduelles en produits phytosanitaires
(Mietton-Peuchot, 2003). Le concentrat de produits phytosanitaires est
évacué en DIS.
� l'osmose inverse PHYTOPUR® est une technique qui consiste à utiliser une
membrane semi-perméable au travers de laquelle, sous l’effet d’une différence de
pression les molécules d’eau diffusent tandis que la plupart des corps dissous
comme les pesticides sont retenus (Mietton-Peuchot, 2003).
Les procédés de dégradation physico-chimiques sont essentiellement des
traitements par oxydation chimique avancée. L'ensemble des technologies
d'oxydation chimique avancée reposent sur la formation de radicaux hydroxyles. Ces
derniers constituent une espèce chimique très réactive capable de transformer des
polluants organiques en composés minéraux. Les procédés d'oxydation avancée
pour le traitement des eaux de rinçage des pulvérisateurs sont des techniques
chimiques et photochimiques reprenant les phénomènes observés dans
l'environnement (Alliot et al., 2000). Les deux procédés actuellement validés par
l'arrêté sont PHYTOCAT® et PHYTOMAX® basés sur le principe de la photocatalyse.
Elle est fondée sur l'absorption de rayonnements ultraviolets par un semi-
conducteur en dioxyde de titane incorporé dans un média solide sur lequel ruisselle
l’effluent. En retournant à son état initial, le semi-conducteur fournit l'énergie
nécessaire à la dégradation des polluants organiques (Rochard et al., 2001).
Partie bibliographique 1
25
Les procédés de dégradation biologiques sont basés sur la capacité des micro-
organismes à dégrader naturellement des molécules organiques. Actuellement, il
existe trois procédés biologiques validés, qui sont :
� Le biobac, appelé également biobed ou PHYTOBAC®, est basé sur le pouvoir
épurateur du sol. L'épuration intervient dans un bac étanche dans lequel est
introduit un mélange de terre, de tourbe et de paille maintenu en conditions
aérobies. Ce dispositif permet l’immobilisation ou la dégradation des
substances actives par des micro-organismes naturellement présents dans les
différents éléments introduits (Alliot et al., 2000). Le sol (terre de surface)
est riche en éléments nutritifs, la tourbe permet l'apport de bactéries et la
paille broyée sert de substrat carboné pour les micro-organismes (Rochard et
al., 2001).
� La station de traitement biologique aérobie en milieu liquide dénommée
STBR2® dégrade les effluents phytosanitaires à l’aide d’une biomasse
bactérienne spécifique. Les micro-organismes fournis sous forme lyophilisée
sont mis en culture et mélangés à l'effluent à traiter (ECOPULVI, 2003).
� Le système VITIMAX® est un procédé d'épuration par boues activées. Le
traitement est suivi d'une décantation à partir de laquelle les boues sont
renvoyées dans le bassin d’aération (Rochard et al., 2001). Le procédé a pour
principe de traiter les effluents phytosanitaires grâce aux boues activées des
unités d’épuration vinicoles. Dans le domaine des effluents vinicoles,
l’appellation « boues activées» traduit essentiellement une forte charge
volumique mais ne correspond pas aux valeurs conventionnelles de forte
charge massique. En effet, les concentrations de boues atteintes après
quelques semaines dans les bassins sont suffisamment élevées (5 à 10 g
MES.L-1) pour maintenir les charges massiques à des valeurs inférieures à
0,35 kg DBO5.MVS-1.j-1, et le plus souvent aux environs de 0,25 kg
DBO5.MVS-1.j-1. La pollution engendrée par les caves vinicoles a un caractère
saisonnier très marqué: forte pointe lors des vendanges, activité soutenue
jusqu’en janvier-février, et très peu de rejets de mai à août. C’est pendant la
période de faible rejet que la station d’épuration est utilisée pour traiter les
effluents phytosanitaires. Les procédures de validation de ce système se sont
effectuées à la même période que le travail de recherche présenté (validation
en mars 2007).
Partie bibliographique 1
26
I.1.3.4. Le contrôle de l’épuration
Pour les effluents phytosanitaires traités par un des procédés décrits, des analyses
écotoxicologiques sont demandées avant d’autoriser le rejet dans le milieu naturel.
Le terme « écotoxicologie » a été introduit par Truhaut en 1969 et était dérivé des mots
«écologie» et «toxicologie». Jusque-là, les études de toxicologie environnementale
concernaient principalement les effets néfastes des toxiques sur l’homme.
L’écotoxicologie prend ainsi en compte les effets des produits chimiques dans le contexte
de l’écologie. Un test écotoxicologique est un essai expérimental déterminant l’effet d’un
ou de plusieurs produits sur un groupe d’organismes sélectionnés, dans des conditions
bien définies (Keddy et al., 1994).
Ces tests utilisent différents outils pour mesurer la toxicité d’un produit. Le moyen le plus
communément utilisé est la mesure de la mortalité ou de la reproduction, mais il y a un
intérêt croissant dans l’utilisation de paramètres plus sensibles. Les effets biochimiques,
physiologiques, reproductifs et comportementaux peuvent aussi apporter des mesures de
la toxicité. La plupart des tests de toxicité apportent une estimation de la dose de
matières toxiques qui affecte 50 % de la population.
Les mesures les plus communes sont la EC50, c’est-à-dire la concentration en toxique qui
engendre un effet à 50 % par rapport au témoin, ainsi que la NOEC « No Observed Effect
Concentration », la concentration de toxique maximale qui ne cause pas d’effet. Si les
tests sont effectués sur des « end points » autre que la mortalité, par exemple sur le
poids ou les réserves énergétiques, alors on définit une EC50. L’EC50 est la concentration
de polluant affectant 50 % de la population. En outre, selon le plan expérimental et les
concentrations de toxique choisies, d’autres valeurs peuvent être utilisées, comme la ECx
(avec x=20 par exemple). Ces termes sont illustrés sur la Figure I.5.
Partie bibliographique 1
27
Figure I.5. Courbe dose-réponse d’un polluant des tests écotoxicologiques.
Ces tests de toxicité ou bioessais, demandés par l’Arrêté du 12 septembre 2006 se
réalisent sur une durée très courte (par rapport au temps de génération de l’organisme).
Ils impliquent généralement des concentrations élevées du polluant : De ce fait, les effets
à long terme des faibles concentrations ne sont pas mis en évidence. En effet, pour
exemple, l’EC50 du Diuron obtenu avec le test de bioluminescence de Vibrio fisheri (30
minutes) est 10 fois plus élevé que l’EC50 obtenu avec le test d’inhibition de la mobilité de
Daphnia magna (24 heures).
Les tests les plus utilisés en milieu aquatique et validés par l'arrêté du 12 septembre
2006 relatif à la mise sur le marché et à l’utilisation des produits phytosanitaires sont :
o Inhibition de la mobilité de Daphnia magna (norme NF ISO 6341)
Daphnia magna est un crustacé vivant à l'état naturel dans des points d'eau douce
stagnante. Ce micro-organisme se nourrit de phytoplancton et zooplancton en filtrant
l'eau. Le test est réalisé sur produit liquide ou lixiviat frais, en condition contrôlée (à
20°C). On mesure à 24 heures le taux d'immobilisation d'une population de Daphnia
magna pour différentes concentrations du produit étudié dans le milieu de culture. Le test
comprend un essai préliminaire et un essai définitif. La sensibilité du matériel biologique
est contrôlée par un test au dichromate de potassium qui permet de calculer une
immobilisation corrigée tenant compte de l'état physiologique de la population de
Daphnia magna. Les résultats sont donnés sous la forme d’EC50 qui est la concentration
en substance active efficace pour l'immobilisation de 50 % d'un lot de Daphnia magna
soumis au test pendant une période d'exposition déterminée (24 heures).
NOEC EC20 EC50
Concentration en polluant
Effe
t su
r le
s m
icro
-org
anis
me
s e
n %
0
20
50
Partie bibliographique 1
28
o Inhibition de la croissance de Pseudokirchneriella subcapitata (norme NF
ISO 8692)
On utilise l'algue Pseudokirchneriella subcapitata en phase exponentielle de croissance,
en présence d'éléments nutritifs, sous lumière blanche continue et dans un milieu agité à
23 °C. Les concentrations testées sont définies par un essai préliminaire conduit en 48 ou
72 heures. Au bout de 72 heures, l'inhibition de la croissance est mesurée.
I.1.4. Conclusion
Dans le cadre de la viticulture intégrée, une gestion optimale des reliquats et des
eaux de rinçage de pulvérisation s'est avérée obligatoire suite à l'Arrêté du 12
septembre 2006 du Ministère de l'écologie et du développement durable.
L'adaptation et la gestion de la pulvérisation peuvent permettre de réduire à la source
des déchets de produits phytosanitaires. Cependant, compte tenu des spécificités
viticoles, il a été développé différents concepts d'aires de lavage associés à des
traitements d'épuration. Le traitement des produits phytosanitaires a pu être envisagé
car les molécules développées par les firmes sont de plus en plus biodégradables.
En effet, les propriétés intrinsèques des produits phytosanitaires (solubilité, volatilité,
polarité) sont des facteurs clés pour leurs dégradations chimique et biologique. Pour
certaines molécules, ces mécanismes de dégradation ont été largement étudiés dans le
milieu naturel.
Des procédés physico-chimiques homologués peuvent permettre l’élimination des
pesticides : la coagulation-floculation est utilisée en prétraitement pour limiter les
concentrations du traitement ultérieur ; l’osmose inverse permet la concentration des
résidus et la photocatalyse est un procédé de dégradation des matières actives
organiques.
Une des alternatives à ces procédés est l’utilisation de procédés biologiques (biomasse
spécifique ; biobed) ou boues activées qui sont plus respectueux de l'environnement et
moins coûteux en énergie.
Partie bibliographique 2
29
PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE 2
Traitement biologique par boues activées
I.2.1. Généralités
I.2.1.1. Description du procédé par boues activées
La Figure I.6 présente schématiquement le procédé d'épuration par boues activées.
Le réacteur biologique aérobie ou bassin d'aération contient les micro-organismes
qui assurent l’épuration. Des bactéries, des protozoaires, parfois des champignons,
des rotifères et des nématodes constituent essentiellement la microfaune, appelée
communément boues activées. Les bactéries constituent le groupe le plus important,
responsable principalement de l'élimination de la pollution et de la formation de
petits amas appelés flocs. Le mélange d'eau usée et des flocs bactériens est
nommée liqueur mixte. L'air fourni au niveau du bassin permet l'apport d'oxygène
aux micro-organismes et le brassage des flocs. La séparation de l'eau épurée et de
la boue est assurée par un clarificateur, cette opération étant rendue possible par la
décantabilité des flocs. Une partie des boues séparées est réinjectée dans le bassin
d'aération afin de maintenir une masse biologique constante et suffisante pour
entretenir le procédé.
Figure I.6. Principe du procédé d’épuration par boues activées.
I.2.1.2. Les différentes origines de pollution et normes de rejet
Les effluents sont des milieux très complexes et sujets à de grandes variabilités en
composition, concentration, débit et température. La caractérisation d'une eau usée
se fait par l'analyse de certains paramètres globaux.
Prétraitement
Extraction des boues Recirculation des boues
Effluent épuré
Partie bibliographique 2
30
� La pollution d'origine carbonée :
Les principales mesures pour évaluer la pollution d’un effluent sont la DBO5, la DCO
et le COT. L'épuration naturelle étant un phénomène biologique, la caractérisation
de la pollution de l'eau par les besoins respiratoires des bactéries épuratrices est
représentée par la Demande Biochimique en Oxygène (DBO). La mesure la plus
fréquemment employée est celle de la DBO mesurée après cinq jours à 20 °C, et qui
correspond à la durée nécessaire pour l'oxydation des composés organiques
carbonés contenus dans un échantillon, en CO2 et H2O. c'est une mesure de la
matière organique biodégradable, on la note DBO5 (Norme NF EN 1899-1).
Cependant, la présence de matières organiques difficilement oxydables par voie
biologique, font que la DBO5 doit être accompagnée par la mesure de Demande
Chimique en Oxygène (DCO)(Norme NF T 90-101). Cette mesure de DBO5 est
difficile à utiliser et à exploiter dans le cas d’effluents toxiques qui peuvent inhiber
fortement l’activité des micro-organismes sur 5 jours. La demande chimique en
oxygène représente l'oxygène nécessaire à l'oxydation de tout le matériel
organique, sous réserve que celui-ci soit oxydable. Le rapport DBO5/DCO représente
la biodégradablilité de la matière organique carbonée. En général celui-ci est
compris entre 1,5 et 2,5 pour un effluent urbain. On distingue la DCO particulaire de
la DCO soluble déterminée après filtration. La DCO des effluents vinicoles est à
certaines périodes de l’année très élevée, de l’ordre de 10 g.L-1. Les deux mesures
peuvent être complétées par la mesure du Carbone Organique Total ou COT. Cette
mesure peut être combinée avec les deux autres, le rapport DCO/COT variant alors
de 0,6 à 4 pour un effluent urbain.
� Autres paramètres:
Le phosphore est présent sous forme dissoute et colloïdale (orthophosphate assimilé
par les bactéries durant leur phase de croissance) et sous forme particulaire qui
regroupe le phosphore incorporé dans les organismes ainsi que le phosphore associé
à des particules minérales. On définira le Phosphore Total (PT) ainsi que le
phosphore provenant des orthophosphates (P-PO43-). Une eau usée est caractérisée
par sa teneur en azote total (NT) englobant les différentes formes d'azote. C'est-à-
dire l'azote réduit ou Kjeldhal (NTK) et l'azote oxydé sous forme de nitrite (NO2-)
ou/et de nitrate (NO3-). L'azote total comprend l'azote ammoniacal et l'azote
organique. Les effluents vinicoles sont déficients en azote (N-assimilable <10 mg.L-
1) et le rapport classiquement considéré en effluent urbain (DBO5/N/P = 100/1/0,1)
n’est pas respecté sur les unités de traitement biologique des effluents vinicoles
(Gomez et al., 1999). En effet, il n’y a généralement pas de réajustement en azote.
Partie bibliographique 2
31
D'autres paramètres comme le pH, la turbidité, la conductivité et les matières en
suspension caractérisent un effluent. Les normes de rejet sont données dans
l’annexe 2. Elles fixent les exigences épuratoires minimales et les plus fortes ainsi
que les dépassements autorisés sur les unités d’épuration.
I.2.1.3. Paramètres spécifiques du procédé par boues activées
Les paramètres suivants servent à caractériser le traitement par boues activées.
� La concentration en biomasse :
Les trois paramètres couramment utilisés sont les matières en suspension (MES),
les matières sèches (MS) et les matières volatiles (MVS).
- Les Matières En Suspension (MES) en g.L-1, représentent les particules organiques,
les particules minérales, les cellules actives et les débris cellulaires du surnageant et
de la liqueur mixte.
- Les Matières Sèches (MS) en g.L-1, correspondent à l'ensemble des matières en
solution et en suspension.
- Les Matières Volatiles Sèches (MVS) en g.L-1, désignent la fraction organique des
matières sèches. Ce paramètre est assimilé à la fraction de la matière vivante.
� les charges :
Si on note QEB, le débit journalier d’eau brute à traiter, V le volume de la liqueur
mixte et S la concentration en substrat à l'entrée de l’unité exprimée en DBO5 ou
DCO avec X la concentration de la liqueur mixte exprimée en MES, MS ou MVS, il est
possible de définir les charges, volumique et massique qui caractérisent une unité
d’épuration (Praderie, 1996).
La Charge Volumique (Cv) ou charge organique, représente la masse de pollution
arrivant journalièrement sur la station par unité de volume de bassin. Cv est
exprimé en Kg/(m3.j.).
La Charge Massique (Cm) est le rapport entre la masse de pollution entrant
journalièrement dans la station et la masse de boues contenue dans la station.
En traitement biologique, les charges volumique et massique sont associées
(Tableau I.3).
QEB S
V Cv=
Cv
XCm= =
QEB S
VX
Partie bibliographique 2
32
Tableau I.3. Charges massique et volumique.
Faible charge
aération prolongée moyenne charge forte charge
Cm (Kg DBO5/KgMES.j) Inférieur à 0,07 Entre 0,15 et 0,4 Entre 0,4 et 1,2
Cv (Kg DBO5/m3.j) Inférieur à 0,40 Entre 0,5 et 1,5 Entre 1,5 et 3
Les unités de traitement biologique d’effluents vinicoles sont dimensionnées pour
des moyennes ou faibles charges mais les charges sont en réalité très variables au
cours de l’année.
� Autres paramètres :
Le Temps de Rétention Hydraulique (TRH) correspondant au temps de passage de
l'effluent dans la station est exprimé généralement en heure (h).
Le Temps de Rétention (TR) ou âge de la boue (θ) est le rapport entre la masse de
boues contenue dans la station sur la masse de boues extraite par jour (j). Qp est le
débit de purge ou d'extraction et Xp la concentration de purge ou d'extraction.
I.2.2. Caractérisation et composition du floc biologique de boues activées -
comportement face à un toxique
En réacteur biologique, les systèmes bactériens développant des cultures en
suspension sont les plus utilisés. Ils sont constitués de matières inertes et de
biomasse agglomérée grâce aux polysaccharides exogènes des bactéries (Massé,
2004). Le plus couramment employé pour citer ces agglomérats est le terme de floc.
La caractérisation du système boues activées passe par la caractérisation des deux
principaux constituants, à savoir la population microbienne et les constituants du
floc.
I.2.2.1. Caractéristiques de la population microbienne
La biomasse active au cours du processus d'épuration biologique par boues activées
est d'une grande complexité. Il s'agit d'une véritable culture mixte (mélanges
QEB
V TRH =
Qp Xp
VX θ =
Partie bibliographique 2
33
d’eaux usées et de flocs) composée de nombreuses espèces différentes soumises à
des phénomènes biologiques très divers. Les processus biologiques par boues
activées mettent en jeu des réactions en chaîne de libération d'énergie
(catabolisme) et de synthèse cellulaire (anabolisme). Le catabolisme fournit
l'énergie nécessaire à la biosynthèse. Pour la réaction d'anabolisme, il est
nécessaire de fournir une source de carbone à la cellule pour la synthèse des
constituants cellulaires. Selon la forme chimique du carbone utilisé, et d'une façon
plus générale, les besoins nutritionnels de la microfaune, les micro-organismes
épurateurs, ont été classifiés (Edeline, 1993). La présence d'une culture bactérienne
dans le bassin d'aération entraîne le développement d'une microfaune composée
principalement d'organismes prédateurs et est représentée par les protozoaires et
les métazoaires. L'ensemble de ses micro-organismes composent ainsi l'édifice
biologique de la station d'épuration. Les principales relations au sein du peuplement
biologique sont complexes et basées sur des relations de prédation, de compétition
voire de cannibalisme (Figure I.7).
Figure I.7. Principales relations au sein de l’édifice biologique boues activées.
Cette population biologique se développe et subit une pression sélective entre les
différentes espèces. A titre d'exemple, le dénombrement d'une population prélevée
sur une station biologique activée dans le domaine de l'aération prolongée et avec
un fonctionnement stable est le suivant :
� Métazoaires (1 à 5.105 individus/litre de boues)
� Protozoaires (107 individus/litre de boues)
� Bactéries (1012 individus/litre de boues)
SUBSTRAT =
Matière organique
BACTERIES
PROTOZOAIRES METAZOAIRES
Transformation de la pollution
PRODUCTEURS PRIMAIRES
Clarification de l’eau interstitielle
PREDATEURS
���� Sens Prédateur - Proie
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34
Les espèces bactériennes les plus souvents présentes dans les boues activées sont
les Pseudomonas, Flavobacterium, Achromobacter, Chromobacterium, Azotobacter,
Micrococcus, Bacillus, Alkaligenes, Arthobacter, Acinobacter, Mycobacterium,
Aeromonas, Nocardia et Lophomonas (Pitter et Chudoba, 1990). Ces micro-
organismes unicellulaires, de différentes formes (sphérique, cylindrique,...), ont une
taille de l'ordre de quelques microns (de 0,5 à 5 µm), à l'exception des bactéries
filamenteuses de longueur souvent supérieure (de 10 à plus de 500 µm). Les
bactéries présentes dans les boues activées sont pour la plupart aérobies
facultatives, gram négatif, mobiles et provenant essentiellement du sol ou des eaux
(Calner et al., 1999). Les bactéries jouent un rôle essentiel dans l'épuration
biologique par rapport aux autres organismes. Il est basé essentiellement sur la
croissance floculée des bactéries. Ce type de croissance est obtenu dans des
conditions bien précises du métabolisme bactérien. De plus, elles sont caractérisées
par une grande surface d'échange avec le milieu extérieur, des vitesses de
multiplication élevées, des richesses enzymatiques importantes et de grandes
possibilités d'adaptation aux différents paramètres physico-chimiques.
La microfaune est composée d'animaux microscopiques de population importante
puisque l'on dénombre des populations de l'ordre de 107 individus par litre de
liqueur mixte aérée. Elle est essentiellement représentée par :
- Des protozoaires qui peuvent composer jusqu'à 5 % du poids sec des matières en
suspension, de taille moyenne comprise entre 5 à 300 µm et de forme très variable,
- Des métazoaires, organismes multicellulaires de taille pouvant être supérieure au
millimètre.
La très grande majorité de la microfaune des boues activées est bactériophage mais
certains organismes peuvent participer à l'assimilation directe de la matière
organique (cas de quelques flagellés) ou être prédateurs d'autres protozoaires. Dans
la plupart des cas, les bactéries doivent être facilement disponibles donc présentes
dans le milieu interstitiel ou à la surface du floc, bien que certains protozoaires ou
métazoaires se nourrissent de bactéries situées à l'intérieur du floc (holotriches,
rotifères). La microfaune biologique participe également à l'affinage du processus de
traitement des eaux par une ingestion très importante de bactéries de l’eau
interstitielle et produit une grande quantité de mucus qui contribue à la formation
des flocs. La microfaune biologique est répertoriée en annexe 3. L'analyse
écologique de la microfaune apporte certaines informations relatives aux conditions
de fonctionnement d’une station d'épuration. Par exemple, le profil biologique de la
boue est fonction de la charge appliquée (Tableau I.4). On peut ainsi rencontrer
Partie bibliographique 2
35
certaines espèces communes aux trois types de boues activées mais avec une
fréquence d’apparition toutefois plus importante pour un procédé fonctionnant sous
de fortes charges. Généralement, on retient que pour les fortes charges, ce sont les
protozoaires qui constituent l'espèce majoritairement représentée (Vorticelles,…). En
faible charge, ce sont les métazoaires (rotifères, nématodes,…), ainsi que certains
protozoaires ciliés qui sont le plus souvent observés (Eikelboom, 1981).
Tableau I.4. Classification de la faune des boues activées en fonction de la charge massique
(Verdy, 1987).
Types d’organismes Présence en
forte charge
Présence en
moyenne charge
Présence en faible
charge
Bacteries +++ ++ ++
Flagellées ++ ++ +
Holotriches ++ ++ +
Péritriches ++ ++ +
Hypotriches + ++ ++
Nématodes - + +
Rhyzopodes - - +
Rotifères - - ++
Oligothètes - - +
Gastrotriches - - +
Tardigrades - - +
Le vieillissement de la boue joue un rôle dans l'évolution de la microfaune. Le
schéma classique de l'évolution (Figure I.8) donne tout d'abord l'apparition des
formes libres puis fixées, suivie par les formes exploitant la matière organique
stabilisée. En résumé, les bactéries et les flagellés précèdent les ciliés libres puis
fixés. Les rotifères apparaissent en dernier lieu (Verdy, 1987).
Figure I.8. Evolution des populations des boues activées d’après Verdy (1987).
Fin de traitement Aération prolongée
Nombre de Micro-organismes
Age de la culture
1
2 34
5
Début de traitement Phase transitoire
1 Bactéries
Flagellés
Ciliés libres
2
3
4
5
Ciliés fixés
Rotifères
Partie bibliographique 2
36
I.2.2.2. Caractéristiques d’un floc
Les boues activées sont constituées de flocs de matière inerte et de biomasse
assemblée grâce aux polysaccharides des bactéries (Massé, 2004).
I.2.2.2.1. Structure et nature d’un floc
Figure I.9. Représentation schématique du floc bactérien (Urbain et al., 1994).
C2+
C2+
C2+
C2+Cations divalents
Particules minérales
Polymères exocellulaires
PO4n-
OH
COO-
N+
Site hydrophobe
-
n
Partie bibliographique 2
37
Les boues activées sont constituées de micro-organismes, de particules
inorganiques (phosphates, silicates,...), de cations multivalents ainsi que de
polymères exocellulaires de masse moléculaire élevée (figure I.9). Les flocs sont
constitués de micro-colonies de l'ordre de 5 à 15 µm (Li et Ganczarczyk, 1988). Le
floc, souvent chargé négativement, est le résultat d'interactions physico-chimiques
entre des micro-organismes (principalement des bactéries), les particules minérales
(silicates, oxydes de fer,...), de polymères exocellulaires et de cations multivalents.
Les cations divalents, du moins Ca2+ et Mg2+, ayant des affinités spécifiques avec
chacun des polymères, sont en quelque sorte des agents de liaison (Urbain et al.,
1993). Cette structure complexe présente différents niveaux d'organisation. La
présence des exopolymères garantit les interactions entre toutes les particules. Ces
polymères sont un mélange complexe de polysaccharides aminés ou phosphatés, de
protéines et d’ADN ; ce qui donne une charge globale négative à la paroi cellulaire
(Liu et Huang, 2005 ; Neyens et al., 2004 ; Tsuneda et al., 2003). Avec la présence
de charges positives telles que le magnésium ou le calcium, une liaison entre les
parois cellulaires voisines est assurée, même si cette force d’interaction demeure
faible (de l'ordre de 6kJ/mol). Quelques caractéristiques physico-chimiques comme
la taille, la surface de contact, la forme, la teneur en eau, la porosité,
l’hydrophobicité de la paroi cellulaire et le type et la quantité d’exopolymères,
conditionnent au niveau microscopique les propriétés de décantation des boues
(Liao et al., 2001 ; Willen et al., 2003). La formation des flocs dépend des contacts
entre les différentes sous particules qui les constituent et qui fixeront l'attitude de
décantation (Metcalf et Eddy, 1969). Les flocs présentent une structure peu dense
et hétérogène (densité comprise entre 1,02 et 1,06) dont la cohésion est assurée
par des liaisons de type hydrogène et de type Van Der Walls. Il existe également
des interactions électrostatiques (répulsives ou attractives), hydrophobes-
hydrophobes, hydrophiles-hydrophiles (Willen et al., 2003).
La proportion entre le nombre de cellules et les polysaccharides exocellulaires est
différent selon le floc considéré. Le floc n'est donc pas le résultat de l'association
d'un nombre défini de sous éléments dont les rapports entre eux resterait identique
(floc=(bactéries, particules,...) X n) (Urbain et al., 1993). La Figure I.10, représente
un exemple de floc obtenu durant l'épuration des eaux usées par boues activées.
Partie bibliographique 2
38
Figure I.10. Photographie au microscope optique (X100) de flocs de boues activées.
I.2.2.2.2. Rôle des composés exocellulaires dans la formation d’un floc
Les polymères exocellulaires retrouvés dans la formation du floc peuvent avoir des
origines différentes ; ils peuvent avoir été relargués par les micro-organismes
(protéines, ADN, polysaccharides, et lipides) mais ils peuvent venir directement de
l’effluent à traiter (cellulose, acides humiques,...). Les polymères libérés par les
bactéries n'ayant pas tous la même origine, leur caractérisation est parfois délicate
car il existe plus de 1000 composés impliqués dans la formation de métabolites
(Daigger et Grady, 1982).
Les polymères produits par les micro-organismes proviennent :
� Des composés libérés par les micro-organismes et de leur interaction avec un
nouvel environnement,
� Des composés produits lors de la métabolisation du substrat au cours de la
croissance des micro-organismes,
� Des composés relargués durant la lyse et la dégradation des micro-
organismes (Chudoba, 1985).
Les premiers sont produits dans le but de rétablir un équilibre des concentrations au
travers de la membrane cellulaire. Il est possible que ce relargage évite
l'accumulation au sein de la cellule de métabolites intracellulaires dont la trop forte
concentration aurait un effet inhibiteur (Daigger et Grady, 1982).
Les polymères relargués durant les périodes de croissance et de multiplication ont
en effet deux origines :
- Alors que de nouvelles cellules sont créées, les anciennes structures sont
modifiées et les fragments issus de ces modifications sont rejetés dans le milieu de
culture ; ils correspondent également à des composés intracellulaires que libèrent
les bactéries (Hejzlar et Chudoba, 1986).
Partie bibliographique 2
39
- Dans le deuxième cas, c'est-à-dire lors de la lyse des cellules, les composés
relargués par les micro-organismes correspondent à leurs contenus et dont certains
ne peuvent pas être utilisés par les cellules encore viables comme substrat. Ils
constitueraient une partie de ce qui est appelée la « DCO dure » en traitement des
effluents.
Bien que produits dans des conditions différentes, les polymères bactériens ont une
composition identique car ils contiennent les mêmes sucres, les mêmes acides
aminés (Hejzal et Chudoba, 1986). Tous ces composés se retrouvent dans les
polysaccharides à partir desquels sont formées les enveloppes et les parois des
cellules bactériennes. Ainsi, on retrouve donc dans le milieu des composés
complexes de polysaccharides, de phospholipides et de protéines. On fait souvent la
distinction entre les polymères, considérés comme assimilables par les micro-
organismes, et ceux non assimilables car peu biodégradables. Les composés issus
essentiellement des parois cellulaires (les polysaccharides extracellulaires) sont très
dominants et sont considérés comme non biodégradables alors que les composés
issus de la cellule (acide nucléique,...) sont facilement assimilés par les micro-
organismes. Les polymères extracellulaires sont indispensables à la formation du
floc et influencent également la décantabilité de la suspension et son aptitude à la
dégradation. Toute mise en place d'un procédé basé sur un système biologique doit
prendre en compte la formation de ces produits bactériens, susceptibles de modifier
la décantation, la dégradation mais aussi la qualité de l’effluent à traiter.
Andreadakis (1993) note que la présence de ces polymères en grande quantité peut
être gênant. Leur libération trop abondante et leur accumulation entraîne une
détérioration des propriétés relatives à la décantabilité et la floculation de la
suspension. Ainsi, Liu et Huang (2005), ont observé le même phénomène sur des
boues activées nourries avec de l’acétate durant 20 jours. Il est remarqué une
corrélation positive (R2=0,943) entre la biofloculation et les concentrations en EPS
inférieures à 5,5 mg COT.g-1 MS. Pour des concentrations supérieures à 5,5 mg
COT.g-1 de MS est observée une corrélation négative entre la biofloculation et les
concentrations en EPS (R2=0,771). L'accumulation de ces polymères dans le milieu
de culture peut également être responsable d'une diminution des vitesses
spécifiques de dégradation du substrat (Chudoba, 1985). Il semblerait que cette
inhibition provienne de l'accumulation de métabolites particuliers de nature humique
qui seraient partiellement adsorbés sur les flocs par interaction avec les
polysaccharides et les exopolymères et qui entraînerait le recouvrement des cellules
(Souza Melo, 1984).
Partie bibliographique 2
40
I.2.2.3. Incidence des pesticides sur l’épuration biologique
L’évolution des procédés de traitement biologique par boues activées a permis
d’envisager l’épuration de toxiques tels que les pesticides. Actuellement, peu de
publications traitent de l’épuration biologique des molécules phytosanitaires. Les
publications concernant cette dégradation étudient principalement l’effet des
herbicides (triazines,..) sur la biomasse active des boues activées. Différentes
études sur la dégradation des herbicides par boues activées ont montré que la
majorité étaient dégradés à plus de 90 %. Ainsi, les phénoxyl-acides (2,4-DP, MCPP,
MCPA, …) sont dégradés après acclimatation des micro-organismes à environ 98 %
(Gonzales et al., 2006 ; Ziper et al., 1999). Zipper et al. (1999) ont utilisé le 2,4-D
comme source d’énergie et de carbone pour le développement de cultures
bactériennes. Nitschke et al. (1999) ont quant à eux démontré que les phénoxy-
acides (mécoprop) sont dégradés à 100 % par boues activées et que l’effluent rejeté
n’est pas toxique pour le milieu environnemental. Le lindane est dégradé de 67 à 91
% par boues activées municipales. Il a été remarqué une diminution importante des
matières en suspension de la liqueur mixte, soit une diminution de la biomasse
active, ce qui n’affecte pas la demande chimique en oxygène (96 %) et l’azote total
(98 %) (Kipopoulou et al., 2004). De plus, seulement 0,1 à 2,8 % du lindane est
concentré dans les boues. La diminution de biomasse a été aussi constatée par
Visvanathan et al. (2005), observant une diminution de 10 % avec une dégradation
d’environ 99 % du pentachlorophénol.
La biomasse active dégradant les molécules phytosanitaires semble être de nature
bactérienne. Hirooka et al. (2006) ont montré que les micro-organismes dégradant
les toxiques en composés minéraux sont : Pseudomonas spp., Acaligenes spp.,
Azotobacter spp., Rodococus spp., Phaerochaere spp. et Chriptococus spp. Par
contre, Barik et Munnecke (1984) montrent que certains herbicides comme les
triazines (terbutylazine) et les phénylurées (isoproturon) ont un pourcentage de
dégradation ne dépassant pas 20 %. Ils ne sont pas dégradés, mais absorbés
directement à la surface du floc des boues activées (Nitschke et al., 1999).
Des procédés de traitement anaérobies ont été développés pour la digestion de
différents fongicides. Ces procédés utilisent majoritairement des boues issues de
traitements municipaux qui sont acclimatées aux différents toxiques. Ces procédés
sont aussi efficaces que les procédés de traitement aérobies (Parker et al., 1994).
Les organochlorés comme le pintachlorophénol sont dégradés à plus de 99,5 %
(Schen et al., 2005) mais on remarque une modification de la structure des flocs par
Partie bibliographique 2
41
l’apparition de bactéries filamenteuses et de flocs plus denses (Ribarova et al.,
2002). Les triazines non dégradées par boues activées, sont dégradées à environ 90
% (atrazine) malgré une diminution significative de 50 % de la biomasse active
(Ghosh et al., 2001). La nature du substrat peut influencer la dégradation. Ainsi, la
dégradation du malation, du glusation et du dimétioate, en présence de glucose est
accélérée d’approximativement 50 % (Barik et Munnecke, 1984). Le pH de la boue
activée influence la dégradation. Pour exemple, le dodémorphe, à des pH inférieurs
à 7, se dégrade moins facilement par le procédé car sa solubilité dans l’eau diminue
(Vorkamp et al., 2003).
La dégradation en laboratoire de différents pesticides par des souches de bactéries a
également été étudiée. Le glyphosate (500 mg.L-1) a notamment pu être dégradé
par Pseudomonas spp. à 96 % (Heitkamp et Adams, 1992). L’alicarbe peut être
dégradé totalement par des bactéries après quatre jours de contact (Kok et al.,
1999). D’autres études utilisant des mélanges de micro-organismes ont permis la
dégradation du DNOC et du 2,4-DNP. Ces micro-organismes sont des souches issues
du sol tels que Chlamidomonas spp. , Anabanea spp.,… (Hirooka et al., 2006 ; Gisi
et al., 1997).
En fonction de la nature du pesticide, des métabolites présents et de la micro-faune
qui compose les boues, l’efficacité des traitements est très variable. La difficulté est
de déterminer les conditions optimum des traitements biologiques des molécules
phytosanitaires.
I.2.3. Mécanismes de transfert et de réaction d’une culture microbienne
I.2.3.1. Transfert du substrat à travers un floc
Dans le cas particulier du procédé par boues activées, le substrat, avant de parvenir
à proximité de la cellule, doit pénétrer le floc (Figure I.11).
Partie bibliographique 2
42
Figure I.11. Schéma d’un floc bactérien.
Aux mécanismes traditionnels de transfert au niveau de la cellule, s'ajoute le
mécanisme particulier du transfert dans le floc. Ce type de transfert est
essentiellement diffusionnel et le processus peut se faire de différentes manières.
Il est possible de considérer le milieu comme homogène, ce qui signifie que
l'ensemble du floc a une activité apparente uniforme. Le floc semble être un milieu
ou les micro-organismes viables peuvent être répartis uniformément dans un gel
intercellulaire ou chaque micro-organisme le constituant est entouré d'une zone de
métabolisation elle-même entourée d'une zone de transport diffusionnel (Atkinson et
David, 1974). On peut également considérer le floc comme un noyau de cellules
vivantes enveloppées d'une couche de polymères (Evilevich et al., 1978) ou comme
un noyau interne enveloppé de deux zones ; un film liquide et une zone active
(Figure I.12).
Figure I.12. Shématisation du floc selon différents modèles :A. Atkinson et Davies (1974) ; B. Evilevich
et al. (1978) ; C. Rodrigues et al. (1984).
Gel intracellulaire
Zone de métabolisation
Zone de transfert diffusionnel
Enveloppe de biopolymères
Noyau de cellules vivantes
Zone active
Film liquide
Noyau interne
A. B. C.
Métazoaires
Métazoaires
Protozoaires
Protozoaires Vorticelles
FLOC
BACTERIEN
Substrat Bactérie
Partie bibliographique 2
43
I.2.3.2. Transfert et métabolisation du substrat dans un organisme
Au niveau d'une cellule bactérienne indépendante, les mécanismes globaux de
transfert et d'assimilation du substrat, dont la Figure I.13 représente le principe, se
décompose en cinq processus de base (De Souza Melo, 1984) :
Figure I.13. Mécanismes de transfert et de réaction dans une culture bactérienne.
• Transport :
Le transfert externe correspond au mouvement des molécules formant le substrat
au voisinage de la cellule (la mobilité relative de la cellule étant alors essentielle et
prenant une place primordiale). Il est lié au potentiel chimique et aux forces
hydrodynamiques locales influençant l’épaisseur de la couche limite. Le transfert
interne, diffusionnel ou perméatif du substrat à l'intérieur de la cellule via la
membrane permet la métabolisation des éléments nutritifs.
• Adsorption :
Elle correspond aux processus mis en oeuvre par les micro-organismes pour capter
un substrat, essentiellement non soluble, sur la paroi de la cellule ou dans l'espace
périplasmatique ; ce phénomène représente la biosorption.
Adsorption
Hydrolyse
Diffusion
Particule de matière organique en suspension
Substrat soluble Perméation
METABOLISATION DU
SUBSTRAT
INTERIEUR DE LA CELLULE
ENVIRONNEMENT
MEMBRANE
Transfert interne Transfert externe
Partie bibliographique 2
44
• Prédigestion :
La matière organique est ensuite dégradée à l'extérieur de la cellule. La prédigestion
est généralement une hydrolyse (liquéfaction des graisses, des amidons et des
protéines) qui entraîne une solubilisation et une diminution de la taille des
particules ; seules les grosses molécules et les colloïdes étant concernés.
• Perméation :
Le substrat, une fois solubilisé, franchit la membrane cellulaire et pénètre dans la
cellule. Ce transfert peut se faire par diffusion simple ou facilitée grâce aux enzymes
de la membrane cellulaire qui jouent le rôle de transporteur.
• Réaction :
La réaction correspond à la métabolisation du substrat qui se traduit par
l'élimination du substrat, la libération d'énergie et la création de nouveaux
matériaux (nouvelle cellule, métabolites,...). Les deux aspects du métabolisme sont
le catabolisme et l'anabolisme. Le catabolisme correspond à l'ensemble des
réactions qui permettent la récupération d'énergie biologiquement utilisable et la
production de métabolites de base à partir des substrats organiques ou des réserves
cellulaires. L'anabolisme représente l’ensemble des réactions qui permet les
synthèses cellulaires à partir des métabolites de base issus du catabolisme et
d'éléments du milieu (Arnaud et Guiraud, 1993). Chacun de ces types de réaction
fait intervenir des enzymes qui sont des catalyseurs spécifiques.
Un produit phytosanitaire sera biodégradable si lors de toutes ces étapes, il ne
perturbe pas de façon définitive le fonctionnement de la cellule.
I.2.4. Modélisation des cinétiques de réaction
Il existe une multitude de modèles plus ou moins complexes qui rendent compte des
phénomènes de transfert de réaction (anabolisme, catabolisme, relargage,
viabilité,...). Ces modèles peuvent être regroupés de différentes façons, par
exemple selon leur domaine d'application. La plupart des modèles concernant les
procédés biologiques sont basés sur le modèle de MONOD (1942).
I.2.4.1. Rappel du modèle de MONOD
Monod (1942), analysant la courbe de croissance bactérienne d'une culture pure, a
proposé d'exprimer la vitesse spécifique de croissance (µ) en fonction de la
Partie bibliographique 2
45
concentration en substrat (S) à l'instant (t) par une relation empirique déduite, par
analogie de l'équation établie par Michaelis et Menten pour les enzymes :
Où :
µ vitesse spécifique ou taux de croissance (T -1)
µmax vitesse spécifique maximale ou taux de croissance maximale (T -1)
S concentration en substrat au temps t (M L-3)
X concentration en biomasse au temps t (M L-3)
Ks concentration seuil -valeur de S pour laquelle µ=µm/2 (M L-3)
Rx= dX/dt vitesse de formation de biomasse (M L-3 T-1)
Rs= dS/dt vitesse de consommation du substrat (M L-3 T-1)
Y rendement ou taux de conversion
Ce modèle décrit très bien la phase de croissance exponentielle ainsi que le début
de la phase de ralentissement d'une culture pure mais également celle, sur le plan
qualitatif tout au moins, d'une culture mixte (Wisniewski, 1994). La phase de déclin
n'est toutefois pas décrite par le modèle de Monod. L'introduction d'une constante
de décès Kd dans l'équation 1 permet de remédier à cette insuffisance (Lendenman
et al., 2000). Cette phase de déclin correspond à une forte carence en substrat
initial voire à une modification complète des ressources organiques dans le milieu
par accumulation de métabolites secondaires.
I.2.4.2. Spécificité des autres modèles
De nombreux modèles permettent de décrire la croissance bactérienne en condition de
substrat limitant. Dans le Tableau I.5., Les modèles appliqués au procédé par boues
activées ont été rassemblés (Lendenman et al., 2000). Toutes ces équations établissent
une relation entre le taux spécifique de croissance µ et la concentration en substrat
limitant S. Aujourd'hui, Le modèle de Monod est encore largement utilisé pour décrire la
croissance microbienne dans les procédés biotechnologiques. Néanmoins, cette équation
a souvent été remise en question, c'est pourquoi plusieurs modèles alternatifs ont été
proposés. Le problème inhérent à la plupart de ces modèles reste l'évaluation précise des
données expérimentales pour la validation des différents modèles de croissance. Chaque
modèle a une forme proche du modèle de Monod mais ceux qui en sont dérivés, sont
plus complexes que celui-ci.
µmax S
Ks +S µ = Rx = µ. X Rs = (µ/Y) . X
1. 2. 3.
Partie bibliographique 2
46
Tableau I.5 : Modèles applicables à la cinétique des boues activées.
T, constante de saturation dans le modèle de Teissier; x, constante déterminée expérimentalement dans le
modèle de Moser; Ki, constante d'inhibition dans le modèle de Haldane; m, maintenance; L, constante de
diffusion dans le modèle de Powell.
SK
S
S
max +µ=µ
Monod (1942)
))T
Sexp(1(max −−µ=µ
Teissier (Gaudy et al., 1967)
)SK1
1(
S
max χ−χ ⋅+µ=µ
Moser (1958) i
2
S
max
K
SKS
S
++µ=µ
Haldane (1930)
mSK
S)m(
S
max −+
+µ=µ
Herbert (Lendenman et al., 2000)
++⋅⋅−
⋅++µ=µ
2S
Smax )SLK(
SL41
L2
SLK
Powell (Lendenman et al., 2000)
Plusieurs auteurs ont comparé ces modèles entre eux en calculant les constantes du
modèle correspondant. Pour cela, ils ont fait varier les substrats, le milieu de croissance
ou la méthode de détermination des paramètres. Ainsi, Gaudy et al., (1967) ont comparé
le taux de croissance pour des boues activées alimentées par du glucose en utilisant
deux modèles différents. Dans ce cas, suivant les conditions expérimentales le taux de
croissance (µmax) est compris entre 0.36 h-1 pour le modèle de Monod et 0.68 h-1 pour le
modèle de Teissier et Moser. Kumaran et Paruchuri (1996) ont comparé les modèles de
Monod et de Haldane pour des monocultures (Acinetobacter, Pseudomonas) et des
cultures mixtes pour la biodégradation du phénol et ont observé le même phénomène.
Les valeurs trouvées pour µmax dans ces conditions se situent entre 0.3 h-1 pour le
modèle d’Haldane et 0.7 h-1 pour le modèle de Monod. La variation observée entre les
modèles est légère pour la détermination du taux de croissance pour Lendenman et al.,
(2000) qui ont comparé les modèles de Monod, Herbert, Powell et Teissier pour des
cultures d'Escherichia coli pour la dégradation du galactose (Tableau I.6). La variation
observée dans les mêmes conditions expérimentales pour les différents modèles n’est
que de 0,1 dans la détermination du µmax. Les variations sont observées pour la
constante Ks.
Tableau I.6. Paramètres cinétiques quantifiés par différents modèles (Lendenman et al., 2000).
Modèles µmax (h-1) Ks (µg.L-1)
MONOD 0,920 98,2
HERBERT 0,762 72,6
POWELL 0, 764 73,3
TESSIER 0,603 63,7
Partie bibliographique 2
47
La comparaison des différents modèles permet de conclure que le modèle de Monod est
le modèle le plus adapté pour décrire la croissance microbienne d'une monoculture et
caractériser la consommation d'une source unique de carbone. Il s'avère cependant que
ce modèle est aussi le plus utilisé pour décrire les procédés à boues activées. C'est
d'ailleurs le modèle le plus largement rependu pour calculer les constantes biologiques
d'une boue activée.
I.2.4.3. Utilisation actuelle du modèle de Monod pour la dégradation des
toxiques
Peu de publications utilisent le modèle de Monod pour étudier la dégradation d’un toxique
par une biomasse. En effet, les molécules toxiques testées à des concentrations
importantes ne sont pas considérées comme un substrat mais comme un inhibiteur de la
biomasse. Cependant, quelques auteurs considèrent un composé toxique comme un
substrat biodégradable. Ainsi, Beltrame et al. (1982) utilisent une solution qui contient
2,4-dichlorophénol (DCP) comme substrat pour des boues activées en conditions stable.
La boue adaptée est capable de dégrader le DCP, sans évidence d'inhibition de la
biomasse jusqu’à une concentration de 156 mg.l-1 de DCP.
I.2.5. Conclusion
Les modèles relevés dans la littérature sont pour la plupart délicats à utiliser,
notamment les modèles qui prennent en compte les divers processus d’assimilation
du substrat. Leurs difficultés sont souvent liées au nombre élevé de paramètres plus
ou moins ajustables auxquels ils font appel pour décrire les différents processus.
Nous retiendrons surtout que la description d’un même mécanisme ou du
comportement d’une culture peut être représentée par un très grand nombre de
modèles qui dépendent chacun des hypothèses émises pour représenter au mieux la
réalité. Dans le cas de la détermination des paramètres cinétiques, le choix d’un
modèle est donc délicat. Il dépend bien évidemment des paramètres que l’on juge
importants dans le type d’étude considéré mais également des moyens mis à
disposition pour l’acquisition des données concernant la croissance et l’activité de la
biomasse.
CHAPITRE II
MATERIELS ET METHODES
Matériels et Méthodes
48
MATERIELS ET METHODES
Afin de mettre en évidence la biodégradabilité des molécules phytosanitaires
l’utilisation de différents pilotes a été nécessaire. Par ailleurs, la mise en place de
tests écotoxicologiques ainsi que de nouvelles méthodes d'analyse des résidus
phytosanitaires a été réalisée.
II.1. Description des pilotes
II.1.1. Bioréacteur
Le bioréacteur reproduit les conditions d'un bassin d'aération d'une station d'épuration
par boues activées. Le bioréacteur Braun® d’une capacité de 30 litres est agité par 3
turbines de Rushton et aéré par une couronne perforée. Plusieurs sondes lui sont
associées afin de réguler et contrôler divers paramètres : pH, oxygène, température,
niveau et présence de mousse. Ces capteurs sont couplés à des pompes permettant
d'alimenter le milieu en anti-mousse ou en substrat, d'extraire des boues, d'injecter une
base (soude) et un acide (acide sulfurique) pour réguler le pH (Figure II.1).
Figure II.1. Schéma du bioréacteur de 30 L.
Tous les paramètres tels que le débit d'air, la concentration en oxygène dissous, la
vitesse d'agitation, le pH, la température et le débit des pompes, sont pilotés par une
unité de configuration directement reliée au bioréacteur ou par un ordinateur.
Niveau
Température pH
Oxygène
Mousse
AIR
Effluent à traiter, Q
Liqueur mixte, Q
Base
Acide
(H SO
Matériels et Méthodes
49
II.1.2. Jar-test aéré
Un jar-test est utilisé pour déterminer l’incidence de différents paramètres (concentration en
phytosanitaires, nature des molécules,…) (Figure II.2). Doté de pales rotatives, d’un
régulateur d’agitation qui contrôle le nombre de rotations par minute, d’un minuteur, et de
bulleurs destinés à apporter l’oxygène nécessaire à la respiration des boues, ce dispositif
permet d’appliquer les mêmes modalités de fonctionnement à six béchers de un litre. La
concentration en oxygène est mesurée par une sonde plongée régulièrement dans les béchers
(LDO HACH Lange).
Figure II.2. Schéma du jar-test aéré.
II.2. Molécules phytosanitaires
II.2.1. Concentrations des pesticides
Après un rinçage à la parcelle, la cuve de pulvérisation contient un effluent phytosanitaire
dont les concentrations en matières actives ont été calculées selon la méthode suivante.
En fin de pulvérisation des produits phytosanitaires, il reste un volume résiduel en fond
de cuve estimé à 10 L. La cuve de rinçage doit avoir une capacité de 10 % du volume
total de la cuve du pulvérisateur (300 L), soit 30 litres. Le viticulteur ajoute les 30 Litres
d’eau claire au volume du fond de cuve et pulvérise à nouveau le mélange. Il reste alors
un fond de cuve de 10 litres. Le viticulteur revient sur son domaine et lave son
pulvérisateur avec un volume d’eau claire égal à 5 % du volume total de la cuve, soit 15
Minuteur
Régulateur d’agitation
air
Bécher
Pale d’agitation
Matériels et Méthodes
50
Litres. Ces eaux de lavage constituent l’effluent à traiter. Le calcul des concentrations en
pesticides après un rinçage à la parcelle est reporté dans l’annexe 4.
II.2.2. Les matières actives phytosanitaires
Les pesticides sélectionnés sont utilisés principalement dans le traitement chimique
des vignes de la région Bordelaise. Les molécules sont définies après avoir étudié
chez des viticulteurs plusieurs cahiers de traitement. Chaque groupe de molécules
phytosanitaires est représenté. Tous les pesticides sont fournis par plusieurs
industriels (OPTIMAGRO, CAPISCOL, BASF, SYNGENTA, CEREXAGRI, MONSANTO et
BAYER-CROPSCIENCE). Pour réaliser les différentes expérimentations, des matières
actives phytosanitaires pures (FLUKA) et des produits phytosanitaires commerciales
sont utilisées. Le Tableau II.1 correspond à la liste des matières actives pures et
leurs concentrations sont calculées pour un rinçage à la parcelle. Le Tableau II.2
présente les matières commerciales utilisées dans le Chapitre III.partie 2. Afin de
représenter au mieux un effluent viticole réel, les concentrations ont dû être
ajustées en tenant compte du nombre d’applications probable sur la vigne de chacun
des produits commerciaux.
Tableau II.1. Matières actives phytosanitaires pures
Matières Actives Formule chimique Famille chimique Activité Concentrations à
un rinçage à la parcelle (mg.L-1)
Azoxystrobine C22H17N3O5 strobilurine fongicide 170 Chlorpyriphos éthyl C9H11Cl3NO3PS organo-phosphoré insecticide 260
Cymoxanil C7H10N4O5 amide fongicide 800 Cyprodinil C14H15N3 pyrrole fongicide 1000
Difénoconazole C19H17Cl2N3O3 triazole fongicide 20 Dimétomorphe C21H22CINO4 dérivé acide cinnamique fongicide 200
Diuron C9H10N2OCl2 urée substituée herbicide 990 Fludioxonil C12H6F2N2O2 pyrrole fongicide 330
Folpel C9H4Cl3NO2S imide fongicide 1000 Fosétyl aluminium C6H18AlO9P3 organo-phosphoré fongicide 1010
Glyphosate C3H8NO5P organo-phosphoré herbicide 720 Hexaconazole C14H17Cl2N3O triazole fongicide 170
Mancozèbe [-SCS.NHCH2CH2NHCS.S.Mn-]x
(Zn)y carbamate fongicide 110
Oryzalin C12H18N4O6S toluidine herbicide 130 Quinoxyfène C15H8Cl2FNO quinoléine fongicide 34 Vinchlozoline C12H9NO3Cl2 Imide fongicide 500
Matériels et Méthodes
51
Tableau II.2. Matières commerciales phytosanitaires
Concentrations à un rinçage à la parcelle Matières
commerciales Matières actives Formules chimiques matières actives
(mg.L-1)
matières commerciales
(mg.L-1)
Cymoxanil C7H10N4O3 50 ANTEOR
Folpel C9H4Cl3NO2S 428 640
MANGEOS Alphamétrine C22H19NO3Cl2 4 60
BOUILLIE
BORDELAISE Sulfate de cuivre CuSO4 40 200
FLUDIOSOUFRE Soufre S 693 700
SCALA Pyriméthanil C12H13N3 50 50
CASCADE Flufénoxuron C21H11ClF6N2O3 17 17
Mancozèbe [-SCS.NHCH2CH2NHCS.S.Mn-
]x (Zn)y 614 EPERON
PEPITE Méfénoxam C15H21NO4 37
960
MICROTHIOL Soufre S 2510 3410
FORUM Dimétomorphe C21H22CINO4 128 128
Diquat C12H12N2 67 GRAMOXONE
Paraquat C12H14N2 22 89
ROUNDUP Glyphosate acide C3H8NO5P 768 768
ALIETTE EV Fosétyl aluminium C6H18AlO9P3 168 210
Cyprodinil C14H15N3 192 SWITCH
Fludioxonil C12H6F2N2O2 128 512
Les propriétés des matières actives utilisées sont répertoriées dans le Tableau II.3.
(FOOTPRINT, 2007). Ces paramètres sont nécessaires pour l’exploitation des
résultats de toxicité et de biodégradabilité des pesticides dans les liqueurs mixtes.
Le coefficient de partage octanol/eau (Log P) est important car il traduit le caractère
lipophile de la molécule et donc sa tendance à la bioaccumulation en particulier, si le
Log P est supérieur à 3. On considère que la molécule est polaire si le Log P est
inférieur à 1,5 et non polaire s’il est supérieur à 4-5. Koc est le coefficient de
partage carbone organique/eau. Il définit le potentiel de rétention des matières
actives sur la matière organique du sol.
Matériels et Méthodes
52
Tableau II.3. Propriétés des molécules actives phytosanitaires
Masse
moléculaire g.mol-1
Hydrolyse à pH=7
Solubilité eau
(mg/L)
Koc (mg/g)
Log P
EC50
(48 h) daphnies (mg/L)
EC50 (96 h) algues (mg/L)
Azoxystrobine* 403,4 stable 6,7 423 2,5 0,26 0,36 Chlorpyriphos 350,6 stable 1,4 6925 4,7 0,017 0,48 Cyprodinil* 225,3 non persistant 13 1706 4 0,22 2,6 Cymoxanil 198,2 non persistant 890 145 0,67 27 0,231 Diquat 344,1 stable 718 000 2 184 750 -4,6 1,2 0,011 Difénoconazole* 406,3 stable 15 3 760 4,2 0,77 1,2 Dimétomorphe 387,9 modérée 0,03 348 2,68 10,6 29,2 Diuron* 233,1 stable 35,6 1067 2,87 5,7 0,0027 Folpel* 296,6 non persistant 0,8 304 3,02 0,68 10 Flufénoxuron 488,8 persistant 0,043 3200 4,01 0,000065 0,00395 Fludioxonil 248,2 stable 1,8 145405 4,12 1,1 0,092 Fosétyl d'aluminium 354,1 stable 110000 1703 -2,1 100 5,9 Glyphosate* 168,1 instable 10500 21699 3,2 11 4,4 Hexaconazole* 314,2 modérée 18 1040 3,9 2,9 1,7 Mancozèbe* 271,2 stable 6,2 2000 1,33 0,073 1,1 Oryzalin 346,4 stable 2,5 600 3,73 1,4 51 Paraquat 186,3 stable 620000 1 000 000 -4,5 4,38 0,00023 Pyriméthanil* 199,3 stable 121 301 2,84 2,9 1,2 Quinoxyfène* 308,1 instable 0,047 22929 4,66 0,08 0,027 Soufre 32,1 stable 0,001 2255 0,23 5000 100 Sulfate de cuivre 249,2 148000 -0,17 2,3 0,026 Vinchlozoline 286,1 non persistant 3,4 100 3,02 3,65 1,02
* molécules dont les métabolites sont identifiés (Annexe 5).
II.3. Méthodes d’analyses
II.3.1. Analyses de l’effluent initial et traité
Les analyses de différents paramètres physico-chimiques permettent d’évaluer
l’efficacité des traitements biologiques.
La demande chimique en oxygène « DCO » : la DCO est quantifiée selon la
microméthode HACH-Lange et approuvée par l’USEPA. Cette méthode repose sur une
minéralisation des matières organiques de l’effluent à 150°C, pendant deux heures en
présence de réactifs adéquats (dichromate de potassium, sulfate d'argent et Mercure). La
mesure repose sur la réduction des ions dichromates (Cr2O72-) en ion chrome (Cr3
+). A la
fin de la minéralisation, la couleur de l’échantillon est fonction de l'excès de dichromate.
La mesure est effectuée à l'aide d'un spectrophotomètre de longueur d'onde610 nm.
Le carbone organique total « COT » : le COT est mesuré par la méthode directe
développée par la société HACH-Lange. La méthode repose sur une acidification (0.4 ml
solution tampon, pH 2.0) puis une minéralisation (persulfate ; 105 °C pendant 2 h) de
l'échantillon pour transformer le carbone organique en dioxyde de carbone. Pendant la
minéralisation, le dioxyde de carbone produit diffuse dans une solution d'indicateurs de
pH. En fin de minéralisation, l'intensité colorante proportionnelle à la quantité de CO2
formé est mesurée à l'aide d'un spectrophotomètre de longueur d'onde 600 nm.
Matériels et Méthodes
53
Les matières en suspensions « MES » : la mesure de la concentration en MES est
faite selon la méthode normalisée AFNOR NF-T 90-105. La méthode consiste à filtrer
sous vide un volume de suspension connu sur un filtre en fibres de verre préalablement
pesé (WATHMANN GF 1,2 µm). Le filtre ainsi obtenu est séché à l’étuve à 105 °C pendant
24 heures, refroidi au dessicateur puis pesé. La concentration en MES est ainsi donnée
par différence entre les deux pesées, ramenée au volume filtré.
La turbidité : Elle désigne l’intensité du trouble d’une solution. Elle se mesure à l’aide
d’un turbidimètre (HACH-Lange). Les mesures sont effectuées sur les surnageants
obtenus après ½ h de décantation. La valeur obtenue est exprimée en unité de turbidité
néphélométrique (NTU).
Dosage du phosphore total « Pt » et de l’orthophosphate « PO43 -» : le Pt et le
PO43- sont mesurés par la méthode directe développée par la société HACH Lange. Le
phosphore présent sous formes organique et inorganique est converti en orthophosphate.
Le pré-traitement de l'effluent par le persulfate en milieu acide à chaud (150 °C pendant
30 min) permet l'oxydation et l'hydrolyse de ces composés. PO43 -réagit avec le
molybdate en milieu acide pour produire un complexe phosphomolybdate. Ce complexe
est alors réduit par l'acide ascorbique (0,4 mL). A la fin de la réaction, l'intensité
colorante est mesurée à l'aide d'un spectrophotomètre à 600 nm de longueur d'onde.
Dosage de l’adénosine-5-triphosphate « ATP » : l’ATP est mesuré par la
méthode directe développée par la société BIOTRACE. La méthode utilise un
préleveur d'échantillons sous forme de bâtonnet ; AQUA-Trace. Le bâtonnet de
prélèvement liquide contient tous les réactifs. En présence de l’ion Mg2+, d'ATP et de
dioxygène, la luciférine est oxydée sous l'action de la luciférase en oxyluciférine
avec production de lumière. La lumière émise par la réaction enzymatique est
mesurée par un bioluminomètre Uni-Lite BIOTRACE®.
Dosage des Substances Polymériques Exocellulaires « EPS » :
- Dosage des protéines et des substances humiques
Les protéines sont dosées suivant la méthode de Lowry modifiée par Frolund (1995). Elle
consiste à former un complexe entre les liaisons peptidiques et le sulfate de cuivre
CuSO4, en milieu alcalin. Ce complexe réduit alors les acides phosphomolybdiques et
phosphotungstiques du réactif Phénol-Folin-Ciocalteau pour donner un second complexe
de couleur bleue, mesuré au spectrophotomètre à 750 nm. Toutefois, lors de l’utilisation
de cette méthode, Davis (1988) met en évidence des interférences lors de la lecture au
Matériels et Méthodes
54
spectrophotomètre dues aux substances humiques. Frolund et al. (1995) ont modifié
alors la méthode établie par Lowry pour prendre en compte les substances humiques
dans la mesure des protéines. Cette méthode est basée sur la mesure du développement
de couleur en présence et en l’absence de CuSO4. En présence de CuSO4, aussi bien les
protéines que les substances humiques sont dosées. En l’absence de CuSO4, le
développement de couleur est dû aux composés humiques et aux acides aminés
chromogènes, alors que la coloration développée par l’albumine de sérum bovin (BSA)
est réduite de 20 % (Frolund et al., 1995).
A partir des absorbances lues (Abs), il est alors possible de déterminer l’absorbance des
protéines et des substances humiques:
Abs totale avec CuSO4 = Abs protéines + Abs substances humiques
Abs totale sans CuSO4 = 0,2*Abs protéines + Abs substances humiques
Des deux premières équations, il vient :
Abs protéines = 1,25* (Abs totale avec CuSO4 – Abs totale sans CuSO4)
Abs substances humiques = Abs totale sans CuSO4 – 0,2*Abs protéines
Le protocole opératoire de dosage des protéines et des substances humiques est décrit
dans le Tableau II.4.
Tableau II.4 : Protocole de dosage des protéines et substances humiques
En présence de CuSO4 En absence de CuSO4
5 mL de (F) 5 mL de (H)
+ 1 mL d’échantillon
Homogénéisation au vortex
Repos pendant 10 minutes à température ambiante
+ 0,5 mL de (G)
Homogénéisation au vortex
Repos 15 min à l’obscurité
Homogénéisation au vortex
Repos 15 min à l’obscurité
Lecture à 750 nm contre un blanc réactif
(tampon phosphate)
(A): CuSO4.5H2O (1% m/V)
(B): Tartrate de Potassium et de Sodium (2% m/V)
(C): NaOH (0,2M)
(D): Carbonate de Sodium (4% m/V)
(E): Réactif de Folin (2N)
(F): 49mL (D) + 49mL (C) + 1mL (A) + 1mL (B)
(G): (E) / 2
(H): 49mL (D) + 49mL (C) + 1mL eau + 1mL (B)
Matériels et Méthodes
55
Les concentrations en protéines et en substances humiques sont établies à partir de
gammes étalon réalisées, respectivement, avec de l’albumine de sérum bovin (Sigma
Aldrich) et des acides humiques (Fluka).
- Dosage des polysaccharides
La méthode colorimétrique utilisée est établie par Dubois et al. (1956). L’échantillon est
chauffé en présence d’acide sulfurique et de phénol. Les polysaccharides sont hydrolysés
pendant le chauffage par l’acide sulfurique, puis les monosaccharides sont déshydratés
par le phénol (coloration orange). Le protocole opératoire de dosage des polysaccharides
est décrit dans le Tableau II.5.
Tableau II.5. Protocole de dosage des polysaccharides
Polysaccharides
1 mL de Phénol à 5 % m/V
+ 1 mL d’échantillon
Homogénéisation au vortex
5 mL d’H2SO4 concentré
Bain marie à 100°C pendant 5 min
Repos 30 min à l’obscurité
Lecture à 492 nm contre un blanc réactif (tampon phosphate)
La concentration en polysaccharides est établie à partir d’une gamme étalon réalisée
avec du glucose (D-glucose, anhydrique, 99 %).
Dosage des matières actives phytosanitaires : l'analyse des différentes
molécules actives est réalisée par Chromatographie Liquide Haute Performance
(HPLC) SHIMADZU LC-10 ATVP avec une colonne de séparation Nucléosil C18,
Machrey nagal AG et un détecteur SHIMADZU UV-VIS. La phase mobile utilisée est
présentée dans le Tableau II.6. Pour déterminer les concentrations en matières
actives phytosanitaires dans les effluents, une gamme étalon avec les différentes
molécules à analyser est réalisée. Dans le cas du dosage des matières actives dans
les échantillons d'effluents, un volume de 5 mL d’échantillon est évaporé à sec à 5
°C. le résidu est dilué dans 5 mL de phase mobile. L’échantillon est filtré à 0,45 µm
sur une membrane en polypropylène (PP) avant son injection dans la colonne.
Matériels et Méthodes
56
Tableau II.6. Phase mobile utilisée en HPLC
Les autres molécules sont dosées par le laboratoire, accrédité COFRAC, CARSO
France.
Détermination de la toxicité aiguë par inhibition de « Thamnocephalus
platyurus » : la toxicité est quantifiée selon la méthode Microbiotest®. Ce kit
rapide est basé sur l’ingestion ou non par les crustacés Thamnocephalus platyurus
de microsphères rouges, lorsque les crustacés sont mis en contact avec l’effluent.
Au cours de l’observation, les crustacés qui sont devenus rouges, sont comptés
comme résistants à l’eau polluée (Figure II.3). Pour la détermination du
pourcentage d’inhibition, chaque mesure est triplée.
Matières actives Phase mobile Détecteur UV-VIS Débit
Azoxystrobine Acétonitrile/eau : 50/50 220 nm 1,4 ml/min Chlorpyriphos éthyl Acétonitrile/eau : 80/20 225 nm 1,4 ml/min
Cymoxanil Acétonitrile/eau : 30/70 240 nm 1,4 ml/min Dimétomorphe Acétonitrile/eau acidifiée : 40/60 240 nm 1 ml/min
Diuron Acétonitrile/eau : 50/50 225 nm 1,4 ml/min Fludioxonil Acétonitrile/eau : 50/50 265 nm 1,4 ml/min
Folpel Acétonitrile/eau : 40/60 225 nm 1,4 ml/min Quinoxyfène Acétonitrile/eau acidifiée : 80/20 236 nm 1,4 ml/min Vinchlozoline Acétonitrile/eau : 70/30 225 nm 1,4 ml/min
Matériels et Méthodes
57
Figure II.3. Protocole expérimental du test écotoxicologique.
S : Standard ; T : témoin eau ; E : Echantillon
Crustacés déshydratés + 1 mL d’eau
5 ml d’échantillon ou
5 ml d’eau témoin
S
S
T1 T2 T3
E1 E2 E3
Incubation 40 h. à 25°C
Repos 1 h.
500 µl de crustacés hydratés
S T1 T2 T3 S E1 E2 E3
Microsphères colorantes
Fixateur
S T1 T2 T3 S E1 E2 E3
S T1 T2 T3 S E1 E2 E3
200 µl de microsphères colorantes
Incubation 30 min. à 25 °C
3 gouttes de fixateur et repos 5 min.
Prélèvement de 200 µl placé entre lame et lamelle Observation microscopique (grossissement X100)
Photo d’un crustacé mort lors de la mise en contact avec le toxique.
Photo d’un crustacé après ingestion des microsphères rouges.
Matériels et Méthodes
58
II.3.2. Analyses des boues
Volume de boue « Vb » : Il correspond au volume de boues après 2 h de décantation
de la liqueur mixte dans un cône d’Imhoff. Si le volume de boue décanté est inférieur à
100 mL, alors la quantité de boues présente dans le bioréacteur est insuffisante. Lorsque
le volume est compris entre 100 mL et 750 mL, la quantité de boues présente dans le
bioréacteur est suffisante. Par contre, si le volume est supérieur à 750 mL, il y a un
développement de bactéries filamenteuses ou une trop forte concentration en boues.
Analyse microscopique : l'examen microscopique des boues est effectué à l’aide d’un
microscope équipé d'un système de photographie instantanée. Il permet de déterminer
l’état de floculation des boues et les micro-organismes indicateurs du traitement
biologique des effluents. La présence ou l’absence de certains micro-organismes permet
d’évaluer la qualité de la boue.
Les matières sèches « MS » et les matières volatiles « MVS » : les mesures de la
concentration en MS et MVS sont réalisées selon la méthode normalisée AFNOR NF-T 90-
105. La méthode consiste à prélever un volume de suspension qui est séché à l’étuve à
105°C pendant 24 heures, refroidi au dessiccateur puis pesé. La concentration en MS est
donnée par différence entre les deux pesées, ramenée au volume. La concentration de
MVS est obtenue après calcination du résidu précédent à 550°C pendant deux heures,
refroidi au dessiccateur.
Dosage des matières actives phytosanitaires : l'analyse des différentes
molécules actives est réalisée par Chromatographie Liquide Haute Performance
(HPLC) SHIMADZU LC-10 ATVP avec une colonne de séparation Nucléosil C18,
Machrey-Nagal AG et un détecteur SHIMADZU UV-VIS. La phase mobile utilisée est
présentée dans le Tableau II.6. La méthode d'extraction des molécules
phytosanitaires dans les boues a été mise au point au laboratoire et est décrite sur
la Figure II.4.
Matériels et Méthodes
59
Figure II.4. Méthode d’extraction des matières actives phytosanitaires contenues dans les boues
Les équipements (bioréacteur et jar-test) serviront à étudier l’épuration des effluents par
procédés à boues activées (effluents vinicoles, matières actives et produits phytosanitaires ;
effluents viti-vinicoles de synthèse). Les efficacités d’épuration et les comportements de la
biomasse seront quantifiés par méthodes d’analyses qui ont été présentées dans ce chapitre.
Standard
Ultrasons (5 minutes) +
Agitation mécanique (1 h)
Lyophilisation + Broyage à N2
Extraction dans 20 mL de solvant Dichlorométhane/Méthanol (60/40)
Ultrasons (30 min.) +
Filtration (filtre wathman n°1)
Evaporation des 3 filtrats +
Dosage par HPLC
X 3
Echantillon 100 mL de solution de
pesticide à une concentration de deux
rinçages à la parcelle
100 g de boues concentrées,
10 min. ; 2000 rpm
CHAPITRE III
RESULTATS ET DISCUSSION
Partie résultats et discussion 1
60
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 1
Dégradation biologique des matières actives phytosanitaires
La mise en place de différents procédés d’épuration des effluents viticoles (eau de lavage
des pulvérisateurs) et vinicoles (eau de lavage du matériel vinaire) c’est imposé au
secteur viticole. L’amélioration de la biodégradabilité des pesticides et le développement
des bonnes pratiques agricoles permettent d’envisager le développement d’un procédé de
traitement biologique économique pour le viticulteur. Kipopoulou et al. (2004) ont étudié
la dégradation du Lindane par différents micro-organismes présents dans les boues
activées urbaines et industrielles (agroalimentaires). Ces travaux montrent que la
biodégradation d'un pesticide est un processus complexe qui dépend de l'interaction de
plusieurs facteurs (oxygène, pH, température ou alimentation). La biodégradabilité est
fonction de la structure chimique et de la concentration des composés, de leurs
interactions et des conditions environnementales. Cette partie présente l’effet de chaque
molécule active pure sur des liqueurs mixtes vinicoles produites au laboratoire à partir de
boues d’origine urbaine.
III.1.1. Dégradation biologique des effluents vinicoles
Le but de l’étude de la dégradation biologique des effluents vinicoles est d'évaluer le
potentiel épuratoire du procédé par boues activées de matières organiques facilement
métabolisables. Les différentes analyses physico-chimiques et des observations
microscopiques ont déterminé la capacité de la biomasse à s’acclimater rapidement à un
nouveau substrat.
III.1.1.1. Mode opératoire
III.1.1.1.2. Caractéristiques physico-chimiques et biologiques des
boues activées initiales
Les boues activées sélectionnées pour les expérimentations ont été collectées à
deux reprises (Br1 et Br2) dans un bassin d'aération traitant des effluents urbains à
Latresne (33), France. L’unité est constituée d’étapes physiques et biologiques
traitant en totalité des effluents provenant de rejets urbains.
Partie résultats et discussion 1
61
Tableau III.1. Paramètres initiaux des liqueurs mixtes issues du traitement biologique de Latresne.
Les paramètres physico-chimiques qualifiant la liqueur mixte urbaine sont listés
dans le Tableau III.1. La liqueur mixte initiale introduite dans le bioréacteur 1 (Br1)
à une pollution organique (DCO = 830 mg.L-1), un volume de boues faible signe
d'une bonne décantation car les matières sèches présentes dans le milieu sont de
l'ordre de 9,5 g.L-1. La liqueur mixte introduite dans le bioréacteur 2 (Br2) a une
pollution organique moyenne d'environ 300 mg.L-1, une décantabilité de boues
moyenne (550 mL.l-1) avec une teneur en matières sèches d'environ 3 g.L-1.
Tableau III.2. Observation des micro-organismes des boues activées de Latresne.
X densité faible (<5 organismes/lame) ; XX densité moyenne ; XXX densité forte/abondance (non quantifiable)
Br 1 Br 2
bacteries libres XXX XX
Flocs XXX X
Observations bactéries filamenteuses XXX XXX
petits flagellés XX XXX
grands flagellés
Euglypha X sarcodines thécamébiens
Arcella X
Paramecium x
Holophya X
Litonotus
Chilodomela xx
ciliés holotriches
Trachelophyllum XX
vorticelle pédoncule
court
Opercularia X ciliés peritriches
Zoothammium
Apidisca XXX XX
Protozoaires
ciliés spirotriches Euplote XX
Monogononta X rotifères
Digononta
nématodes Métazoaires
oligotèches Alelosama
Analyses Valeurs initiales Br 1 Valeurs initiales Br 2
Le substrat
DCO 830 ± 86 mg.L-1 326 ± 54 mg.L-1
La biomasse
Volume de boues 350 ± 14 mL.L-1 550 ± 164 ml.L-1
Turbidité 62 ± 19 NTU 12,7 ± 4 NTU
Matières sèches 9,57 ± 0,2 g.L-1 3,08 ± 0,53 g.L-1
Partie résultats et discussion 1
62
D’après la classification des différents micro-organismes présents dans les deux
liqueurs mixtes (Tableau III.2) ; Il est remarqué que la liqueur mixte de Br1 est
plutôt issue d’une unité de traitement à forte charge car la biomasse est importante
avec une dominance de bactéries et de ciliés libres (Vedry, 1996). En parralèle, la
liqueur mixte de Br2 est plutôt de charge moyenne puisque la biomasse active est
composée de ciliés fixés et libres, de sarcodines et de petits flagellés. Ainsi, la
liqueur mixte du bioréacteur 2 est plus variée en micro-organismes que la liqueur
mixte du bioréacteur 1 (Vedry, 1987).
III.1.1.1.3. Protocole d’essai
Les expérimentations sont effectuées sur le bioréacteur de 30 L (chapitre II. 1.1.). Au
cours des expériences, la charge volumique est fixée à 0,9 kg DCO.m-3.j-1 et la biomasse
est maintenue à X= 6 g.L-1 avec une charge massique 0,15 g DCO.g MES-1.j-1.
Lors de l’expérimentation, les paramètres du bioreacteur sont comme suit : 150 tr.min-1,
4 mg O2.L-1, pH=7 à 20 °C. Le volume de liqueur mixte est de 20 litres ; les boues sont
aérées en continu et maintenues en suspension par un agitateur. Deux litres d’effluent
sont soutirés chaque jour et un volume équivalent d’effluent d’entrée est rajouté. Les
boues non utilisées par les analyses sont réintroduites. La Figure III.1 schématise
l’expérimentation.
Expérimentation 1 : L’effluent d’entrée du bioréacteur Br1 est un vin rouge jeune sulfité
et non enzymé représentant un effluent type de soutirage (nettoyage de cuverie). Il est
stocké à – 4 °C pour éviter une prolifération importante des micro-organismes. La DCO
de l’effluent est de 175 g.L-1. L’effluent est dilué pour obtenir 2 L d’effluent pour
alimenter le bioréacteur à une charge volumique de 0,9 g DCO.L-1.j.
Expérimentation 2 : L’effluent d’entrée du bioréacteur Br2 représente un effluent de
nettoyage de filtres produit par une cave vinicole. Il est stocké à – 4°C pour éviter une
prolifération importante des micro-organismes. L’effluent de filtration est dilué pour
obtenir 2 L d’effluent qui servira à nourrir quotidiennement le bioréacteur permettant
d’avoir une charge volumique de 0,9 g DCO.L-1.j. La DCO de l’effluent est de 272 g.L-1.
Les deux effluents type sont ajustés en azote et phosphore pour faciliter la dégradation
des micro-organismes. Le rapport est tel que : DCO/N/P = 150/10/1 (Leon-Cruz, 1999).
Chaque jour, l’effluent d’entrée (2 L) est collectés pour les analyses. Dans les
expériences, les échantillons de liqueur mixte collectée sont séparés en trois aliquotes,
Partie résultats et discussion 1
63
tous analysés indépendamment les uns des autres pour déterminer l'incertitude
expérimentale.
Dans les expériences, les échantillons collectés à plusieurs intervalles de temps ont été
analysés. L’observation de l’épuration s’effectue sur une période de 50 jours. L’évolution
de la biomasse est déterminée en utilisant les Matières Sèches (MS), les Matières En
Suspension (MES), la turbidité et le volume de boues. Pour évaluer la performance du
pilote, la DCO est mesurée dans l'effluent. Pour compléter l’expérimentation, un suivi de
l’évolution des micro-organismes ainsi que de la toxicité est effectué.
Figure III.1. Récapitulatif des expérimentations.
III.1.1.2. Etude de la dégradation des effuents vinicoles
Elle présente l’évolution des paramètres dans le temps pour déterminer
l’acclimatation des boues municipales aux effluents vinicoles afin de nous fournir
une liqueur mixte vinicole stable pour l’étude avec les produits phytosanitaires.
III.1.1.2.1. Evolution de la DCO
La Figure III.2 représente l’évolution de la DCO totale du surnageant au cours de
l’expérimentation 1 et 2.
AIR
bioréacteur V=20 litres de liqueur mixte
2L Effluent vinicole en
entrée / jour
2L de boues activées en sortie/jour
Recirculation des boues
pH non régulé
Vitesse d’agitation =150 rpm
TRH = 10 jours
Oxygène à 4mg.L -1
Expérimentation 1 (BR1)
Effluent de soutirage
100 mL de vin rouge avec 2,9 g de KNO3 et 0,82 g de KH2PO4 complété à 2 litres d’eau minérale
Expérimentation 2 (BR2)
Effluent de filtration
100 mL de vin rouge avec 60 g de levures Saccharomyces cerevisiae, 2 g de bentonite, 50 g de Diatomées (Diatomyl), 2,6 g de KNO3, 0,82 g de KH2PO4 complété à 2 litres d’eau minérale.
Partie résultats et discussion 1
64
Figure III.2. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO) en traitement biologique.
Toute biomasse en présence d’un nouveau substrat subit une phase d’acclimatation qui
est visualisée par les fluctuations de DCO sur la Figure III.2. La biomasse s’adapte et
permet ensuite la réduction de la DCO. Le temps d’adaptation est inférieur à 50 jours. Au
50ème jour, la DCO est de 201 mg.L-1 pour Br1 et de 170 mg.L-1 pour Br2 soit inférieure à
300 mg.L-1 qui est la valeur limite du rejet des effluents vinicoles, conformément à la
législation du décret du 15 mars 1999. Ainsi, les fluctuations de la DCO observées
correspondent au temps d'adaptation de la biomasse. Bouhabila (1999) a observé ce
phénomène dans un bioréacteur à membranes immergées ce qui tend à démontrer que
la variation de la DCO est due à l’acclimatation des micro-organismes.
III.1.1.2.2. Comportement des boues
� Production de boues et variation du pH
Figure III.3. Evolution du volume de boues (Vb) et du pH au cours du traitement biologique.
0
200
400
600
800
1000
1200
0 3 5 7 10 20 27 32 38 49 Temps (jours)
Vb (ml.L-1)
1,00
3,00
5,00
7,00
9,00
11,00
13,00 pH
BR2 (Vb) BR1 (Vb)
BR1 (pH) BR2 (pH)
0
200
400
600
800
1000
0 10 20 30 40 50
Temps (jours)
DCO mg.L-1
BR1 BR2
Partie résultats et discussion 1
65
L’évolution du volume de boues et du pH dans Br1 et Br2 est présentée dans la
Figure III.3. Les mesures sont réalisées à partir du premier jour d’ajout (t = 0) et
suivies pendant 49 jours. Ces mesures permettent de voir rapidement les problèmes
d’un traitement biologique.
Dans les 2 bioréacteurs (Br1 et Br2), le pH se maintient entre 6,5 et 7,5 avec de faibles
variations au cours du temps. Ainsi, sans stabilisation du pH par ajout d’acide ou de base
celui-ci se maintient à un pH neutre (pH = 7).
Dans le bioréacteur Br1, le volume de boues initial est de 350 mL.L-1 dans la liqueur
mixte urbaine. Lors de l’ajout du substrat vinicole de soutirage (T = 0 j), celui-ci
augmente à environ 800 mL.L-1 indiquant une défloculation rapide des micro-organismes
en présence d’un nouveau substrat. Le même phénomène est observé avec la liqueur
mixte du bioréacteur 2, qui a un volume de boues initial à 550 mL.L-1 qui double lors de
l’ajout du substrat vinicole de filtration.
Dès le début du traitement, le volume de boues est relativement élevé puisqu’il est
supérieur à 750 ml et entraîne des difficultés de décantation jusqu’au 20ème jour
environ. Ensuite, le volume de boues diminue progressivement dans les deux cas.
Le volume de boues obtenu dans les deux expérimentations est de quantité
« satisfaisante » pour déterminer l’incidence des pesticides sur la biomasse
(chapitre III.1.2. La dégradation des molécules actives phytosanitaires par boues
activées) puisqu’il est compris entre 400 et 700 mL. La diminution du volume de
boues est due à l’acclimatation des micro-organismes qui s'agglomèrent pour former
des flocs décantables.
� Evolution des Matière Sèches et de la turbidité
L'évolution des matières sèches représente en majorité la biomasse présente dans
les liqueurs mixtes. La Figure III.4, indique que les matières sèches (MS) dans le
Br2 sont relativement stables (4 g.L-1) tout au long du traitement biologique. Par
contre, dans Br1, il y a une chute des teneurs en MS jusqu’à 20 jours de traitement
puis une stabilisation à environ 4 g.L-1 de MS.
Partie résultats et discussion 1
66
Figure III.4. Evolution des teneurs en Matières Sèches (MS) et en turbidité au cours du traitement biologique.
La turbidité représente les matières non décantées dans l'effluent de sortie (Figure III.4).
Dans Br2, La turbidité augmente jusqu'à une valeur maximale au 10ème jour de
traitement (790 NTU) puis diminue progressivement jusqu'à des valeurs de turbidité
inférieures à 200 NTU.
Dans Br1, la turbidité est globalement plus faible tout au long de l’acclimatation (< 604
NTU). Au début (t=0), la turbidité est de l’ordre de 62 NTU pour augmenter rapidement
dès le deuxième jour, signe d’une acclimatation des micro-organismes épuratoires. Après
deux jours en contact avec l’effluent vinicole, la turbidité décroît régulièrement pour se
stabiliser à des valeurs très faibles, de l’ordre d’une dizaine d’unités néphélométriques.
� Aspect microscopique des boues
A la fin du traitement biologique, les boues acclimatées aux effluents vinicoles sont
moins variées en micro-organismes (Tableau III.3 et Tableau III.4). Pour le
bioréacteur 1, en fin de traitement, les flocs sont plus denses. Il y a moins de
bactéries libres, de ciliés et de sarcodines mais une apparition de rotifères.
Cette évolution des micro-organismes est signe d'une aération prolongée et d’un
âge élevé des boues. La présence de métazoaires de la famille des rotifères indique
un fonctionnement stable et une épuration poussée (Calner et al., 1998).
0
2
4
6
8
10
12
0 3 5 7 10 20 27 32 38 49
Temps (jours)
MS (mg.L-1)
0
200
400
600
800
1000Turbidité (NTU)BR1 (MS) BR2 (MS)
BR1 (Turbi) BR2 (Turbi)
Partie résultats et discussion 1
67
Tableau III.3. Observation des micro-organismes des boues activées de l’expérimentation 1.
X densité faible (<5 organismes/lame) ; XX densité moyenne ; XXX densité forte/abondance (non quantifiable)
initial En cours Fin d’acclimatation
bacteries libres XXX XXX X
flocs XXX XX XXX
Observations bacteries filamenteuses XXX X X
petits flagellés XX XX
grands flagellés
euglypha XX
proteus x
hartamanelia X
sarcodines
thécamébiens
arcella XXX X
paramecium xx
holophya X ciliés holotriches
chilodomela XX
vorticelle pédoncule court XXX XX
vorticelle pédoncule long XX ciliés péritriches
epistylis X
Protozoaires
ciliés spirotriches apidisca XX
monogononta X XX Métazoaires rotifères
digononta
L’observation des micro-organismes des boues activées du bioréacteur 2 indique la
présence de bactéries filamenteuses avec une mauvaise floculation. La présence des
bactéries libres n'a pas varié au cours du traitement.
Les protozoaires nombreux en début et en cours de traitement sont peu présents en fin
d'expérimentation. Les protozoaires de la famille des flagellés ont disparu et ont laissé
place à un développement de Sarcodines et de thécamébiens.
Le développement de cette famille de protozoaires est lié à la stabilité du système
entraînant une bonne qualité des eaux de sortie. En parallèle, le développement de
métazoaires de type rotifère indique lui aussi un bon fonctionnement de l'installation
mais avec un âge de boues élevé (Calner et al., 1998).
Partie résultats et discussion 1
68
Tableau III.4. Observation des micro-organismes des boues activées de l’expérimentation 2.
X densité faible (<5 organismes/lame) ; XX densité moyenne ; XXX densité forte/abondance (non quantifiable)
initial En cours Fin d’acclimatation
bacteries libres XX XX XX
Flocs X X XX
Observations bacteries filamenteuses XXX XXX XXX
petits flagellés XXX
grands flagellés
euglypha x XX XXX
Mayorella XX
proteus XX
hartamanelia XX
sarcodines thécamébiens
arcella x XX XXX
paramecium X
chaenea XX ciliés holotriches
trachelophyllum XX XXX
vorticelle pédoncule court X
vorticelle pédoncule long XX
epistylis X
opercularia x
ciliés péritriches
zoothammium X
Protozoaires
ciliés spirotriches apidisca XX XX
monogononta Métazoaires rotifères
digononta X XXX
L'observation des liqueurs mixtes des bioréacteurs 1 et 2 indique que l'évolution des
micro-organismes est similaire. En effet, les liqueurs mixtes contiennent les mêmes
familles de protozoaires et de métazoaires. Le développement de cette microfaune
montre que les effluents vinicoles sont facilement biodégradables et que les effluents de
sortie sont de bonne qualité.
III.1.1.3. Comparaison des deux modalités
La biomasse en présence d’un nouveau substrat subit une phase d’acclimatation.
Pour les deux expérimentations, au 50ème jour de traitement biologique, la DCO est
conforme à la législation. Les micro-organismes sont adsorbés à la surface des flocs
pendant une courte période après la mise en contact du nouveau substrat avec la
liqueur mixte provoquant une diminution de la DCO et favorisant la croissance de la
biomasse. Par la suite, certains métabolites sont relargués sous forme solubilisée
avant de subir une deuxième étape de dégradation (Cresson et al., 2006). Ainsi, les
fluctuations de la DCO observées correspondent au temps d'adaptation de la
biomasse. Les matières sèches sont relativement stables tout au long des
traitements biologiques et sont de l'ordre de 5 g.L-1.
Partie résultats et discussion 1
69
A la fin d’acclimatation biologique, les boues acclimatées aux effluents vinicoles sont
moins variées en espèces de micro-organismes. L'observation des liqueurs mixtes du
bioréacteur 1 et 2 indique une évolution similaire des micro-organismes. En effet, les
liqueurs mixtes contiennent les mêmes familles de protozoaires et de métazoaires. Le
développement de cette microfaune montre que les effluents vinicoles sont facilement
biodégradables et que les effluents de sortie sont de bonne qualité. Le volume de boue
obtenue dans les deux expérimentations est compris entre 400 et 700 mL.L-1. La
diminution du volume de boues est due à l’acclimatation des micro-organismes qui
s'agglomèrent pour former des flocs décantables.
Ainsi, dans les deux modalités, après 50 jours, les valeurs de DCO, de matières sèches,
de volume de boues et de la turbidité sont similaires pour les deux essais. La seule
différence observée se situe au niveau de la nature même des micro-organismes
présents dans les boues.
L’évaluation de l’efficacité de la dégradation des pesticides par les différentes
microfaunes permettra d'évaluer l'efficacité épuratoire des micro-organismes présents.
Cette évaluation repose essentiellement sur des analyses de DCO, de
phosphore/phosphate et des analyses de résidus de pesticides sur l’effluent et sur les
boues. L'évolution de la biomasse est quantifiée par des mesures de volume de boues, de
matières sèches, de matières en suspension, de turbidité et d’exopolymères cellulaires. A
ces analyses, se sont ajoutés des tests d’écotoxicité permettant d’évaluer la dégradation
des pesticides et leurs toxicités sur l’environnement à des concentrations de un rinçage à
la parcelle.
III.1.2. La dégradation des molécules actives par boues activées
Le but de l’expérimentation est d'évaluer le potentiel épuratoire du procédé par boues
activées pour la dégradation de différentes molécules phytosanitaires. Les analyses
physico-chimiques et des observations microscopiques ont déterminé la capacité de la
biomasse à éliminer cette pollution toxique.
III.1.2.1. Les molécules phytosanitaires
Le Tableau III.5 représente les matières actives sélectionnées pour les
expérimentations. Les concentrations des pesticides sélectionnés correspondent à
celles retrouvées après lavage et rinçage du matériel de pulvérisation (un rincage à
la parcelle).
Partie résultats et discussion 1
70
Tableau III.5. Récapitulatif des molécules actives phytosanitaires testées.
III.1.2.2. Protocole d’essai
Le dispositif jar-test applique les mêmes modalités de fonction à plusieurs récipients à la
fois. Il est constitué de six récipients en verre d’une capacité d’un litre dans lesquels des
hélices permettent d’agiter la liqueur mixte. La durée et l’intensité de la rotation sont
définies par le manipulateur. De plus, un système d‘aération via un compresseur permet,
à l’aide de frittés d’aquarium, d’aérer les boues (Figure III.5).
Figure III.5. Descriptif du procédé expérimental
Les boues activées sont acclimatées aux effluents vinicoles dans le bioréacteur de 30
litres : Br1 liqueur mixte produite à partir d’un effluent de soutirage ; Br2 liqueur mixte
Matières Actives Famille chimique Concentrations
(mg.L-1)
Azoxystrobine strobilurine 170 Chlorpyriphos éthyl organo-phosphoré 260
Cymoxanil amide 800 Cyprodinil pyrrole 1000
Difénoconazole triazole 20 Dimétomorphe dérivé acide cinnamique 200
Diuron urée substituée 990 Fludioxonil pyrrole 330
Folpel imide 1000 Fosétyl aluminium organo-phosphoré 1010
Glyphosate organo-phosphoré 720 Hexaconazole triazole 170
Mancozèbe carbamate 110 Oryzalin toluidine 130
Quinoxyfène quinoléine 34 Vinchlozoline imides 500
rotation à 60 rpm
sonde à oxygène
900 mL de liqueur mixte issue du bioréacteur nourrie avec 99 mL de
solution de pesticides à un rinçage à la parcelle et 1 mL de méthanol
Partie résultats et discussion 1
71
produite à partir d’un effluent de filtration. Considérant les conditions de fonctionnement
d’un système d’épuration, la proportion entre le volume de liqueur mixte et les effluents
viticoles introduits est fixée à 1/10, soit pour un volume d’un litre : 900 mL de liqueur
mixte et 100 mL d’effluent (concentration en pesticides correspondant à un rinçage à la
parcelle). On dissout le pesticide dans 1 mL de méthanol avant de compléter la fiole
jaugée de 100 mL au trait de jauge car les pesticides testés sont difficilement solubles
dans l’eau. Le témoin utilisé est composé de 1 mL de méthanol et de 99 mL d’eau
minérale.
Dans chaque bécher, à 900 mL de Liqueur mixte produite à partir d’un effluent de
soutirage (LM-soutirage) ou d’un effluent de filtration (LM-filtration) est ajouté 100 mL
d’une solution de pesticides à une concentration à un rinçage à la parcelle.
La biodégradation est suivie selon le mode opératoire suivant : après l’introduction de la
solution de pesticides, l’agitation est fixée à 60 rpm. L’observation de l’épuration des
pesticides s’effectue sur une période de 8 jours. Après 8 jours de traitement, l’effluent et
les boues sont séparées en laissant décanter pendant 30 minutes dans le Jar-test. Les
boues sont centrifugées 10 minutes à 4°C et à 2000 tours/minute pour être lyophilisées.
On conserve les échantillons (effluent + boues) à – 4°C.
Pour suivre l’évolution de la dégradation, les analyses suivantes sont effectuées : la
couleur, l’odeur, les matières sèches (MS), les matières en suspension (MES), le volume
de boues, les polysaccharides, la demande chimique en oxygène (DCO), le phosphore et
le phosphate, l’identification et la recherche des micro-organismes, les analyses
chromatographiques et l’écotoxicité.
III.1.2.3. Etude de la biodégradation
III.1.2.3.1. Evolution de la DCO
Le Tableau III.6 présente le résultat des DCO du témoin et les DCO de chaque
pesticide après traitement biologique. Le tableau est complété par l’évolution des
DCO au cours de la dégradation (annexe 6).
La DCO résiduelle correspond à la différence entre la DCO finale obtenue entre le témoin
et les essais. Le pourcentage d'efficacité du traitement biologique, pour le témoin, est de
l'ordre de 89-90 % dans les deux expérimentations. L’efficacité observée correspond à la
dégradation d’une solution contenant 1 % de méthanol qui est utilisée pour la dissolution
des molécules hydrophobes comme les pesticides.
Partie résultats et discussion 1
72
Tableau III.6. DCO (mg O2.L-1) avant (T= 0 jours) et après traitement (T= 8 jours) biologique des pesticides,
la DCO résiduelle et le pourcentage d’efficacité.
L’efficacité globale épuratoire des liqueurs mixtes issues des traitements d’un effluent de
soutirage et de filtration est similaire et de l’ordre de 86 - 88 %. Cette constatation est
également observée pour les teneurs en DCO résiduelles. Globalement, ces deux liqueurs
mixtes dégradent la matière organique avec un rendement épuratoire satisfaisant pour
huit jours de traitement biologique. La DCO résiduelle est positive, signe d’une plus
mauvaise dégradation de la matière organique lorsqu’il y a un produit phytosanitaire. Si
on compare les pourcentages d’efficacité épuratoire entre les différentes molécules
phytosanitaires, il est observé des écarts importants.
Avec la liqueur mixte du traitement des effluents de soutirage, seul cinq pesticides ont
des pourcentages d’efficacité inférieurs à celui du témoin. Ces derniers sont représentés
en orange dans le Tableau III.6. Pour exemple, le rendement épuratoire des liqueurs
mixtes le plus faible est obtenu en présence de folpel. Celui-ci n’est alors que de 78 %.
LM - soutirage LM - filtration
T=0 jours
(initial)
T=8 jours
final efficacité (%) résiduelle
T=0 jours
(initial)
T=8 jours
final efficacité (%) résiduelle
Témoin 1514 ± 157 174 ± 33 89 1540 ± 208 149 ± 79 90
Folpel 1643 ± 171 368 ± 70 78 194 2588 ± 349 118 ± 63 95 -31
Hexaconazole 1722 ± 179 165 ± 31 90 -9 1817 ± 245 544 ± 290 70 395
Fosetyl aluminium 1724 ± 179 173 ± 33 90 -1 1820 ± 246 377 ± 201 79 228
Oryzalin 1614 ± 168 178 ± 46 89 4 ND ND ND ND
Cyprodinil ND ND ND ND 1876 ± 253 117 ± 62 94 -32
Mancozèbe 1775 ± 184 293 ± 55 83 119 1578 ± 213 348 ± 185 78 199
Glyphosate 1652 ± 172 191 ± 36 89 17 1799 ± 243 771 ± 411 57 622
Azoxystrobine 1643 ± 170 211 ± 40 87 37 1494 ± 202 135 ± 72 91 -14
Chlorpyriphos éthyl 1703 ± 176 245 ± 47 86 71 2543 ± 343 107 ± 57 96 -42
Cymoxanil 1661 ± 172 247 ± 47 85 73 2606 ± 352 120 ± 64 95 -29
Dimétomorphe 1643 ± 170 290 ± 55 82 116 2588 ± 349 123 ± 66 95 -26
Difénoconazole ND ND ND ND 1825 ± 246 101 ± 54 94 -48
Diuron 1661 ± 172 252 ± 47 85 78 2606 ± 352 133 ± 71 95 -16
Fludioxonil 1643 ± 170 193 ± 50 88 19 1460 ± 197 102 ± 54 93 -49
Quinoxyfène 1653 ± 172 244 ± 46 83 70 1799 ± 243 143 ± 76 92 -6
Vinchlozoline 1653 ± 172 218 ± 41 84 44 1799 ± 243 186 ± 99 90 37
Min - Max 78 à 90 -9 à 194 57 à 96 -49 à 622
Moyennes 86 60 88 79
Partie résultats et discussion 1
73
Avec la liqueur mixte du traitement des effluents de filtration, seulement quatre
pesticides ont des pourcentages d’efficacité inférieurs à celui du témoin. Ces derniers
sont représentés en orange dans le Tableau III.6. Pour exemple, le rendement épuratoire
des liqueurs mixtes le plus faible est obtenu en présence de glyphosate. Celui-ci n’est
alors que de 57 %.
Pour les deux expérimentations, il est observé en moyenne une teneur en DCO résiduelle
en fin de traitement biologique des molécules phytosanitaires, positives pour les liqueurs
mixtes issues du traitement des effluents de soutirage et inversement, négatives pour les
liqueurs mixtes issues du traitement des effluents de filtration.
Ces résultats indiquent que les liqueurs mixtes vinicoles ne perdent pas leur potentiel
épuratoire lorsqu’elles sont en contact avec les molécules phytosanitaires. L’abattement
moyen des teneurs en DCO est toutefois moins important en présence de pesticides
qu’en absence.
III.1.2.3.2. Evolution du phosphore total et du phosphate
Les composés phosphatés dans la culture des boues activées jouent un rôle
essentiel pour la croissance et la formation des flocs (Wu et Okrutny, 1982).
L'évolution de ces composés est représentée dans le Tableau III.7.
Avec la liqueur mixte du traitement des effluents de soutirage, les teneurs en
phosphore à la fin du traitement biologique des différents pesticides sont plus
faibles que pour le témoin. Il y a donc une consommation ou une absorption du
phosphore par les micro-organismes présents dans les boues. La présence de
molécules contenant déjà du phosphore comme le chlorpyriphos éthyl, le fosétyl
aluminium et le glyphosate rentre faiblement en compte dans les teneurs en
phosphore retrouvé. Il est observé le même phénomène pour le phosphate présent
dans les effluents après traitement biologique (annexe 7).
Avec la liqueur mixte du traitement des effluents de filtration, les teneurs en phosphore
total et en phosphates dans les effluents contenant les pesticides sont plus élevées que
pour le témoin. Cette augmentation des teneurs en phosphore et en phosphate est
observée dans la majorité des pesticides sauf pour l’azoxystrobine, le cyprodinil, le
mancozèbe, le fludioxinil et le difénoconazole.
Partie résultats et discussion 1
74
Tableau III.7. Evolution du phosphore total (mg.L-1) avant et après traitement biologique de chaque pesticide et
son pourcentage d’augmentation.
LM-soutirage LM-filtration
Phosphore total (final) Augmentation (%) Phosphore total (final) Augmentation (%)
Témoin 231± 53 157 ± 30
Folpel 185 ± 42 - 20 263 ± 72 40
Hexaconazole 216 ± 49 -6 366 ± 100 57
Fosétyl aluminium 207 ± 47 -10 411± 112 62
Cyprodinil ND ND 123 ± 33 -22
Oryzalin 193 ± 44 -16 ND ND
Mancozèbe 261 ± 60 13 114 ± 31 -27
Glyphosate 165 ± 38 -29 399 ±109 61
Azoxystrobine 226 ± 52 -2 125 ± 34 -20
Chlorpyriphos éthyl 194 ± 44 -16 308 ± 84 49
Cymoxanil 211 ± 48 -9 259 ± 71 39
Diméthomorphe 212 ± 49 -8 262 ± 71 40
Diuron 178 ± 41 -23 236 ± 64 33
Fludioxonil 133 ± 30 -42 127 ± 35 - 19
Difénoconazole ND ND 128 ± 35 - 18
Quinoxyfène 202 ± 46 -13 388 ± 106 59
Vinchlozoline 180 ± 41 -22 384 ± 105 59
Min - Max -42 -13 -27 -62
Moyennes - 14,5 27
L'augmentation de ses teneurs est liée à une libération du phosphore total par la
biomasse présente dans les boues ou lors des lyses bactériennes. Au cours de la
dégradation des molécules phytosanitaires, la microfaune s'adapte à ce nouveau
substrat. Différents auteurs ont observé le même phénomène lors de la dégradation du
4-chlorophénol (Wang et al., 1999). Pour exemple, ce substrat lorsqu'il est mis en
contact avec une culture d’Alcaligenes eutrophus a une acclimatation rapide avant de
pouvoir le dégrader et peut aussi entraîner une inhibition complète lorsque la
concentration en toxique est trop élevée. Lors de la phase d’acclimatation, il y a un
relargage par les micro-organismes de différents métabolites provenant de la
dégradation du substrat (Hirooka et al., 2006). Ces phénomènes d’adsorption et de
relargage du phosphore sont complexes sur des matrices biologiques. De très nombreux
paramètres interviennent : pH, potentiel redox, nature chimique du phosphore,… (Gomez
et al., 1999).
Partie résultats et discussion 1
75
III.1.2.3.3. Evolution de la concentration en pesticides dans l’effluent
Dans l’effluent après traitement biologique, seulement 9 des 16 pesticides testés ont
été recherchés. Les résultats de ces analyses sont présentés sur le Tableau III.8.
Tableau III.8. Evolution de la teneur en pesticides (mg.L-1) avant et après traitement biologique de chaque
pesticide dans l’effluent et pourcentage d’élimination.
Liqueur mixte LM-soutirage LM-filtration
avant traitement
(mg/L)
après traitement
(mg/L) % d’élimination
après traitement
(mg/L) % d’élimination
Azoxystrobine 17,3 3,2 81,5 0,933 95
Chlorpyriphos
éthyl 26,7 1,5 94 ND ND
Cymoxanil 80,5 2,4 97,0 6,5 92
Dimétomorphe 19,7 2,5 87 7,65 61
Diuron 98,7 5,8 94,1 17,34 82
Fludioxonil 107,7 8,2 92,3 0,83 97
Folpel 100,0 0,1 99,9 0,6 99
Quinoxyfène 3,3 0,026 99,2 1,65 50
Vinchlozoline 50,1 1,33 97,3 ND ND
Dans les deux expérimentations, la majorité des pesticides analysés sont éliminés à plus
de 80 % mais l’efficacité varie en fonction de la nature du pesticide. Cependant, le
quinoxyfène, et le dimétomorphe ne sont éliminés qu’à 60 % et 50 % dans la liqueur
mixte issue du traitement des effluents de filtration. Les pesticides sont, soit dégradés,
soit absorbés sur les boues (Ribanova et al., 2002). Le dosage dans les boues doit
permettre de faire un bilan global de l’efficacité de l’épuration.
III.1.2.3.4. Evolution de la concentration en pesticides dans les boues
Les résultats des analyses des pesticides dans les boues apparaissent dans le
Tableau III.9.
Partie résultats et discussion 1
76
Tableau III.9. Evolution de la teneur en pesticides dans les boues (µg.g-1 de MS) avant et après traitement
biologique de chaque pesticide.
Dans les deux expérimentations, les résultats mettent en évidence la faible teneur en
pesticides dans les boues après traitement. Les concentrations de résidus varient en
fonction de la nature du pesticide. Dans les liqueurs mixtes du traitement des effluents
de soutirage, les plus fortes concentrations de produits trouvés dans les boues sont le
folpel et le chlorpyriphos éthyl. Par contre, les autres pesticides analysés montrent des
teneurs très faibles < 0,1 mg/g de MS. Dans les liqueurs mixtes du traitement des
effluents de filtration, le fludioxonil est retrouvé en quantité importante par rapport aux
autres pesticides mais sa concentration initiale est elle aussi très élevée.
Tableau III.10. Bilan global de l’épuration avant et après traitement biologique de chaque pesticide
On remarque que la liqueur mixte issue du traitement de soutirage épure à 93 %
contrairement à la liqueur mixte issue du traitement de filtration qui ne dégrade qu’à 84
% (Tableau III.10).
Dans les deux expérimentations, les résultats obtenus montrent que les teneurs sont
globalement faibles dans les boues après le traitement et ne modifient pas le
pourcentage de dégradation global. Les pesticides sont dégradés par la biomasse et sont
LM-soutirage LM-filtration
Liqueur mixte Boues Boues
Matières Actives avant traitement (mg.L-1)
après traitement (µg/g de MS)
après traitement (µg/g de MS)
Azoxystrobine 17,3 16,6 8,3
Chlorpyriphos ethyl 26,7 106 ND
Cymoxanil 80,5 59 40
Dimethomorphe 19,7 ND 93,8
Diuron 98,7 ND 17,5
Fludioxonil 107,7 ND 765,9
Folpel 33,1 234 1,7
Quinoxyfène 3,3 3,3 1,5
LM-soutirage LM-filtration
Liqueur mixte Liqueur mixte Liqueur mixte
Matières Actives avant traitement (µg.L-1)
après traitement
(µg.L-1)
% de
dégradation
après traitement
(µg.L-1)
% de
dégradation
Azoxystrobine 17 300 3249 81 950 95
Chlorpyriphos éthyl 26 700 1821 93 ND ND
Cymoxanil 80 500 2602 97 6653 92
Dimétomorphe 19 700 ND ND 8035 59
Diuron 98 700 ND ND 17422 82
Fludioxonil 107 700 ND ND 2431 98
Folpel 33 100 1024 97 608 98
Quinoxyfène 3 300 127 96 1654 50
Partie résultats et discussion 1
77
absorbés par celle-ci. Les résultats obtenus sont similaires à ceux obtenus par
Kipopoulou et al., 2004. Ils démontrent que le lindane, pesticide organochloré à une
concentration de 100 µg.L-1 est épuré par des boues activées municipales à 67-91 %
dans l’effluent et seulement 0,1 - 2,8 % se retrouvent dans les boues en 23 jours.
III.1.2.4. Comportement des boues
L'observation macroscopique des liqueurs mixtes montre une couleur et une odeur qui ne
varient pas au cours du temps. Les boues sont de couleur marron clair signe d’une bonne
aération et d’une bonne métabolisation du substrat par les micro-organismes.
III.1.2.4.1. Le volume de boues
Le Tableau III.11 présente les résultats de la différence entre le volume de boues du
témoin et le volume de boues de chaque pesticide après traitement biologique.
Tableau III.11. Evolution du volume de boues (mL.L-1 de liqueur mixte) après traitement biologique.
LM-soutirage LM-filtration
Final (mL.L-1) Augmentation (%) Final (mL.L-1) Augmentation (%)
Témoin 332 ± 38 150 ± 37
Folpel 284 ± 33 - 14 81 ± 20 - 47
Hexaconazole 313 ± 36 - 6 269 ± 66 44
Fosétyl aluminium 338 ± 39 2 325 ± 80 54
Oryzalin 381± 46 13 ND ND
Cyprodinil ND ND 306± 75 51
Mancozèbe 356 ± 41 7 200 ± 49 25
Glyphosate 325 ± 37 - 2 594 ± 147 75
Azoxystrobine 270 ± 31 - 19 175 ± 43 14
Chlorpyriphos éthyl 356 ± 41 7 131 ± 32 - 13
Cymoxanil 285 ± 33 - 14 131 ± 32 -13
Dimétomorphe 264 ± 30 - 20 113 ± 28 - 25
Difénoconazole ND ND 188 ± 46 20
Diuron 318 ± 36 - 4 175 ± 43 14
Fludioxonil 325 ± 37 - 2 269 ± 66 44
Quinoxyfène 419 ± 48 21 250 ± 62 40
Vinchlozoline 381 ± 44 13 250 ± 62 40
Mini - Maxi -20 à 21 -47 à 75
Moyennes - 1 21
Globalement, le volume de boues après traitement biologique par des liqueurs mixtes
issues de l’épuration d’un effluent de soutirage est similaire au témoin, contrairement
aux liqueurs mixtes issues de l’épuration de l’effluent de filtration.
Partie résultats et discussion 1
78
Par exemple, le glyphosate provoque une augmentation du volume de boues de 75 % et
le folpel réduit le volume de 47 %. Dans les liqueurs mixtes issues du traitement de
l’effluent de filtration, l’augmentation du volume de boues est remarquée pour 11 des
molécules :
azoxystrobine ≈ diuron < difénoconazole <mancozèbe< quinoxyfène ≈ vinchlozoline
< hexaconazole ≈ fludioxinil < cyprodinil <fosétyl al < glyphosate
Après huit jours de traitement biologique, la décantabilité des boues issues de l’épuration
d’un effluent de soutirage, en présence de molécules phytosanitaires a évolué de manière
similaire au témoin. Néanmoins, les liqueurs mixtes issues d’un effluent de filtration
ayant dégradées les molécules phytosanitaires, ont un volume de boues supérieur à celui
du témoin. Ce phénomène est lié à la modification des teneurs en micro-organismes, à la
nature même de la microfaune ou à une déstructuration des flocs (Ribarova et al., 2002).
Par ailleurs, les métazoaires et les protozoaires qui sécrètent une grande quantité de
mucus contribuent à la formation des flocs et peuvent être affectés par les toxiques.
III.1.2.4.2. Les matières en suspension
Tableau III.12. Evolution des matières en suspension (g.L-1) avant et après traitement biologique de chaque
pesticide
LM-soutirage LM-filtration
Final (mg.L-1) Augmentation (%) Final (mg.L-1) Augmentation (%)
Témoin 133 ± 52 - 220 ± 21 -
Folpel 150 ± 45 11 240 ± 23 8
Hexaconazole 175 ± 53 32 350 ± 33 37
Fosétyl aluminium 245 ± 74 46 280 ± 27 21
Cyprodinil ND ND 50 ± 5 - 77
Oryzalin 132 ± 40 - 1 ND ND
Mancozèbe 215 ± 65 38 300 ± 29 27
Glyphosate 180 ± 54 26 330 ± 31 33
Azoxystrobine 150 ± 45 11 230 ± 22 4
Chlorpyriphos éthyl 280 ± 84 52 210 ± 20 -4
Cymoxanil 150 ± 45 11 310 ± 29 29
Dimétomorphe 150 ± 45 11 390 ± 37 43
Diuron 100 ± 30 - 25 310 ± 29 29
Fludioxonil 132 ± 40 - 1 150 ± 14 - 32
Difénoconazole ND ND 130 ± 12 - 41
Quinoxyfène 135 ± 41 1 170 ± 16 - 23
Vinchlozoline 133 ± 40 0 210 ± 20 - 4
Mini - Maxi -25 à 52 -77 à 43
Moyennes 15 3
Partie résultats et discussion 1
79
Le Tableau III.12 présente les matières en suspension du témoin et les matières en
suspension de l’effluent après dégradation de chaque pesticide. L’augmentation des
matières en suspension observée dans les deux expérimentations peut-être due à une
défloculation des boues ou à une prolifération de bactéries libres dans l’effluent.
Certaines molécules montrent des comportements similaires : le mancozèbe, le
glyphosate, l’hexaconazole et le fosétyl al. Dans les liqueurs mixtes issues du traitement
des effluents de filtration, en présence de ces pesticides, les teneurs en DCO et MES
augmentent dans le surnageant et parallèlement il y a une augmentation du volume de
boues. Ce phénomène est dû à une défloculation ou à une modification du floc le rendant
plus léger soit moins décantable (Ribarova et al., 2002).
III.1.2.4.3. Les matières sèches
Le Tableau III.13 présente le résultat des matières sèches du témoin et les matières
sèches de chaque pesticide après traitement biologique. Le tableau est complété par
l’évolution de matières sèches au cours de la dégradation (annexe 8).
Tableau III.13. Evolution des matières sèches (g.L-1) avant et après traitement biologique des pesticides
LM-soutirage LM-filtration
Initiale (g.L-1) Finale (g.L-1) réduction (%) initial (g.L-1) Final (g.L-1) réduction (%)
Témoin 3,79 ± 0,07 3,43 ± 0,49 9,5 3,47 ± 1,19 3,26 ± 0,53 6
Folpel 3,78 ± 0,07 3,95 ± 0,18 -4,5 4,42 ± 1,51 4,55 ± 0,74 -3
Hexaconazole 3,72 ± 0,07 2,91 ± 0,14 22 4,51 ± 1,55 3,14 ± 0,51 30
Fosétyl aluminium 3,72 ± 0,07 2,69 ± 0,17 28 4,76 ± 1,63 4,14 ± 0,68 13
Cyprodinil ND ND ND 2,37 ± 0,81 1,59 ± 0,26 33
Oryzalin 3,87 ± 0,07 3,72 ± 0,20 4 ND ND ND
Mancozèbe 3,72 ± 0,07 2,76 ± 0,17 26 2,45 ± 0,84 2,06 ± 0,34 16
Glyphosate 3,72 ± 0,07 2,95 ± 0,15 21 4,88 ± 1,67 3,63 ± 0,59 26
Azoxystrobine 3,78 ± 0,07 2,98 ± 0,14 21 2,27 ± 0,44 2,09 ± 0,34 8
Chlorpyriphos éthyl 3,72 ± 0,07 3,03 ± 0,16 19 4,61 ± 1,58 3,96 ± 0,65 14
Cymoxanil 3,78 ± 0,07 3,43 ± 0,16 9,5 4,55± 1,56 3,82 ± 0,63 16
Dimétomorphe 3,78 ± 0,07 3,87 ± 0,14 - 2,5 4,73 ± 1,62 4,10 ± 0,67 13
Diuron 3,78 ± 0,07 3,28 ± 0,17 13 4,48 ± 1,53 4,71 ± 0,77 -5
Fludioxonil 3,87 ± 0,07 3,33 ± 0,19 14 2,70 ± 0,92 2,09 ± 0,34 23
Difénoconazole ND ND ND 2,87 ± 0,98 1,98 ± 0,32 31
Quinoxyfène 3,87 ± 0,07 3,07 ± 0,20 21 4,27 ± 1,46 2,66 ± 0,44 38
Vinchlozoline 3,87 ± 0,07 3,37 ± 0,19 13 4,25 ± 1,45 3,52 ± 0,58 17
Mini - Maxi - - 4,5 à 28 -5 à 38
Moyennes 15 17
Partie résultats et discussion 1
80
Après traitement biologique, en présence de molécules phytosanitaires, les liqueurs
mixtes issues du traitement des effluents vinicoles voient leurs matières sèches diminuer
de 15 %. Ce phénomène est remarqué pour 11 des 14 pesticides testés dans les liqueurs
mixtes issues du traitement des effluents de soutirage et pour 13 des 15 pesticides
testés dans le deuxième cas. La réduction des matières sèches peut aller jusqu'à 28 %
avec le fosétyl d’aluminium et 38 % avec le quinoxyfène.
De façon générale, les quatre pesticides (mancozèbe, hexaconazole, glyphosate, fosétyl
aluminium) identifiés précédemment ont un effet très important sur la biomasse
puisqu’ils correspondent à ceux qui provoquent aussi la plus grande diminution des
matières sèches.
Cette nette diminution des matières sèches après traitement biologique est liée à une
diminution du nombre, de la nature des micro-organismes ou d’une modification de la
structure des flocs.
III.1.2.4.4. Evolution des micro-organismes
Après traitement biologique, la microfaune présente dans les boues activées des
deux expérimentations est répertoriée sur les Figures III.6 et III.7 ainsi qu’en
annexe 9.
0
2
4
6
8
10
12
Tem
oin
Azo
xyst
robin
e
Diu
ron
Chlo
rphyri
phos
eth
yl
Manco
zèbe
Gly
phosa
te
Folp
el
Dim
éth
om
orp
he
Cym
oxanil
Quin
oxyfè
ne
Fludio
xonil
Hexaco
nazo
le
Fose
tyl
alu
min
ium
Vin
chlo
zolin
e
Ory
zalin
Fréquence des micro-organismes Rotifères
CiliésSarcodinesFlagellés
Figure III.6. Evolution de la microfaune dans la liqueur mixte issue du traitement des effluents de soutirage.
Partie résultats et discussion 1
81
Globalement, on remarque que dans les deux expérimentations, la fréquence
relative de la microfaune est plus importante dans le témoin qu’en présence de
matières actives phytosanitaires.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Tem
oin
Azo
xyst
robin
e
Diu
ron
Chlo
rphyri
phos
eth
yl
Manco
zèbe
Gly
phosa
te
Folp
el
Dim
éth
om
orp
he
Cym
oxanil
Quin
oxyfè
ne
Fludio
xonil
Hexaco
nazo
le
Fose
tyl
alu
min
ium
Vin
chlo
zolin
e
Difénoco
nazo
le
Cypro
din
il
Fréquence des micro-organismes
RotifèresCiliésSarcodinesFlagellés
Figure III.7. Evolution de la microfaune dans la liqueur mixte issue du traitement des effluents de filtration.
Dans la liqueur mixte issue du traitement des effluents de soutirage, le témoin
contient peu de bactéries libres. Seulement quatre pesticides (azoxystrobine,
diuron, folpel et cymoxanil) entraînent une augmentation des bactéries libres et une
diminution de la qualité des flocs. Au niveau de la microfaune, il est très difficile de
pouvoir déterminer l'influence des pesticides. Il est cependant remarqué l'apparition
de nouveaux micro-organismes holotriches de grande taille (colpidium; chilodonella;
holophrya) se développant car il y a apparition de bactéries libres dont ils se
nourrissent (Figure III.8).
Partie résultats et discussion 1
82
Figure III.8. Exemple de structure du floc bactérien dans la liqueur mixte de soutirage après traitement
biologique des pesticides. A. Témoin ; B. Folpel.
La disparition de péritriches (vorticelles) en présence de pesticides indique une
toxicité de l’effluent. Certains pesticides inhibent le développement de certaines
souches de thécamébiens (arcella), de spirotriches (euplote) et de sutoriens
(podophrya). Cette microfaune qui fluctue en fonction de la nature du pesticide
indique une stabilité du système et un apport satisfaisant d'oxygène. La présence de
rotifères indique que l'effluent traité est plutôt concentré mais que l'épuration est
stable. Il semble donc que la microfaune qui se développe est adaptée à des
effluents de qualité moyenne à médiocre, ce qui correspond à la nature même des
effluents phytosanitaires.
Dans la liqueur mixte issue du traitement des effluents de filtration, le témoin
contient quelques bactéries libres. Seulement un pesticide, le mancozèbe, entraîne
une augmentation des bactéries libres et une diminution de la qualité des flocs
(Figure III.9).
Figure III.9. Exemple de structure du floc bactérien dans la liqueur mixte de filtration après traitement
biologique des pesticides. A. Témoin ; B. Mancozèbe.
A B
A B
Partie résultats et discussion 1
83
La majorité des pesticides n’a pas d'effet sur la structure des flocs. Au niveau de la
microfaune, il est très difficile de pouvoir déterminer l'influence des pesticides. Il est
cependant remarqué l'apparition de nouveaux micro-organismes péritriches
(vorticella) et de spirotriches (aspidisca) indiquant une bonne épuration. Leur
dominance est liée à un apport plus élevé de matière organique dans le milieu. La
disparition des holotriches (chaena ; colpidium) en présence de pesticides indique
que l'effluent phytosanitaire est considéré comme une source de carbone
importante. Leur densité est liée aux nombres de petits flagellés présents dans
l'effluent.
III.1.2.4.5. Evolution des polysaccharides
Witzig et al. (2002) pensent qu’une trop grande sécrétion de polysaccharides
pourrait avoir lieu dès que les micro-organismes sont en présence de substances
toxiques. Les teneurs en polysaccharides après traitement biologique de chacun des
pesticides sont représentées dans le Tableau III.14.
Tableau III.14. Evolution des polysaccharides après traitement biologique de chaque pesticide.
LM- soutirage LM-filtration
Final (mg.L-1) Augmentation (%) Final (mg.L-1) Augmentation (%)
Témoin 27,58 ± 7,67 31,34 ± 6,53
Folpel 29,94 ± 2,45 8 15,73 ± 1,23 - 50
Hexaconazole 20,98 ± 0,24 - 24 21,85 ± 3,03 - 30
Fosétyl aluminium 21,93 ± 3,22 - 20 27,41 ± 6,32 - 13
Cyprodinil ND ND 18,62 ± 2,37 - 40
Oryzalin 26,92 ± 6,18 - 2 ND ND
Mancozèbe ND ND ND ND
Glyphosate 16,73 ± 0,70 - 39 9,31 ± 0,67 - 70
Azoxystrobine 22,17 ± 4,17 - 20 17,99 ± 2,33 - 43
Chlorpyriphos éthyl 27,58 ± 3,37 0 20,76 ± 4,45 - 34
Cymoxanil 18,20 ± 1,46 - 34 ND ND
Dimétomorphe 20,74 ± 1,34 - 25 27,37 ± 1,22 - 13
Diuron 21,72 ± 1,72 - 21 17,86 ± 3,58 - 43
Fludioxonil 20,26 ± 3,52 - 27 18,63 ± 2,08 - 41
Difénoconazole ND ND 20,52 ± 5,53 - 35
Quinoxyfène 30,58 ± 4,26 10 11,51 ± 0,41 - 63
Vinchlozoline 35,58 ± 2,58 22 30,14 ± 3,14 - 4
Mini-Maxi -39 à 22 -70 à -4
Moyenne - 13 -37
Partie résultats et discussion 1
84
De manière générale, contrairement à Witzig et al.(2002), les teneurs en polysaccharides
sont plus faibles après dégradation des molécules phytosanitaires que dans le témoin.
Les polysaccharides sont des exopolymères synthétisés par la biomasse et
contribuent à la formation des flocs. Les polymères produits par les micro-
organismes proviennent des composés libérés, des composés produits lors de la
métabolisation du substrat lors de la croissance des micro-organismes et des
composés relargués durant la lyse des cellules (Chudoba, 1985).
La diminution des teneurs en polysaccharides en présence de molécules
phytosanitaires est liée à la nature de l’effluent qui est faiblement biodégradable.
Ainsi, d’après Massé (2004), les boues ont une concentration en exopolymères
solubles d’autant plus importante que les effluents ont une fraction élevée de
substrats facilement biodégradables. Pour cette raison, les effluents industriels
difficilement biodégradables conduisent à des teneurs plus faibles en exopolymères.
Par ailleurs, Sponza (2003) indique qu’il faut qu’il y ait lyse des cellules pour avoir
une libération des exopolymères. Il est possible que les produits phytosanitaires
entraînent essentiellement une inhibition métabolique en raison de leur faible
concentration et une non lyse des cellules.
III.1.2.5. Toxicité des effluents
Le test rapidtox développé par microbiotest® mesure la toxicité aiguë des molécules
toxiques sur la viabilité d'un invertébré Thalmocephalus platiryus. Ce test présenté
sous forme de kit permet de mesurer rapidement la toxicité et de déterminer un
pourcentage d'inhibition.
Les résultats de toxicité après traitement biologique avec chacun des pesticides
testés apparaissent dans le Tableau III.15. Les valeurs initiales de toxicité sont
supérieures à 70 % ; soit la valeur maximale de toxicité en présence d’une forte
concentration en pesticides.
Partie résultats et discussion 1
85
Tableau III.15. Toxicité de l’effluent après traitement biologique de chaque pesticide.
LM-soutirage LM-filtration
% d’inhibition % d’inhibition
Témoin 7 14
Folpel 40 70
Hexaconazole 40 49
Fosétyl aluminium 37 41
Cyprodinil ND ND
Oryzalin 46 ND
Mancozèbe 58 66
Glyphosate 15 ND
Azoxystrobine 55 61
Chlorpyriphos éthyl 35 53
Cymoxanil 25 ND
Dimétomorphe 59 55
Diuron 56 37
Fludioxonil 41 ND
Difénoconazole ND ND
Quinoxyfène 58 41
Vinchlozoline 56 58
Moyenne essais 44 53
Dans les deux expérimentations, les résultats montrent que l'effluent de sortie de chacun
des essais phytosanitaires a un pourcentage d’inhibition supérieur au seuil de toxicité
(20%). Ce seuil correspond au seuil de concentration maximale de toxique qui ne cause
pas d’effet sur le micro-organisme (NOEC).
Pour les deux expérimentations, le pourcentage d'inhibition est supérieur à 50 % pour six
des quatorze pesticides testés. Par contre, seul le glyphosate à une toxicité inférieure de
20 % et plus ou moins similaire à celle du témoin. En effet, le glyphosate est rapidement
hydrolysé en AMPA qui est faiblement toxique : test de mobilité Daphnia magna 48 h,
EC50 glyphosate= 11 mg.L-1 et EC50 AMPA= 690 mg.L-1 (Footprint, 2007).
L'effluent après traitement biologique de chacun des pesticides est épuré à plus de 80 %
d'après les analyses physico-chimiques mais d'après les résultats obtenus en écotoxicité,
il semble toujours toxique après huit jours de traitement biologique.
Partie résultats et discussion 1
86
III.1.3. Discussion
Pour déterminer la performance d'une microfaune à dégrader différentes molécules
phytosanitaires utilisées régulièrement dans la région bordelaise, plusieurs
paramètres ont été sélectionnés. Ils ont permis d'identifier le comportement des
boues face aux toxiques mais aussi d'évaluer l'efficacité épuratoire des micro-
organismes. L’efficacité globale épuratoire des liqueurs mixtes issues des
traitements d’un effluent de soutirage et de filtration est similaire et de l’ordre de 86
- 88 %. Globalement, ces deux liqueurs mixtes dégradent la matière organique
phytosanitaire avec un rendement épuratoire satisfaisant pour huit jours de
traitement biologique. Les pourcentages obtenus en efficacité épuratoire sont
similaires aux résultats obtenus par Ghosh et al., (2001) qui ont démontré que
l’Atrazine par traitement anaérobie de cinq jours pouvait être épurée à 81 % de
DCO. En procédé aérobie par boues activées, Marrot et al. (2007) ont démontré que
le phénol (1,0 g.L-1), de toxicité importante pouvait être épuré à 98,6 % en DCO.
Ces résultats indiquent que les liqueurs mixtes vinicoles ne perdent pas leur potentiel
épuratoire lorsqu’elles sont en contact avec les molécules phytosanitaires. L’abattement
des teneurs en DCO est toutefois moins important en présence de pesticides qu’en
absence. Il existe des variabilités entre les deux types de liqueur mixte ; ce qui implique
l’interdépendance entre la nature de la liqueur mixte et la nature des matières actives.
Ainsi Barik (1984), a démontré que des souches de bactéries Pseudomonas présente
dans les boues activées utilisaient les pesticides (malathion, glusathion et diméthioate)
comme source de carbone mais que chaque souche de Pseudomonas était spécialisée
pour dégrader un pesticide donné.
Les nutriments azotés et phosphorés ajoutés quotidiennement dans l'effluent
vinicole de soutirage et de filtration ont pour objectif de favoriser la croissance de la
biomasse (Wu et Okrutny, 1982). Dans les liqueurs mixtes issues du traitement des
effluents de soutirage, il y a une réduction de 15 % des teneurs en phosphore total
par rapport au témoin et inversement, les liqueurs mixtes de filtration rejettent du
phosphore total et du phosphate. Ce mécanisme pourrait provenir d'une lyse des
cellules ou d'une absorption de ces composés à la surface des micro-organismes.
La biomasse est évaluée par les teneurs en matières sèches. Après traitement
biologique, en présence de molécules phytosanitaires, les liqueurs mixtes issues du
traitement des effluents vinicoles voient leurs matières sèches diminuer de 15 %. La
diminution des concentrations en biomasse en présence d'un toxique a été
Partie résultats et discussion 1
87
démontrée par Visvanathan et al. (2005) en étudiant la biodégradation du
pentachlorophénol (PCP) par un bioréacteur à membrane, pour une concentration en
PCP de 10 mg/L avec un temps de séjour de cinq à six semaines. Ce phénomène est
a été attribué par l’auteur à une modification de la structure des flocs, du nombre et
de la composition de la microfaune.
En parallèle, il a été remarqué une augmentation des matières en suspension dans les
effluents après dégradation des différentes molécules phytosanitaires. Cette
augmentation de matières en suspension est liée notamment à une prolifération de
bactéries libres dans l’effluent ou à une défloculation des boues. Dans les liqueurs mixtes
issues du traitement des effluents de soutirage, il n’y a pas de diminution du volume de
boues mais une augmentation des MES en présence de molécules phytosanitaires due à
une défloculation des boues. Inversement, les liqueurs mixtes issues du traitement des
effluents de filtration en contact avec des pesticides voient leur volume de boues
augmenter de 20 % avec un maintien des teneurs en MES par rapport au témoin lié à la
bentonite composant l’effluent de filtration qui est par ailleurs, un adjuvant de floculation
pour la clarification des vins. De plus, certaines molécules montrent des comportements
similaires : le mancozèbe, le glyphosate, l’hexaconazole et le fosétyl al. Dans les liqueurs
mixtes issues du traitement des effluents de filtration, en présence de ces pesticides, les
teneurs en DCO et MES augmentent dans le surnageant et parallèlement, il y a une
augmentation du volume de boues. Ce phénomène confirme la modification de la
structure du floc (Ribarova et al., 2002).
L'influence des pesticides est aussi observée sur la population microbienne.
Globalement, dans les 2 liqueurs mixtes vinicoles, la fréquence relative de la
microfaune est plus importante dans le témoin qu’en présence de matières actives
phytosanitaires. On remarque qu’en présence de pesticides, les boues produites à
partir de l’effluent de soutirage voit une augmentation des bactéries libres,
provoque une déstructuration des flocs et une inhibition de certaines familles de
micro-organismes comme les thécamébiens, les spirotriches et les sutoriens.
Certains pesticides n'ont pas d'effet sur la structure des flocs et il y a apparition de
micro-organismes péritriches et sprirotriches indicateurs d'une bonne épuration
(Calner et al., 1998). Cette modification des espèces composant le floc influence la
production de polysaccharides.
Les polysaccharides sont des composés polymères extracellulaires qui sont sécrétés
par les micro-organismes (Massé, 2004). Les deux expérimentations montrent des
teneurs en polysaccharides plus faibles dans l'effluent en contact avec les pesticides
Partie résultats et discussion 1
88
que dans le témoin. Après traitement biologique, dans les liqueurs mixtes issues du
traitement de l’effluent de filtration, il est remarqué une diminution de 24 % des
teneurs en polysaccharides en contact avec les molécules phytosanitaires. Sponza
(2003) indique qu’il faut qu’il y ait lyse des cellules pour avoir une libération des
exopolymères. Il est possible que les produits phytosanitaires entraînent une
inhibition du métabolisme des micro-organismes en raison de leurs faibles
concentrations et non une lyse des cellules.
L'analyse des effluents de sortie après traitement biologique des différents
pesticides a montré un fort potentiel d'épuration des boues activées. On remarque
que la liqueur mixte issue du traitement de soutirage épure à 93 % contrairement à
la liqueur mixte issue du traitement de filtration qui elle ne dégrade qu’à 84 %.
L'analyse des boues après traitement biologique montre que dans les deux
expérimentations, les pesticides ne sont pas accumulés mais dégradés par les
liqueurs mixtes. Plusieurs auteurs ont étudié la dégradation par boues activées de
différentes molécules phytosanitaires et ont démontré que la majorité des pesticides
pouvait être dégradée : PCP (10 mg.L-1) à 99% dans l’effluent en 12 heures par un
bioréacteur à membrane (Visvanathan et al., 2005) ; PCP (200 mg.L-1) à 99 % dans
l’effluent en 20 heures par un bioréacteur anaérobie à flux accendant (Shen et al.,
2005). Le lindane, pesticide organochloré à une concentration de 100 µg.L-1, est
épuré à 67-91 % dans l’effluent et seulement 0,1 - 2,8 % se retrouvent dans les
boues en 23 jours par des boues activées municipales (Kipopoulou et al., 2004).
En parallèle, des analyses de toxicité des effluents de sortie ont été réalisées. Les
analyses de toxicité permettent de déterminer la capacité d'un effluent à être rejeté
dans un milieu naturel. Les deux expérimentations démontrent que malgré une
épuration supérieure à 80 %, les traces de résidus de matières actives
phytosanitaires sont encore toxiques pour le milieu extérieur après un traitement de
8 jours. Blibanova (2000) a démontré que le micro-organisme Thalmocephalus
platiryus utilisé dans nos essais est neuf fois plus sensible au toxique que Daphnia
magna.
Partie résultats et discussion 1
89
III.1.4. Conclusion
Cette expérimentation démontre que le procédé par boues activées du traitement
des effluents vinicoles peut être utilisé pour épurer les effluents phytosanitaires. La
dégradation des molécules phytosanitaires est fonction de la nature de la
microfaune présente dans les boues activées.
La liqueur mixte issue du traitement de soutirage épure à 93 % contrairement à la
liqueur mixte issue du traitement de filtration qui elle ne dégrade qu’à 84 %.
D'après ces expérimentations une biomasse acclimatée à un effluent de soutirage
semble plus facilement dégrader les molécules phytosanitaires qu'un effluent de
type filtration. Cette biomasse, en subissant un stress dû à l’ajout de molécules
toxiques, se déflocule rapidement, libère des bactéries libres dans le surnageant qui
sont en contact direct avec le substrat à dégrader. Par ailleurs, l’effluent de
soutirage est représentatif des différentes étapes de la vinifications (nettoyage de
l’ensemble de l’équipements,…).
La défloculation observée est un problème majeur dans le traitement biologique par
boues activées puisqu’elle empêche une bonne décantation de l'effluent. La biomasse
acclimatée à un effluent de filtration épure moins facilement des matières actives
phytosanitaires ; elle subit un stress mais ne déflocule pas. Ce phénomène est dû à la
présence de bentonite qui est un adjuvant de filtration qui contribue à la floculation des
boues.
L'effluent vinicole de soutirage sera utilisé dans les autres expérimentations pour
déterminer les différents paramètres de la dégradation d’un mélange de molécules
phytosanitaires.
Partie résultats et discussion 2
90
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 2
Dégradation biologique d’un effluent phytosanitaire
L’expérimentation précédente nous a permis de démontrer que les liqueurs mixtes
vinicoles pouvaient dégrader à plus de 80 % les matières actives phytosanitaires
principales que l’on peut retrouver dans un effluent viticole. Lorsque les molécules sont
épurées individuellement, le comportement des boues activées est dépendant des
matières actives apportées dans la liqueur mixte.
Dans ce chapitre, nous reconstituerons un effluent synthétique viticole à partir de
familles de molécules sélectionnées. Les interactions entre les molécules et la biomasse
active vont affecter d’une part l’épuration des matières actives et d’autre part le
comportement des micro-organismes de la liqueur mixte. Ainsi, le travail proposé a pour
objectif de déterminer les modifications engendrées par l’apport d’un effluent viti-vinicole
dans une unité de traitement biologique d’effluent vinicole.
Pour identifier les effets des pesticides sur la biomasse, nous étudierons dans un premier
temps l’évolution des paramètres du traitement biologique lors de l’ajout d’un effluent
viticole concentré (fond de cuve vrai du matériel de pulvérisation) au cours du traitement
d’un effluent vinicole.
Dans un deuxième temps, nous étudierons l’influence de la concentration en produits
phytosanitaires pour évaluer l’intérêt des rinçages à la parcelle sur la qualité de
l’épuration et le fonctionnement de la biomasse. Cet effet sera quantifié sur 24 h pour
mettre en évidence l’impact immédiat des toxiques sur l’activité des boues activées. Les
résultats obtenus sur une semaine de traitement sont présentés en annexe 10.
III.2.1. L’effluent et la biomasse initiale
L’effluent initial est constitué de l’effluent de soutirage type (chapitre III.1) et d’un
mélange de produits phytosanitaires. La biomasse initiale provient d’une unité de
traitement d’effluents urbains (Latresne, 33) dont les caractéristiques sont indiquées
dans le tableau III.16.
Partie résultats et discussion 2
91
L’unité fonctionne à une charge volumique de 0,8 kg.DBO5.m-3.jour-1 et une charge
massique de 0,2 kg DBO5.kg-1 MS-1.Jour-1.
Tableau III.16. Paramètres initiaux des liqueurs mixtes issues du traitement biologique de Latresne.
Le Tableau III.17 représente les produits phytosanitaires constituant le mélange qui
alimente le bioréacteur de 30 litres (Chapitre matériels et méthodes ; II.1.). Les
concentrations sélectionnées correspondent aux fonds de cuve (vrai) du matériel de
pulvérisation. Pour acclimater une liqueur mixte vinicole à un effluent
phytosanitaire, un litre de solution de chaque pesticide est préparé et 100 mL de
chaque solution est mélangée pour former l’effluent synthétique qui contient 14
pesticides pour une concentration totale de 5000 mg.L-1 de matières actives.
Tableau III.17. Produits phytosanitaires composant l’alimentation des boues activées.
Matières
commerciales Matières actives
Concentrations matières
actives (mg.L-1)
Concentrations matières
commerciales (mg.L-1)
Cymoxanil 50 ANTEOR
Folpel 428 640
MANGEOS Alphametrine 4 60
CASCADE Flufénoxuron 17 17
Mancozèbe 614 EPERON PEPITE
Méfénoxam 37 960
MICROTHIOL Soufre 2510 3,410
FORUM Dimétomorphe 128 128
Diquat 67 GRAMOXONE
Paraquat 22 89
ROUNDUP Glyphosate acide 768 768
ALIETTE EV Fosétyl aluminium 168 210
Cyprodinil 192 SWITCH
Fludioxonil 128 512
MELANGE
PHYTOSANITAIRE
100 mL de chacun des
produits commerciaux environ 5 g/L Environ 7 g/L
L’alimentation du bioréacteur s’effectue avec le mélange de pesticides et l’effluent
de soutirage pour obtenir une concentration en DCO de 9 g.L-1 et une concentration
en pesticides de 2500 mg.L-1. Le temps de séjour hydraulique est fixé à 10 jours. la
charge volumique est fixée à 0,9 kg DCO m-3.jour-1 et la concentration en matières
Analyses Valeurs initiales
DCO 1452 ± 2,64 mg.L-1
Volume de boues 640 ± 14 mL.L-1
Turbidité 58 ± 0,2 NTU
Matières sèches 6,6 ± 0,7 g.L-1
Matieres Volatiles sèches 1,49 ± 0,2 g.L-1
Matières en suspension 157 ± 20 mg.L-1
Adénosine-5-triphosphate 123516 ± 27650 RLU
Partie résultats et discussion 2
92
sèches est maintenue à X = 6 g.L-1 avec une charge massique de 0,15 kg DCO.kg
MES-1.jour-1. Lors de l’expérimentation, les paramètres du bioréacteur sont : 150
tr.min-1, 4 mg O2.L-1, pH=7 à 20 C°.
Pour l’étude avec différentes concentrations en produits phytosanitaires, les essais
sont effectués en jar-test et les matières actives sont mélangées directement dans
du vin pour limiter les volumes injectés (Figure III.10). La liqueur mixte provient du
bioréacteur qui a été alimenté avec des effluents vinicoles ou viti-vinicoles suivant
les essais.
Entrée : 3 litres d’effluents vinicoles Entrée : 2 litres d’effluents viti-vinicoles
air air
Figure III.10. Descriptif du disposif expérimental utilisé
Liqueur mixte vinicole Liqueur mixte viti-vinicole
Sortie : 3 litres de liqueur mixte
Sortie : 2 litres de liqueur mixte
Prélèvement des liqueurs mixtes
V = 30 L V = 20 L Transfert 20 L de liqueur mixte à τ = 20 jours
THR = 10 jours
Rotation à 60 rpm
Sonde à oxygène
Jar-test (X 6)
Témoin : Ajout S0 = 164 mg.L-1 à
1312 mg.L-1 de DCO de vin
ou
Essai : Ajout S0 = 164 mg.L-1 à 1312
mg.L-1 de DCO de vin contenant le
mélange de pesticides à 5 g.L-1
Partie résultats et discussion 2
93
III.2.2. Etude de l’épuration des effuents viti-vinicoles
III.2.2.1. Evolution de la DCO
La Figure III.11. indique l’évolution de la DCO totale au cours du temps. La courbe rouge
correspond à la phase d’acclimatation à l’effluent vinicole. La courbe verte représente la
phase d’alimentation avec l’effluent viti-vinicole.
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
DCO (mg.L-1)
Figure III.11. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO) au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
Le mélange phytosanitaire a une DCO faible (de l’ordre de 200 mg.L-1) en comparaison
de l’effluent vinicole ajouté conjointement qui a une DCO de 9 g.L-1. Ce paramètre n’est
pas adapté à la mesure de l’épuration des matières actives mais il peut nous permettre
de voir si l’épuration des effluents vinicoles est affectée par la présence de toxiques. De
plus, une augmentation de DCO peut provenir d’une lyse des micro-organismes ou d’un
stress modifiant leur métabolisme.
Une première phase d’acclimatation est observée avec un pic de DCO à 8 jours de
traitement d’effluent vinicole. Ce phénomène important est peu visualisé dans le
traitement des effluents viti-vinicoles à 35 jours de traitement. Nous n’observons pas de
modification de la DCO lors de l’ajout des produits phytosanitaires pendant 10 jours ; par
contre, elle augmente ensuite. Ceci peut être lié à de nombreux phénomènes comme la
présence de micro-organismes libres dosés dans le surnageant ou à des modifications
diverses de la biomasse active (exopolymères).
L’augmentation de la DCO est liée à la phase d’adaptation de la liqueur mixte à l’effluent
viti-vinicole (≥ 25 jours). Cette phase est presque deux fois plus longue que la phase
d’acclimatation à l'effluent vinicole (13 jours). Ce phénomène peut s’expliquer par la
toxicité des pesticides qui inhibent partiellement l’activité des micro-organismes.
Partie résultats et discussion 2
94
III.2.2.2. Comportement des boues activées
III.2.2.2.1. Evolution des Matières Sèches (MS), des Matières
Volatiles (MVS)
Les matières sèches et les matières volatiles permettent d'évaluer la biomasse au sein de
la boue activée. Les Figures III.12 et III.13 visualisent leurs évolutions au cours de
l’expérience.
Lors de la dégradation des effluents vinicoles, la chute en matières sèches peut être
expliquée par le changement de nature du substrat. A l’ajout de l’effluent viti-vinicole, la
concentration de matières sèches diminue jusqu’à 30 jours.
0
1
2
3
4
5
6
7
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
MS (g.L-1)
Figure III.12. Evolution en matières sèches (MS) au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
Par ailleurs, les matières volatiles correspondent à la fraction organique des matières
sèches. Le contrôle de ce paramètre permet d'évaluer la biomasse au sein de la boue
activée. On peut remarquer que la teneur en biomasse épuratrice suit globalement les
teneurs en matières sèches.
0
1
2
3
4
5
6
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45Temps (jour)
MVS (g.L-1)
Figure III.13. Evolution des teneurs en matières volatiles (MVS) au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
Partie résultats et discussion 2
95
La Figure III.14 montre que le rapport MVS/MS reste stable (0,75) pendant le
traitement des effluents vinicoles (20 jours) et les 20 premiers jours d’alimentation
avec les effluents viticoles. Cette valeur est classiquement rencontrée en traitement
d’effluent urbain par boues activées (Praderie, 1996). Dans les derniers jours, de
fortes variations sont observées montrant l’impact cumulatif sur la biomasse de
l’alimentation en produits phytosanitaires.
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
MVS/MS
Figure III.14. Evolution du rapport MVS/MS au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
III.2.2.2.2. Evolution des matières en suspension (MES) et de la
turbidité
Dans notre étude, l’évolution des MES et de la turbidité nous permet surtout d’évaluer les
phénomènes de défloculation et de développement des bactéries libres. Dans la pratique
ces paramètres estiment la qualité de l’eau.
Les Figures III.15 et III.16 représentent respectivement l’évolution des matières en
suspension et de la turbidité au cours de l’expérimentation.
La mesure de la qualité des surnageants des boues alimentées avec l’effluent viti-vinicole
montre des turbidités et des matières en suspension qui augmentent au fur et à mesure
du traitement. Ces valeurs sont corrélées avec des observations microscopiques qui
révèlent la présence importante de bactéries libres dans le surnageant. Les pesticides
provoquent une défloculation des boues qui est parfois visible à l’œil nu.
Partie résultats et discussion 2
96
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
MES (mg.L-1)
Figure III.15. Evolution des matières en suspension (MES) au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
Par ailleurs, la forte teneur en matières en suspension au début du traitement des
effluents vinicoles provient de la phase d’acclimatation de la biomasse (chapitre III.1.).
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
Turbidité (NTU)
Figure III.16. Evolution des turbidités au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
Le phénomène de défloculation est à prendre en compte pour l’épuration des produits
phytosanitaires par boues activées. Il sera nécessaire d’effectuer une floculation avant le
rejet dans le milieu naturel ou de mettre un traitement complémentaire (filtration sur
sable ou lit de roseaux).
III.2.2.2.3. Evolution du volume de boues
Le volume de boues permet de caractériser la décantabilité des boues. La Figure III.17
représente l’évolution du volume de boues au cours de l’expérimentation. On observe
que pour la boue acclimatée à un effluent vinicole, le taux de boues est très élevé alors
que les matières sèches diminuent de façon importante. Cette observation nous laisse
penser que la structure des flocs est modifiée.
Partie résultats et discussion 2
97
Par ailleurs, l’effluent n’a pas été réajusté en azote et phosphore pour se rapprocher des
conditions de fonctionnement des unités existantes de traitement des effluents vinicoles.
Or, le vin est un substrat déficient en azote et phosphore: N total d’un vin rouge de 100
à 700 mg.L-1; PO4 = 200 à 500 mg.L-1. Un rapport C/N/P déséquilibré peut perturber le
fonctionnement des boues activées.
0
200
400
600
800
1000
1200
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Temps (jour)
Vb (ml.L-1)
Figure III.17. Evolution du volume de boues (Vb) au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
La présence de pesticides dans l’effluent viti-vinicole a pour effet de faire chuter le
volume de boues. Cette constatation n’est pas forcément liée à une mauvaise
acclimatation de la liqueur mixte viti-vinicole mais à une restructuration des flocs due à
un nouveau substrat à dégrader. Les micro-organismes ne se retrouvent pas uniquement
sous forme floculée mais libres dans le surnageant, ce qui confirme les évolutions de
matières en suspension.
III.2.2.2.4. Evolution de l’ATP total
En parallèle, les mesures d’activité de la biomasse sont quantifiées dans l’effluent par
dosage de l’adénosine-5-triphosphate (ATP), molécule énergétique synthétisée par les
micro-organismes (Figure III.18). L’activité de dégradation des micro-organismes dans la
liqueur mixte vinicole a bien lieu car celle-ci est mise en évidence par une production
importante d’ATP (Remond et Walen, 2007). Cependant, on remarque une forte chute de
la production d’ATP immédiatement après l’introduction des pesticides dans la liqueur
mixte. De plus, la synthèse d’ATP ne reprend qu'au 31ème jour du traitement.
Partie résultats et discussion 2
98
0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
140000
160000
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45Temps (jour)
ATP (URL)
Figure III.18. Evolution des teneurs en ATP au cours du traitement biologique.
(♦) adaptation à l’effluent vinicole ; (�) dégradation de l’effluent viti-vinicole.
La biomasse en présence des pesticides subit une phase d’acclimatation et l’effet
toxique sur la population de micro-organismes se traduit par de faibles teneurs en ATP. A
partir du 34ème jour, la biomasse résistante s’adapte et dégrade les pesticides en
produisant de l’énergie sous forme d’ATP.
0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
0 3 7 9 13 16 21 24 26 32 34 38 40 42
Temps (jours)
ATP/MVS
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
DCO (mg/L)
Figure III.19. Evolution de la DCO et du rapport ATP/MVS au cours du traitement biologique.
(♦) DCO totale; (�) Rapport ATP/MVS (URL/g.L-1)
Le rapport ATP/MVS représente la fraction de solide correspondant à la biomasse
active des matières volatiles mesurées. La Figure III.19 montre sur un même
graphique l’évolution de la DCO et de ce rapport. La première partie de la courbe
ATP/MVS a une allure semblable à celle de l’ATP car les MVS sont relativement
constantes pendant les 20 premiers jours. A partir de 30 jours le rapport augmente
de facon importante ainsi que les concentrations en DCO totales ; ce qui traduit une
libération d’ATP dans la liqueur mixte.
Partie résultats et discussion 2
99
III.2.2.3. Discussion
Cette expérimentation a permis d'étudier l’impact des pesticides sur une biomasse
acclimatée à un effluent phytosanitaire concentré. L'évolution de la DCO nous montre
une acclimatation rapide de la biomasse aux substrats vinicoles en début de traitement.
Dans le cas des effluents vinicoles, la fraction carbonée biodégradable est importante.
Lors de l’ajout des molécules phytosanitaires à ce substrat, on remarque qu'il n'y a pas
d'augmentation de la DCO. La biomasse en présence de pesticides dégrade la charge
organique apportée par le vin. Cette dégradation par la biomasse signifie donc qu'elle
s'est acclimatée. Ces résultats avec un mélange de produits phytosanitaires sont
similaires à ceux obtenus avec les molécules testées de manière individuelle (Chapitre
III. partie I).
Lors de l’adaptation de la biomasse aux substrats vinicoles, le volume de boues est
supérieur à 750 mL. L'effluent de sortie est limpide avec peu de matières en suspension.
A l’ajout de l'effluent viti-vinicole, le volume de boues chute et les matières en
suspension et la turbidité augmentent. Les produits phytosanitaires destructurent les
flocs. L'effluent de sortie est chargé en bactéries libres. Ribarova et al. (2002) observent
la modification du floc bactérien lors de l’ajout de 4 mg de pentachorophénol dans 5 L de
liqueurs mixtes urbaines en condition anaérobie. Durant la dégradation, les boues
fortement floculées se défloculent et forment des flocs compacts granulaires.
L'activité de la biomasse est quantifiée par la mesure d’adenosine-5-triphosphate (ATP).
Lors de l'acclimatation de la liqueur mixte urbaine aux effluents vinicoles, les quantités
d'ATP totales sont fluctuantes mais très élevées. Dans le cas de l’ajout de l'effluent viti-
vinicole, la teneur en ATP chute immédiatement. Cette mesure montre l'effet toxique des
pesticides sur le métabolisme de la biomasse. Remond et Whalen (2007) proposent de
suivre une unité de traitement d’effluent urbain par la mesure de l’ATP. Ils considèrent
qu’une modification de l’ATP anticipe un dysfonctionnement des bioréacteurs. De plus, ils
proposent une valeur optimale d’ATP pour laquelle l’unité de traitement assurerait une
efficacité maximale.
L’effet toxique ne s'accompagne pas d'une chute des teneurs en biomasse puisqu'elle est
stable à environ 2,5 g.L-1 de MS. A partir de 14 jours après l’ajout des molécules
phytosanitaires, les teneurs en ATP augmentent ; signe d'une reprise d'activité de la
biomasse. Cette reprise semble très importante car le rapport ATP/MVS augmente
rapidement.
Partie résultats et discussion 2
100
III.2.3. Influence de la concentration en produits phytosanitaires
L’expérimentation a pour objectif de définir les meilleures conditions de rejet des
effluents viticoles dans le système de traitement aérobie des effluents vinicoles, afin que
les deux types d’effluents puissent être traités à partir d’un même système.
Pour l’épuration des effluents phytosanitaires, deux cas peuvent se présenter :
- l’effluent phytosanitaire collecté sur une année est introduit lorsque l’unité de
traitement vinicole reçoit peu d’effluents (période de juin à août). Dans ce cas, la
biomasse est adaptée à un effluent vinicole et commence à recevoir à un moment
donné l’effluent viti-vinicole. En septembre, l’unité ne reçoit à nouveau que
l’effluent vinicole.
- l’effluent phytosanitaire est envoyé toute l’année sur l’unité de traitement
biologique vinicole. Ainsi, la biomasse est continuellement adaptée à un effluent
de type viti-vinicole.
Pour l’expérimentation, une liqueur mixte adaptée à un effluent vinicole (effluent de
soutirage) et un autre à un effluent viti-vinicole (effluent de soutirage contenant des
pesticides) sont préparées. Après 50 jours d’alimentation (4 fois le temps de séjour
hydraulique), des échantillons de liqueurs mixtes sont prélevés et sont alors introduits
dans différents béchers pour réaliser les expérimentations. Pour cinq concentrations
testées (Tableau III.18), les effluents vinicoles (A, A’) ou viti-vinicoles (B, B’) sont
introduits dans les béchers de un litre de liqueur mixte.
Tableau III.18. Concentrations initiales de l’effluent vinicole et viticole.
DCO initiales en effluent
vinicole (mg.L-1)
Concentrations initiales
en pesticides (mg.L-1)
164 5
328 10
656 20
984 30
1312 40
III.2.3.1. Evolution de la DCO
L’évolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO) est visualisée sur la Figure
III.20.
Partie résultats et discussion 2
101
Lorsque les concentrations initiales de l’effluent sont inférieures ou égales à 650 mg.L-1
en DCO, l’épuration semble similaire pour les deux liqueurs mixtes qu’elles soient
alimentées avec un effluent vinicole ou viti-vinicole. La biomasse n’est pas affectée par
l’ajout de pesticides. De plus, la DCO diminue progressivement dès les premières heures
pour se stabiliser à des valeurs inférieures ou égales à 300 g.L-1 après 10 h.
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 2 4 6 8 10 12
Temps (h)
DCO (mg/l) S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/l
S0 = 1312 mg/l
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
DCO (mg/l) S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/l
S0 = 1312 mg/l
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
DCO (mg/l) S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/l
S0 = 1312 mg/l
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
DCO (mg/l) S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/l
S0 = 1312 mg/l
Figure III.20. Evolution de la DCO dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte.
Liqueurs mixtes vinicoles. A : Témoin (S0 vin) ; B : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Liqueurs mixtes viti-vinicoles. A’ : Témoin (S0 vin) ; B’ : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Pour les concentrations en DCO supérieures à 1 g.L-1, le comportement de la biomasse
est différent suivant la présence ou non de produits phytosanitaires. Dans le témoin, une
phase de latence de quelques heures est observée avant que l’épuration ne commence.
La réduction de DCO est ensuite très rapide.
Pour l’effluent contenant les produits phytosanitaires (S0 > 656 mg/L de DCO), il est
observé une augmentation initiale de la DCO qui reste importante pendant les 10 h
d’expérimentations : >1000 mg.L-1. Ceci montre qu’il existe une concentration maximale
admissible en produits phytosanitaires pour qu’une biomasse ne soit pas affectée par la
présence de toxiques. Bouhabila (1999) a observé ce phénomène dans un bioréacteur à
membranes immergées.
A A’
B B’
Partie résultats et discussion 2
102
III.2.3.2. Etude des liqueurs mixtes
III.2.3.2.1. Evolution des matières en suspension (MES) et de la
turbidité
Nous avons observé précédemment que la présence d’un nouveau substrat à dégrader
affecte la biomasse active dégradant la matière organique et influe sur la floculation des
boues et la qualité du surnageant. Celle–ci est mesurée par la teneur en Matières en
Suspension (MES) (Figure III.21) et la turbidité (Figure III.22).
Figure III.21. Evolution des Matières en Suspension dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte.
Liqueurs mixtes vinicoles. A : Témoin (S0 vin) ; B : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Liqueurs mixtes viti-vinicoles. A’ : Témoin (S0 vin) ; B’ : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Dans les liqueurs mixtes issues du traitement des effluents vinicoles, de 0 à 8 h de
contact du substrat, dans le témoin et dans les essais, il n’est observé aucune différence
significative de comportement des Matières En Suspension (MES). A 2 h de contact, dans
le témoin et dans l’essai, un pic de turbidité apparaît pour les différentes concentrations
en substrat. Les turbidités chutent rapidement dans le témoin contrairement à l’essai qui
contient des produits phytosanitaires dont les valeurs restent quasi-stationnaires jusqu’à
8 h pour les concentrations les plus élevées (Figure III.22 : A et B). Il en est de même
A
B
A’
B’
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
MES (g/l) S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12Te mps (h)
M ES (g/l) S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
MES (mg/L) S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
MES (mg/L) S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
Partie résultats et discussion 2
103
pour les liqueurs mixtes issues du traitement des effluents viti-vinicoles. Ainsi, dans les
trois essais (A’, B et B’) alimentés avec des toxiques, nous observons une nette
dégradation de la qualité du surnageant.
Les fortes turbidités et les MES montrent une défloculation des boues en présence des
molécules phytosanitaires. Celle-ci est due à l’effet toxique des pesticides. De plus, le
stress subi par les cellules induit le relargage de composés biodégradables par les micro-
organismes en présence de pesticides. Ainsi, Il semblerait que les fortes teneurs de DCO
observées dans les essais proviennent de l’influence des pesticides sur l’activité des
micro-organismes en favorisant la défloculation et la lyse de certaines cellules libérant
leurs métabolites dans le surnageant ; ce qui ne représente pas la pollution engendrée
par l’apport direct des produits phytosanitaires et de l’effluent vinicole.
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
Turbidité (NTU)S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
Turbidité (NTU) S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
Figure III.22. Evolution des turbidités dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte.
Liqueurs mixtes vinicoles. A : Témoin (S0 vin) ; B : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Liqueurs mixtes viti-vinicoles. A’ : Témoin (S0 vin) ; B’ : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
B
A A’
B’
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
Turbidité (NTU)
S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
Turbidité (NTU)
S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
B’
Partie résultats et discussion 2
104
III.2.3.2.2. Les Matières Volatiles (MVS)
L’évolution des Matières Volatiles (MVS) est représentée dans la Figure III.23.
Figure III.23. Evolution des Matières Volatiles dans les essais en jar-test utilisant une liqueur mixte.
Effluents vinicoles. A : Témoin (S0 vin) ; B : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Effluents viti-vinicoles. A’ : Témoin (S0 vin) ; B’ : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Dans les deux expérimentations, les concentrations restent stables au cours du temps
quelles que soient les conditions expérimentales et les concentrations testées. La liqueur
mixte provenant du traitement des effluents viti-vinicoles a une concentration initiale en
biomasse plus faible que la liqueur mixte vinicole. Ces résultats montrent que les micro-
organismes, vus au travers des MVS, ne semblent pas affectés par un substrat toxique.
Ces observations sont en accord avec les observations de la viabilité des levures qui ne
sont pas lysées par la présence de molécules toxiques (Chapitre III. Partie 3).
III.2.3.3. Comparaison des paramètres après 24 h
A la fin des 4 expérimentations, les mêmes paramètres (DCO, MES,…) sont mesurés et
représentés dans le Tableau III.19.
B
A A’
B’
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
0 2 4 6 8 10 12
Temps (h)
MVS (g/l)
S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/l
S0 = 1312 mg/l
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
0 2 4 6 8 10 12Temps (h)
MVS (g/l)
S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/l
S0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
0 2 4 6 8 10 12
Temps (h)
MVS (g/l)S0 = 164 mg/l
S0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/l
S0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
0 2 4 6 8 10 12
Temps (h)
MVS (g/l)S0 = 164 mg/lS0 = 328 mg/lS0 = 656 mg/lS0 = 984 mg/lS0 = 1312 mg/l
Partie résultats et discussion 2
105
Tableau III. 19. Paramètres à 24 h du traitement biologique.
Liqueurs mixtes vinicoles. A : Témoin (S0 vin) ; B : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Liqueurs mixtes viti-vinicoles. A’ : Témoin (S0 vin) ; B’ : Essai (S0 mélange vin + pesticides)
Essais Valeurs S0
(mg.L-1 de DCO)
DCO
(mg.L-1)
MES
(mg.L-1)
Turbidité
(NTU)
164 86 450 2,44
656 286 125 8,95 A
1312 493 400 12,8
164 120 150 4,47
656 346 300 31,4 B
1312 1133 700 93,4
164 200 250 24,9
656 212 225 40,4 A’
1312 500 400 56,9
164 223 150 41
656 272 250 44,45 B’
1312 1120 250 56,8
Lorsque la concentration en substrat augmente, l’efficacité d’épuration diminue en ce qui
concerne les MES, la turbidité et la DCO dans les 4 conditions expérimentales. Des
tendances peuvent être observées : les 2 témoins A et A’ alimentés avec un effluent
vinicole se comportent de façon similaire quelle que soit la concentration en substrat
sauf pour la turbidité qui est plus importante dans le cas de la liqueur mixte initiale viti-
vinicole (A’). L’épuration semble fortement affectée pour la concentration en substrat
viti-vinicole la plus élevée (1312 mg DCO.L-1). Les turbidités et les MES sont beaucoup
plus élevées lorsque la liqueur mixte initiale (vinicole – B) n’a pas été adaptée aux
produits phytosanitaires : par exemple, pour une concentration en substrat de 1312 mg
DCO.L-1, les MES sont de 700 mg.L-1 alors que dans le cas d’un effluent viti-vinicole sur
une biomasse adaptée, elles sont de 250 mg.L-1. Ceci montre bien l’effet toxique des
pesticides sur la liqueur mixte qui, comme nous l’avons vu précédemment, se traduit par
une défloculation des boues avec une possible libération d’exopolymères dans le milieu.
Nsabimana et al. (1996) ont observé l'acclimatation d’une biomasse et montrent aussi
cet effet toxique de l'Atrazine (herbicide) sur des boues activées.
III.2.3.4. Comparaison des paramètres cinétiques
Pour évaluer les différents paramètres cinétiques de croissance des micro-
organismes, nous avons utilisé le modèle de Monod. Monod (1942), analysant la
courbe de croissance bactérienne d'une culture pure, a proposé d'exprimer µ (Taux
spécifique de croissance) en fonction de S (Concentration en substrat à l'instant t)
Partie résultats et discussion 2
106
par une relation empirique déduite de l'équation établie par Michaelis et Menten
pour les enzymes :
Où :
µ Taux de croissance (h-1)
µm Taux de croissance maximale (h-1)
St Concentration en substrat à l'instant t (mg DCO.L-1)
Ks Concentration seuil-valeur de S pour laquelle µ=µm/2 (mg DCO.L-1)
Le taux de croissance µ de la biomasse est obtenu en relevant la pente de la droite
représentant ln(Xt/X0) = f(t) à chaque concentration S0.
Cette méthode permet également de calculer le rendement de la croissance microbienne
en batch Y. Si on note VX la vitesse de croissance des micro-organismes et VS la vitesse
d’épuisement du substrat alors :
avec VX= (Xt-X0)/t et VS = (St-S0)/t
Y Rendement ou taux de conversion
Xt Concentration en biomasse à l’instant t (g MVS.L-1)
X0 Concentration en biomasse au temps initial (g MVS.L-1)
St Concentration en substrat à l'instant t (mg DCO.L-1)
S0 Concentration en substrat au temps initial (mg DCO.L-1)
A partir des courbes, on obtient les taux de dégradation du substrat par une liqueur
mixte vinicole et viti-vinicole (Tableau III.20). Les vitesses de dégradation par les micro-
organismes des boues sont fonction de la concentration en substrat.
µm St
Ks +St µ =
VX
VS Y = -
µ S X
Ks +S VX =
Partie résultats et discussion 2
107
Tableau III.20. Détermination des taux de croissance µ (h-1) des 2 expérimentations.
Les taux de croissance diminuent avec l’augmentation de la concentration en substrat
quelles que soient les conditions testées. La figure III.24 nous permet d’apprécier plus
facilement les tendances d’évolution du taux de croissance en fonction des liqueurs
mixtes et du substrat utilisé. Il apparaît que les taux de croissance sont globalement plus
importants pour les liqueurs mixtes vinicoles et que le substrat contenant des produits
phytosanitaires provoque une légère diminution de ceux-ci. Sahinkaya et al. (2005)
trouve une diminution du taux de croissance d’une boue activée avec une augmentation
de la concentration en 4-chlorophénol : Les taux de croissance varie de 0,002 à 0,367 h-1
selon que les boues soient acclimatées ou non au substrat.
Figure III.24. Evolution du taux de croissance (µ) en fonction de la concentration S0 en substrat.
Les formes de courbes observées sur la Figure III.24 nous font penser au modèle de
HALDANE correspondant au modèle de MONOD en intégrant une constante d’inhibition.
La forme de la courbe qui devrait nous permettre de déterminer le taux de croissance
maximum sans inhibiteur correspond à la série A (liqueur mixte vinicole alimentée par
effluent vinicole). Cependant, lorsque la concentration en substrat augmente le taux de
Taux de croissance µ (h-1)
Substrat S0 (mg/L de DCO) 164 328 656 984 1312
Vin (A) 0.0622 0.0826 0.0218 0.0394 0.0204 Expérimentation
1 : liqueurs mixtes
vinicoles
Vin + pesticides
(B) 0.0874 0.0471 0.0235 0.0353 0.0198
Vin (A’) 0.051 0.0534 0.0286 - 0.0143 Expérimentation
2 : liqueurs mixtes
viti-vinicoles
Vin + pesticides
(B’) 0.0501 0.0496 0.0224 0.0061 0.0144
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0,08
0,09
0,1
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
S0 (mg DCO/L)
µ (1/h) A
B
A'
B'
MONOD
HALDANE
Partie résultats et discussion 2
108
croissance diminue à partir de 328 mg DCO.L-1 et la forme de la courbe suit l’équation
d’Haldane (Rozich et al., 1985). La courbe théorique qui aurait dû être obtenue avec le
substrat considéré comme non inhibiteur (vin) est représenté en pointillé sur la Figure
III.24. D’après ces résultats, il nous est impossible de déterminer les taux de croissance
maximum car le vin apparaît aussi comme un inhibiteur de la croissance de la biomasse.
Le contenu polyphénolique du vin est sans doute la cause essentielle de l’observation de
ce phénomène (Ye et al., 2003). Gaudy et al. (1974) suggèrent que la valeur maximale
du taux de croissance soit prise comme étant le taux de croissance spécifique µ* dans le
modèle d’Haldane. Ceci permet de déterminer le coefficient d’inhibition Ki pour l’effluent
vinicole (µ*≈ 0.08 h-1 ; Ki ≈ 300 mg DCO. L-1) et pour l’effluent phytosanitaire (µ*≈
0.055 h-1; Ki ≈ 200 mg DCO. L-1). Les taux de croissance spécifiques sont faibles et il est
reconnu que les effluents vinicoles sont moins facilement biodégradés que les effluents
urbains.
III.2.3.5. Discussion
Dans les liqueurs mixtes issues du traitement des effluents viti-vinicoles, les
résultats montrent l’adaptation rapide de la biomasse à un substrat. Les variations
des teneurs en matières en suspension montrent l’influence des pesticides sur la
structure des flocs en induisant une défloculation à court terme qui n’est cependant
pas observée dans les liqueurs mixtes viti-vinicoles adaptées aux substrats. Ces
résultats confirment ceux obtenus dans le Chapitre III.partie 1.
Les matières volatiles n’évoluent pas au cours du temps considéré. Il semble y avoir une
tolérance des micro-organismes aux produits toxiques. Même si la dégradation de la DCO
semble s’effectuer normalement en présence de produits phytosanitaires, les taux de
croissance estimés de la biomasse sont faibles dans les conditions expérimentales qui ont
été testées.
Le suivi en parallèle des différentes modalités auxquelles nous avons apporté une
quantité de substrat croissante nous a permis de comparer le comportement des
différentes liqueurs mixtes. La vitesse de dégradation du substrat vinicole est plus
rapide que celle de l'effluent viti-vinicole. Les liqueurs mixtes viti-vinicoles
dégradent moins rapidement l'effluent vinicole que les liqueurs mixtes vinicoles.
Ainsi, une biomasse acclimatée aux effluents phytosanitaires dégradera plus
rapidement le substrat viti-vinicole.
Partie résultats et discussion 2
109
III.2.4. Conclusion
En traitement biologique aéré, les effluents vinicoles sont épurés même en présence
de produits phytosanitaires. Cependant, le mélange de pesticides affecte l’activité
métabolique (ATP) de la biomasse épuratrice. Les matières volatiles restent stables
au cours du traitement contrairement à ce qui est observé lors de l’épuration des
effluents urbains (Praderie, 1996). Ceci montre l’effet de l’inhibition de la croissance
des micro-organismes en présence de toxiques. Liwarska-bizukojc et al. (2007),
indiquent qu’avec de fortes concentrations en substances inhibitrices (surfactants
non-ioniques), les rendements Y peuvent chuter à des valeurs de l’ordre de 0,13 ;
ce qui est très faible par rapport aux valeurs usuelles rencontrées (Y = 0,70). Il faut
aussi noter que les matières commerciales phytosanitaires peuvent contenir des
tensio-actifs, des dispersants, des mouillants,… qui peuvent contribuer à la toxicité
de l’effluent.
Le traitement des effluents vivi-vinicoles par une biomasse adaptée à ces effluents
permet d’obtenir un surnageant de meilleure qualité (DCO-Turbidité). Ceci semble
essentiellement dû à une meilleure structuration des flocs ne libérant pas de
bactéries contrairement à l’épuration de pesticides par une liqueur mixte adaptée à
un effluent vinicole. Ce résultat est important pour la gestion du rejet des produits
phytosanitaires dans les unités de traitement biologique des effluents vinicoles. En
effet, deux solutions sont possibles : le rejet collecté est introduit lorsque l’unité de
traitement vinicole reçoit peu d’effluents (période de juin à août) ou l’effluent
phytosanitaire est envoyé toute l’année sur l’unité de traitement biologique vinicole.
A la vue de nos résultats, la deuxième solution serait plutôt à privilégier. Dans le
cas de nos expérimentations, il semble y avoir une concentration seuil à ne pas
dépasser que nous avons déterminé à 650 mg DCO.L-1 et 20 mg.L-1 de pesticides.
Dans la réalité, ces valeurs vont dépendre de nombreux paramètres comme par
exemple les matières actives constituant le mélange, la concentration initiale en
biomasse active, le temps de séjour hydraulique et l’âge des boues.
Dans ce chapitre, nous avons vu que la microfaune était inhibée par la présence de
produits phytosanitaires qui sont considérés comme des toxiques. Il est difficile de
suivre quantitativement au cours du temps toutes les concentrations en matières
actives du mélange. C’est pourquoi, afin de mieux comprendre les mécanismes de
dégradation des molécules et de quantifier la toxicité, nous nous sommes intéressés
au developpement d’un test d’autocontrôle rapide et fiable basé sur l’inhibition
métabolique de la synthèse d’ATP de Saccharomyces cereviseae.
Partie résultats et discussion 3
110
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 3
Saccharomyces cerevisiae, bio-marqueur de la pollution phytosanitaire
L'Arrêté du 12 septembre 2006 du Ministère de l’écologie et du développement durable
réglemente l’utilisation et le rejet des produits phytopharmaceutiques. La dernière partie de
l’arrêté décrit les dispositions relatives aux procédés de traitement des effluents
phytosanitaires et les modalités pour qu’un procédé puisse être autorisé. Pour répondre à
cette autorisation, des tests de toxicité sont exigés.
III.3.1. Rappel bibliographique
L’objectif de cette étude est de développer un test d’autocontrôle simple, rapide et peu
coûteux, permettant de définir l’efficacité des procédés de dégradation des résidus
phytosanitaires. L’étude évalue l'effet des pesticides sur l'activité, la croissance et la viabilité
métabolique (Adénosine-5-triphosphate (ATP)) des levures Saccharomyces cerevisiae
(S.C.).
Les résultats obtenus permettent la mise en place d’un nouveau test de toxicité aigu qui
mesure l’effet inhibiteur des pesticides sur l’activité métabolique de S.C.. Ce test est mis en
parallèle avec les tests écotoxicologiques normés demandés par l’Arrêté en comparant les
EC50 obtenus de trois matières actives sélectionnées : L’Azoxystrobine (fongicide d’origine
naturel), le Cymoxanil (fongicide) et le Diuron (herbicide). Ces trois molécules sont choisies
pour leurs natures chimiques différentes. De plus, leurs trois EC50 Daphnia magna (48 h)
sont représentatifs de l’ensemble des molécules (0,26 à 27 mg.L-1 d’EC50).
Les essais biologiques sont basés sur des micro-organismes aquatiques eucaryotes :
Daphnia magna et Pseudokirchneriella subcapitata. Ils sont employés pour détecter et
prévoir les effets néfastes des polluants chimiques sur les populations et les écosystèmes.
Les bioessais classiques, demandés par l’Arrêté, se fondent sur des organismes qui ont un
temps d'acclimatation important, les rendant difficile à mettre en oeuvre et coûteux (Farre
et Barcelo, 2003). Des bioessais microbiens peu coûteux existent avec des cycles de vie
courts répondant rapidement aux changements environnementaux (Bitton et al., 1984).
Cependant, la majorité des essais microbiens existant ne sont pas assez sensibles pour
détecter de faibles concentrations en toxiques (Schmitt et al., 2004). Une des alternatives
Partie résultats et discussion 3
111
est l’utilisation d’organismes stables, de croissance rapide et de faible pouvoir mutagène tels
que les levures (Soares et Calow, 1993).
L'inhibition de Saccharomyces cerevisiae par des pesticides a déjà été démontrée par
plusieurs auteurs. Par exemple, la présence de résidus de fongicides (cyprodinil, fludioxinil
et pyriméthanil) pendant la fermentation alcoolique affecte le métabolisme de S.C.
entraînant une modification de la composition aromatique des vins blancs Vitis vinifera
causant une diminution de qualité sensorielle (Hatzidimitriou et al., 1997).
En outre, l'analyse de l’expression des gènes de S.C. en réponse au lindane a indiqué un
dysfonctionnement mitochondrial (Parveen et al., 2003). Ribiero et al. (2000) ont également
observé que les taux respiratoires spécifiques de S.C. ont été inhibés par des pesticides
(penconazole, cymoxanil et dichlofluanide).
Ainsi la levure, en particulier S.C., semble être un bon modèle pour évaluer la toxicité des
micropolluants, comme Bitton et al. (1984) l’ont démontré en étudiant la toxicité de métaux
lourds sur la levure. Malgré ces travaux, seulement quelques chercheurs ont employé S.C.
comme bioindicateur de la toxicité (Kungolos et Aoyama, 1992; Kungolos et al., 1999).
III.3.2. Protocole Opératoire
III.3.2.1. Souche de levure
La souche de levure utilisée dans cette étude est Saccharomyces cerevisiae var. Bayanus
(AWRI 350) et est commercialisée par AB MAURY Wine. Ces levures sèches actives sont
utilisées au moment des vinifications pour le développement de vins rouges jeunes
aromatiques de qualité. Elle a été sélectionnée pour cette étude car sa phase de latence est
courte, qu’elle a une bonne floculation et produit peu de mousse.
III.3.2.2. Conditions de culture
La souche de levure est conservée à 10 °C. 10 g de levures sèches actives avec 10 g D-
glucose, dissous dans 100 mL d’eau minérale sont incubées. Pendant 30 min, dans un bain
marie à 30 °C, sous agitation mécanique, les levures sèches sont régénérées. L’hydratation
de la suspension de levures (levain) est observée sous microscope optique à un
grossissement (X 400) (Figure III.25).
Partie résultats et discussion 3
112
Figure III.25. Photo de levures au microscope optique Grossissement X400.
a. levures en cours de régénération ; b. levures régénérées.
III.3.2.3. Protocole d’essai
1 mL de la suspension de levain est cultivé en absence et en présence de 4 mL de solution
de molécules phytosanitaires. Le protocole opératoire est représenté par la Figure III.26.
Les échantillons, maintenus à 20 °C, sont utilisés pour déterminer la production
d’adénosine-5-triphosphate (ATP), la production de la biomasse et l’activité de la levure.
Figure III.26. Protocole expérimental du test ATPyeast
Levain régénéré 30 min., 30°C (Souche Saccharomyces cerevisiae AWRI 350)SC))
10 g de souche + 10 g de glucose dans
100 mL d’eau
1ml de levain
4 ml
TEMOIN (Eau minérale)
4 ml
ESSAI
(Produits phytosanitaires)
a. b.
• Croissance des colonies de levures • Viabilité des levures par test Live Dead • Mesure des concentrations en ATP
a.
Partie résultats et discussion 3
113
III.3.2.4. Dénombrement des levures
Pour estimer les effets des pesticides sur la production de biomasse, il est effectué des
dénombrements sur un milieu gélosé spécifique levure. Seules les levures viables cultivables
donnent après incubation des colonies. Pour l'ensemencement, le milieu est constitué de la
manière suivante: 5 mL de milieu nutritif (10 g d'extrait de levure, 10 g d'acide aminé ou
peptone bactérienne et 20 g de D-glucose, dissous dans 1 litre d'eau distillée et pH ajusté à
4), 5 mL de milieu gélosé ( 20 g d'agar dissous dans 1 litre d'eau distillée) et 0,1 mL de
pénicilline (12.5 mg/10 mL d'eau distillée stérile) pour inhiber la croissance des bactéries
lactiques, 0,2mL de diphényle (75 mg/10 mL d'éthanol à 95 %) pour inhiber la croissance
des moisissures, 0,2mL de chloramphénicol (50 mg/10 mL d'éthanol à 95 %) pour inhiber la
croissance des bactéries acétiques.
Les géloses sont ensemencées en surface par la méthode des billes avec 0,1 mL
d’échantillon. L’échantillon est dilué jusqu’à 10-10 afin d’obtenir un nombre de colonies
compris entre 30 et 300 par boite. Les boites sont ensuite mises à incuber 48 h à 25°C.
III.3.2.5. Test de viabilité
Afin de définir si la présence de pesticides dans l’échantillon est liée à la mort des levures,
un kit Live-Dead Yeast Viability L-7009 est utilisé. Ce kit permet de différencier les levures
viables (cultivable ou non) des levures mortes. Il est composé d'un réactif appelé Fun 1 qui
contient un fluorochrome le DMSO (diméthyl sulfoxide anhydre) à 10 mM transporté de
façon active à l'intérieur de la levure.
Après 30 minutes de contact de 1mL de levain avec 4 mL d’échantillon (témoin et essai), 1
mL prélevé est centrifugé pendant 5 minutes à 10 000 G. Le surnageant est éliminé et le
culot contenant les levures est dilué dans 1 mL de tampon HEPES. La solution est incubée
avec 1 µl de FUN 1 à 30 °C pendant 30 minutes à l'obscurité. 5 µL de suspension sont
observés sous un microscope à fluorescence (excitation = 480 nm; émission 530 nm).
Les cellules métaboliquement actives sont identifiées par une structure vacuolaire
fluorescente de couleur rouge extrêmement lumineuse, alors que les levures n’ayant pas
d'activité métabolique ont une fluorescence diffuse vert-jaune (Figure III.27).
Partie résultats et discussion 3
114
Figure III.27. Protocole experimental de détermination de la viabilité des levures.
III.3.2.6. Dosage de l’ATP
L'Adénosine-5-triphosphate (ATP) est un intermédiaire énergétique universel de la cellule
vivante. Cette molécule est en relation directe avec l'activité de la cellule ; toute cellule
vivante produit et consomme de l'ATP qui est produit majoritairement par respiration dans
le cas de la levure.
Figure III.28. Représentation simplifiée du métabolisme cellulaire.
1 mL de levain +
4 mL d’échantillon
30 min
1 mL mélange
5 min 10000 G
Élimination du surnageant
1ml tampon glucose -hepès +
1 µL Fun 1 (PROBES Science )
30 min. 30°C Obscurité
5 µL sur une lame Observation
microscopique épifluorescence
λext= 480 nm λém= 530 nm
Levure rouge (viable) Levure verte/bleu (non viable)
Source de carbone
Source d’azote
O2
Substances de réserves
Matériaux cellulaires
Métabolites, enzymes
Produits d’excrétion
CO2 + H2O ATP
Membrane cellulaire
Mitochondrie
Noyau cellulaire
Barrière de diffusion
Partie résultats et discussion 3
115
Diverses méthodes existent pour doser l'ATP mais la technique la plus rapide, d’une grande
sensibilité et relativement précise est la bioluminescence. Cette technique utilise la capacité
qu'ont certains organismes vivants (poissons, méduses, lucioles, vers luisants,
photobactéries) à émettre de la lumière de diverses couleurs, mettant en jeu une réaction
enzymatique différente.
La technique de mesure de l’ATP utilisée repose sur la capacité du coléoptère Photinus
pyralis d'émettre de la lumière par une réaction enzymatique bioluminescente. La
bioluminométrie (technique de mesure de la lumière émise par une réaction) possède
plusieurs avantages car elle concilie: une bonne sensibilité, des instruments de mesure et
des réactifs très peu chers, un protocole expérimental très simple et un bruit de fond très
réduit ou nul.
Pour effectuer ce dosage, la lumière émise par réaction enzymatique est mesurée. En
présence de l’ion Mg2+, d'ATP et de dioxygène, la luciférine est oxydée sous l'action de la
luciférase en oxyluciférine avec production de lumière. La vitesse de réaction est maximale à
une température de 24°C et est très peu modifiée entre 18 et 28 °C. Un bâton AQUAtrace,
placé en contact avec la solution expérimentale, contient les réactifs et les composés qui
détruisent les enveloppes de la cellule et inhibent les ATPases ainsi que toutes les enzymes
extracellulaires. La lumière émise est mesurée et exprimée en Unité Relative de Lumière
(URL) par un luminomètre Uni-Lite NG (BIOTRACE) à une longueur d’onde λ de 562 nm.
Le luminomètre (BIOTRACE®) est constitué d'une chambre qui réceptionne l'échantillon en
le plaçant le plus près possible du tube photomultiplicateur. La chambre doit être isolée de
la lumière ambiante afin de minimiser les interférences potentielles. Le tube
photomultiplicateur permet d'amplifier le passage des photons et de le transformer en une
cascade d'électrons dont l'intensité est mesurée.
Le mécanisme de la réaction peut être décomposé en deux étapes:
- L'activation de la luciférine LH2 avec formation de luciféryl-adénylate et la libération de
pyrophosphate.
Luciférase + Mg2+
ATP + LH2 LH2-AMP + PP
Partie résultats et discussion 3
116
- L'oxydation de ce complexe en présence d'oxygène qui donne l'oxyluciférine dans un état
excité, avec décarboxylation. Le retour à l'état électronique stable de l'oxyluciférine
s'accompagne d'une émission de lumière.
LH2-AMP + O2 oxyluciférine + CO2 + AMP + Photons
Soit une équation bilan :
Luciférase + Mg2+ + Photons
Luciférine + ATP + O2 Oxyluciférine + CO2 + AMP + PP
III.3.3. Incidence des pesticides sur la levure Saccharomyces cerevisiae
Les expérimentations évaluent l'effet des pesticides sur l'activité métabolique (ATP), la
viabilité et la croissance des levures Saccharomyces cerevisiae (S.C.).
III.3.3.1. Molécules phytosanitaires
Les 14 pesticides issus des produits commerciaux sont utilisés en mélange pour les
expériences. Les concentrations en matières actives correspondent à celles retrouvées dans
un effluent viticole après lavage du matériel de pulvérisation (Tableau III.21).
Tableau III.21. Les produits phytosanitaires sélectionnés
Produits commerciaux Substances
actives
Concentrations substances
actives (mg.L-1)
Concentrations produits
commerciaux (mg.L-1)
Cymoxanil 30 ANTEOR
Folpel 254 380
BOUILLIE BORDELAISE Sulfate de cuivre 40 200
CASCADE Flufénoxuron 10 10
Mancozèbe 7 680 EPERON PEPITE
Méfénoxam 466 12000
FLUDIOSOUFRE Soufre 693 700
FORUM Dimétomorphe 43 43
Diquat 67 GRAMOXONE
Paraquat 22 89
ROUNDUP Glyphosate acide 105 105
SCALA Pyriméthanil 50 50
Cyprodinil 364 SWITCH
Fludioxonil 243 970
MELANGE environ 1 g/L Environ 1,5 g/L
Lumière λ = 562 nm
Partie résultats et discussion 3
117
Une solution d’un litre de chacun des pesticides a été préparée et 100 mL de chaque
solution ont été mélangés pour former une « solution mélange » qui contient 1 000 mg.L-1
de matières actives phytosanitaires.
III.3.3.2. Evolution des teneurs en ATP au cours du temps
L’évolution en ATP (URL) en présence et en absence de pesticides est représentée Figure
III.29. Les mesures sont effectuées toutes les 30 minutes pendant 3 heures et au premier
quart d'heure.
Figure III.29. Evolution des teneurs en ATP (URL) de la levure : Témoin (�), Mélange phytosanitaire (�).
De 0 à 15 min de contact, les valeurs d’ATP dans le témoin chutent en raison de
l’acclimatation des levures à un nouveau milieu (2,6 105 à 1,7 105 URL pour le témoin). Les
levures reprennent une activité métabolique (2,9 105 ± 0,4 105 URL) qui diminue
rapidement et progressivement en raison de l’absence de substrat.
En présence du mélange de pesticides, la courbe évolue de manière différente. Lors de la
mise en contact, les levures subissent un stress qui se visualise par une décroissance en ATP
suivie d’une phase quasi-stationnaire jusqu’à 90 min à 0,4 105 URL. Les écarts initiaux
observés au cours de la phase d’acclimatation entre le Témoin et l’Essai sont considérés
comme négligeable vis-à-vis des valeurs d’écart type. Après 90 minutes de contact, le
contenu d’ATP dans l’essai augmente, atteignant 1,5 105 ± 0,2 105 URL à 120 minutes.
Temps (min)
ATP (URL)
ATP (URL)
0
0,5.10-5
1,0.10-5
1,5.10-5
2,0.10-5.
2,5.10-5.
3,0.10-5
3,5.10-5
0 30 60 90 120 150 180
ATP (URL)
Temps (Min.)
Partie résultats et discussion 3
118
La différence maximale entre le Témoin et l’Essai est observée à 30 min de contact des
levures avec le milieu. Ce temps sera employé pour comparer les résultats avec le test de
viabilité et de production de biomasse.
III.3.3.3. Effet des pesticides sur la viabilité de la levure et la production de
biomasse
Après un contact de 30 minutes, l'effet des pesticides sur la viabilité et la production de
biomasse de levures sont mesurées.
La production de biomasse a été évaluée par culture sur milieu gélosé spécifique. Les
colonies de levures ont été dénombrées mais aucune différence n’a été observée entre le
témoin (1011-1012) et l’essai (1011). Par conséquent, les pesticides n'ont pas affecté la
croissance des levures.
Figure III.30. Viabilité des levures : photo a (Témoin) et photo b (Mélange phytosanitaire)
Observation sous un microscope à fluorescence : excitation 480 nm ; émission 530 nm.
De même, la viabilité des levures dans le témoin et dans l’essai est évaluée en utilisant le kit
commercial L-7009 LIVE/DEAD (Molecular probes) (Figure III.30). Les comptages montrent
peu de différence : à titre d’exemple, sur les photos de la Figure III.30, le pourcentage de
levures viables est de 80 % pour le témoin et de 70 % pour l’essai. Ainsi, nous
considérerons que les pesticides n'ont pas d’effet sur la viabilité de S.C..
III.3.3.4. Discussion
Cette expérimentation démontre que les pesticides ont affecté la synthèse d’ATP de S.C.
pendant une période courte (90 minutes). L'effet n’est pas continu, car à 120 minutes de
contact avec le mélange de pesticides les teneurs en ATP augmentent. En parallèle, l'activité
et la croissance de levures sont mesurées en présence des pesticides et un faible effet est
observé.
a. b.
Partie résultats et discussion 3
119
Les pesticides ont affecté le métabolisme énergétique des levures en empêchant la
biosynthèse de métabolites, tels que l’ATP. Ces résultats ont confirmé des études
précédentes qui démontrent l'effet de ces produits chimiques sur le métabolisme de la
levure. Ainsi, l'étude de Jawich et al. (2006) a évalué l’effet inhibiteur du penconazole sur la
cinétique de croissance de S.C.. De plus, Ribiero et al. (2000) ont montré l'effet des
fongicides (penconazole, cymoxanil, dichlofluanide) sur le taux de croissance spécifique
(µO2) de S.C.. Quand les levures se développent en présence de cymoxanil, il y a une
diminution significative du taux de croissance et de la production de biomasse qui peut
atteindre 80 % signe de l'effet des fongicides sur l'activité métabolique des levures mesurée
par respirométrie.
En parallèle, le travail de Parveen et al. (2003) sur l'analyse fonctionnelle de 6000 gènes a
démontré l'effet génétique des pesticides sur S.C. En présence de lindane, S.C. induit un
dysfonctionnement mitochondrial, une diminution de la synthèse des métabolites ainsi qu’un
stress oxydatif. Razmovsky et Pucarevic (2002) ont observé des résultats semblables. A une
concentration de flutriafol de 9 mg.L-1 la concentration en protéines a diminué de 8 %, en
acide ribonucléique total de 43 % et en activité enzymatique de 38 % chez S.C.. De plus, la
chaîne respiratoire (cytochrome aa3, b, c) est affectée ; ce qui empêche le bon
fonctionnement du métabolisme de la levure.
Selon Xiang et al. (2005), le métabolisme de S.C. serait inhibé par les pesticides et non sa
croissance et sa reproduction à long terme. D’après plusieurs publications, les pesticides
(cuivre ; glyphosate ; benzimidazole-2-yl-carbamate ; lindane ; flutriafol) auraient un effet
génotoxique sur les gènes mitochondriaux codant pour la chaîne respiratoire (Parveen et al.,
2003 ; Razmovsky et Pucarevic, 2002).
Ainsi, ce nouveau test de toxicité aiguë rapide et peu coûteux comparé aux tests
écotoxicologiques traditionnels (tels que Daphnia magna, Pseudokirchneriella
subcapitata,...) pourrait être utilisé pour déterminer la pollution de l’eau ou l’efficacité de
procédés de traitement d’effluents contaminés par des produits phytosanitaires.
III.3.4. Validation du test d’écotoxicité aiguë (ATPyeast test)
Le test ATPyeast détermine l'effet des trois pesticides sur la synthèse d’ATP de la levure
Sacharomyces cerevisiae (AWRI 350) et compare la toxicité aiguë des molécules actives
phytosanitaires (EC50) avec les tests de toxicité traditionnels : l’inhibition de la mobilité de
Daphnia magna et l’inhibition de la bioluminescence de Vibrio fisheri.
Partie résultats et discussion 3
120
III.3.4.1. Molécules phytosanitaires
Les trois pesticides sélectionnés sont : l’Azoxystrobine, le Cymoxanil et le Diuron. ils
ont chacun un rôle et des structures chimiques différentes (Figure III.31).
Azoxystrobine Cymoxanil Diuron
Figure III.31. Structure des matières actives phytosanitaires sélectionnées
L'Azoxystrobine dérive d’un groupe de fongicide naturel dérivé de l'acide b-
méthoxyacrylique. Son activité fongique permet d'inhiber l’activité respiratoire
mitochondriale des moisissures et d’interrompre le cycle d'énergie et donc la
production d’ATP (Bartlett et al., 2002). Le Cymoxanil, petite molécule aliphatique,
appartient à la famille des amides substitués. Il est utilisé pour le contrôle des
maladies de type moisissure en inhibant la germination des spores et la biosynthèse
des acides aminés (Leroux, 1994). Le Diuron appartient à la famille des urées
substituées. il est utilisé comme désherbant et pénètre dans la plante par la racine et
bloque le transfert des électrons mitochondriaux du cycle de Krebs et arrête la
photosynthèse (Tixier et al., 2000).
III.3.4.2. Réponse des pesticides sur la synthèse d’ATP de Saccharomyces
Cerevisiae
La Figure III.32 représente les histogrammes « dose-réponse » des différents
pesticides selectionnés : Azoxystrobine (a), cymoxanil (b) et Diuron (c). Le graphique
représente la concentration en ATP en fonction de la concentration en pesticides. Pour
les trois histogrammes, la diminution des teneurs en ATP de Saccharomyces cerevisiae
est plus importante lorsque la concentration en molécule phytosanitaire augmente.
L’effet des pesticides sur la synthèse d’ATP, après 30 minutes de contact, peut être
ainsi mise en relation avec leurs teneurs effectives. Les incertitudes de mesures ont
été réalisées à partir de trois expérimentations distinctes.
Partie résultats et discussion 3
121
Figure III.32. Effet de l’Azoxystrobine, du Cymoxanil et du Diuron sur la synthèse d’ATP de S.C.
y = 295826e-0,2297x
R2 = 0,9385
0
50000
100000
150000
200000
250000
300000
350000
Contrôle 0,1 1 10 100 1000
Concentration en Azoxystrobine (mg.L-1)
Concentration en ATP (URL)
y = 316312e-0,1969x
R2 = 0,913
0
50000
100000
150000
200000
250000
300000
350000
Contrôle 0,1 1 10 100 1000
Concentration en cymoxanil (mg.L-1)
Concetration en ATP(URL)
y = 160153e-0,1885x
R2 = 0,9621
0
25000
50000
75000
100000
125000
150000
175000
200000
Control 0,1 1 10 100 1000
Concentration en Diuron (mg.L-1)
Concentration en ATP(URL)
Partie résultats et discussion 3
122
Pour déterminer précisément les différences d’inhibition de la levure entre les
molécules testées, il est nécessaire de calculer les valeurs d’EC50 (concentration qui
affecte 50 % de la population) en utilisant la methode PROBIT (Chen et al., 2004).
III.3.4.3. Détermination de l’EC50
La détermination des valeurs de EC50 est obtenue à partir du calcul du pourcentage
d’inhibition. L’effet toxique est déterminé en comparant le témoin (eau) avec
différentes concentrations en solutions phytosanitaires (0,1 à 1000 mg.L-1). Le
pourcentage d’inhibition est calculé de la manière suivante :
([ATP]contrôle-[ATP]essai/[ATP]contrôle)*100
Les valeurs obtenues en pourcentage d’inhibition déterminent la valeur d’EC50. La
courbe présentant les valeurs d’inhibition en fonction des concentrations en pesticides
est de type logarithmique ne permettant pas le calcul de l’EC50. les valeurs d’EC50 sont
alors déterminées par analyse PROBIT, qui constite à tracer la droite log (concentration
en pesticides) en fonction du pourcentage d’inhibition (Figure III.33).
L’analyse PROBIT permet d’obtenir une droite de régression pouvant déterminer les
valeurs d’EC50. Cette méthode simple et rapide a été utilisée par Barata et al. (2004)
pour quantifier la toxicité des pesticides organochlorés et carbamates sur les micro-
organismes aquatiques Daphnia magna. L’analyse PROBIT est adaptée aux courbes
dose-réponse des toxiques. Le modèle PROBIT indique que la capacité de tolérance des
micro-organismes en réponse à un toxique dans une population donnée est une
distribution Log-normale (Chen et al., 2004).
Partie résultats et discussion 3
123
Figure III.33. Graphique PROBIT pour déterminer les valeurs d’EC50 d’Azoxystrobine, du Cymoxanil et du Diuron.
III.3.4.4. Validation du biotest
Le Tableau III.22 présente les valeurs d’EC50 déterminées par analyse PROBIT pour le
biotest dévellopé. Les valeurs d’EC50 obtenues expérimentalement sont comparées avec
les valeurs de deux tests écotoxicologiques normés (test de mobilité Daphnia magna et
bioluminescence de Vibrio fisheri).
Tableau III.22. Comparaison des valeurs de toxicité aiguë de l’Azoxystrobine, du Cymoxanil et du Diuron avec les
différents biotests (ATPyeast-test, test Vibrio fisheri et test Daphnia magna).
Azoxystrobine Cymoxanil Diuron
Biotest mg L-1
Levures: Saccharomyces cerevisae
EC50 30 min 1,7 37,4 14,4
Bactéries: Vibrio fisheri
EC50 30 min - 39,1 (a) 58 (b)
Invertebrés aquatiques : Daphnia magna
EC50 48 h 0,3 (c) 27 (c) 5,7 (c)
Coefficient de Partage octanol / eau (Log P) 2,5 0,66 2,8
(a) source Oller and al., 2006 ; (b) Source Tixier and al., 2000 ; (c) Source “Footprint”.
y = 8,2483x + 48,21
R2 = 0,9097
0
10
20
30
40
50
60
70
80
-2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 4,0
Log (Azoxyxtrobine mg.L- 1)
% d’inhibition
y = 9,2826x + 35,429 R2 = 0,9202
0
10
20
30
40
50
60
70
80
-2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 4,0
Log (cymoxanil mg.L- 1)
% d’inhibition
y = 8,0185x + 40,702
R2 = 0,9788
0
10
20
30
40
50
60
70
-2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 4,0
Log (Diuron mg.L-1)
% d’inhibition
Partie résultats et discussion 3
124
On peut remarquer que les biotests ont une durée très variable; ainsi le test de
mobilité Daphnia magna est de 48 heures alors que les biotests utilisant des bactéries
comme Vibrio fisheri et le test proposé avec S.C. ont un temps de contact de
seulement 30 minutes. L'effet des pesticides sur S.C. est variable en fonction de la
nature du pesticide :
EC50 Cymoxanil < EC50 Diuron < EC50 Azoxystrobine.
Il en est de même pour le test d’inhibition de Vibrio fisheri (EC50 Diuron< EC50
cymoxanil) et du test d'inhibition de Daphnia magna (EC50 Cymoxanil< EC50 Diuron<
EC50 Azoxystrobine).
En comparant la sensibilité du biotest, on remarque que les valeurs obtenues en EC50
par Vibrio fisheri sont trois fois plus élevées pour le diuron et similaires en ce qui
concerne le cymoxanil. Ce test est donc peu sensible pour les produits phytosanitaires.
De même, Kay et al. (2007), remarquent que le test avec Vibrio Fisheri n’est pas assez
sensible pour l’estimation de la toxicité dans l’eau.
Le test Daphnia magna est plus sensible que le nouveau Biotest avec S.C.. En effet, le
test normé est cinq fois plus sensible pour l’Azoxystrobine, trois fois plus sensible pour
le Diuron et similaire pour le Cymoxanil.
III.3.4.5. Discussion
L’effet des pesticides observé sur la synthèse d'ATP de Saccharomyces cerevisiae n’est
pas linéaire mais de forme exponentielle. Cette observation a été démontrée par
Ribeiro et al.(2000). En effet, ils ont montré que l’effet du cymoxanil sur la croissance,
la production de biomasse et la consommation d’oxygène de Saccharomyces cerevisiae
IGC 3507 était de forme logarithmique à des concentrations en pesticides de 0 à 100
mg.L-1.
Pour déterminer les valeurs d’EC50 des différentes molécules phytosanitaires testées à
partir des valeurs d’inhibition obtenues, la méthode PROBIT a été utilisée. Pour chacun
des trois pesticides sélectionnés, les EC50 obtenus expérimentalement avec le biotest
proposé sont comparés avec des tests toxicologiques normés (test de Mobilité Daphnia
magna et test de bioluminescence Vibrio fisheri).
Partie résultats et discussion 3
125
Les valeurs d’EC50 obtenues ont démontré que l'effet des pesticides sur Saccharomyces
cerevisiae est fonction de la nature du pesticide. Il est remarqué que pour les micro-
organismes Daphnia magna et S.C. le pesticide Cymoxanil est moins toxique que le
Diuron et l’Azoxystrobine. Ce résultat suit les valeurs de Log P (Coefficient de partage
eau/éthanol) qui traduit la nature hydrophobe des molécules phytosanitaires. En effet,
le Cymoxanil, molécule aliphatique, à un Log P très faible 0,66 contrairement aux 2
autres pesticides testés (≈ 2,5). La toxicité des pesticides sur ces micro-organismes
eucaryotes est fortement influencée par la nature même de la molécule (Bartlett et al.,
2002). En comparant l’effet de différentes strobilurines sur des organismes aquatiques
(Daphnia magna 48 h, algues vertes 72 h, poissons 96 h) les auteurs démontrent
qu’une augmentation de Log P amène une augmentation de la toxicité.
Ce nouveau biotest développé est plus sensible que le test de bioluminescence avec
Vibrio fisheri. Cette constatation a été observée par Tixier et al. (2000) qui ont montré
que pour évaluer la toxicité du diuron, l'organisme eucaryote Tetrahymena pyriformis
(EC50 = 6,33 µg.mL-1) est 10 fois plus sensible que la bactérie Vibrio fisheri (EC50 = 58
µg.mL-1).
Le test de mobilité Daphnia magna est plus sensible que le test ATPyeast mais
nécessite un temps de contact beaucoup plus long : 48 heures. Malgré cette différence,
les valeurs obtenues d’EC50 sont de l'ordre du mg.L-1, ce qui est assez sensible pour
évaluer l'efficacité d'un procédé de traitement d'effluents phytosanitaires. En effet,
pour un effluent d’entrée moyen à 1500 mg.L-1 de pesticides, correspondant à un
rinçage à la parcelle, avec un rendement épuratoire de 99 %, l’effluent de sortie
contiendra 15 mg.L-1 de molécules phytosanitaires (résultats développés dans le
chapitre III.4.).
III.3.5. Conclusion
Les tests traditionnels (Daphnia magna, Vibrio fisheri) sont lourds à mettre en oeuvre
et coûteux (Radix et al., 2000). Pour le suivi d’une unité d’épuration de traitement de
produits phytosanitaires, il nous a semblé utile de développer un test fiable, facile à
réaliser, rapide et peu coûteux. Ainsi, après une recherche bibliographique et les
nombreuses études menées à la Faculté d’Oenologie, nous avons choisi de travailler
sur la modification de la synthèse d’ATP de Saccharomyces cereviseae en présence de
molécules toxiques.
Partie résultats et discussion 3
126
Les pesticides affectent la synthèse d’ATP de Saccharomyces Cerevisiae pendant une
période courte (90 minutes). L'effet n’est pas continu, car à 120 minutes de contact avec le
mélange de pesticides, la synthèse d’ATP débute. En parallèle, l'activité et la croissance de
levures ont été mesurées en présence des pesticides et peu d’effet a été observé.
Les pesticides affectent le métabolisme énergétique des levures en inhibant les gènes
mitochondriaux qui commandent la chaîne respiratoire empêchant la biosynthèse des
métabolites tels que l’ATP. Ces résultats ont confirmé des études précédentes, démontrant
l'effet de ces produits chimiques sur le métabolisme de la levure ; comme celle de Ribiero et
al. (2000) qui a montré une diminution significative des taux respiratoires de S.C. et le
travail de Razmovsky et Pucarevic (2002) qui ont observé la diminution du contenu en
protéines, en ARN et de l'activité enzymatique chez S.C. par le flutriafol.
La validation du biotest proposé a été effectuée sur trois molécules phytosanitaires de
nature et de structure chimique différente. A partir des pourcentage d’inhibition de la
synthèse d’ATP de Saccharomyces cerevisiae, les valeurs d’EC50 furent obtenues par
analyse PROBIT. Les résultats démontrent que l'effet des pesticides sur la levure est
variable suivant la nature de celui-ci. La toxicité sur ces micro-organismes eucaryotes
est fortement influencée par la nature même de la molécule (log P). De plus, le
nouveau biotest est plus sensible que le test microtox® actuellement commercialisé.
Par contre, le test de mobilité Daphnia magna, largement utilisé en écotoxicologie, est
plus sensible mais nécessite un temps d’analyse plus long. Malgré cette différence de
sensibilité les valeurs obtenues d’EC50 sont de l'ordre du mg.L-1 ; ce qui est assez
sensible pour évaluer l'efficacité d'un procédé de traitement d'effluents phytosanitaires
ou assurer le suivi de l’épuration dans le temps.
Ainsi, ce nouveau test de toxicité est employé pour l'évaluation en continu de l’efficacité
d’élimination de la toxicité des résidus de produits phytosanitaires au cours du traitement
biologique aérobie par boues activées.
Partie résultats et discussion 4
127
PARTIE RESULTATS ET DISCUSSION 4
Etude du procédé de bio-élimination combiné des effluents viti-vinicoles
La mise en place de différents procédés d’épuration des effluents viticoles (eau de lavage
des pulvérisateurs) et vinicoles (eau de lavage du matériel vinaire) s’est imposée au
secteur viticole. Actuellement, plusieurs systèmes d’épuration sont proposés aux
viticulteurs. Différents procédés physico-chimiques peuvent éliminer les pesticides : la
coagulation–floculation; l’osmose inverse ; la photocatalyse, permettant de dégrader des
matières actives organiques (Mietton-Peuchot, 2003). Une des alternatives à ces
procédés est l’utilisation de réacteurs biologiques (Biobed, boues activées,…).
Le nouveau procédé d’épuration de ces effluents, en développement, utilise les liqueurs
mixtes du traitement biologique vinicole comme biomasse épuratrice. Cette technique
permettrait de traiter conjointement les effluents vinicoles issus de l’élaboration du vin et
des effluents viticoles issus de la production du raisin.
Kipopoulou et al. (2004) ont étudié la dégradation des pesticides par différents micro-
organismes comme Speudomonas sp.. Ces travaux montrent que la biodégradation d'un
pesticide est un processus complexe. Le résultat dépend de l'interaction de nombreux
facteurs : la structure chimique, la concentration des composés et des conditions
environnementales.
Après avoir travaillé sur des liqueurs mixtes adaptées au laboratoire, le but de
l’expérimentation est d'évaluer le potentiel épuratoire d’un mélange de pesticides par une
liqueur mixte vinicole réelle. Le test d’autocontrôle développé dans le chapitre précédent,
différentes analyses physico-chimiques et des observations microscopiques permettent
de déterminer la capacité de la biomasse à éliminer cette pollution toxique.
Par ailleurs, nous avons vu que les surnageants des effluents viticoles (chapitre III.2.)
avaient des turbidités élevées que nous avons attribuées à une défloculation.
Conjointement, la libération des exopolymères (EPS) peut augmenter lors de la phase de
stress des micro-organismes en présence de toxiques. Ces composés seront suivis tout
au long de l’épuration.
Partie résultats et discussion 4
128
III.4.1. Mode opératoire
III.4.1.1. Molécules phytosanitaires
Le Tableau III.23 représente les produits phytosanitaires constituant le mélange qui
alimente le bioréacteur de laboratoire (30 L).
Tableau III.23. Produits phytosanitaires composant l’alimentation des boues activées.
14 matières actives correspondant à 10 produits commerciaux sont utilisées pour les
expériences. Les concentrations sélectionnées correspondent aux résidus de
pesticides retrouvés après lavage et rinçage du matériel de pulvérisation. Pour cette
expérience, un litre de solution de chaque pesticide a été préparée et 100 mL de
chaque solution a été mélangée pour former une solution qui contient 14 pesticides
à 1000 mg.L-1.
III.4.1.2. Caractéristiques physico-chimiques et biologiques des boues
activées
Les boues activées sélectionnées pour les expériences sont collectées au mois de
juin dans le bassin d'aération traitant les effluents vinicoles des vignobles Mabille à
Saint Gervais, France. L’unité est constituée d’étapes physiques et biologiques
traitant en totalité des effluents issus de la transformation du raisin en vin. Ils
Produits commerciaux Substances
actives
Concentrations en
substances actives (mg.L-1)
Concentrations des produits
commerciaux (mg.L-1)
Cymoxanil 30 ANTEOR
Folpel 254 380
BOUILLIE BORDELAISE Sulfate de cuivre 40 200
CASCADE Flufénoxuron 10 10
Mancozèbe 7 680 EPERON PEPITE
Méfénoxam 466 12000
FLUDIOSOUFRE Soufre 693 700
FORUM Dimétomorphe 43 43
Diquat 67 GRAMOXONE
Paraquat 22 89
ROUNDUP Glyphosate acide 105 105
SCALA Pyriméthanil 50 50
Cyprodinil 364 SWITCH
Fludioxonil 243 970
MELANGE environ 1 g/L Environ 1,5 g/L
Partie résultats et discussion 4
129
proviennent principalement des opérations de nettoyage du matériel. La cave
produit des effluents majoritairement composés de sucres, d’alcools, d’esters, de
glycérol, d’acides organiques et de phénol auxquels s’ajoutent les détergents de
lavage des cuves.
Tableau III.24. Caractérisation initiale de la liqueur mixte issue de l’unité d’épuration
(vignobles MABILLE)
La liqueur mixte initiale contient approximativement 5 g MS.L-1. L’unité d’épuration
fonctionne à une charge massique moyenne de 0,2 kg BOD5.kg-1MS-1.Jour-1 et 0,8
kg BOD5.m-3.Jour-1 en charge volumique avec un pH d'approximativement 7. Les
charges sont considérées comme typique pour les unités de traitement d'eau par
boues activées des effluents vinicoles en France (Calner et al., 1998). Les valeurs
initiales des différents paramètres sont présentées dans le Tableau III.24.
En parallèle, l’observation des micro-organismes (Tableau III.25) montre qu’il y a
très peu de bactéries libres et qu’il n’y a pas de bactéries filamenteuses. De plus, la
présence de petits et grands flagellés, de sarcodines, de ciliés holotriches, de
rotifères et de nématodes démontre que la liqueur mixte correspond bien à une
unité fonctionnant en moyenne charge (Calner et al., 1998).
Analyses Valeurs initiales
Le substrat
DCO 507 ± 87 mg.L-1
COT 9 ± 2 mg.L-1
La biomasse
Volume de boue 710 ± 66 mL.L-1
Turbidité 16,5 ± 4 NTU
MES Surnageant 53 ± 5 mg.L-1
MS liqueur mixte 5,2 ± 0,75 g.L-1
MVS Liqueur mixte 2 ± 0,12 g.L-1
Partie résultats et discussion 4
130
Tableau III.25. Observation des micro-organismes des boues activées des vignobles MABILLE.
X densité faible (<5 organismes/lame) ; XX densité moyenne ; XXX densité forte/abondance (non quantifiable)
bactéries libres XX
flocs
Observations bactéries filamenteuses X
petits flagellés XX
grands flagellés volvox aureus XX
euglypha X sarcodines-thécamébiens
arcella
paramecium XX
holophya XX
litonotus
chilodomela
ciliés holotriches
scintillans
vorticelle pédoncule court
opercularia ciliés péritriches
zoothammium
Protozoaires
ciliés spirotriches stentor
monogononta X rotifères
digononta
nématodes X Métazoaires
oligotèches alelosama
III.4.1.3. Protocole d’essai
Au cours des expériences, la charge volumique est fixée à 0,9 kg.DCO m-3.jour-1 et
la biomasse est maintenue à X = 6 g.L-1 avec une charge massique fixée à 0,15 kg
DCO kg.MES-1.jour-1. Le volume de boues activées (liqueur mixte) est de 20 litres ;
les boues sont aérées en continu et maintenues en suspension par un agitateur.
Deux litres d’effluent sont soutirés chaque jour et un volume équivalent d’effluent
d’entrée constitué d’un mélange de pesticides à 1 g.L-1 (Tableau III.23) dilué dans
une solution à 50 mL.L-1 de vin rouge jeune est ajouté. Les boues sont recirculées
quotidiennement. Chaque jour, la liqueur mixte de sortie (2 L) est collectée pour les
analyses. Les échantillons sont séparés en trois aliquotes, tous analysés
indépendemment les uns des autres pour déterminer l'incertitude expérimentale.
Dans les expériences, des échantillons à plusieurs intervalles du temps sont
analysés. L’évolution qualitative et quantitative de la biomasse est déterminée en
mesurant les matières sèches (MS), les matières en suspension (MES), les matières
volatiles (MVS), la turbidité, les polysaccharides, les protéines et les substances
humiques. Pour évaluer la performance du pilote, plusieurs paramètres physico-
Partie résultats et discussion 4
131
chimiques (DCO, COT) sont mesurés dans l'effluent. Les concentrations en matières
actives phytosanitaires sont analysées dans le surnageant et dans les boues. Pour
compléter l’expérimentation, un suivi de l’évolution des micro-organismes ainsi que
de la toxicité est effectué.
III.4.2. La dégradation des effuents viti-vinicoles
Tous les deux jours, des analyses physico-chimiques sont réalisées sur le surnageant afin
de suivre l’évolution de la dégradation des matières actives phytosanitaires.
III.4.2.1. Evolution de la DCO et du COT
Toute biomasse en présence d’un nouveau substrat subit une phase d’acclimatation
qui est visualisée sur la Figure III.34.
Figure III.34. Evolution de la Demande Chimique en Oxygène (DCO)(�) et du Carbone Organique Total
(COT)(□) au cours du traitement biologique.
Dans le cas des molécules phytosanitaires, l’effet toxique sur une population de micro-
organismes sensibles se traduit par une augmentation importante de la Demande
Chimique en Oxygène (DCO) et du Carbone Organique Total (COT).
La biomasse résistante s’adapte et permet ensuite la réduction de la DCO et du COT. Le
temps d’adaptation est de l’ordre de 7 à 8 jours avec un pic de DCO de 6480 ± 1100
mg.L-1 et de COT de 1420 ± 240 mg.L-1. Quand la nutrition en pesticides est arrêtée au
21ème jour, la DCO est de 336 ± 58 mg.L-1 et est conforme à la législation du décret du
15 mars 1999 (valeurs limites du rejet des effluents vinicoles). Ainsi, les fluctuations de
la DCO observées correspondent au temps d'adaptation de la biomasse. Bouhabila
0200400
600
8001000
1200
1400 1600
1800
0 2 5 7 9 12 14 16 19 21 26 27 28 29Temps (jours)
COT (mg.L -1)
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000 DCO (mg.L -1)
Partie résultats et discussion 4
132
(1999) a observé ce phénomène dans un bioréacteur à membranes immergées, ce qui
tend à énoncer que la variation de la DCO peut être considérée comme due à
l’acclimatation des micro-organismes.
III.4.2.2. Evolution des teneurs en pesticides
Tout au long du traitement, les micro-organismes présents dans la liqueur mixte peuvent
dégrader les résidus de pesticides, mais il est possible que certains ne soient pas
dégradés et s’accumulent dans les boues. Les mesures des concentrations se sont
effectuées dans l’effluent initial, dans l’effluent épuré et dans les boues après 30 jours.
Un bilan matière de chaque substance active est effectué sur 20 jours en tenant compte
de la réintroduction quotidienne des boues et des quantités résiduelles dans la liqueur
mixte du bioréacteur en fin de traitement.
Tableau III.26. Concentrations résiduelles en sulfates, cuivre et soufre total après traitement.
EFFLUENTS BOUES
composés Avant traitement
(µg/L)
Après traitement
(µg/L)
Efficacité d’élimination
(%)
Après traitement (g.g de MS)
Efficacité globale (%)
Sulfates (SO4)
46 000 24 000 47,82 554 18
Cuivre (Cu) 6 000 27 99,55 895 -
Soufre total (S)
91 000 9 600 89,95 12 600 - 330
Le cuivre et le soufre total se retrouvent en faible concentration dans l’effluent de sortie
(Tableau III.26). Les sulfates se retrouvent en grande partie dans l’effluent épuré (48
%). En effet, il est reconnu que les métaux lourds comme le cuivre, le zinc et
l’aluminium sont piégés par les boues comme le démontrent Pruksathorn et Duverneuil
(1999). Cependant, nos résultats ne concordent pas avec une accumulation du cuivre
dans les boues. Les méthodes d’analyses et d’extraction sont délicates à mettre en
oeuvre. Le cuivre devrait se retrouver intégralement dans les boues alors que nous
trouvons une efficacité globale de 55 %. Les résultats sur le soufre peuvent paraître
surprenants mais les vins sont sulfités à de nombreuses reprises lors de leur
élaboration ; ce qui explique une quantité de soufre retrouvée plus importante que celle
apportée lors de l’expérimentation. Les sulfates sont peu éliminés par traitement
biologique.
Partie résultats et discussion 4
133
Tableau III.27. Concentrations résiduelles en pesticides organiques après traitement.
EFFLUENTS BOUES
MATIERES ACTIVES Avant traitement
(µg/L)
Après traitement
(µg/L)
Efficacité dégradation
(%)
Après traitement
(µg/kg de MS)
Efficacité globale (%)
Diquat 266 0,23 99,91 - 99,87 Paraquat 474 0,29 99,94 - 99.91
Dithiocarbamates 801 0,2 99,97 15800 94.04
Glyphosate 103 0,2 99,80 ≤ 1 99.77
AMPA (métabolite) 1,8 0,7 61,11 116 20.33 Cymoxanil 739 ≤ 0,1 99,98 ≤ 50 95.94 Cyprodinil 1121 0,74 99,93 728338 0
Dimétomorphe 440 7,9 98,20 ≤ 50 97.27 Fludioxonil 9452 223 97,64 269168 87.92
Folpel 208 ≤ 0,020 99,99 ≤ 50 99.91 Pyriméthanil 8,9 0,08 99,10 31667 0
Les matières organiques sont toutes éliminées de l’effluent avec des efficacités de plus de
97 % sauf pour le métabolite du glyphosate (AMPA) dont l’épuration n’est que de 61 %
(Tableau III.27). Les mesures de concentrations résiduelles dans les boues montrent que
certaines matières actives sont plus ou moins concentrées. Ainsi, le Cyprodinil et le
Pyriméthanil se retrouvent entièrement concentrés dans les boues. L'accumulation de
résidus de pesticides observée dans ces dernières, après traitement biologique, a été
démontrée dans plusieurs revues scientifiques ; Harrison et al. (2006) ont inventorié les
différentes recherches.
Selon la littérature, les cyclohexanes, organochlorés et les phénoxy-substitués ne sont
pas dégradés par les boues activées. Les problèmes d’accumulation des pesticides dans
les boues impliquent leur propagation dans la terre s’il y a épandage et représentent un
risque pour la faune microbienne du sol qui les accumule (Chaney et al., 1996 ; Fries,
1996). Le cyprodinil et le pyriméthanil sont les deux seules molécules testées qui sont de
la famille des anilinopyrimidines. Il semblerait qu’elles agissent en inhibant la
biosynthèse de la méthionine. Les molécules biodégradées agissent sur la chaîne
respiratoire (folpel) ou la synthèse des stérols (cymoxanil).
Après 30 jours de traitement biologique, les pesticides sont dégradés à plus de 97 %. Ce
résultat a montré que les pesticides sont biodégradables par procédé de boues activées.
La biodégradation des différents pesticides par les micro-organismes a été étudiée par
différents auteurs. Ainsi, des pesticides comme le mécoprop (Zipper et al. ,1999 ;
Nitshke et al., 1999), le dichlorprop, le 2,4-D (Zipper et al. ,1999), le Terbuthylazine et
le lindane (Kipopoulou et al., 2004) sont dégradés par les microfaunes bactériennes.
Partie résultats et discussion 4
134
Zipper et al. (1999) ont étudié le devenir de 3 herbicides (mécoprop, dichlorprop et 2,4-
D) dans des boues activées. L'étude de la dégradation d'un mélange de mécoprop et
dichlorprop a démontré que les boues activées pouvaient dégrader rapidement des
pesticides en moins de sept jours. Les trois pesticides sont métabolisés à 86-98% dans
les conditions expérimentales. Des résultats similaires ont été obtenus avec un mélange
d'atrazine, de bentazone et d’isoproturon. Ces pesticides sont éliminés à plus de 87 %
dans l'effluent par des boues activées. Mais un herbicide toxique comme le lindane est
difficilement biodégradable et s’élimine au maximum à 61 % dans l'effluent par des
boues activées conventionnelles (Kipopoulou et al., 2004).
Nitshke et al. (1999) ont démontré que les boues activées pouvaient dégrader environ
100 % de mecoprop mais des pesticides comme le terbuthylazine et l’isoproturon sont
absorbés à 80 % par les micro-organismes des boues activées. La structure chimique des
différents pesticides influence la dégradation par boues activées, comme le montrent les
résultats. Les résidus de pesticides retrouvés dans les boues ont des concentrations plus
ou moins importantes. L'accumulation de ces résidus de pesticides après traitement
biologique est un phénomène connu puisque l'étude d’Harrison et al. (2006) a clairement
démontré que les composés organochlorés (DTT) et les herbicides phénoxy-urées (2,4-D)
ne peuvent pas être totalement dégradés par boues activées.
Par leur nature hydrophobe, les pesticides sont particulièrement persistants et
s'accumulent dans l'environnement (Petrasek et al., 1983). Mais, certaines catégories de
micro-organismes comme les cyanobacterium utilisent les pesticides comme source de
carbone et d'azote et les dégradent complètement (Hirooka, 2006). Un effluent viticole
sera toujours constitué de plus d’une dizaine de matières actives de nature différente.
Les biodégradabilités seront donc fonction du choix par les viticulteurs des produits de
traitement ; ceux-ci pouvant varier aussi d’une année sur l’autre.
III.4.3. Comportement des boues activées face aux produits phytosanitaires
Tous les deux jours, des observations macroscopiques et microscopiques, ainsi que des
analyses physico-chimiques sont effectuées sur la liqueur mixte afin de suivre l’évolution
des micro-organismes.
Partie résultats et discussion 4
135
III.4.3.1. Evolution des Matières Sèches (MS), des Matières Volatiles (MVS)
et du volume de boues
Nous avons vu dans le chapitre précédent que la présence de pesticides affecte la
biomasse active. Celle–ci est mesurée par la teneur en matières sèches (MS), en
matières volatiles (MVS) et le taux de boues. Les résultats montrent que les
concentrations en MS et en MVS tendent à augmenter pendant l’alimentation du
bioréacteur avec l’effluent viti-vinicole. A partir du 20ème jour, les concentrations en MS
et MVS diminuent progressivement (Figure III.35). Les variations sont similaires à celles
observées en Figure III.12 lors de l’alimentation avec un effluent viti-vinicole à 5 g/L
(effluent concentré). La chute à partir du 20ème jour est certainement due à une
accumulation du cyprodinil et du pyriméthanil dans les boues. Il faut remarquer que
l’alimentation en produits phytosanitaires a été continue sur 20 jours. Ce qui représente
un volume d’effluents apporté équivalent au volume du bioréacteur. Dans le cas d’une
unité de traitement d’effluent réel, le volume annuel d’effluent phytosanitaire produit par
un viticulteur correspond à environ 1/10ème du volume de la station d’épuration vinicole.
La quantité apportée en 20 jours sur le bioréacteur correspond donc à 10 ans de
fonctionnement du procédé.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
0 2 5 7 9 12 14 16 19 21 26 27 28 29
Temps (jours)
MS (g/L)
0
1
2
3
4
5
6
7
8MVS (g/L)
Figure III.35. Evolution des Matières Sèches (MS) (�) et Matières Volatiles en suspension (MVS) (�) au cours
du traitement biologique.
La Figure III.36 montre une augmentation du volume de boues (Vb). Ainsi, au temps
initial, le Vb est d'environ 700 mL.L-1. Dès le premier jour de traitement biologique,
celui-ci augmente pour atteindre une valeur maximale de 990 mL.L-1. Ce phénomène
très rapide ne peut pas provenir de l’augmentation de la concentration biomasse. Il
correspond à la floculation des boues provoquée par les matières toxiques qui agissent
Partie résultats et discussion 4
136
sur les micro-organismes constituant le flocs. A partir du 21ème jour de traitement, l'ajout
d'un floculant a permis d'agglomérer les différents micro-organismes entre eux et de
former à nouveau des flocs. Par contre, on remarque que la valeur du Vb est encore
relativement importante puisqu'elle est supérieure à 800 mL.L-1.
Figure III.36. Evolution du volume de boues (Vb) au cours du traitement biologique.
D'après les résultats obtenus, cette valeur maximale du Vb en fin de traitement est
importante et peut provenir de l'augmentation de la concentration en biomasse tout au
long du traitement (jusqu’à 7,5 g/L) (Figure III.35) conjointe à d’une défloculation et un
développement de bactéries dans la liqueur mixte.
III.4.3.2. Evolution des MES et de la turbidité
La mesure de la qualité des surnageants des effluents traités montre des turbidités et
des matières en suspension (MES) élevées (Figure III.37).
Figure III.37. Evolution des matières en suspension (MES) (□) et de la turbidité (●) au cours du
traitement biologique.
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Temps (Jours )
Vb (mL.L -1)
0
10 20 30 40 50 60 70 80
0 2 5 7 9 12 14 16 19 21 26 27 28 29 Temps (jours)
MES (mg.L -1)
0
100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Turbidité (NTU)
Partie résultats et discussion 4
137
Ces valeurs sont corrélées avec des observations microscopiques qui révèlent la
présence importante de bactéries libres dans le surnageant (Tableau III.28). Les
pesticides provoquent une défloculation des boues qui est parfois visible. Dès l’arrêt de
l’alimentation en pesticides, les turbidités et les teneurs en MES chutent. La floculation
effectuée au 21ème jour permet d’agglomérer les bactéries libres.
III.4.3.3. Evolution des micro-organismes
Les observations microscopiques montrent une évolution des micro-organismes tout
au long du traitement biologique. Les micro-organismes présents dans le milieu en
début et fin de traitement sont quantifiés dans le Tableau III.28.
Tableau III.28. Évolution des micro-organismes présents dans la liqueur mixte avant, pendant et après traitement.
Certains micro-organismes, présents dans les boues en début de traitement,
disparaissent comme les Volvox aureus et les Vorticella à pédoncule court. Leur
disparition est le signe d’une charge massique élevée, typique des fortes charges
organiques des effluents vinicoles. Conjointement, il y a apparition de nouveaux micro-
organismes comme les Paramecium, signe d’une épuration de bonne qualité en phase
transitoire. Des Zoothamnium, des Rotifères Monogononta et Digononta se développent
en fin d’épuration. Le nombre d’espèces diminue au cours du temps, sigue d’un
appauvrissement de la microfaune de la liqueur mixte.
0 Début
2 5 7 9 12 14 19 21 26 27 28 29 Fin
batéries libres X X X XX XXX XX XX XXX XXX XXX XXX XXX XX
flocs XXX XX XX XX XX XX XX X X X X XX XX observations
microscopiques bactéries filamenteuses X X X XX
flagellés petits XX XX X X X XX XX XXX XXX XXX XXX XX XX
flagellés grands volvox aureus XX XX XX XX X XX XX XX XX X X X
euglypha X XX sarcodines thécamébiens arcella X X X X
paramecium XX XX XX XXX XX XXX XX XXX X X X X
holophya XX XX X
litonotus X
chilodomela XX X
ciliés holotriches
scintillans X XX
vorticelle pédoncule court X X X X X X
opercularia X XX X ciliés péritriches
zoothammium X XX XXX XXX
protozoaires
ciliés spirotriches stentor X X X
monogononta X XX X X X rotifères
digononta X XX X
nématodes X métazoaires
Partie résultats et discussion 4
138
III.4.3.3. Evolution des substances sécrétées par les micro-organismes
En traitement biologique des effluents, les bactéries sont agglomérées sous forme
de flocs. Une grande part de la structure des flocs est composée de polymères
exocellulaires. La composition des exopolymères solubles est dépendante de
l’effluent fourni à la biomasse. Ainsi, dans notre cas (Figure III.38), l’effet toxique
des pesticides favorisant la lyse de certains micro-organismes, induit le relargage
des produits microbiens solubles tels que les polysaccharides, les protéines et des
substances humiques.
Figure III.38. Evolution des teneurs en exopolymères (EPS) (protéines (◊), substances humiques (�),
polysaccharides (●), EPS totaux (▲)).
Le premier pic d'EPS à 7 jours de traitement est dû aux lyses cellulaires en raison de la
présence des pesticides ; ce qui cause le relargage d'EPS comme le montre Sponza
(2003). Dans la Figure III.39, le deuxième pic d'EPS observé au même moment que le
pic de DCO est essentiellement lié à l'augmentation en polysaccharides et correspond à
l'adaptation de la biomasse aux composés à épurer (Massé, 2004). Il apparaît clairement
que les pics de DCO et de COT proviennent du relargage de produits microbiens et ne
représentent pas la pollution engendrée par l’apport direct des produits phytosanitaires
et de l’effluent vinicole.
0
50
100
150
200
250,
300
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Temps (jours )
EPS mg.L-1
Partie résultats et discussion 4
139
Figure III.39. Evolution des teneurs en EPS (◊) et en DCO (�).
Puisque les EPS sont les composants majoritaires des flocs et qu’ils ont des groupes
fonctionnels chargés, Raszka et al. (2007) pensent qu’ils contribuent aux propriétés de
surface des flocs et donc aux mécanismes de floculation. Ils jouent ainsi un rôle
déterminant sur la résistance du floc et sa décantabilité. L’augmentation des EPS libérés
par les flocs dans le surnageant au contact du mélange de pesticides explique les très
mauvaises décantabilités observées dans nos essais. De plus, les lyses des cellules ou la
sécrétion des polymères par les micro-organismes en présence de pesticides peuvent
affecter la biomasse active dont les concentrations restent cependant normales et
tendent à être plutôt élevées pour une liqueur mixte de boues activées (6,5 g.L-1)
(Figure III.35).
En parallèle, des mesures d’activité de la biomasse sont quantifiées dans l’effluent par
dosage de l’adénosine 5-triphosphate (ATP) (Figure III.40).
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
0 5 10 15 20 25 30Temps (jours)
ATP (URL)
Figure III.40. Evolution de l’adénosine 5-triphosphate (ATP) au cours du traitement biologique.
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
0 2 5 7 9 12 14 16 19 21 29
COT (mg/L)
0,00
50,00
100,00
150,00
200,00
250,00
300,00EPS (mg/L)
Partie résultats et discussion 4
140
La biomasse en présence des pesticides subit une phase d’acclimatation et l’effet toxique
sur la population de micro-organismes se traduit par de faibles teneurs en ATP. A partir
du septième jour, la biomasse résistante s’adapte et dégrade l’effluent viti-vinicole en
produisant de l’énergie sous forme d’ATP. Les fluctuations d’ATP observées
correspondent à l’activité de la biomasse résistante aux pesticides et suit les variations
en matières volatiles. Ces résultats confirment les résultats obtenus précédemment dans
le chapitre III.2.
III.4.4. Mesure de la toxicité
La mesure de la toxicité est réalisée avec le nouveau biotest développé au sein du
laboratoire (Chapitre III.partie 3.). Ce test utilise l'inhibition de la synthèse d'ATP de
la levure Saccharomyces cerevisiae en présence de molécules phytosanitaires. Il
servira à mesurer la toxicité de l'effluent d'entrée et de sortie ainsi qu’à évaluer le
suivi de la biodégradation des molécules phytosanitaires par boues activées.
III.4.4.1. Toxicité de l’effluent d’entrée
• Impact de la nature de l'effluent d'entrée sur la toxicité
L’effluent d’entrée est un mélange de 14 molécules actives ayant des toxicités
initiales différentes. Les pourcentages d’inhibition ont été déterminées sur chaque
matière commerciale et sur le mélange. Après 30 minutes de contact avec les
molécules phytosanitaires, l'ATP de la levure est mesurée. Le pourcentage
d'inhibition est déterminé en comparant le contrôle (eau minérale) et les différents
essais. Les résultats d'inhibition de l'ATP de Saccharomyces cereviseae sont
présentés dans le Tableau III.29.
Partie résultats et discussion 4
141
Tableau III.29. Pourcentage d'inhibition de l'ATP de Saccharomyces cervisieae en contact avec
différentes molécules phytosanitaires contenues dans le mélange phytosanitaire formant l'effluent
d'entrée. (pi : pas d’inhibition)
Matières
commerciales Matières actives
Concentrations
matières
actives mg/L
Concentrations
matières
commerciales mg/L
Inhibition de l’ATP de
Saccharomyces
cerevisiae (%)
Cymoxanil 30 ANTEOR
Folpel 254 380 42 ± 5,8
BOUILLIE
BORDELAISE Sulfate de cuivre 40 200 72 ± 8,2
CASCADE Flufénoxuron 10 10 pi
Mancozèbe 7 680 EPERON PEPITE
Méfénoxam 466 12000 95 ± 0,8
FLUDIOSOUFRE Soufre 693 700 34 ± 14,8
FORUM Dimétomorphe 43 43 48 ± 2
Diquat 67 GRAMOXONE
Paraquat 22 89 28 ± 14,8
ROUNDUP Glyphosate acide 105 105 11 ± 4,2
SCALA Pyriméthanil 50 50 6 ± 2,5
Cyprodinil 364 SWITCH
Fludioxonil 243 970 47 ± 6,2
MELANGE
PHYTOSANITAIRE
100 mL de chacun des
produits commerciaux environ 1 g/L Environ 1,5 g/L 75 ± 4
Les solutions de matières actives phytosanitaires sont préparées à la même
concentration que celle du mélange de pesticides utilisé pour étudier la dégradation.
La variation des différentes concentrations correspond aux concentrations
retrouvées après nettoyage et lavage du matériel de pulvérisation. Pour des
concentrations en molécules actives similaires, les pourcentages d’inhibition sont
complètement différents. A une concentration d'approximativement 50 mg.L-1, la
capacité d'inhibition du dimétomorphe (48 ± 2 %) sur la levure est 8 fois plus
importante que celle observée pour le pyriméthanil (6 ± 2,5 %). Le même
phénomène a été observé pour les pesticides dimétomorphe et pyriméthanil à des
concentrations faibles d’environ 50 mg.L-1. Le dimétomorphe a un impact sur le
métabolisme de la levure 5 fois plus important que le pyriméthanil dont la toxicité
n’affecte pas son métabolisme.
Les pesticides ayant des pourcentages d'inhibition semblables ne sont pas forcément
à la même concentration. Pour une inhibition d'approximativement 45 %, les
concentrations en pesticides varient de 43 mg.L-1, dans le cas du dimétomorphe à
380 mg.L-1 pour le mélange cymoxanil/folpel jusqu’à 970 mg.L-1 pour le mélange
fludioxonil/cyprodinil. De même, à une valeur d'inhibition d'approximativement 30
% dans le cas du diquat/paraquat (89 mg.L-1), la concentration du pesticide peut
Partie résultats et discussion 4
142
être jusqu'à 7 fois plus importante comparée au soufre (700 mg.L-1). Des résultats
semblables ont été observés par Ribeiro et al. (2000) dans une étude sur l'impact
des molécules phytosanitaires sur le taux de respiration spécifique de la levure
Saccharomyces cereviseae. Aux mêmes concentrations de cymoxanil, penconazole
et dichlorofluanide, les taux de respiration spécifiques (µO2) sont différents:
µO2 dichlofluanide > µO2 cymoxanil > µO2 penconazole.
Les deux pesticides avec la plus forte capacité d’inhibition (70 à 95 %) sont le
mélange méfénoxam/mancozèbe et le sulfate de cuivre, mais les concentrations
méfénoxam/mancozèbe sont approximativement 6 fois plus élevées que pour le
sulfate de cuivre. Les pesticides de concentrations élevées (≈1 g.L-1) sont le
mélange méfénoxam/mancozèbe et cyprodinil/fludioxinil. La concentration du
mélange cyprodinil/fludioxinil inhibe la levure à des valeurs proches de son EC50. En
revanche, le mélange méfénoxam/mancozèbe est beaucoup plus toxique puisqu’il
inhibe totalement le métabolisme de la levure (inhibition à 95 ± 0,8 %).
D'après les résultats obtenus, la levure est sensible à la majorité des molécules
phytosanitaires qui ont été testées. Les molécules actives ayant un effet fortement
inhibiteur sur le métabolisme de la synthèse d'ATP de Saccharomyces cereviseae
sont : le sulfate de cuivre, mancozèbe/méfénoxam et le dimétomorphe. De plus, un
effet synergique est observé lorsque les molécules phytosanitaires sont mélangées
entre elles. En effet, le pourcentage d’inhibition de la solution réelle est de 75 ± 4
% alors que la moyenne des pourcentages d’inhibition des différentes molécules
phytosanitaires testées est de 42 %. Cedergreen et al. (2006) ont observé le même
phénomène en utilisant quatre tests écotoxicologiques différents : luminescence de
Vibrio fisheri, mobilité de Daphnia magna, croissance de la lentille d'eau, mortalité
des algues. Ils ont démontré l'effet synergique d'inhibition de plusieurs mélanges
(diquat/prochloraz, azoxystrobine/prochloraz,…) par rapport à l'inhibition retrouvée
lorsque les molécules sont seules. Cet effet synergique ou additif des molécules
phytosanitaires entre elles a été étudié par Koutsaftis et al. (2006). Cette étude sur
l'inhibition chronique de l'algue Chaetoceros gracilis montre qu'en présence de
métaux tels que le cuivre ou le zinc, il y a un effet synergique des molécules
phytosanitaires organiques (ex : Diuron) avec des pesticides organométalliques.
Partie résultats et discussion 4
143
• Évolution de la toxicité en fonction de la concentration en matières actives
phytosanitaires
Pour déterminer si le test écotoxicologique « ATPyeast » est sensible à l'effluent
d'entrée phytosanitaire, des mesures sont effectuées pour des concentrations
comprises entre 0 à 1500 mg.L-1 de pesticides. Les expérimentations sont triplées
pour obtenir un résultat fiable. L'influence de ces concentrations sur la synthèse
d'ATP de la levure est présentée dans la Figure III.41.
Figure III.41. Influence de la concentration en pesticides sur la synthèse d'ATP
de Saccharomyces cereviseae.
A de faibles concentrations en mélange phytosanitaire (1,5 mg.L-1), les valeurs
d'ATP obtenues dans le contrôle et dans l'échantillon sont similaires. À partir de 7,5
mg.L-1 de matières actives phytosanitaires, un effet des pesticides croissant est
observé sur l’inhibition du métabolisme énergétique de la levure.
• Détermination de l’EC50 de l’effluent d’entrée
L'EC50 est déterminé par la méthode PROBIT. La droite de régression est
représentée par la Figure III.42.
0
100000
200000
300000
400000
500000
600000
Contrôle 1,5 7,5 37,5 75 150 300 750
ATP (URL)
Partie résultats et discussion 4
144
Figure III.42. détermination de l’EC50 de l’effluent d’entrée.
L’EC50 obtenue expérimentalement est de 71 mg.L-1 de matières actives
phytosanitaires.
III.4.4.2. Toxicité de l'effluent de sortie
La toxicité de l'effluent de sortie prend en compte l’ajout du floculant dont la dose n'a
pas été optimisée.
• Détermination de l’EC50 de l’effluent de sortie
La droite de régression est représentée par la Figure III.43.
Figure III.43. Détermination de l’EC50 de l’effluent de sortie.
L’analyse PROBIT permet de déterminer l'EC50 de l’effluent de sortie après
traitement biologique. L’EC50 obtenue expérimentalement est de 33 mg.L-1 de
matières actives phytosanitaires.
y = 27,281x - 0,5296R
2 = 0,8872
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3Log pesticides (mg.L- 1)
Inhbition de SC (%)
R 2 = 0,9621
0
10
20
30
40
50
60
70
-2,5 -2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3Log (concentration en pesticides)
% d'inhibition d'ATP de SC
y = 7,8862x + 38,028
Partie résultats et discussion 4
145
III.4.4.3. Évolution de la toxicité au cours de la dégradation
• Etude de la toxicité de l’effluent au cours de la dégradation
Des mesures de toxicité de l’effluent au cours du temps permettent de visualiser la
phase d’adaptation de la biomasse pendant laquelle la toxicité augmente (Figure
III.44).
20
30
40
50
60
70
80
90
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30Temps (jours)
% inhibition
Figure III.44. Toxicité de l’effluent de sortie au cours du traitement biologique.
Cette phase d'augmentation est suivie par une décroissance continue de la toxicité, ce
qui confirme les résultats de dégradation des pesticides et permet de s’assurer que des
métabolites éventuels ne sont pas plus toxiques que les matières initiales.
L’augmentation de la toxicité entre les 26ème jour et le 30ème jour est dû à l’ajout de
floculant non optimisé.
• Comparaison des valeurs de toxicité par différents tests écotoxicologiques
Tableau III.30. Valeurs de toxicité aiguë de l’effluent avant et après traitement par différents biotests.
Effluent d’entrée
(produit phytosanitaire)
1, 5 g.L-1
Effluent de sortie
(fin traitement)
38 mg.L-1
Biotest %
Levures
Saccharomyces cerevisae
EC50 30 min
4,7 87
* Invertebrés aquatiques
Algae (NF EN ISO 8692)
EC10 72 h
0,71 84
* Invertebrés aquatiques
Algae (NF EN ISO 8692)
EC50 72 h
1,52 > 98 %
* Invertebrés aquatiques
Daphnia magna (NF EN 6341)
EC50 24 h
37 > 90 %
* Détermination effectuée par le laboratoire CARSO, Lyon – laboratoire agréé pour les analyses d’eaux par le Ministère de la santé.
Partie résultats et discussion 4
146
Le pourcentage exprimé dans le Tableau III.30 correspond à la dilution à laquelle
est immobilisé 50 % de Daphnia magna. Pour les algues, la mesure d’inhibition de la
croissance est déterminée pour 10 % et 50 % de la population. Ainsi, un
pourcentage de 1,52 % signifie qu’il a fallu mettre, par exemple, 1,52 mL d’effluent
dans 100 mL d’eau pour arrêter la croissance de 50 % des algues. Ceci démontre
que l’effluent initial est très toxique. Inversement, l’effluent de sortie du bioréacteur
ne présente plus de toxicité puisque le pourcentage est élevé.
Les valeurs obtenues d’EC50 pour l’effluent d’entrée sont proches pour les biotests
algues et Saccharomyces cereviseae. Dans le cas de Daphnia magna, la valeur sur
24 h est plus élevée, ce qui tend à montrer que ce test normé demandé par l’Arrêté
n’est pas aussi sensible que les deux autres biotests. Le test algues est un peu plus
précis mais son temps de contact est de 72 h comparé à 30 min pour le test que
nous avons développé.
Pour les effluents de sortie, tous les biotests montrent qu’il n’y a pas de toxicité
résiduelle. Ce résultat est surprenant car la concentration totale résiduelle en
produits phytosanitaires est de 38 mg.L-1 alors que le tableau II.3 montre des
valeurs d’EC50 en Daphnia magna de l’ordre de quelques milligrammes-litres pour
les molécules résiduelles de l’effluent de sortie. Ceci peut être dû à un temps de
contact de Daphnia magna deux fois plus long dans la base de données Footprint.
III.4.5. Conclusion
Le travail effectué a eu pour objectif de définir les conditions de rejet des effluents
viticoles dans le système de traitement aérobie des effluents vinicoles en conditions
réelles dans un bioréacteur pilote, afin que les deux types d’effluents puissent être traités
à partir d’un même système. Cette étude passe par un suivi de la liqueur mixte vinicole
d’une propriété viticole en contact avec un mélange de produits phytosanitaires
commerciaux aux concentrations réelles.
Les expérimentations montrent le potentiel épuratoire du traitement biologique par boues
activées de différents pesticides. A partir d’un mélange de 14 produits phytosanitaires,
représentatifs de l’activité viticole, les essais prouvent une adaptation rapide de la
biomasse dégradant les différents produits toxiques testés. Si presque toutes les
substances sont éliminées à plus de 99 % dans les effluents traités, certaines sont plus
difficilement biodégradables et peuvent s’accumuler dans les boues (anilinopyrimidines).
Partie résultats et discussion 4
147
Ce phénomène peut être dû à un temps de demi-vie supérieur à un an pour le cyprodinil
et le pyriméthanil.
En parallèle, des mesures de toxicité de l’effluent de sortie effectuées avec le test basé
sur l’inhibition métabolique de la synthèse d’ATP de S. cerevisiae (Biotest), développé
dans le cadre de ce travail a permis de visualiser la phase d’adaptation de la biomasse
pendant laquelle la toxicité augmente. Cette phase est suivie par une décroissance
continue de la toxicité, ce qui confirme les résultats de dégradation des pesticides et
permet de s’assurer que des métabolites éventuels ne sont pas plus toxiques que les
matières initiales.
Ces travaux ont montré que l’épuration biologique par boues activées est réalisable en
respectant un temps d’adaptation de la biomasse d’environ 8 jours. Les pesticides sont
dégradés dans le cas du traitement continu pratiqué lors des expérimentations. La
stabilité de l’épuration en DCO intervient à partir d’un temps de 20 à 30 jours ; ce qui,
dans ce cas, correspond au temps de renouvellement de la totalité du volume du
bioréacteur. La biomasse se déflocule et il est nécessaire d’ajouter une étape de filtration
pour permettre d’éliminer les micro-organismes libres présents dans l’effluent traité.
Une des difficultés majeures concerne le contrôle de l’épuration. Les mesures,
préconisées par l’Arrêté du 12 septembre 2006, sont basées sur des tests d’écotoxicité
classiques (daphnies, algues,…) mais sont coûteux et difficiles à mettre en œuvre. Ces
tests ne sont pas envisageables en contrôle continu, le biotest mesurant l’inhibition de la
synthèse d’ATP de Saccharomyces cereviseae est sensible et serait un bon compromis
pour déterminer l’efficacité des procédés de traitement des effluents toxiques tels que les
pesticides.
CONCLUSION GENERALE
Conclusion Générale
148
CONCLUSION GENERALE
L’Arrêté du 12 septembre 2006 relatif à la mise sur le marché et à l’utilisation des
produits visés à l’article L.253-1 du code rural, fixe une réglementation sur l’utilisation et
le rejet des pesticides. La dernière partie décrit les dispositions relatives aux procédés de
traitement des effluents phytosanitaires et en particulier les modalités pour qu’un
procédé puisse être inscrit dans la liste des systèmes autorisés (B.O du Ministère de
l’écologie et du développement durable). Les procédés biologiques sont aujourd’hui
répandus pour traiter les effluents vinicoles. L’utilisation en traitement par boues activées
des produits phytosanitaires provient d’une constatation : les pesticides actuellement
homologués sont considérés comme biodégradables.
Dans ce contexte, l’objectif global de ce travail a été de développer un procédé
d’épuration des effluents phytosanitaires en utilisant les liqueurs mixtes du système
de traitement biologique par boues activées des effluents vinicoles comme biomasse
épuratrice. Cette étude permet de définir les conditions de rejet des effluents
phytosanitaires dans les systèmes de traitement aérobie des effluents vinicoles pour
que les deux types d’effluents puissent être traités conjointement ou
successivement.
En premier lieu, nous avons mis en évidence le rôle de divers paramètres liés à la
nature de chacune des familles chimiques de pesticides. Les expérimentations
montrent que les matières actives phytosanitaires organiques peuvent être
dégradées biologiquement. La biomasse s’adapte et les teneurs en pesticides
diminuent dans l’effluent au cours du traitement biologique en fonction de la nature
des micro-organismes présents dans les boues activées. Cette expérimentation
démontre que le procédé par boues activées du traitement des effluents vinicoles
peut être utilisé pour épurer les effluents phytosanitaires. De plus, en fonction de la
nature de la microfaune présente dans les boues activées, la dégradation des
molécules phytosanitaires est différente. D'après ces expérimentations, une
biomasse acclimatée à un effluent de soutirage semble plus facilement dégrader les
pesticides qu'une biomasse issue du traitement d’un effluent de type filtration. Mais
cette biomasse, subissant un stress dû à l’ajout de molécules toxiques, se déflocule
rapidement. La défloculation est un problème majeur dans le traitement biologique
par boues activées puisqu’elle empêche une bonne décantation de l'effluent.
Conclusion Générale
149
En second lieu, cette étude a déterminé l’influence des concentrations en produits
phytosanitaires sur deux types de liqueur mixte : la première dégradant un effluent
vinicole, la deuxième acclimatée à un effluent viti-vinicole. Les efficacités épuratoires
sont fonction de l’adaptation de la boue et de la concentration en substrat. Il existe une
concentration seuil à ne pas dépasser de l’ordre de 650 mg DCO.L-1 et 20 mg.L-1 de
pesticides pour des temps de séjour hydraulique de 10 jours et une concentration en
biomasse d’environ 2 g MVS.L-1. Grâce à ces essais, l’influence des produits
phytosanitaires sur le métabolisme de la biomasse a été précisée. Le traitement des
effluents vivi-vinicoles par une biomasse adaptée à ces effluents permet d’obtenir un
surnageant de meilleure qualité (DCO-Turbidité). Ceci semble essentiellement dû à une
meilleure structuration des flocs ne libérant pas de bactéries contrairement à l’épuration
de pesticides par une liqueur mixte adaptée à un effluent vinicole. Ce résultat est
important pour la gestion du rejet des produits phytosanitaires dans les unités de
traitement biologique des effluents vinicoles. En effet, deux solutions sont possibles : Le
rejet collecté est introduit lorsque l’unité de traitement vinicole reçoit peu d’effluent
(période de juin à août) ou l’effluent phytosanitaire est envoyé toute l’année sur l’unité
de traitement biologique vinicole. A la vue de nos résultats, la deuxième solution semble
plutôt être privilégiée. Nous avons pu observer que la concentration en biomasse reste
relativement constante tout au cours de l’épuration. La non production de biomasse ou
même sa diminution dans certaines conditions est intéressante pour la gestion des boues
en excès du traitement vinicole.
Pour valider l’épuration, il est nécessaire de vérifier la toxicité de l’effluent rejeté. Un test
écotoxicologique simple et rapide a été développé. Ce test « ATPyeast » est basé sur
l’inhibition par les pesticides du métabolisme énergétique des levures en inhibant les
gènes mitochondriaux qui commandent la chaîne respiratoire empêchant la biosynthèse
des métabolites. Le test a été validé sur trois molécules phytosanitaires de nature et de
structure chimique différente. A partir des pourcentages d’inhibition de la synthèse d’ATP
de Saccharomyces cerevisiae des valeurs d’EC50 furent obtenues. Les résultats
démontrent que l'effet des pesticides sur la levure est variable en fonction de la nature
de celui-ci. La toxicité sur ces micro-organismes eucaryotes est fortement influencée par
la structure chimique de la molécule considérée (log P). Le nouveau biotest (30 min) est
plus sensible que le test microtox® actuellement commercialisé. Par contre, Le test de
mobilité Daphnia magna, largement utilisé en écotoxicologie est relativement plus
sensible mais nécessite un temps d’analyse plus long (48 h) : « L’ATPyeast test » est 96
fois plus rapide. Malgré cette faible différence de sensibilité, les valeurs obtenues d’EC50
sont de l'ordre du mg.L-1 ; ce qui est suffisant pour évaluer l'efficacité d'un procédé de
traitement d'effluents phytosanitaires. Ainsi, ce nouveau test de toxicité (ATPyeast test)
Conclusion Générale
150
a été employé pour l'évaluation en continu du procédé de traitement biologique aérobie
des résidus de produits phytosanitaires par boues activées. Ce test est rapide, fiable et
peu coûteux comparé aux essais biologiques traditionnels de toxicité (Daphnia magna,
Pseudokirchneriella subcapitata...) et pourrait être ainsi employé pour d’autres
applications comme l’évaluation de la pollution des cours d'eau.
Enfin, la dernière expérimentation a eu pour objectif de définir les conditions réelles de
rejet des effluents viticoles dans le système de traitement aérobie des effluents vinicoles,
afin que les deux types d’effluents puissent être traités à partir d’un même système. Les
expérimentations confirment le potentiel épuratoire du traitement biologique par boues
activées de différents pesticides. A partir du mélange de 14 produits phytosanitaires,
représentatifs de l’activité viticole, les essais montrent une adaptation rapide de la
biomasse dégradant les différents produits toxiques testés. Si toutes les substances sont
éliminées à plus de 99 % dans les effluents traités, certaines sont plus difficilement
biodégradables et peuvent s’accumuler dans les boues. En parallèle, des mesures de
toxicité de l’effluent de sortie effectués avec le test basé sur l’inhibition métabolique de la
synthèse d’ATP de Saccharomyces cerevisiae (ATPyeast test), ont permis de visualiser la
phase d’adaptation de la biomasse pendant laquelle la toxicité augmente. Cette phase est
suivie par une décroissance continue de la toxicité, ce qui appuie les résultats de
dégradation des pesticides et permet de s’assurer que des métabolites éventuels ne sont
pas plus toxiques que les matières initiales.
En conclusion, cette étude confirme dans une large mesure l’intérêt du procédé par
boues activées pour le traitement des effluents phytosanitaires. Afin, d’améliorer la
biodégradabilité des pesticides et de diminuer le temps de traitement, il serait
souhaitable d’évaluer le potentiel des procédés d’oxydation avancée en amont ou en post
traitement. En parallèle, le développement du test d’autocontrôle permet d’évaluer
rapidement l’efficacité des différents traitements de dégradation des molécules
phytosanitaires. En perspective, il est prévu d’améliorer, de valider et de proposer un kit
commercial.
Ces recherches ont contribué à la validation de deux procédés de traitement biologique
des effluents vinicoles actuellement commercialisés : boues activées et stockage aéré
pour deux équipementiers. L’homologation accepte le rejet des effluents viticoles dans
l’unité sans mélange avec les effluents vinicoles (période juin-août). Ce travail devrait
permettre à terme d’autoriser le rejet simultané des deux types d’effluent dans la même
unité.
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ANNEXES
Annexe 1
160
Annexe 1
161
Annexe 1
162
Annexe 1
163
Annexe 1
164
Annexe 1
165
Annexe 1
166
Annexe 2
167
Annexe 2
NORMES FRANCAISES POUR LES EAUX USEES
1. EXIGENCES EPURATOIRES MINIMALES (Arrêté du 22/12/94) :
NK = Azote keldahl = azote organique + azote ammoniacal.
NGL = Azote global = azote organique + Azote ammoniacal + azote nitreux + azote nitrique.
PT = phosphore total.
Eqh = equivalent (1 equ = 60 g DBO5.j-1)
Concentration
maximale
Rendement
minimal
Charge de
pollution reçue Règles de coformité
Paramètre
mg/L % Nbre d’equ Dépassements
autorisés Val. rédhibitiores
Zones
normales
Pollution
carbonée
DBO5 (1)
DBO5 (1)
DCO (1)
MES
25
25
125
35
70
80
75
90
2000-10000
> 10000
Toutes charges
Toutes charges
Voir
paragraphe 3
(3)
DBO5 = 50 (4)
DCO = 250 (4)
MES = 85 (4)
Zones
sensibles
Azotes et/ou
phosphore
NGL
NGL
PT
PT
15
10
2
1
70
70
80
80
10000-100000
> 100000
10000-100000
> 100000
Valeurs à respecter en moyennes
annuelle (5)
(1) Pour lagunage : analyses réalisées sur échantillon filtré.
(2) Pour lagunage : cette valeur est fixée à 150 mg/L.
(3) Un échantillon moyen journalier est déclaré conforme, si l’une au moins des deux valeurs
(concentrations au rejet- rendement épuratoire) figurant dans l’autorisation de rejet est
respectée.
(4) Parmi les échantillons moyens journaliers déclarés conformes, aucun d’entre eux ne doit
dépasser les valeurs rédhibitoires.
(5) La station est déclarée conforme sur l’année considérée pour N et/ou P, si l’une au moins
des deux valeurs (concentration moyenne annuelle au rejet – rendement épuratoire moyen
annuel) figurant dans l’autorisation de rejet, est respectée.
Annexe 2
168
2. EXEMPLES D’EXIGENCES EPURATOIRES PLUS FORTES (cas des milieux
récepteurs particulièrement fragiles à certains facteurs de pollution) :
Concentration
maximale
Rendement
minimal Règles de conformité
Niveau
d’épuration Paramètre
mg.L % Dépassements
autorisés
Val.
Rédhibitoires
(mg/L)
Poussée
DBO5
DCO
MES
25
90
30 Pollution
carbonée
Très poussée
DBO5
DCO
MES
15
50
20
Calculé au point
près, par arrondi
inférieur, à partir
de la
concentration
moyenne
d’entrée
Voir paragraphe
3 (3)
DBO5 = 50 (2)
DCO = 250 (2)
MES = 85 (2)
Nitrification
classique NTK 15
Nitrification
très poussée NTK 5
Nit. Dénit.
classique NTL 15
Pollution
azotée
Nit. Dénit. très
poussée NTL 10
PT 2 Pollution
phosphorée
1er niveau
2ème niveau PT 1
Calculé à 5 point
près, par arrondi
inférieur, à partir
de la
concentration
moyenne
d’entrée
Valeurs à respecter en moyenne
annuelle (3)
(1) Un échantillon moyen journalier est déclaré conforme, si l’une au moins des deux valeurs
(concentrations au rejet- rendement épuratoire) figurant dans l’autorisation de rejet est
respectée.
(2) Parmi les échantillons moyens journaliers déclarés conformes, aucun d’entre eux ne doit
dépasser les valeurs rédhibitoires.
(3) La station est déclarée conforme sur l’année considérée pour N et/ou P, si l’une au moins
des deux valeurs (concentration moyenne annuelle au rejet – rendement épuratoire moyen
annuel) figurant dans l’autorisation de rejet, est respectée.
Annexe 2
169
3. NOMBRE DE DEPASSEMENTS AUTORISES (dans des conditions normales
d’exploitation) :
Nombre d’échantillons prélevés au cours d’une année
déterminée
Nombre maximal d’échantillons pouvant ne pas être
conforme
4 à 6
8 à 16
17 à 28
29 à 40
41 à 53
54 à 67
68 à 81
82 à 95
96 à 110
111 à 125
126 à 140
141 à 155
156 à 171
172 à 187
188 à 203
204 à 219
220 à 235
236 à 251
252 à 268
269 à 284
285 à 300
301 à 317
318 à 334
335 à 350
351 à 365
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
Annexe 2
170
4. FREQUENCE DES MESURES A LA STATION (Nombre de jours par an) :
DBO5 Kg/L
(1) 120-600 601-1800 1801-3000 3001-6000 6001-12000 12001-18000 > 18000
Nb d’eqh > 2000 > 10000 > 30000 > 50000 > 100000 > 200000 > 300000
CAS GENERAL
Débit
MES
DBO5
DCO
NTK
NH4
NO2
NO3
PT
Boues (2)
365
12
4
12
-
-
-
-
-
4
365
24
12
24
6
6
6
6
6
24
365
52
24
52
12
12
12
12
12
52
365
104
52
104
24
24
24
24
24
104
365
156
104
156
52
52
52
52
52
208
365
260
156
260
104
104
104
104
104
260
365
365
365
365
208
208
208
208
208
365
ZONES SENSIBLES A L’AZOTE
NTK (3)
NH4
NO2
NO3
-
-
-
-
12
12
12
12
24
24
24
24
52
52
52
52
104
104
104
104
208
208
208
208
365
365
365
365
ZONES SENSIBLES AU PHOSPHORE
PT - 12 24 52 104 208 365
(1) charge brute de pollution organique reçue par la station exprimée en Kg de DBO5 par jour.
(2) Quantité de matières sèches.
(3) Sauf cas particulier, les mesures amont des différentes formes de l’azote peuvent être
assimilées à la mesure de NTK.
5. QUALITE BACTERIOLOGIQUE DES EAUX DE BAIGNADE :
Paramètres Unité Valeur guide Valeur imperative Nombre minimal de
mesure par an
Coliformes totaux
Coliformes fécaux
Streptocoques fécaux
Salmonelles
Entérovirus
Saturation en O2 dissous
pH
phénols
transparence
résidus goudron
Matières flottantes
Nb/100 ml
Nb/100 ml
Nb/100 ml
Nb/L
PFU/10 L
%
Unité pH
mg C6H5OH / L
mètres
visuel
visuel
< 500
< 100
< 100
-
-
80 à 120
-
< 0,005
2
-
-
< 10000
< 2000
-
0
0
-
6 à 9
< 0,05
1
Absence
Absence
24
24
-
-
-
-
-
-
24
24
24
Eau de catégorie A (Eau de bonne qualité pour la baignade) :
80 % des résultats des analyses sont inférieurs ou égaux aux nombres guides relatifs aux
coliformes thermotolérants et au coliformes fécaux.
Annexe 2
171
95 % des résultats des analyses sont inférieurs ou égaux aux nombres guides relatifs aux
coliformes totaux.
90 % des résultats des analyses sont inférieurs ou égaux aux nombres guides relatifs aux
streptocoques fécaux.
Eau de catégorie B (Eau de qualité moyenne pour la baignade) :
Entre 5 et 33 % des résultats des analyses sont inférieurs ou égaux aux nombres guides relatifs
aux coliformes thermotolérants et coliformes fécaux.
Eau de catégorie C (Eau de mauvaise qualité pour la baignade) :
Plus de 33 % des résultats des analyses sont inférieurs ou égaux aux nombres guides relatifs aux
coliformes thermotolérants et coliformes fécaux.
6. UTILISATION, APRES EPURATION, DES EAUX RESIDUARES URBAINES
POUR L’IRRIGATION DES CULTURES ET DES ESPACES VERTS :
Contraintes de type C : Irrigation souterraine ou localisée, cultures industrielles.
Pas de contraintes microbiologiques
Contraintes de type B : Irrigation gravitaire, cultures de végétaux consommables après cuisson.
Œufs d’helminthes intestinaux < 1/L.
Contraintes de type A : cultures de végétaux consommables crus, espaces verts ouverts au public.
Œufs d’helminthes intestinaux < 1/L et coliformes fécaux <10/ml.
Annexe 3
172
Dégré significatif Sous embranchement classes Ordre genre Taille
(µm) abondance presence qualité de traitement
Charge massique
Type d’effluent
Phase de traitement oxygénation
Euglena 30-70 + - Indépendant faible Euglenida
Peranema 20-100 + - Très bonne faible Peu concentré transitoire
Dinobryon 35 - + Normal industries animales suffisante
chrysomonadida Monas 5-20 + + Normal faible Industries
animales démarage
Eudorina
Phytomastigophorea
volvocida volvox
100-250 - + Faible élevée insuffisante
Hexamita Tetramitus diplomonadida
trepomonas 10-20 +++ +++ Faible insuffisante
Mastigophorea (Flagellées)
Zoomastigophorea
kinetoplastida bodo 10-20 +++ ++ Faible forte riche Démarage faible
Actinopodes Actinophryida Actinophrys 40-200 - + Indépendant industriel
s toxiques
Amoeba 40-100 + + Bonne transistoire suffisante hartamanella
mayorella Amoebidae (Amibes)
Vahlkampfia <40 +++ ++ médiocre
industriels
toxiques anomalies
arcella 30-250 + + Bonne faible industries animales Suffisante
prolongée chlamydophr
ys cochliopodiu
m
10-45 +++ ++ Indépendant Tout au long du traitement
difflugia 60-200 ++ + Bonne Fin (20 -30 j) Suffisante prolongée
sarcodines
rhizopodes
Testacea (thécamébiens)
euglypha 50-150 +++ ++ Bonne faible Suffisante prolongée
Spathidium 80-200 ++ + Très bonne Chaenea 150 ++ + Bonne stable Holophria Prorodon
100-200 + + Correcte
trachelophyllum 40-50 +++ + Indépendant moyenne transitoire
coleps 55-65 ++ + Bonne faible suffisante didinum 80-180 - + Bonne important
Amphileptus 120-150 + - Indépendant forte Suffisante prolongée
Litonotus 50-200 ++ - Indépendant moyenne transitoire
Hemiophrys 200-300 - + Très bonne
Chilodonella 40-300 ++ + Bonne indifférent
Gymnostomatida
Trochilia 50 - - Très bonne Uronema 20-35 +++ +++ Moyen
Tetrahymna 25-90 +++ + Faible forte suffisante Glaucoma 40-80 - + Faible forte transitoire Colpidum 50-120 +++ ++ Faible élevée transitoire
Hymenostomatida
Paramecium 130 ++ + Très bonne Moyenne à forte transitoire sufisante
pro
toz
oa
ire
s
Ciliés holotriches
Trichostomatida Colpoda 40-120 +++ ++ Faible elevée transitoire
Annexe 3
173
Annexe 3
174
Dégré significatif Sous embranche
ment classes Ordre genre
Taille (µ m) abond
ance presen
ce
qualité de traitement
Charge massique
Type d’effluent
Phase de traitement
oxygénation
vorticella 30-120 +++ + Correct élevée
zoothamnium
80 ++ ++ Très
bonne faible stable suffisante
carchesium
80-140 + + Très
bonne stable suffisante
Opercularia
40-120 +++ + Faible elevée industriels toxiques
insuffisante
Epistylis 70-160 + +++ Bonne
elevéé insuffisante
Peritrichida
(péritriche
s)
Vaginicola 55-120 +++ ++ Bonne faible suffisante
aspidisca 25-45 ++ - Indépenda
nt forte stable
histriculus Oxytricha Stylonylch
ia tachysoma
> 100 Très
bonne Sous
charge fin
Hypotriches
(spirotriches)
Euplotes 50-200 ++ + Bonne faible stable suffisant
Stentor 250-1000
- +++ Très
bonne
Hétérotriches
(spirotriches)
spirostomum
150-400
++ + Bonne
Tokophrya 50-70 - + Indépenda
nt
acineta 30-300 - ++ Très
bonne
podophrya 10-60
pro
toz
oa
ire
s
Cil iés
Suctorina (suctorien
s) sphaeroph
rya 25-50
- + Moyenne
Cephalodella
lecane colurella
Monogononta
lepadella
50-300 +++ ++ Indépenda
nt faible fin
philodina
rotifères
Digononta rotaria
100-250 ++ ++
Indépendant faible fin
nématodes < 150 ++ - Indépenda
nt
gastrotriches
chaetonot
us 400-1000
- +++ Bonne faible
annélides oligochète
s Aelosoma < 500 ++ - Bonne faible fin Tros importante
me
tazo
air
es
tardigrades
500-1000
++ ++ Très
bonne faible fin
Annexe 4
175
Annexe 4 Soit X, concentration en produit en g/L.
Masse de matière active dans le pulvérisateur avant traitement : X g/ha d’où 2 X g pour 2
ha. Donc dans 300 L (volume de la cuve du pulvérisateur pour traiter 2 ha) on a 2 X g de
matière active, soit (2 X/300) g ou : ( X / 150) g
Masse de matière active dans le fond de cuve après traitement : On a (X / 150 ) g/L dans 10
Litres, soit (10 X / 150) g ou : (XY / 15) g
Rinçage à la parcelle : On ajoute 30 Litres aux 10 litres du fond de cuve, soit un volume total
de 40 litres. On a (X / 15) g dans 40 litres, soit une masse de [X / (40 ∗ 15)] g/L ou : (X /
600) g
Concentration du fond de cuve après rinçage : On a ( X / 600) g dans 10 litres soit (10X /
600)g ou : (X / 60) g
Concentration de l’effluent à traiter :On lave la cuve avec 15 Litres d’eau claire qui s’ajoutent
aux 10 Litres du fond de cuve, soit un volume total de 25 Litres. On a (X / 60) g dans 25
Litres, soit une concentration de [X / (25 ∗ 60)] g/L ou :
(X / 1500) g/L
Formule à appliquer pour connaître la concentration en matière active de l’effluent obtenu après un rinçage à la parcelle.
Annexe 5
175
Annexe 5
Métabolites
Azoxystrobine (E-2-(2-(6-cyanophenoxy)-pyrimidine-4-xyloxyl)-phénoxyl-
phenyl-3-méthoxyacrylic) acide
Cyprodinil 6-(cyclopropyl-2-phényl-aminopyrimidine-4-yl) méthanol
3-(4-cyclopryl-6 methyl-pyrimidine-amino) phénol
Difénoconazole 1,2,4-triazole
1-(2-(2-chloro-(4-chloro-phénoxy)phenyl)-2-1H-(1,2,4) triazol-yl)-ethanol
Diuron DCPUM DCPU
Folpel Phthalimide
Phthalique acide Phtalhamique acide
Glyphosate AMPA
Hexaconazole 1,2,4-triazole
Mancozèbe Ethylène thiourée
Ethylène urée EBIS
Pyriméthanil 2-amino-4,6-diméthyl pyrimidine
Quinoxyfène 3-hydroxy-quinoxyphène
Annexe 6
176
Annexe 6
Suivi de la dégradation de la DCO par une liqueur mixte issue du traitement d’un effluent vinicole : Liqueur Mixte de SOUTIRAGE
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
azosxystr obine
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Diur on
Val.l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Folpel
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Dimethomor phe
Val.l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Cymoxani l
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Hexaconazole
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Fosetyl aluminium
Val.l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Chlor pyr iphos ethyl
Val .l imi te r ejet
Annexe 6
177
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Mancozebe
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 1 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Glyphosate
Val.l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Quinxyf en
Val.l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Or yzal in
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 2 3 6 8
t emps ( j our s)
Témoin
Vinchlozol ine
Val .l imi te r ejet
0,0
200,0
400,0
600,0
800,0
1000,0
1200,0
1400,0
1600,0
1800,0
2000,0
0 2 3 6 8
t e mps ( j our s)
Témoin
Fludioxini l
Val .l imi te r ejet
Annexe 6
178
Liqueur Mixte de FILTRATION
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Azoxystrobine
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Fludioxinil
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Mancozèbe
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Difénoconazole
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
3000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Cyprodinil
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
3000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Folpel
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
3000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Chloropyriphos
0,00500,00
1000,001500,002000,002500,003000,003500,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Cymoxanil
Annexe 6
179
0,00500,00
1000,001500,00
2000,002500,003000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)Témoin
Diméthomorphe
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
3000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Diuron
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
3000,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Fosetyl Al
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Glyphosate
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
0 2 4 6 8 10
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Hexaconazole
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Quinoxyphene
0,00
500,00
1000,00
1500,00
2000,00
2500,00
0 2 4 6 8
Temps (jours)
DC
O (
mg/
L)
Témoin
Vinchlozoline
Annexe 7
180
Annexe 7
Tableau III.9. Evolution du phosphate (mg.L-1) avant et après traitement biologique de chaque pesticide et son
pourcentage d’augmentation.
Expérimentation A Expérimentation B
Phosphate (PO 4)(final) Augmentation (%) Phosphate (PO 4) (final) Augmentation (%)
Témoin 181 ± 18 155 ± 38
Folpel 151 ± 15 -17 176 ± 48 12
Hexaconazole 196 ± 20 8 395 ± 108 61
Fosetyl aluminium 219 ± 22 21 464 ± 126 67
Cyprodini ND ND 121 ± 33 - 22
Oryzalin 196 ± 20 8 ND ND
Mancozèbe 136 ± 14 -25 183 ± 50 15
Glyphosate 129 ± 13 -29 434 ± 118 64
Azoxystrobine 188 ± 19 4 120 ± 33 - 23
Chlorpyriphos éthyl 179 ± 18 -1 275 ± 75 44
Cymoxanil 175 ± 17 -3 223 ± 61 30
Diméthomorphe 145 ± 14 -20 254 ± 69 39
Diuron 140 ± 14 -23 234 ± 64 34
Fludioxonil 94 ± 9 -48 120 ± 33 -22
Difénoconazole ND ND 124 ± 34 - 20
Quinoxyfène 191 ± 19 6 387 ± 105 60
Vinchlozoline 195 ± 19 8 405 ± 110 62
Min - Max -48-21 -23-67
Moyennes - 4,5 27
Annexe 8
181
Annexe 8
Suivi de l’évolution de la biomasse (MS) de la liqueur mixte issue du traitement d’un effluent vinicole dégradant les molécules phytosanitaires :Liqueur Mixte de SOUTIRAGE
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
AZOXYSTROBINE
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
DIURON
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
CYMOXANIL
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
HEXACONAZOLE
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
FOLPEL
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION FOSETYL ALUMINIUM
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMION
MANCOZEBE
2, 5
2, 7
2, 9
3, 1
3, 3
3, 5
3, 7
3, 9
4, 1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
T EM ION
DIM E T HOM ORP HE
Annexe 8
182
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
GLYPHOSATE
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
FLUDIOXINIL
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
VINCHLOZOLINE
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
4,5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
ORYZALIN
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
4,5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
ORYZALIN
2,5
2,7
2,9
3,1
3,3
3,5
3,7
3,9
4,1
4,3
4,5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
jour
mg/
L de
bou
e ac
tivée
TEMION
QUINOXYFENE
Annexe 8
183
Liqueur Mixte de FILTRATION
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
AZOXYSTROBINE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
DIURON
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
CYMOXANIL
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
HEXACONAZOLE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
FOLPEL
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN FOSETYL ALUMINIUM
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
MANCOZEBE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
T EM OIN
DIM ET HOM ORPHE
Annexe 8
184
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
GLYPHOSATE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
QUINOXYFENE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
T E M OIN
VINCHLOZOLINE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN
FLUDIOXINIL
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
T EM OIN
ORYZALIN
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN CHLORPYRIPHOS ETHYL
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 1 2 3 4 5 6 7 8
j our
TEMOIN DIFENOCONAZOLE
Annexe 9
185
Annexe 9
Tableau III.15. Evolution des microorganismes de chaque pesticide après traitement biologique (LM-soutirage).
+++++++++++++++++++++++++++monogonontarotifères
++++podophryasutoriens
++++++++++++++++euplotes
++aspidiscaspirotriches
++++vorticelleperitriches
+holophrya
++++++++colpidium
++chilodonella
+++++++++++++paramecium
holotriches
++++++++arcellathécamebiens
++++actinopodesamibes
+++++++volvox
+++++++petitflagellés
microfaune
++++++++++++++++++++++++++++++++++flocs
+++++++++++++++++++++++bactéries libresliquide interstiel
Oryzalin
Vinchlozoline
Fosetyl
aluminium
Hexaconazole
Fludioxinil
Quinoxyfène
Cym
oxanil
Dim
ethomorphe
Folpel
Glyphosate
Mancozèbe
Chlorpyriphos
ethyl
Diuron
Azoxystrobine
Tém
oin
+++++++++++++++++++++++++++monogonontarotifères
++++podophryasutoriens
++++++++++++++++euplotes
++aspidiscaspirotriches
++++vorticelleperitriches
+holophrya
++++++++colpidium
++chilodonella
+++++++++++++paramecium
holotriches
++++++++arcellathécamebiens
++++actinopodesamibes
+++++++volvox
+++++++petitflagellés
microfaune
++++++++++++++++++++++++++++++++++flocs
+++++++++++++++++++++++bactéries libresliquide interstiel
Oryzalin
Vinchlozoline
Fosetyl
aluminium
Hexaconazole
Fludioxinil
Quinoxyfène
Cym
oxanil
Dim
ethomorphe
Folpel
Glyphosate
Mancozèbe
Chlorpyriphos
ethyl
Diuron
Azoxystrobine
Tém
oin
Tableau III.16. Evolution des microorganismes de chaque pesticide après traitement biologique (LM-Filtration).
+
++
+
+
+
+++
++
Difénoconazole
++++Epistylis
+++++++++++++++++++++++++++++++Digononta
+++++++++++++++++++++++Euglypha
+++++++++++monogonontarotifères
++++++aspidiscaspirotriches
++++++vorticelleperitriches
+colpidium
++++chaena
+++++Trachelophyllum
holotriches
+++++++++++++++++++++++++++++++arcellathécamebiens
+Mayorellaamibes
+++++++++++++++++++++++Euglenaflagellés
microfaune
+++++++++++++++++++++++++++++++++++++flocs
+++++++++++++++++++++++++bactéries
libresliquide interstiel
Cyprodinil
Vinchlozoline
Fosetyl
aluminium
Hexaconazole
Fludioxinil
Quinoxyfène
Cym
oxanil
Dim
ethomorphe
Folpel
Glyphosate
Mancozèbe
Chlorpyriphos
ethyl
Diuron
Azoxystrobine
Tém
oin
+
++
+
+
+
+++
++
Difénoconazole
++++Epistylis
+++++++++++++++++++++++++++++++Digononta
+++++++++++++++++++++++Euglypha
+++++++++++monogonontarotifères
++++++aspidiscaspirotriches
++++++vorticelleperitriches
+colpidium
++++chaena
+++++Trachelophyllum
holotriches
+++++++++++++++++++++++++++++++arcellathécamebiens
+Mayorellaamibes
+++++++++++++++++++++++Euglenaflagellés
microfaune
+++++++++++++++++++++++++++++++++++++flocs
+++++++++++++++++++++++++bactéries
libresliquide interstiel
Cyprodinil
Vinchlozoline
Fosetyl
aluminium
Hexaconazole
Fludioxinil
Quinoxyfène
Cym
oxanil
Dim
ethomorphe
Folpel
Glyphosate
Mancozèbe
Chlorpyriphos
ethyl
Diuron
Azoxystrobine
Tém
oin
Annexe 10
186
Annexe 10
Cinétiques de dégradation en bioréacteur 2L
L’expérimentation consiste en un suivi sur sept jours de l’évolution d’une biomasse
épuratrice en fonction de sa capacité à dégrader différents substrats. Il s’agit en réalité
de confirmer l’hypothèse selon laquelle une boue acclimatée à un effluent viticole réagira
plus favorablement à l’introduction de pesticides qu’une boue non acclimatée. Quatre
échantillons de deux litres de liqueur mixte sont placés des récipients de 2 litres, soumis
à une agitation (150 rpm) et à une oxygénation constante pendant toute la durée de
l’expérimentation.
L’expérimentation permet de suivre simultanément l’évolution de la biomasse entre les
témoins et les essais. Cette évolution est quantifiée par des mesures de matières en
suspension (MES), de demande chimique en oxygène (DCO),de matière sèche (MS), de
matières volatiles sèche (MVS) et de production d’ATP. Le mélange de produits
phytosanitaires (Tableau III.19) est utilisé.
Les quatre conditions expérimentales sont:
- Témoin A : 2 litres de liqueur mixte acclimatée à un effluent vinicole (étape 1) + 500
mL de vin jeune (DCO à 175 g.L-1).
- Essai A : 2 litres de liqueur mixte acclimatée à un effluent vinicole (étape 1) + 500 mL
de solution vitivinicole (5 g.l-1 Matières actives phytosanitaires).
- Témoin B : 2 litres de liqueur mixte acclimatée à un effluent viti-vinicole (étape 2) +
500 mL de vin jeune (DCO à 175 g.L-1).
- Essai B : 2 litres de liqueur mixte acclimatée à un effluent viti-vinicole (étape 2) + 500
mL de solution vitivinicole (5 g.l-1 Matières actives phytosanitaires).
Annexe 10
187
La description du dispositif expérimental est représentée dans la figure ci-dessous.
Descriptif du procédé expérimental
- La dégradation des effuents vitivinicoles : évolution de la DCO
La Figure ci-dessous représente l’évolution de la DCO au cours des expérimentations. On
remarque que la dégradation de la DCO a lieu quel que soit l’effluent d’entrée.
Cependant, la présence de pesticide dans une boue a pour effet de ralentir cette
dégradation. En effet, l’évolution de la DCO dans à 3 jours de traitement biologique est le
suivant : Témoin (Exp A) < essai (Exp A) < essai (Exp B) < Témoin (Exp B) / traitement
biologique 3 jours.
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
-1 0 1 2 3 4 5 6Temps (jour)
DCO (mg.L-1)
Evolution des teneurs en DCO (mg.L-1) au cours du traitement biologique.
Expérimentation A : Témoin (�) et essai (�) ; Expérimentation B : Témoin (♦) et essai (�)
La dégradation la plus rapide à lieu dans le Batch contenant la boue acclimatée à un
effluent vinicole dans lequel on a introduit du vin. Ceci confirme donc ce qui a été
observé précédemment, la présence de pesticides dans une boue n’empêche pas
l’épuration d’avoir lieue mais leur toxicité ralentie le processus.
A B
Témoin Témoin Essai Essai
2L de Liqueur mixte issues de Br1 (vinicoles)
2L de Liqueur mixte issues de Br2 (vitivinicoles)
500 ml vin 500 ml vin 500 ml solution viti-vinicole 500 ml solution viti-vinicole
Annexe 10
188
- Evolution des Matières sèches (MS), des matières Volatiles (MVS)
Les Figures ci-après représentent l’évolution des taux de Matières Sèches et de Matières
Volatiles Sèches au cours de l’expérience.
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
5,5
6
0 1 2 3 4 5 6 7
Temps (jour)
MS (g.L-1)
Evolution des teneurs en matières sèches (g.L-1) au cours du traitement biologique.
Expérimentation A : Témoin (�) et essai (�) ; Expérimentation B : Témoin (♦) et essai (�)
Les teneurs en matières sèches en matières volatiles sèches au début du traitement
(t0 àt3) fluctue entre les différents essais. Cette fluctuation correspond à la phase
d'acclimatation de la biomasse au substrat mais aussi à une phase de stress lors du
changement des conditions opératoires.
À partir de trois jours de traitement, on observe nettement une différence entre les
teneurs en matières sèches et en matières volatiles sèches :
[MS] Essai (Exp A) ≈ [MS] essai (Exp B) < [MS] Témoin(Exp A) ≈ [MS] Témoin (Exp
B)
[MVS] Essai (Exp A) < [MVS] essai (Exp B) ≈ [MVS] Témoin(Exp A) ≈ [MVS] Témoin
(Exp B)
Les teneurs en matières sèches et en matières volatiles sèches sont donc liés à la
nature même de l'effluent a dégradé. Lorsque la biomasse est en contact avec les
nouveaux substrats dégradés, ces teneurs diminuent progressivement jusqu'à
stabilisation. Les teneurs en biomasse seront plus faibles lorsqu'elle est en contact
avec un nouveau substrat. Lorsque la biomasse est en contact avec un substrat
connu elles s'adaptent rapidement et ces teneurs restent stables tout au long du
traitement. Ce phénomène est remarqué aussi bien avec une biomasse acclimatée à
Annexe 10
189
un effluent vinicole qu'avec une biomasse acclimatée à un effluent Vitivinicoles
contenant des pesticides.
0
0,5
1
1,5
2
2,5
0 1 2 3 4 5 6 7
Temps (jour)
MVS (g.L-1)
Evolution des teneurs en matières volatiles sèches (g.L-1) au cours du traitement biologique.
Expérimentation A : Témoin (�) et essai (�) ; Expérimentation B : Témoin (♦) et essai (�)
- Evolution des Matières en suspension (MES)
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 1 2 3 4 5 6 7
Temps (jour)
MES (g.L-1)
Evolution des teneurs en matières en suspension (mg.L-1) au cours du traitement biologique.
Expérimentation A : Témoin (�) et essai (�) ; Expérimentation B : Témoin (♦) et essai (�)
La Figure représente l’évolution des taux de matières en suspension au cours de
l’expérience. A l’instar de l’expérience précédente, on observe une augmentation
importante du taux de Matières en Suspension dans la liqueur mixte vinicole nourrie avec
un effluent vitivinicole. Ce phénomène est dû à une défloculation et à un développement
de microorganismes libres dans le surnageant en présence d'un nouveau toxique a
dégradé.
Les liqueurs mixtes viticoles (Témoin + essai) subissent une légère défloculation
due à la relative importance de la charge initiale des effluents d’entrée et se stabilisent
Annexe 10
190
ensuite très rapidement. De plus, la boue acclimatée à l’effluent phytosanitaire supporte
très bien l’introduction de pesticides supplémentaires malgré leur charge importante.
- Evolution de l’ATP total : subsance secrétée par les microorganismes
La Figure représente l'évolution de l’ATP de molécules synthétisées par les micro-
organismes lorsqu'ils sont en phase active. On observe en premier lieu une augmentation
globale de la production d’ATP, ce qui peut être expliqué par un apport très important de
DCO à dégrader.
0
50000
100000
150000
200000
250000
-1 0 1 2 3 4 5 6
Temps (jours)
ATP Total (URL)
Evolution des teneurs en ATP (URL) au cours du traitement biologique.
Expérimentation A : Témoin (�) et essai (�) ; Expérimentation B : Témoin (♦) et essai (�)
Cependant, toutes les biomasses ne réagissent pas de la même manière en fonction du
substrat qui leur a été apporté. En effet, on remarque une chute importante de la
production d’ATP dans la liqueur mixte vinicole dans laquelle on a ajouté des pesticides.
Cela met en évidence le caractère toxique et inhibiteur des pesticides sur une biomasse
non acclimatée.
Cette chute de la production d’ATP est également visible sur les boues acclimatées aux
effluents phytosanitaires mais elle est moindre. Elle peut être expliquée par une charge
polluante et donc une toxicité supérieure à celle de l’effluent habituel.
On remarque tout de même qu’au bout de sept jours, toutes les boues semblent avoir
résisté à la charge polluante ce qui permet de penser qu’il existe une adaptabilité des
microorganismes épurateurs.