UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE … · Sobre todo por ser un pilar fundamental de unión familiar y ejemplo a seguir en el desarrollo ... brindarme una vida llena de aprendizajes

I

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

UNIDAD DE INVESTIGACIÓN, TITULACIÓN Y GRADUACIÓN

“EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON

STREPTOCOCCUS MUTANS Y STREPTOCOCCUS SANGUIS EN FRESAS DE

DIAMANTE, POSTERIOR A LA PREPARACIÓN CAVITARIA CLASE I SEGÚN

BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS”

Trabajo de Investigación como Requisito previo a la Obtención del Grado

Académico de Odontóloga

AUTOR:

LILIANA ALEXANDRA RUBIO CARRILLO

TUTOR:

DR. JUAN ALBERTO VITERI MOYA

QUITO, JULIO- 2015

I

DEDICATORIA

Con amor y cariño les dedico a mis padres todo mi esfuerzo, sacrificio y trabajo puesto

para la realización de esta tesis, por apoyarme incondicionalmente en todo momento, por los

valores que me han inculcado día a día y por haberme dado la oportunidad de tener una

excelente educación en el transcurso de mi vida. Sobre todo por ser un pilar fundamental de

unión familiar y ejemplo a seguir en el desarrollo profesional.

II

AGRADECIMIENTO

A Dios por ser mi camino, mí fortaleza y mí luz en los momentos de debilidad, por

brindarme una vida llena de aprendizajes y por haberme guiado en todo este largo caminar.

Agradezco la confianza, el apoyo y la dedicación de tiempo de mi tutor Dr. Juan Viteri por

haber compartido sus conocimientos y sobre todo su amistad.

De igual manera agradecer infinitamente a todas las personas que participaron e hicieron

posible este proyecto; principalmente a los señores Dr. César Benalcázar y Dr. Roberto

Cando, quienes me brindaron su apoyo, tiempo, paciencia, consejos y enseñanzas; por su

rectitud en su labor profesional. Sin ustedes no hubiese sido posible el presente trabajo.

Finalmente un eterno agradecimiento al CENTRO MÉDICO MARTHA BUCARAM DE

ROLDOS, institución que abrió sus puertas para la realización de este estudio, por las

facilidades que fueron otorgadas en él y por darme la oportunidad de crecer profesionalmente.

III

IV

V

VI

TABLA DE CONTENIDO

DEDICATORIA..................................................................................................................I

AGRADECIMIENTO....................................................................................................... II

RESUMEN....................................................................................................................XIV

INTRODUCCIÓN.............................................................................................................. 1

CAPITULO 1........................................................................................................................ 3

1. EL PROBLEMA............................................................................................................. 3

1.1 Planteamiento del Problema ..................................................................................... 3

1.2 Justificación .............................................................................................................. 5

1.3 Hipótesis ................................................................................................................... 6

1.4 OBJETIVOS................................................................................................................. 7

1.4.1 Objetivo General.................................................................................................... 7

1.4.2 Objetivos Específicos ............................................................................................ 7

CAPITULO 2........................................................................................................................ 8

2. MARCO TEÓRICO........................................................................................................ 8

2.1 Contaminación en el Área Odontológica.................................................................. 8

2.2. Precauciones Universales ........................................................................................ 8

2.3 Métodos de transmisión de microorganismos .......................................................... 9

2.4 Método adecuado para la eliminación de microorganismos................................... 10

2.5 Higiene del Instrumental......................................................................................... 12

2.5.1. Limpieza manual ......................................................................................... 13

2.5.2 Desinfección ................................................................................................. 14

VII

2.5.2.1 Desinfectantes ........................................................................................... 14

2.5.2.2 Tipos de Desinfectantes ............................................................................ 16

2.5.3. Secado y Empaquetado ............................................................................... 18

2.5.4. Esterilización............................................................................................... 18

2.5.4.1. Esterilización por calor seco................................................................ 19

2.5.4.2. Esterilización por Calor Húmedo ......................................................... 21

2.5.5. Conservación............................................................................................... 23

2.6 Fresas Dentales ....................................................................................................... 25

2.6.1 Materiales de las Fresas ................................................................................... 26

2.6.1.1 Fresa de Diamante.................................................................................... 26

2.6.2. Velocidad de rotación ..................................................................................... 27

2.6.3 Preparación cavitaria de la lesión cariosa ....................................................... 28

2.6.4.1 Preparación biomecánica convencional de remoción de caries dental ..... 30

2.6.4.2 Preparación biomecánica mínimamente invasiva. .................................. 31

2.7 Origen y desarrollo de la microbiología en la cavidad oral.................................... 33

2.7.1 Estreptococus viridans ...................................................................................... 33

2.7.2 Streptococcus mutans ......................................................................................... 34

2.7.2.1 Factores de virulencia del Streptococcus mutans...................................... 36

2.7.3 Streptococcus sanguis ........................................................................................ 38

2.8 API 20 STREP ........................................................................................................ 41

CAPITULO III................................................................................................................... 43

3. MÉTODOLOGÍA .............................................................................................................. 43

3.1 Determinación del método ..................................................................................... 43

VIII

3.3 Muestra ................................................................................................................... 44

3.3.1 Grupos de estudio ................................................................................................ 45

3.4 Criterios de Inclusión.............................................................................................. 46

3.5 Criterios de Exclusión............................................................................................. 46

3.6 Operacionalización de las Variables. .................................................................... 47

3.7. Materiales y Métodos............................................................................................. 48

3.7.2 Procedimiento...................................................................................................

CAPITULO IV ................................................................................................................... 61

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................................... 61

4.1 RESULTADOS DE LA ENCUESTA A ESTUDIANTES........................................................... 61

4.2 RESULTADOS DEL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO........................................... 66

4.3 DISCUSIÓN................................................................................................................ 80

CAPITULO V..................................................................................................................... 84

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES............................................................ 84

5.1 Conclusiones........................................................................................................... 84

5.2 Recomendaciones. .................................................................................................. 86

BIBLIOGRAFÍA................................................................................................................ 87

ANEXOS............................................................................................................................. 95

IX

ÍNDICE DE GRÁFICOS

Gráfica 1: Uso de instrumental manual para la remoción de caries. ........................................ 61

Gráfica 2: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries ...................................... 62

Gráfica 3: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la remoción de

caries dental....................................................................................................................... 63

Gráfica 4: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda .................................................. 64

Gráfica 5: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera.................................................... 65

Gráfica 6: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante. .................................... 67

Gráfica 7: Presencia de S. mutans en fresas de diamante en relación al sexo del paciente del

cual proviene la fresa. ....................................................................................................... 69

Gráfica 8: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la edad del

paciente del cual proviene la fresa. ................................................................................... 71

Gráfica 9: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de

higiene oral del paciente del cual proviene la fresa. ......................................................... 73

Gráfica 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la razón

por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa. ........................... 75

Gráfica 11: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito de

consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa. ............................................ 77

Gráfica 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito

fumar del paciente del cual proviene la fresa. ................................................................... 79

X

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Aislamiento e identificación de estreptococos............................................................ 42

Tabla 2. Codificación de acuerdo al grupo de estudio.............................................................. 45

Tabla 3.Operacionalizaciónde las Variables............................................................................ 47

Tabla 4: Uso de instrumental manual para la remoción de caries ............................................ 61

Tabla 5: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries ......................................... 62

Tabla 6: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la remoción de

caries dental. ...................................................................................................................... 63

Tabla 7: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda...................................................... 64

Tabla 8: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera....................................................... 65

Tabla 9: Presencia de Streptococcus mutans. .......................................................................... 66

Tabla 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al sexo del

paciente del cual proviene la fresa.................................................................................... 68

Tabla 11: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de

Streptococcus mutans por género del paciente intervenido............................................... 68

Tabla 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la edad del

paciente del cual proviene la fresa..................................................................................... 70


Streptococcus mutans por edad del paciente intervenido. ................................................. 70

Tabla 14: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de

higiene oral del paciente del cual proviene la fresa........................................................... 72

XI


Streptococcus mutans por hábito de higiene oral del paciente intervenido. ..................... 72

Tabla 16: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la razón por

la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa................................... 74


Streptococcus mutans en relación a la razón por la que el paciente intervenido asiste al

odontólogo......................................................................................................................... 74

Tabla 18. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de

consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa. ............................................ 76

Tabla 19. Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de

Streptococcus mutans por hábito de ingesta de bebidas alcohólicas del paciente

intervenido......................................................................................................................... 76

Tabla 20. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito

fumar del paciente del cual proviene la fresa. ................................................................... 78


Streptococcus mutans por tipo de fresa y hábito fumar del paciente intervenido............. 78

XII

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Partes de la fresa dental. ........................................................................................... 25

Figura 2.A: Agar Mitis salivarium; B: Telurito de potasio 1%; C: API 20 Strep A V7.0. ...... 48

Figura 3.A: Tubos con tioglicolato; B: Autoclave; C: Fresas autoclavadas; D: Materiales

usados en la investigación. ................................................................................................ 49

Figura 4.Api 20 Strep (BIOMERIEUX).................................................................................. 50

Figura 5. A: Agar Mitis Salivarium deshidratado; B: Porción de agar pesado 90 g; C:

Disolución de los componentes del medio de cultivo en agua destilada; D: Esterilización

del medio de cultivo. ......................................................................................................... 52

Figura 6. A: Incorporación al medio de cultivo Agar Mitis Salivarium de 1 ml de Telurito de

Potasio al 1 %; B: Dispensación en cajas monopetri; C: Cabina de seguridad biológica; D:

Medios de cultivo. ............................................................................................................. 53

Figura 7. A: Materiales para la toma de muestras; B: Caries de fosas y fisuras; C y D: Toma

de muestras; E: Caldo de tioglicolato; F: Colocación de la muestra en tioglicolato. ........ 54

Figura 8. A: Cabina de seguridad biológica; B: Codificación en medios de cultivos; C:

Siembra; D: Incubación. .................................................................................................... 55

Figura 9. A: Interpretación de los cultivos; B: Muestra recogida para tinción Gram; C:

Tinción Gram; D: Prueba de catalasa. ............................................................................... 56

Figura 10. A: Preparación del inóculo y galería; B: Cámara de incubación; C: Distribución

de agua destilada en alvéolos de la cámara de incubación. ............................................... 57

XIII

Figura 11. A: Inoculación de la suspensión; B: Inoculación ampolla Api Suspension Medium;

C: Aceite de parafina......................................................................................................... 58

Figura 12.A: Incubación de la galería API por 4 horas y colocación de reactivos; B: Primera

lectura de la galería; C: Incubación de la galería por 24 horas; D: Lectura e interpretación.

........................................................................................................................................... 59

Figura 13. Figura 13. A: Hoja de resultados; B: Perfil numérico; C: Software de identificación

apiweb TM. ......................................................................................................................... 60

Figura 14. Bioseguridad en la eliminación de residuos especiales......................................... 60

XIV



Evaluación del grado de contaminación microbiana con Streptococcus mutans y

Streptococcus sanguis en fresas de diamante, posterior a la preparación cavitaria clase I según

Black, previamente autoclavadas.

Presentado por: Liliana Alexandra Rubio Carrillo

Tutor: Dr. Juan Alberto Viteri Moya

2015

RESUMEN

Este estudio comparativo, experimental y observacional se realizó con el objetivo de

determinar el grado de contaminación con Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis

mediante el software de identificación API 20 STREP V7.0 en fresas diamantadas, posterior

a la preparación cavitaria clase I según Black, empleadas en el área clínica de odontología

del centro médico Martha Bucaram de Roldós; la muestra a ser analizada fue de 96 unidades

muestrales, en las cuales se realizó el análisis microbiológico. En base a los resultados

obtenidos en este estudio se puede concluir que la contaminación microbiana en fresas de

diamante identificada mediante el uso de API 20 STREP V7.0 determinó la presencia de

S.mutans al producir mayor cantidad de reacciones bioquímicas que cuenta la galería

empleada; en cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio microbiológico

de toda la muestra estudiada del área clínica de odontología del centro médico ya

mencionado.

PALABRAS CLAVE: FRESAS DENTALES, ESTERILIZACIÓN, STREPTOCOCCUS

MUTANS, STREPTOCOCCUS SANGUIS.

XV


SCHOOL OF DENTISTRY

Assessment of the extent of microbial contamination with Streptococcus mutans y

Streptococcus sanguis of diamond bits, after preparing cavities class I pursuant to Black,

previously submitted to autoclave.

Author: Liliana Alexandra Rubio Carrillo

Tutor: Dr. Juan Alberto Viteri Moya

2015

ABSTRACT

The current comparative experimental and observational study was conducted in order todetermine extent of contamination with Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis byusing identification software API 20 STREP V7.0 in diamond bits, after preparing cavitiesclass I pursuant to Black, used in the dentistry clinical area in the medical center MarthaBucaram de Roldòs. The sample to be analyzed was composed by 96 units, on whichmicrobiologic analysis was made. Based on results obtained in the current study, it wasconcluded that microbial contamination in diamond bits, identified through API 20 STREPV7.0 detected the exixtence of S. mutans, when a high amount of biochemical reactionsoccurred among those available by the used gallery; regarding S. sanguis no unit was found inthe microbiologic study of the entire samplestudied in the destistry clinical area of referred themedical center.

KEYWORDS: DENTAL BITS, STERILIZATION, STREPTOCOCCUS MUTANS YSTREPTOCOCCUS SANGUIS

1

INTRODUCCIÓN

En odontología se busca brindar un ambiente de trabajo seguro, para el paciente, el

odontólogo y el personal auxiliar; para lograr tal objetivo se implementaron distintas normas

de bioseguridad, que comprenden métodos biológicos, físicos, químicos y mecánicos ante

los diferentes riesgos generados por agentes microbiológicos.

La bioseguridad ha sido definida como el conjunto de prácticas, actitudes y procedimientos

que reducirán la probabilidad de introducción de agentes patógenos y la subsiguiente

propagación de un sitio a otro, orientada a impedir la contaminación por microorganismos

hacia el personal de salud y el paciente (Lotz,1997).

Según Barrancos & Barrancos (2006) la odontología es considerada una profesión de alto

riesgo por las actividades que realizamos durante la consulta odontológica. Constituye una

obligación ética y moral el cuidar a todo aquel que acude para recibir tratamiento a sus

dolencias en su salud bucodental, respetando la integridad de los ambientes de trabajo en

relación con su salud general.

En la actualidad todas las especialidades sanitarias en las que se produce contacto con

mucosas, o fluidos corporales contaminados con sangre, están sometidas a regulación con

métodos estandarizados de protección de barrera del personal, del equipo, esterilización de

los instrumentos y métodos para evitar el contacto con diversas superficies (Robenson, 2007).

2

Sin embargo; las distintas interacciones ecológicas que se originan en la cavidad bucal, son

las que establecen las características de la totalidad de su microbiota, existen diversos nichos

ecológicos, está flora bucal es de tipo mixto, con asociación de gérmenes aerobios y

anaerobios, los primeros microorganismos en instalarse en cavidad bucal y los más numerosos

son los Streptococcus. Las bacterias se adhieren a la superficie dental en forma permanente

y a través de diferentes polímeros de origen bacteriano como dextranos y levanos que

posibilitan su fijación y adhesión al esmalte dental. Predominan diferentes especies de

Streptococcus como S. mutans y S. sanguis que se hallan en la placa dentaria formando la

biopelícula (Negroni, 2009).

Las bacterias presentes en la placa dental participan en la formación de lesiones cariosas

facilitando contaminar los instrumentos, se cree conveniente aportar con una investigación

en donde se pretende evaluar el grado de contaminación microbiana con Streptococcus mutans

y Streptococcus sanguis.

3

CAPITULO 1

1. EL PROBLEMA

1.1 Planteamiento del Problema

La cavidad bucal presenta una de las más variadas y concentradas poblaciones microbianas

del organismo. Las características de la cavidad bucal como la temperatura, humedad,

nutrientes y el contacto con diversos agentes o sustancias externas, hacen de ella un sitio ideal

para la supervivencia bacteriana. Cada microambiente dentro de la boca y en superficies

dentarias bien definidas hospeda su propia flora única; principalmente los Streptococcus están

implicados en la colonización de superficies duras y blandas. Por este motivo, se han

desarrollado y perfeccionado diversas técnicas de identificación, en su intento de conocer

mejor su hábitat (Liébana , 1995).

De la gran cantidad de bacterias que se hallan en la cavidad bucal, los microorganismos

pertenecientes al género Streptococcus, básicamente las especies mutans, sanguis, sobrinus y

cricetus, han sido asociados a la caries dental. La presencia de bacterias en la cavidad bucal

expone a un alto grado de contaminación, por esta razón cualquier elemento que esté en

contacto con la cavidad bucal del paciente debe ser considerado como instrumental

contaminado (Nastri & Molgatini, 2003)

Durante los últimos años habido grandes cambios en el manejo de protocolos de

bioseguridad en el instrumental dental, debido a las preocupaciones crecientes sobre la

transferencia de agentes infecciosos de unos pacientes a otros. Para entender el problema de

la contaminación microbiana a la que se enfrenta la odontología, es preciso observar el

4

entorno del tratamiento dental. Así, la instrumentación rotatoria puede exponer a

microorganismos siendo capaces de causar enfermedad, pudiendo transmitirse a través de

diversas rutas. Por esta razón, esta investigación pretende evaluar la presencia o no de

Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis en las fresas de diamante ya que implica el

contacto con una gran variedad de microorganismos responsables de la contaminación.

5

1.2 Justificación

En la última década el estudio de la microbiología en cavidad bucal, ha tomado importancia

extraordinaria. Los microoorganismos que contaminan los instrumentos de uso diario, son la

principal causa de los problemas infecciosos en la práctica de la Odontología. Es por ello que,

esta investigación se enfoca en revisar la poca bibliografía y estudios sobre el manejo

adecuado del instrumental rotatorio como las fresas de diamante, ante la exposición de

distintos agentes microbianos implicados en la contaminación de instrumental de uso diario,

en vista de no contar con suficiente información sobre el nivel de contaminación existente en

ésta, ni tampoco la posibilidad de tenerla, es por eso, la importancia de contar con datos que

demuestren la existencia o no de la contaminación presumida.

La ejecución de actividades clínicas en la práctica odontológica debe estar regulada por

métodos, técnicas y procedimientos de bioseguridad, que tiendan a optimizar el tratamiento de

los pacientes en los consultorios odontológicos. Esto implica mejorar la calidad en la atención

clínica en beneficio del paciente y del profesional. Permitiendo brindar una atención segura,

saludable y eficiente.

6

1.3 Hipótesis

La contaminación bacteriana afecta notablemente a las fresas de diamante después de

su uso en el acto operatorio, exponiendo a una flora rica y compleja de

microorganismos, principalmente las bacterias asociadas a caries dental.

7

1.4 OBJETIVOS

1.4.1 Objetivo General

Determinar el grado de contaminación con Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis

mediante el software de identificación API 20 STREP V7.0 en fresas diamantadas, posterior

a la preparación cavitaria clase I según Black, empleadas en el área clínica de odontología

del centro médico Martha Bucaram de Roldós.

1.4.2 Objetivos Específicos

1. Identificar al Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis como agentes bacterianos

contaminantes a través de un análisis microbiológico.

2. Conocer nuevos métodos, técnicas para identificar Streptococcus mutans y

Streptococcus sanguis.

3. Fundamentar la presencia o ausencia de microorganismos en las muestras tomadas del

departamento clínico de odontología del centro médico.

4. Analizar si existen otros factores (edad, género, higiene oral y hábitos) que puedan

haber influenciado la presencia de agentes contaminantes.

5. Establecer la importancia de cumplir los parámetros para realizar una correcta

desinfección y esterilización del instrumental odontológico.

8

CAPITULO 2

2. MARCO TEÓRICO

2.1 Contaminación en el Área Odontológica

Se ha determinado que en los consultorios odontológicos se puede adquirir o diseminar con

relativa facilidad los microrganismos, debemos tener siempre presente que las normas de

bioseguridad redundan en beneficio de los profesionales de la salud, el personal como de los

pacientes (Barrancos & Barrancos, 2006).

Cuando hablamos de contaminación nos referimos a la transferencia de agentes

potencialmente patógenos de una persona a otra que puede darse a través de un objeto,

material, equipo o instrumento que se encuentra contaminado. Para entender el problema de

contaminación microbiana a la que se enfrenta la odontología, es necesario examinar el

entorno del tratamiento dental (Robenson, 2007).

2.2. Precauciones Universales

Las precauciones universales son una pauta de asistencia previsible en la práctica de la

odontología, es un conjunto de técnicas y procedimientos destinados a proteger la salud y la

seguridad del personal, de los pacientes y de la comunidad; debe aplicarse a todos los

pacientes independientemente de su diagnóstico, a fin de minimizar el riesgo de transmisión

de cualquier tipo de microorganismo, del paciente al trabajador de la salud y viceversa, es por

ello que todos los pacientes son considerados potencialmente infecciosos (González, 2008).

9

Según Higashida (2009), las precauciones universales se basan en los siguientes puntos:

1. Lavado de las manos

2. Barreras protectoras

3. Manejo de instrumental cortopunzante

4. Limpieza, desinfección y esterilización de instrumental recuperable

5. Aseo de superficies contaminadas

6. Recolección de residuos contaminados

7. Recolección y esterilización de ropa contaminada

8. Vacunación contra la hepatitis B

2.3 Métodos de transmisión de microorganismos

Dado que los microoorganismos se encuentran en todas partes, su contacto con los seres

humanos es inevitable; sin embargo, las formas de contacto presentan amplias variaciones. El

tipo de población microbiana a la que se expone una persona y el mecanismo de exposición

son consecuencia directa de las actividades clínicas realizadas durante la cita odontológica.

Ciertas actividades implican diferentes riesgos de contacto para el paciente, el operador y

personal auxiliar. Los mecanismos de transmisión de estos agentes microbianos en la práctica

profesional son por contacto directo, indirecto y por medio de salpicaduras (Bailey & Scott,

2009).

Por contacto directo

La transmisión de microorganismos por contacto directo se puede producir al tocar los

tejidos de la boca del paciente con las manos sin guantes, posibilitando a los microorganismos

10

a permanecer o penetrar a través de pequeñas soluciones de continuidad o cortes de la piel. La

contaminación directa se produce cuando hay contacto directo con sangre y otros fluidos

corporales (Robenson, 2007).

Por contacto indirecto

Es la transferencia de un agente infeccioso a un individuo susceptible a través de vehículos

de transmisión; es decir, cualquier objeto inerte que participe en el proceso de transmisión de

una infección tales como objetos cortopunzantes, fresas dentales, preparación inadecuada del

instrumental, turbina, micromotor o superficies contaminadas y el posterior contacto con ellos

(Nastri & Molgatini, 2003).

A través de salpicaduras o aerosoles

La turbina de alta velocidad crea contaminantes transmitidos por el aire, a partir de

bacterias residentes en el sistema de aerosol de agua de la unidad dental y los contaminantes

bacterianos de la saliva, los tejidos, la sangre, la placa y los finos residuos al fresar dientes

cariados. Las primeras salpicaduras se sedimentan rápidamente y pueden contaminar las

superficies próximas al área de trabajo o alcanzar la piel, los ojos, la nariz y la boca del

personal. Los aerosoles suelen ser invisibles y pueden inhalarse o permanecer suspendidos en

el aire durante algún tiempo (Robenson, 2007).

2.4 Método adecuado para la eliminación de microorganismos

En la atención odontológica continua, se utiliza numerosos equipos e instrumental que

toman contacto con el paciente. El método adecuado de eliminación de bacterias se tomará

11

directamente en relación con el riesgo potencial de producir infección en el paciente. Sin

embargo; es importante elegir el método adecuado para la eliminación de microorganismos,

considerando el tipo de material del que está fabricado el instrumental, siendo necesario

conocer en profundad las características de los distintos materiales, su cuidado,

mantenimiento, con el fin de utilizar adecuadamente, para evitar su deterioro y prolongar su

vida útil (González, 2008).

Antes de establecer que objetos deben esterilizarse y cuales deben desinfectarse es

indispensable tener en cuenta la siguiente clasificación; objetos críticos, objetos semicríticos,

objetos no críticos (Higashida, 2009).

Material Crítico

El material crítico es considerado aquel que está en contacto con áreas estériles del

organismo, si estos materiales están contaminados con un inoculo mínimo de

microorganismos representan un riesgo alto de infección, debido a que ciertas áreas donde

son utilizados no cuentan con sistemas de defensas para enfrentar la agresión de estos

microrganismos, o son medios de cultivo para su reproducción. Es decir, instrumental de

cirugía, endodoncia, periodoncia (González, 2008).

Según Higashida (2009) considerá como material crítico a todo el instrumental que penetra

tejidos blandos o duros de la boca, como el explorador, bisturí, fresas, fórceps en general

instrumental quirúrgicos y requieren obligatoriamente ser esterilizados.

12

Material Semicrítico

El material semicrítico incluye artículos expuestos a la saliva, sangre u otros fluidos; sin

embargo, no penetran las mucosas, pero alcanzan contacto con ellas. Estos materiales por lo

general son resistentes a infecciones por esporas bacterianas comunes pero susceptibles a las

formas vegetativas de las bacterias y virus. Estos materiales deben estar libres de los

microorganismos antes mencionados y deben ser estériles. En caso de que la esterilización no

sea posible deben ser sometidos mínimamente a desinfección de alto nivel (González, 2008).

Material no Crítico

El material no crítico corresponde a instrumentos o dispositivos que pueden tener contacto

frecuente con los aerosoles o pulverizaciones generados en instrumentos o equipos durante el

tratamiento dental, tocados por el paciente o de las manos contaminadas del clínico o

auxiliar dental durante el tratamiento. Estos materiales toman solo contacto con la piel sana

por lo que el riesgo de producir infecciones es mínimo o inexistente. El material no crítico

requiere desinfección de nivel intermedio (Higashida, 2009).

2.5 Higiene del Instrumental

La higiene del instrumental es un conjunto de procedimientos cuyo objetivo es preparar

los instrumentos y materiales contaminados para su reutilización. El procesado debe

realizarse cuidadosamente de modo de evitar que los agentes infecciosos puedan propagarse

al ambiente o al personal encargado de la recuperación por lo cual deberán llevarse a cabo lo

más próximo posible al área de trabajo. Consta de varios pasos que no ofrecen una dificultad

13

especial, pero que deben realizarse adecuadamente en forma constante y ordenada, para

asegurar el resultado deseado de proteger al paciente, al operador, al medio ambiente y de

minimizar el deterioro del instrumental (Nastri & Molgatini, 2003).

Las etapas respectivas a la higiene del instrumental se fundamentan en los principios de la

Bioseguridad; por tanto constituyen procesos relacionados a la limpieza, seguido de la

desinfección y por último la esterilización (González, 2008).

2.5.1. Limpieza manual

La limpieza es el primer paso para la descontaminación plena, siendo necesario limpiar

antes de desinfectar o esterilizar, este proceso consiste en disminuir la carga microbiana,

remover la materia orgánica e inorgánica y reducir el riesgo de contagio. El instrumental

contaminado debe ser sumergido durante 10 minutos, en un jabón desinfectante con

propiedades desincrustantes, utilizando un cepillo de cerdas gruesas consistentes; el operador

debe protegerse con gafas, guantes y ropa adecuada para evitar el contacto directo (Liébana ,

1995).

La vibración ultrasónica es un mecanismo eficiente para destruir microorganismos

inalcanzables para el cepillo, es una forma eficaz de eliminar detritus dentales de las fresas,

antes de colocarlas en la autoclave; la limpieza con ultrasonido es un proceso generado por

ondas de sonidos de alta frecuencia, durante este proceso se forman millones de diminutas

burbujas que implosionan liberando una enorme cantidad de energía y de ondas de choque.

Esta potente limpieza llega hasta los orificios más pequeños, inalcanzables en un proceso de

14

limpieza manual. La combinación de la energía con soluciones especialmente desarrolladas

hace que la limpieza por ultrasonidos sea el método más efectivo para la eliminación de

restos, tanto de gran tamaño como microscópicos. El ultrasonido es útil para desinfectar

instrumentos pequeños, fresas o limas de endodoncia (Moreno, 2012).

2.5.2 Desinfección

La desinfección es un proceso químico que mata o inactiva agentes patógenos en estado

vegetativo o no esporulante impidiendo su crecimiento; el objetivo de la desinfección es

desprender residuos de materia orgánica e inorgánica adherido al instrumento. La

desinfección en odontología está indicada para instrumental semicrítico y no crítico, mediante

el uso de sustancias químicas llamadas desinfectantes, estas soluciones a veces pueden actuar

y servir como esterilizantes, según el tiempo de aplicación (Gay & Berini, 2004).

Aunque la desinfección da lugar a la reducción del número de microorganismos vivos,

generalmente no mata las esporas bacterianas. Un desinfectante eficaz reduce el número de

microorganismos a un nivel que no perjudica la salud. Ningún procedimiento de desinfección

puede dar resultados plenamente satisfactorios, a menos que a su aplicación le preceda una

limpieza completa (Ryan & Ray, 2011).

2.5.2.1 Desinfectantes

Los desinfectantes son considerados como agentes antimicrobianos, que se emplean sobre

objetos inanimados, porque son tóxicos celulares protoplasmáticos con capacidad para

destruir la materia viviente, ningún desinfectante tiene acción inmediata e instantánea, todos

necesitan un tiempo mínimo, para mayor efectividad de contacto (Nastri & Molgatini, 2003).

15

Los desinfectantes son bactericidas, bacteriostáticos, viricidas, esporicidas y fungicidas,

deben ser renovados en forma periódica, pues van perdiendo su poder germicida cuando se

les incorpora restos de materiales, sangre o saliva. La desinfección de fresas dentales se

realiza al colocarlas en una caja Petri o metálica con 4 o 5 pastillas de formalina durante 12 a

24 horas o sumergidas por 30 minutos en alcohol de 700 dentro de un recipiente cerrado,

logrando así la desinfección, luego se lavan o esterilizan a seco o en la autoclave envueltas

con papel metálico; no se las debe mantener en los llamados freseros, ya que no cumplen con

la cadena de asepsia, sino dentro de una solución desinfectante de efectividad comprobada de

alto nivel (Barrancos & Barrancos, 2006).

Los desinfectantes deben seleccionarse considerando la concentración y naturaleza de los

microorganismos que se desea eliminar, concentración del desinfectante, el material de las

superficies del instrumental que entran en contacto con el producto, tiempo de exposición y el

método de limpieza empleado. El uso continuo de ciertos desinfectantes químicos puede dar

lugar a la selección de microorganismos resistentes. Deberán usarse desinfectantes químicos

cuando no sea viable la aplicación de calor (Higashida, 2009).

Las propiedades que ha de reunir un desinfectante ideal son: amplio espectro

antimicrobiano, rápida acción microbicida, facilidad de uso, escasa capacidad para alterar el

instrumental, solubilidad en agua, estabilidad de la forma concentrada y diluida del producto,

toxicidad reducida para el hombre y costo bajo o moderado (Moreno, 2012).

16

2.5.2.2 Tipos de Desinfectantes

Los desinfectantes pueden clasificarse en 3 categorías según su potencia (Barrancos &

Barrancos, 2006).

De bajo nivel biocida

Es el procedimiento químico que trata de destruir la mayor parte de las formas vegetativas

bacterianas, pero no tienen efecto sobre virus, tal es el caso del virus de la hepatitis B o

gérmenes resistentes como las Mycobacterium, esporas bacterianas ni la mayor parte de

hongos. Estos desinfectantes de bajo nivel biocida se utilizan en superficies de contacto

clínico, en este grupo están los amonios cuaternarios que no es aceptado para uso en

instrumental por su bajo poder; el tiempo de contacto mínimo para una desinfección de bajo

nivel con estos desinfectantes es de 10 minutos (Barrancos & Barrancos, 2006).

De mediano nivel biocida

Los desinfectantes de nivel intermedio no eliminan necesariamente las esporas bacterianas,

pero inactivan bacterias vegetativas, incluido Mycobacterium tuberculosis. También son

eficaces contra los hongos y virus; sin embargo, pueden tener dificultades para inactivar

completamente algunos virus más resistentes, como virus no lipídicos o virus de pequeño

tamaño (Poliovirus, Coxsakievirus, Rinovirus). Algunos desinfectantes de nivel intermedio a

una concentración menor o con un menor tiempo de contacto pueden comportarse como

desinfectantes de bajo nivel, por lo tanto el tiempo de contacto mínimo para una desinfección

de nivel intermedio con estos desinfectantes es de 10 minutos (Barrancos & Barrancos, 2006).

17

Dentro de los desinfectantes de mediano nivel biocida constan los compuestos clorados; el

hipoclorito de sodio en solución al 0.5% actúa de manera eficaz para destruir el virus de la

hepatitis B, se usa en concentraciones al 1% para la desinfección de la escupidera durante

unos minutos; los alcoholes poseen una rápida acción bactericida, la concentración optima

será alcohol etílico al 70% y el alcohol isopropílico del 70 al 90%; los fenoles son

compuestos que destruyen la pared celular y precipitan las proteínas de las bacterias, son

muy eficientes en solución al 5 % (González, 2008).

De alto nivel biocida

Los desinfectantes de alto nivel biocida inactivan todas las formas vegetativas de los

microorganismos, pero no destruyen toda forma de vida microbiana, puesto que no eliminan

las endosporas bacterianas. Las sustancias consideradas de alto nivel biocida requieren un

tiempo de 20 minutos para ejercer una acción desinfectante. Pueden también destruir las

esporas bacterianas si el tiempo de contacto es suficientemente prolongado entre 6 y 10 horas,

según la sustancia desinfectante, comportándose entonces como esterilizantes químicos. Así

pues, el tiempo de contacto es la única variable que difiere entre esterilización y desinfección

de alto nivel cuando se utiliza alguno de estos desinfectantes como el glutaralhehído, el

orthophthaldehido, el peróxido de hidrógeno, el formaldehído y los productos basados en

ácido paracético (González, 2008).

El glutaraldehído alcalino al 2% es bactericida, fungicida y virucida en cortos períodos de

tiempo, pero necesita 6 horas de contacto para destruir las esporas bacterianas. Tiene una

acción moderada frente a micobacterias; el tiempo aconsejado para la desinfección de alto

18

nivel oscila entre 20 y 45 minutos, siendo el tiempo de inmersión más utilizado 30 min

(Moreno, 2012).

2.5.3. Secado y Empaquetado

El secado es el mejor método existente para evitar que la humedad favorezca a la acción

corrosiva del instrumental y disminuya su capacidad de corte. El secado se debe realizar con

toallas de papel en un solo uso; una vez seco, es empaquetado en bolsas selladas (Nastri &

Molgatini, 2003).

Los instrumentos deben ser envueltos en un área limpia y de baja contaminación, el

empaquetado da al instrumental protección, identificación y los mantiene en condiciones

estériles; debe ser colocado en los cajetines convenientes junto con el testigo químico

correspondiente al método de esterilización usado, si el indicador no puede visualizarse desde

el exterior del paquete, añadir un indicador externo o cinta testigo sobre el paquete. Los

paquetes deben indicar la fecha de su procesado mediante métodos que no comprometan la

integridad del material de envoltura; es apropiado elegir el material a la medida del

instrumental a esterilizarse, para el calor seco cajetines con tapa, para el calor húmedo el

empaquetado debe permitir la penetración del gas (González, 2008).

2.5.4. Esterilización

La esterilización constituye el escalón más alto, es una de las técnicas de saneamiento

sanitario que persigue la destrucción completa de toda forma microbiana incluidas las esporas,

que son las más resistentes, este proceso también debe asegurar la muerte de agentes

infecciosos no convencionales como priones; con la esterilización perseguimos romper la

19

cadena de transmisión de la infección entre los pacientes que han sido tratados en la consulta

de salud (Nastri & Molgatini, 2003).

La esterilización se puede llevar a cabo con diferentes métodos, la selección del método a

aplicar en cada caso está determinada por el tipo de producto a esterilizar y el grado de

erradicación microbiana que se pretende conseguir; dentro de los métodos físicos constan

calor seco, calor húmedo, productos químicos gaseosos, ultravioleta y filtración. En cuanto a

los químicos tenemos alcoholes, yodo, aldehídos, amonio cuaternario. Los métodos de

esterilización más recomendables son el vapor a presión y el calor seco, pero es muy

importante lavar con cuidado el instrumental para eliminar restos de sangre, saliva, tejido y

otros (Ryan & Ray, 2011)

2.5.4.1. Esterilización por calor seco

El calor seco es un método térmico de esterilización y su efecto en los microorganismos

es provocar la desecación de la célula en forma completa, por desnaturalización de las

nucleoproteínas o por ruptura de la membrana, lo cual origina efectos tóxicos por niveles

elevados de electrolitos y procesos oxidativos, al transferir el calor por contacto de los

materiales con los microorganismos, el calor cambia las proteínas microbianas por reacciones

de oxidación y crea un medio interno árido, así quema a los microorganismos lentamente (Gay

& Berini, 2004).

El aire caliente es uno de los métodos de esterilización por calor seco más utilizado, este

proceso se lleva a cabo en hornos especiales que permiten la distribución uniforme del calor

en su interior, los esterilizadores presentan un diseño metálico de paredes dobles llamada

20

estufa, el gabinete consta con sistema de charolas, en las que se pueden disponer los

instrumentos. Al quitar las charolas se pueden esterilizar tejidos, prendas de algodón y de

papel; posee un sistema de resistencia eléctrica que eleva la temperatura interior, pudiendo

graduarla de acuerdo al material a esterilizarse, cuenta con un termómetro incorporado que

permite mantener la temperatura deseada por determinado tiempo, en el interior de la estufa el

material se expone a temperaturas de aproximadamente 170ºC durante 2 horas (Arteaga,

2004).

La temperatura y tiempos mínimos para esterilizar con este tipo de hornos es de 160 0C por

dos horas, 170 0C por una hora, o 180 0C por 20 minutos. Para alcanzar estas temperaturas se

necesita agregar una o dos horas de precalentamiento y 30 minutos de enfriamiento. El

tiempo de esterilización se debe determinar para cada tipo de material, por ejemplo en el caso

de materiales muy resistentes al calor, se pueden usar temperaturas más altas por tiempos más

cortos (Amy, 2006).

Para controlar este proceso de esterilización se utilizan indicadores físicos tales como los

termómetros, los cuales permiten medir la uniformidad de la temperatura de la cámara interna

del horno, indicadores químicos como las cintas adhesivas e indicadores biológicos como las

esporas de Bacillus subtilis, para la estufa se sugiere el uso de cajas metálicas, frascos de

vidrio refractario y papel aluminio; el calor seco no ataca el vidrio ni causa oxidación, este

método se emplea para la esterilización de instrumentos quirúrgicos, materiales no miscibles

con el agua y material de vidrio (González, 2008).

21

Entre las ventajas de este método de esterilización están que no deja residuos, ser eficaz y

seguro para esterilizar instrumentos de metal, espejos, no deteriora superficies cortantes, no es

corrosivo, sólo debe emplearse para esterilizar materiales termoestables. Además permite la

esterilización de materiales no miscibles con el agua como es el caso de polvos, aceites y

grasas. Su principal desventaja es tener menor penetración, el ciclo de esterilización es largo

y puede alterar el color del instrumental (Higashida, 2009).

2.5.4.2. Esterilización por Calor Húmedo

La esterilización por calor húmedo logra la eliminación de nuevos agentes infecciosos no

convencionales como priones, destruye a los microorganismos bacterias, hongos y esporas en

forma gradual; es por esto que no hay un único mecanismo de acción, sino más bien la suma

de distintos eventos complejos que van sucediendo a medida que aumenta la temperatura. La

esterilización mediante calor húmedo produce un efecto bactericida ya que penetra generando

la desnaturalización, coagulación de enzimas y proteínas de los microorganismos, a medida

que aumenta la temperatura, incrementa la pérdida de la integridad funcional de la membrana

citoplásmica, lo que producen interferencias en el intercambio con el medio externo, los

procesos respiratorios y la síntesis proteica de la bacteria. Por último, las temperaturas más

elevadas activan ribonucleasas que degradan el ARNr y producen la pérdida de viabilidad de

las células expuestas (Gay & Berini, 2004).

La esterilización por calor húmedo es el mecanismo de destrucción microbiana más

efectivo. El equipo que se utiliza es el autoclave, consta de dos recipientes cilíndricos, uno

externo con tapa de cierre hermético y uno interno donde se pone el material a esterilizar. El

recipiente externo contiene, una válvula de seguridad, un manómetro o termómetro y una llave

22

de salida o escape, dentro del recipiente interno se coloca agua destilada, la cual al llegar al

punto de ebullición producirá el vapor que al entrar en contacto con los microorganismos,

actuará como agente esterilizante; los materiales se cargan dentro del recipiente interno que al

no tener tapa permite una fluida entrada de vapor, pero sin tener contacto directo el

instrumental con el agua (Arteaga, 2004).

Este proceso de esterilización es el que mejor resultados da en microbiología; el tiempo,

temperatura y presión usada en la esterilización depende el éxito alcanzado. Generalmente los

datos de presión y temperatura son fijados por el fabricante, y el único factor que varía es el

tiempo. Los materiales necesitan diferentes tiempos de esterilización dependiendo de su

textura, porosidad, y otras características propias de cada material. La esterilización es

realizada por vapor saturado a 2 atmósferas de presión, a una temperatura de 130 0C, y por un

tiempo no menor a 20 minutos. La esterilización por calor húmedo presenta las fases de

ascenso de la temperatura y presión, compensación térmica y de presión, esterilización

propiamente dicha, en donde se tomará el tiempo de 20 minutos para lograr tal objetivo, y por

último una fase de descenso térmico y de presión (Amy, 2006).

Cuando se esteriliza se deben hacer paquetes bien cerrados y ordenados, para que haya

buena penetración de vapor en el material, el método utilizado para envolver los paquetes

deberá garantizar el mantenimiento de las condiciones de esterilidad de los materiales durante

su almacenamiento. Es necesario el uso del testigo químico en los paquetes, no se deberá

incluir dentro del mismo paquete materiales con diferentes tiempos de esterilización

(González, 2008).

23

Entre las ventajas de este método de esterilización tenemos que no deja residuos, los

autoclaves modernos son sencillos de manejar, es un método rápido de esterilización. Éste es

el método de elección para esterilizar materiales termoestables y no sensibles a la humedad;

como medios de cultivo, cultivos de microorganismos para descartarlos. Entre sus

desventajas están que no permite la esterilización de materiales sensibles al calor y materiales

no miscibles con el agua como es el caso de polvos, aceites y grasas (Moreno, 2012).

2.5.5. Conservación

Una vez que un material está estéril puede mantener esta condición si está protegido en la

forma apropiada en zonas cerradas, limpias y preservadas de constantes movimientos; la

duración de la esterilidad de un material no está relacionada directamente con el tiempo, sino

con factores que comprometen su exposición al medio ambiente (Nastri & Molgatini, 2003)

Según Barrancos & Barrancos (2006), al almacenar los materiales estériles se deben tomar

una serie de precauciones:

Controlar el acceso a las áreas de almacenamiento de materiales estériles.

Mantener el área de almacenamiento limpia, libre de polvo, sucio e insectos.

Controlar la temperatura y la humedad de las áreas de almacenamiento.

La temperatura ideal debe estar por debajo de los 26ºC y la humedad relativa entre 30

y 60%.

Los períodos prolongados de almacenamiento en lugares tibios y húmedos, pueden

producir condensación de humedad sobre el material de empaque.

Utilizar preferiblemente estantes cerrados para colocar el material.

24

Dejar que los materiales que salen del horno o el autoclave alcancen la temperatura

ambiente antes de ser almacenados; de esta forma se evita la condensación dentro del

empaque

Los materiales estériles pierden su esterilidad cuando se produce cualquier ruptura del

empaque, accidental o no, durante su transporte, almacenamiento o al humedecerse el material

de empaque. Es importante no manipular los materiales estériles con las manos húmedas, ni

colocarlos sobre superficies mojadas (Higashida, 2009).

25

2.6 Fresas Dentales

Las fresas dentales son instrumentos útiles para remover estructura dentaria mediante corte

o desgaste, ambos procesos son empleados de acuerdo con la etapa operatoria; giran sobre un

mismo eje concéntrico, lo que permite realizar adecuadamente su trabajo; puede ser de corte,

abrasión, bruñido, acabado y/o pulido, a pesar de la variación entre los instrumentos de corte

rotatorios, comparten ciertas características de diseño. Las fresas dentales son usadas para

diversas aplicaciones en Operatoria Dental, facilitan obtener las caracteristicas deseadas por el

operador, estos instrumentos están compuestos por tres partes tallo, cuello y cabeza como

muestra la figura 1 (Nastri & Molgatini, 2003).

Figura 1. Partes de la fresa dental.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

El tallo o vástago es de forma cilíndrica, se ubica en la pieza de mano, en el contraángulo o

en la turbina, realiza el movimiento rotatorio, cuya función es controlar la alineación y la

concentricidad del instrumento; el cuello presenta la forma de un cono, sirve para unir la parte

activa con el tallo, permite cumplir con la función de transmitir a la cabeza las fuerzas de

rotación y de traslación, a su vez el cuello mejora la visibilidad del operador a la parte activa

26

del instrumento; la cabeza del instrumento gira en dirección de las agujas del reloj,

promoviendo el desgaste de los tejidos duros del diente. Las características de la cabeza sirven

de base para la clasificación habitual de los instrumentos rotatorios, la forma y el material

utilizado para su fabricación dependerá del uso previsto, existiendo variación de diseños

(Robenson, 2007).

2.6.1 Materiales de las Fresas

La parte activa de las fresas para odontología son fabricadas con distintos tipos de

materiales entre ellos: partículas de diamante, carburo tugsteno, acero, capas de aleaciones

extraduras como carburo de titanio, nitruro de titanio, vanadio y sales de metales raros

(Barrancos & Barrancos, 2006).

2.6.1.1 Fresa de Diamante

Las fresas de diamante se las obtiene de la selección de polvo de diamante, natural o

sintético. Las partículas naturales provienen de canteras o de plantas procesadoras que

separan los diamantes de joyería de los de uso industrial. Estos últimos son molidos, lavados

y separados según el tamaño de la partícula. Las partículas sintéticas se obtienen del carbón

de grafito mediante un proceso de presión 45 kbar y temperatura de más de 1.200 oC. Para la

adhesión de los cristales también se aplica un procedimiento metalúrgico adecuado (Barrancos

& Barrancos, 2006).

Las fresas de diamante son cada vez más útiles en la práctica odontológica, cuyas

características permiten desgastar la estructura dental, existen numerosas formas y tipos de

granulado desde la más gruesa para remover restauraciones viejas hasta la más fina para el

27

pulido final de restauraciones y márgenes. La durabilidad de la fresa depende de la forma en

que el diamante ha sido fijado a la fresa, poseen partículas repartidas de forma uniforme por

la superficie activa del instrumento. Es necesario usar con refrigeración acuosa para eliminar

detritus que se depositan entre los granos abrasivos (Mezzomo & col, 2010).

El rendimiento clínico de la fresa depende del tamaño de la partícula de diamante utilizada,

el espaciado, la uniformidad, la exposición y la unión de las partículas de diamante. El

aumento de la presión hace que las partículas se introduzcan más profundamente en la

superficie, dejando rasguños más profundos y eliminando más estructura dental. El tamaño

de las partículas de diamante habitualmente se clasifica en grueso (125-150um), medio (88-

125um), fino (60-74um) y muy fino (38-44um). Estos intervalos corresponden a los tamaños

de tamiz estándar para separar los tamaños de las partículas (Robenson, 2007).

Debe observarse el tamaño de las partículas abrasivas; partículas mayores causan desgaste

más eficiente, pero resultan en superficies altamente irregulares; partículas menores tienen

baja eficiencia en la remoción de estructura, pero resultan en superficies más lisas y pulidas,

por esta razón los fabricantes la diferencian en por lo menos tres grados de abrasión (Baratieri

, 2011).

2.6.2. Velocidad de rotación

La velocidad de rotación del instrumento es medido en revoluciones por minuto (rpm)

tanto para baja como alta rotación. Sin embargo; la velocidad de rotación alta debe presentar

un sistema de refrigeración que consista en 3 o 4 salidas de spray aire/ agua direccionadas a la

28

punta activa de la fresa diamantada para disipar el calor generado por el desgaste, una turbina

dental de alta velocidad puede llegar a increíbles 450.000(rpm) (Robenson, 2007).

2.6.3 Preparación cavitaria de la lesión cariosa

Cuando la restauración está vinculada a la presencia de una lesión cariosa, habitualmente

es necesario preparar una cavidad, con el objetivo de remover el tejido cariado para evitar un

nuevo desarrollo de caries, comprendiendo que la caries dental es una enfermedad

multifactorial, es un proceso patológico externo y localizado, que se presenta tras la erupción,

se caracteriza por la destrucción de los tejidos del diente como consecuencia de la

desmineralización provocada por los ácidos que genera la placa bacteriana y que supone un

reblandecimiento de los tejidos duros, con la consiguiente formación de una cavidad

(Robenson, 2007).

Los principales factores que intervienen para la formación y desarrollo de la caries son

huésped, sustrato, microorganismos y tiempo, si uno de estos factores se ve alterado se

rompe el equilibrio, siendo responsable de la afectación en la estructura de las piezas

dentales, provocando la desmineralización, disolución y la degradación de los tejidos

dentarios mineralizados. La acción de los distintos microorganismos bucales como el

Streptococcus mutans, Streptococcus sanguis sobre los carbohidratos fermentables de la dieta

que se encuentran expuestos en boca serán la fuente de nutrientes requeridos para el

metabolismo de los microorganismos, los productos de dicha descomposición son ácidos,

como el láctico y el pirúvico, que al difundirse a través del diente provocan desmineralización

de la superficie dental (Marcantoni, 2009).

29

Las fosas y las fisuras constituyen un nicho ecológico en sí mismos con características

propias de retención. La caries en fosas y fisuras determinan cambios a medida que se

expande y penetra en el esmalte, la lesión avanza tomando la forma de un cono, de base

interna de acuerdo con la posición de los elementos estructurales del diente, el lugar de

entrada puede aparecer mucho más pequeño que la lesión real, dificultando el diagnóstico.

Por esta razón, las fosas y fisuras de los dientes son consideradas como las áreas más

susceptibles de caries y el hábitat más favorable para los Streptococcus mutans, bacterias que

colonizan rápidamente (Fraga, 2011).

Según Hederbjork & Dan (2013), los principales microorganismos relaccionados con la

caries dental son aquellos que participaron en:

El desarrollo inicial de la enfermedad

Numerosos estudios han demostrado que el S. mutans está relacionado con la biopelícula de

placa cariogenica y asociado con el inicio de la lesión cariosa; al mismo tiempo, en la saliva

hay un aumento significativo de estos microorganismos antes de la formación de la caries

dental. El S. sanguis es la segunda especie de importancia (Hederbjork & Dan, 2013).

La propagación de las lesiones establecidas

Los Lactobacilos spp., Actinomyces spp. y otros microorganismos, capaces de sobrevivir y

proliferar en medios ácidos, tal el caso de un hongo, Candida albicans. Generalmente, estos

microorganismos se ven favorecidos por las condiciones del medio promovidas por los

30

Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis al tener estos la capacidad para descender el

Ph del medio bucal (Hederbjork & Dan, 2013).

2.6.4.1 Preparación biomecánica convencional de remoción de caries dental

La aplicación científica de los principios sugeridos para regir la creación de una

preparación de cavidad deberá permitir el recibir y restituir armónicamente la estructura

dental perdida. La preparación cavitaria es la forma interna que se le da a un diente para

poder reconstruirlo con materiales, técnicas adecuadas que devuelvan la función masticatoria

y así alcanzar en conjunto un equilibrio permanente; tiene como objetivo la apertura de los

tejidos duros para tener acceso a la lesión, obtener una buena extensión de la cavidad con

paredes sanas y fuertes sin debilitar la pieza dental, eliminando los tejidos deficientes cariados

por medio de la ejecución de maniobras preventivas para evitar un nuevo desarrollo de caries

(Boldrini, 2003).

La restauración de la caries por medio de una buena conformación cavitaria tiene efectos

clínicos beneficiosos significativos para el paciente; además de restaurar la estructura dental

dañada, mantiene la vitalidad pulpar y elimina eficazmente un nido de infección, reduciendo

en gran medida las cifras de S. mutans y S. sanguis en la boca. Actualmente contamos con

toda la ciencia y tecnología para practicar odontología preventiva y restauradora (Robenson,

2007).

Es preciso hacer notar, que aun cuando la finalidad de todo procedimiento es la

simplificación de maniobras operatorias; el procedimiento restaurador requiere de mayor

31

tiempo, el éxito en operatoria dental depende del retiro de las estructuras infectadas con

instrumental adecuado para remover cada tejido afectado; en este caso la ayuda de un

sistema rotatorio con fresas de diamante que permite el desgaste de los tejidos duros para

llegar a la lesión (Brenna, 2010).

Fresa redonda o esférica

La fresa redonda de diamante es la forma más tradicional que se utiliza para la entrada

inicial en el diente, eliminación de la caries, la extensión y retención de la preparación. Los

tamaños utilizados habitualmente son n.0 1\4 a n.0 10. La fresa redonda debe ser limpiada,

empaquetada individualmente o dentro de una bandeja de instrumental y después esterilizada

(Bartolomucci, 2009).

Fresa en forma de pera

La fresa en forma de pera se asemeja a la porción de un cono ligeramente ahusado, con el

extremo menor del cono dirigido hacia el tallo de la fresa, es habitualmente utilizada para

eliminar caries; la fresa en forma de pera obtiene ángulos internos redondeados, por lo que

permite una mejor distribución del estrés en la restauración (Bartolomucci, 2009).

2.6.4.2 Preparación biomecánica mínimamente invasiva.

La odontología mínimamente invasiva es el conjunto de técnicas que se plantean como

objetivo la máxima conservación y el respeto de los tejidos sanos; así pues, no se limita solo a

las técnicas de restauración, sino que se contempla sobre la valoración del riesgo y la

32

reducción de la concentración de bacterias cariogénicas, evitando la progresión de la lesión

cariosa (Brenna, 2010).

Esta técnica se centra en el control, la estabilización de las lesiones cariosas activas

presentes, mediante eliminación del tejido cariado con instrumentos manuales como la

cucharilla o excavador; esta conducta es fundamentada en la observación de cada lesión, cada

diente presenta características únicas y deben por lo tanto ser tratadas de forma

individualizada; es decir, tener una máxima conservación del tejido sano; esto se puede aliar

como la mejor opción restauradora disponible, para esto es indispensable contar, con buen

sentido común del profesional adquirido con el estudio y entrenamiento de la técnica

(Baratieri , 2011).

33

2.7 Origen y desarrollo de la microbiología en la cavidad oral

La flora oral normal se adquiere con rapidez durante y poco después del nacimiento, y

cambia de forma continua durante el crecimiento. La cavidad bucal constituye un medio

ecológico perfecto para el crecimiento y desarrollo de bacterias que forman una flora

microbiana en equilibrio llamada flora saprófitica residente que se encuentra en boca

habitualmente y que no genera patología. Si este equilibrio se rompe se producen situaciones

patológicas por sobre crecimientos microbianos o bien la aparición de una flora patógena no

habitual en boca (Harris & García, 2001).

Los primeros microorganismos en instalarse y los más numerosos son Streptococcus

salivarius en la lengua, mucosas y se encuentran libres en la saliva; la flora saprofítica

experimenta sus mayores cambios alrededor de los seis meses de vida, momento de la

erupción de piezas primarias, variando en cantidad y calidad durante toda la vida. Es decir,

con la erupción dental, la microbiota se vuelve progresivamente más compleja, ofreciendo un

ambiente para el establecimiento de bacterias cariogénicas (Marcantoni, 2009).

2.7.1 Estreptococus viridans

Estreptococcus viridans es un término taxonómico para referirse a un gran grupo de

microorganismos. Los Streptococcus son bacterias esféricas grampositivas, que por lo general

forman cadenas largas o pares durante su crecimiento. La mayoría de las especies son

anaerobios facultativos, algunos crecen únicamente en una atmósfera enriquecida con dióxido

de carbono, son capaces de fermentar carbohidratos produciendo ácido láctico, son

considerados como catalasa negativo. Sus exigencias nutricionales son complejas, y su

34

aislamiento requiere el uso de medios enriquecidos con sangre o suero (Brooks , Butel , &

Morse, 2005)

Los Streptococcus viridans son considerados el grupo más numeroso en la cavidad bucal y

miembros de la flora bucal normal de los humanos, los cuales rara vez demuestran cualidades

invasivas, están implicados en la formación de placa dental, en la colonización de superficies

duras y blandas, en la génesis de la caries, gingivitis, periodontitis y asociados a otros

procesos patológicos. Fuera del ámbito oral, algunos Streptococcus participan cada vez más

en procesos sistémicos y locales, si bien su mayor importancia radica en su relación con las

endocarditis subagudas (Ryan & Ray, 2011).

2.7.2 Streptococcus mutans

El Streptococcus mutans es una bacteria grampositiva, anaerobia facultativa que se

encuentra normalmente en la cavidad bucal humana; no se ha encontrado evidencia del S.

mutans en la cavidad bucal antes de la erupción dentaria, debido a que el microorganismo

requiere la presencia de un tejido duro no descamativo para su colonización. El Streptococcus

mutans se asocia a la formación de la placa dental o biofilm, al inicio y desarrollo de

la caries dental (Seif, 1997).

Este microorganismo es acidófilo porque vive en un medio con ph bajo, acidogénico por

metabolizar los azúcares a ácidos y acidúrico por sintetizar ácidos provocando un pH crítico

de 4.5 necesario para iniciar la desmineralización, metaboliza la sacarosa para

producir polisacáridos extracelulares; sustancias laxas que facilitan su adhesión a las caras

35

libres de las piezas dentarias y polisacáridos intracelulares que aumentan el poder aglutinante

y de adhesión de la placa al diente (Lanata, 2003).

Desde el punto de vista estructural no difieren del modelo general de todos los

Streptococcus, usan para su metabolismo oxígeno del medio ambiente, pero también puede

sobrevivir en ausencia de él. Su crecimiento óptimo es bajo condiciones de anaerobiosis,

algunas especies son consideradas como capnofíticas, es decir, que requirieren CO2 para

crecer. Presentan un diámetro de 0,5 a 0,75 milimicras (Brooks , Butel , & Morse, 2005).

Los medios de cultivo usados para identificar al S. mutans son cuatro medios de cultivo, el

agar sangre de carnero en el que son identificados α o β hemolíticos; como medio selectivo

mitis salivarium agar MSA, siendo más selectivo mitis salivarium bacitracina MSB

añadiéndole 0,2U/ mL de bacitracina y 15 gramos más de sacarosa por 100U. El uso de agar

con tripticasa, estracto de levadura, cisteína, sacarosa y bacitracina TYCSB ayuda a observar

el aspecto de las colonias. La temperatura óptima de los medios de cultivo para el crecimiento

bacteriano es de 36 +- 10C (Koneman, 2008).

El medio de cultivo más común empleado para el aislamiento en el laboratorio es el agar

mitis salivarium suplementado con sacarosa, el agente selectivo para el crecimiento óptimo

del Streptococcus mutans es el telurito de potasio en anaerobiosis; el cual permite la

diferenciación de las especies de Streptococcus por la morfología de las colonias. Además

puede diferenciarse por su habilidad para fermentar ciertos azúcares especialmente manitol y

sorbitol mediante un test bioquímico (Marcantoni, 2009).

36

En un estudio realizado para determinar las especies de Streptococcus cariogénicos

predominantes en muestras de placa bacteriana, demostraron que el 80% de los Streptococcus

corresponden a S. mutans. El 20% restante correspondió a otras especies de Streptococcus

como S.sanguis (Sanchéz & Acosta , 2007).

2.7.2.1 Factores de virulencia del Streptococcus mutans

El Streptococcus mutans ha sido fuertemente implicado como el agente etiológico principal

de la caries dental. Una de las propiedades de virulencia importantes de estos organismos es

su capacidad para formar biopelículas conocidos como placa dental sobre las superficies del

diente. Las bacterias están más concentradas en las grietas, cavidades y fisuras que son una

parte normal de los dientes y las estructuras circundantes. Los adultos pueden tener una alta

concentración de S. mutans en la boca (Burnett, Scherp , & Schster, 1988).

Según Lanata (2003), en el caso del Streptococcus mutans los factores de virulencia que

favorecen su capacidad de colonizar, sobrevivir, e inducir la formación de la caries dental son:

Acidogénesis

El S. mutans tiene la capacidad de iniciar su desarrollo a un pH de 5, la acidogénesis de los

Streptococcus se logra al metabolizar rápidamente los azúcares de la dieta por la vía

glicolítica,para originar principalmente ácido láctico como producto final del metabolismo, así

alcanza el pH crítico de desmineralización de 4,5 a 5,5 esto hace que baje el pH y se

desmineralice el esmalte dental (Marcantoni, 2009).

37

Acidúrico

El Streptococcus mutans tiene la capacidad de producir ácido en un medio con pH bajo. La

acidificación del biofilm se debe a carbohidratos fermentados, favoreciendo el crecimiento de

S. mutans he inhibiendo el de microorganismos comensales, como S. sanguis. Solo el S.

mutans por fermentación de los azúcares puede producir ácidos a un pH de 4,4 al mismo

tiempo desarrollar un pH de 4,8 (Murray, Rosenthal, & Pfaller, 2009).

Acidofilia

El S.mutans puede resistir la acidez del medio bombeando protones (H +) fuera de la célula

y sobrevivir bajo condiciones de estrés, al percibir rápidamente los cambios ambientales, lo

que le permite modificar su fisiología (Negroni, 2009).

Síntesis de polisacáridos extracelulares

La sacarosa tiene importancia especial en el metabolismo del biofilm dental debido a que

los Streptococcus tienen enzimas extracelulares sintetizadoras de homopolisacáridos, las

glucosiltransferasas y las fructosiltransferasas. Estas enzimas aprovechan específicamente la

sacarosa como sustrato para formar polímeros de elevado peso molecular. Tales enzimas

extracelulares no sólo son importantes por sus facultades sintetizadoras, sino también porque

representan los mecanismos de enlace que producen la agregación de las células. Las

glucosiltransferasas son un grupo de enzimas extracelulares encontradas en bacterias como S.

sanguis y S. mutans. Son responsables de la síntesis de glucanos para lo cual hidroliza la

molécula de sacarosa y transfiere el residuo de glucosa a un polímero de glucano preexistente

(Murray, Rosenthal, & Pfaller, 2009).

38

Los polisacáridos extracelulares sintetizados por las bacterias incluyen a los glucanos que

constituyen uno de los componentes principales del biofilm de la placa dental, se pueden

distinguir 2 tipos fundamentales de glucanos extracelulares bacterianos como glucanos

solubles dextranos y glucanos insolubles mutanos; ambos glucanos difieren en el tipo de unión

glucosídica como también en sus funciones y solubilidad en agua. Los dextranos presentan

un aspecto gelatinoso y son solubles en agua; se considera que puede servir de base para la

síntesis de mutano. Los mutanos favorecen a fenómenos de agregación y adhesión bacteriana

al diente, son usados como reserva de nutrientes de la bacteria, difíciles de degradar y más

adhesivos, ayudan la unión a las proteínas fijadoras de las células. De esta manera la

capacidad de producir mutano, está involucrada en el poder cariogénico del Streptococcus

mutans (Marcantoni, 2009).

Por su parte, el residuo de fructosa es captado por la célula bacteriana donde tiene dos

destinos: es metabolizado dando como producto final ácidos orgánicos o bien es acumulado

como polisacárido intracelular de reserva. Los ácidos mencionados se difundirán hacia la

matriz de la biopelícula acidificando el entorno y produciendo el consiguiente descenso de

pH. La enzima tiene un amplio pH óptimo entre 5 y 7 (Ryan & Ray, 2011).

2.7.3 Streptococcus sanguis

El S. sanguis forma parte de la microflora bucal normal, es descrito como el primer

microorganismo que coloniza el diente, ayuda a la adhesión de nuevas bacterias y a la

maduración de la placa dental. Este microorganismo constituye aproximadamente el 15% de

39

la microflora oral, lo que se traduce en altos recuentos de S. sanguis en saliva (Escribano,

2005).

El S. sanguis tiene la capacidad de controlar o prohibir la introducción de

microorganismos más patógenos, genera autólisis y tiene actividad proteásica sobre IgA

permitiendo acción inhibitoria de algunos microorganismos, no sintetiza polisacáridos

intracelulares ni extracelulares salvo glucanos solubles, es productor de peróxido de hidrógeno

(Brooks , Butel , & Morse, 2005).

Las investigaciones revelan que S. sanguis podría competir con el S. mutans por la

colonización de superficies dentarias desde el momento en que se produce la erupción de los

dientes. En niños, se ha descrito una asociación directa entre la colonización por S. sanguis y

la cantidad de dientes libres de caries e inversa en aquellos dientes que presentan las lesiones.

Los mecanismos de antagonismo bacteriano entre estas dos especies incluyen la formación de

mutacinas por parte de S. mutans y la de peróxido de hidrógeno por parte de S. sanguis, su

presencia puede disminuir el crecimiento de S. mutans. En un entorno rico en nutrientes, la

producción de peróxido de hidrógeno se apaga y la energía necesaria para la producción de

peróxido de hidrógeno se usa en cambio para el crecimiento bacteriano. Por otro lado, si no

hay suficientes nutrientes o el pH del medio ambiente es baja, la producción de peróxido de

hidrógeno se enciende permitiendo la competencia contra S. mutans. Por lo tanto, el medio

ambiente regula la competencia y convivencia de S. sanguis y S. mutans (Murray, Rosenthal,

& Pfaller, 2009).

40

Además de su importancia en la cavidad oral, es aislado en faringe , piel, en el instestino,

válvulas cardíacas, en bacteriemias, endocarditis infecciosa, infecciones de heridas, diversos

abscesos y procesos purulentos (Fraga, 2011).

41

2.8 API 20 STREP

Los sistemas miniaturizados API son pruebas bioquímicas que ponen de manifiesto

características metabólicas de los microorganismos, es bastante preciso y rápido, ideales para

la identificación de especies de Streptococcus viridans por el interés cada vez mayor en su

importancia clínica. Se utiliza para identificar 119 S. viridans cepas a nivel de especie. Se

identificaron un total de 92% de las cepas probadas correctamente con el sistema rápido de

Streptococcus, y el 81% de las identificaciones correctas se hicieron a porcentajes de

identificación de 90 o mayor (Ruoffi, Kathryn, Kunz, & Lawrence, 1983).

Galería API es el primer sistema de identificación desarrollado que asocia una galería de

pruebas bioquímicas y una base de datos software de identificación. Galería API es un

sistema estandarizado y miniaturizado de técnicas existentes, incluidas las complejas de

realizar y de leer. Combina 20 pruebas bioquímicas que tienen gran poder discriminante.

Permite hacer un diagnóstico de grupo o por especies para la mayoría de Streptococcus,

Enterococcus y los gérmenes relacionados más comunes a partir de un cultivo puro, sus

ventajas son ser fiables a nivel de especie importante para fines epidemiológicos y

terapéuticos. Las reacciones se produjeron durante el período de incubación resultando en

cambios en el color espontáneos o revelados por la adición de reactivos (Koneman, 2008)

(Tabla 1).

API 20 Strep A V7.0 se compone de 20 microtubos que contienen sustratos deshidratados

para la detección de la actividad enzimática y fermentación de azúcares. Los ensayos

enzimáticos se inoculan a partir de un medio de cultivo puro. Las reacciones que se producen

42

durante el período de incubación se traducen en variaciones de color espontáneas o reveladas

mediante la adición de reactivos. Los ensayos de fermentación se inoculan a partir de un

medio de cultivo enriquecido que contiene un indicador de pH, que rehidrata los azúcares. La

fermentación de los hidratos de carbono trae consigo una acidificación que se traduce en la

modificación espontánea del indicador de color. La lectura de las reacciones se lleva a cabo

utilizando la tabla de lectura, y la identificación se obtiene con la ayuda del Catálogo

Analítico o del software de identificación (Corporación bioMérieux, 2014).

Tabla 1. Aislamiento e identificación de estreptococos

Fuente: Koneman, 2008

Elaborado: Autora

42










Elaborado: Autora

42










Elaborado: Autora

43

CAPITULO III

3. MÉTODOLOGÍA

3.1 Determinación del método

El presente estudio es experimental porque se sometió a un análisis microbiológico a

fresas de diamante, evaluando el grado de contaminación con Streptococcus mutans y

Streptococcus sanguis, realizando valoraciones cuantitativas de la variable dependiente,

adicionalmente se han tratado de controlar o manipular variables incidentales; se empleó el

método comparativo, porque en base a las observaciones realizadas se estableció la

comparación del grado de contaminación microbiana entre dos microorganismos S. mutans y

S. sanguis, situación que exigió además el uso del método estadístico inferencial; y

observacional ya que corresponde a diseños de investigación clínica, es decir se realizó en el

laboratorio de microbiología, cuyo objetivo fue la observación y el registro, además se intenta

verificar una hipótesis, esta metodología es fundamental en el desarrollo del método

científico.

44

3.3 Muestra

La muestra se seleccionó de un universo determinado por las fresas empleadas en el

tratamiento de Operatoria Dental de los pacientes que acudieron al Centro Médico Martha

Bucaram de Roldós en el área odontológica.

No obstante que la población puede considerarse infinita, fue posible determinar la muestra

mediante la siguiente fórmula:

= (1 − )p= probabilidad de ocurrencia, en este caso 50%, es decir 0,5 (una fresa cualquiera tiene la

misma probabilidad de salir contaminada que de no hacerlo)

Zα/2 = Constante que indica el nivel de confianza, que al 95% sugiere trabajar con el valor

de 1,96.

e= error permitido, en este caso un error del 10%.

Dando el tamaño de muestra estándar requerido de:

= 0,5 ∗ (1 − 0,5) 1,960,1=96

Por tanto la muestra a ser analizada con un nivel de confiabilidad del 95% y un error de

10% fue de 96 unidades muestrales, en las cuales se realizó el análisis microbiológico.

Adicionalmente se consideraron a 48 estudiantes de octavo semestre de la Facultad de

Odontología para aplicarles un cuestionario estructurado sobre el uso de instrumental para

remoción de caries.

45

3.3.1 Grupos de estudio

Se consideran dos contextos de investigación en relación a la aplicación de la encuesta y al

análisis microbiológico (Tabla 2).

Tabla 2. Codificación de acuerdo al grupo de estudio.

Código Unidades muestrales Por investigar:

1: Grupo para análisismicrobiológico

96 Presencia o AusenciaS. mutans

Presencia o AusenciaS. sanguis

2: Grupo de estudiantes paraaplicar encuesta

48 Uso de instrumentalpara remoción decaries

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

46

3.4 Criterios de Inclusión

Piezas dentarias con caries activa en fosas y fisuras.

Fresas de diamante en forma redonda N.- 14: para apertura cavitaria.

Fresas previamente empaquetadas y enviadas a esterilizar, usadas durante el

procedimiento odontológico en Operatoria Dental.

Paciente masculino joven adulto de 19 a 38 años.

Paciente femenino joven adulto de 19 a 38 años.

Pacientes que firmen el consentimiento informado.

3.5 Criterios de Exclusión

Fresas que no tengas el indicador químico externo que fueron esterilizadas.

Fresas en contacto del medio ambiente.

Fresas en otras formas.

Pacientes masculino o femenino que no correspondan a la edad establecida.

Pacientes que no firmen el consentimiento informado.

47

3.6 Operacionalización de las Variables.

Tabla 3.Operacionalizaciónde las VariablesVariables Definición Dimensiones Indicadores Escalas

INDEPENDIENTE

Fresas Contaminadas(Instrumental Rotatorio)

Permiten la remoción de estructura dental,ocurre gracias a la acción mecánica de lapunta activa, girando a velocidad controlada.Sin embargo, esto hace que se ubiquen comoinstrumentos críticos al estar en contacto conel medio bucal rico en microorganismos.

Tipo de fresaempleada

Forma de fresa Nominal

Uso de instrumental pararemoción de caries-

Instrumentos específicos empleados para laremoción de caries.

Tipo deinstrumental

Tipo de fresas

Forma de fresas

ManualRotatorio

Diamante

RedondasTipo pera

De razón

Frecuencia de usoNunca (NO)A vecesSiempre (SI)

DEPENDIENTEContaminaciónBacteriana

Las bacterias son microorganismosunicelulares, con movilidad propia y queostentan un muy pequeño tamaño ydiversidad en su forma: esferas, barras.

Tipo demicroorganismo

Presencia(ausencia de la bacteriavista por elmicroscopio conuso de pruebasbioquímicas (Api20 strep)

Nominal

Streptococcosmutans

Streptococcos sanguis

Presencia1: SI2: NO

Paciente(Interviniente)

Persona que asististe a consulta con fines detratamiento.

EDAD Años cumplidos Ordinal19 a 2324 a 2829 a 3334 a 38

AÑOS Género reportado Nominal-Masculino-Femenino

SALUD ORAL(Cepillado)

Veces que secepilla los dientes

Tratamiento endientes

Frecuencia deasistencia alodontólogo

Motivo deconsulta

Ordinal

Una vez al día

Dos veces al día

Tres veces al día

Más de tres veces

UnoDosTres o másNinguna

ChequeoTratamientoDolorOtros

HÁBITOS Consumo decigarrillosConsumo dealcohol

NominalSINOA veces

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

48

3.7. Materiales y Métodos

Los materiales para el análisis microbiológico utilizados en esta investigación fueron

selectivos y específicos para el crecimiento de Streptococcus, cada uno de ellos fueron

importados de diferentes casas comerciales, de los Estados Unidos de América; así el Agar

Mitis Salivarium (DifcoTM); Telurito de potasio 1% (BBL TM); 4 kit de galerías API Strep

para la realización de pruebas bioquímicas de uso manual (BIOMERIEUX).

Los materiales tuvieron un estimado de entrega de tres meses (Figura 2).

Figura 2.A: Agar Mitis salivarium; B: Telurito de potasio 1%; C: API 20 Strep A V7.0.

Fuente: AutoraElaborado: Autora

Para la toma de la muestra fue necesario Tioglicolato (DifcoTM) que es un medio de transporte

con 2 ml en cada tubo de ensayo, que sirvió como vehículo y permitió la supervivencia de

los microorganismos presentes en la muestra, también se requirió de fresas de diamante

redonda N.- 0.14 nuevas y previamente autoclavadas.

Fue necesaria una mesa específica de trabajo, en donde encontramos un equipo de

diagnóstico estéril, campos desechables estériles, papel aluminio, caja de tecnoport (o

llamada cooler) para el transporte de las muestras (Figura 3)

A B C

48

















A B C

48

















A B C

49

Figura 3.A: Tubos con tioglicolato; B: Autoclave; C: Fresas autoclavadas; D: Materiales

usados en la investigación.


Los materiales usados para la realización de las pruebas bioquímicas fueron: Galerías API 20

Strep, cámaras de incubación, ampollas de API GP Medium, hojas de resultados. Los

reactivos empleados fueron NIN, VP1+ VP2, ZYM A, ZYM B, aceite de parafina,

McFarland Standard, catálogo analítico API 20 STREP- Software de identificación (Figura 4).

A

DC

B

50

Figura 4.Api 20 Strep (BIOMERIEUX)

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

3.7.2 Procedimiento

El procedimiento se llevó a cabo en pasos secuenciales.

1. Encuesta a los estudiantes

Para este estudio microbiológico se aplicó previamente un cuestionario estructurado sobre el

uso de instrumental para remoción de caries que emplean los estudiantes de octavo semestre

de la Facultad de Odontología de UCE. El instrumento consistió en 5 ítems que fueron

respondidos en forma categórica: nunca, a veces y siempre (Anexo 1), con el fin de

fundamentar la importancia de la investigación.

Una vez obtenidos los resultados, el trabajo experimental se desarrolló en el CENTRO

MÉDICO MARTHA BUCARAM DE ROLDÓS, en el área de odontología, contando para

50


Fuente: Autora

Elaborado: Autora

3.7.2 Procedimiento










50


Fuente: Autora

Elaborado: Autora

3.7.2 Procedimiento










51

ello con las autorizaciones necesarias, tanto de la Universidad como del ya referido centro

médico, personal de este último que dicho sea de paso prestaron todas las facilidades

requeridas.

Previa la puesta en marcha del trabajo experimental y como protocolo propio de esta clase de

investigación, se envió al Comité de Ética conformado para este efecto en la Facultad de

Odontología de la Universidad Central (3 documentos anexos) el formulario de

consentimiento informado (Anexo 2); el cuestionario con opción múltiple de tipo encuesta

para recabar la información de los pacientes (Anexo 3) y el protocolo de bioseguridad

posterior a la investigación, garantizando la eliminación de los medios de cultivo sin riesgo

para el medio ambiente (Anexo 4). Mismos que fue aceptado por el dicho Comité de Ética

(Anexo 5).

Finalmente se obtuvo la autorización del laboratorio de microbiología de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central y del área de esterilización de este mismo centro de

estudios para llevar a efecto el análisis microbiológico de las muestras sometidos a estudio en

esta investigación.

2. Preparación del medio de cultivo

En el laboratorio de microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad Central

del Ecuador, se preparó el medio de cultivo Agar Mitis Salivarium y Telurito de Potasio al

1%, al ser un medio altamente selectivo y específico principalmente para Streptococcus,

siendo clave en esta investigación el uso de un medio de cultivo puro.

Para su preparación se pesó en una balanza digital marca CAMRY 90 g de polvo de Agar y

se mezcló en 1000ml de agua destilada estéril, se homogenizó dicha suspensión para disolver

completamente, hasta lograr su punto de ebullición, inmediatamente fue llevado al autoclave

52

marca MRC para esterilizar el medio de cultivo a 121 ºC, a 1 atmósfera o 15Lb de presión

por 20 minutos, luego de lo cual se dejó enfriar hasta 0 at (Figura 5).

Figura 5. A: Agar Mitis Salivarium deshidratado; B: Porción de agar pesado 90 g; C:

Disolución de los componentes del medio de cultivo en agua destilada; D: Esterilización del

medio de cultivo.


Dado el proceso descrito anteriormente, es decir una vez frio se añadió asépticamente 1ml de

telurio de potasio al 1 %, para evitar que no se desarrollen otros microorganismos. Luego de

lo cual la solución líquida fue colocada dentro de la cabina de seguridad biológica de tipo:

CLASE II según normativa EN12469 que filtra aire estéril. La solución líquida se distribuyó

en 20 ml de agar fundido por cada caja monopetri descartable, hasta alcanzar el número

deseado para las muestras, para dejar que solidifique y se refrigeren hasta que sean usadas

(Figura 6).

A

N

E

X

O

S

A

ne

xo

1

A

B

N

E

X

O

S

A

ne

xo

1

A

C

A

ne

xo

1

A

D

A

ne

xo

1

A

53

Figura 6. A: Incorporación al medio de cultivo Agar Mitis Salivarium de 1 ml de Telurito

de Potasio al 1 %; B: Dispensación en cajas monopetri; C: Cabina de seguridad biológica; D:

Medios de cultivo.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

3. Recolección de la muestra.

Una vez colocado todos los materiales a utilizar y medidas de bioseguridad, se procedió a

verificar que el espécimen cumpla con los criterios de inclusión, se entregó el consentimiento

informado y una encuesta que brindó información sobre los hábitos del paciente. Luego el

odontólogo inició la preparación cavitaria con fresa de diamante redonda N: 0.14 en esmalte

codificada R: 01, al terminar se retiró la fresa con una pinza estéril, llevándola al tubo de

ensayo rotulado R: 01 que contiene tioglicolato ( medio de transporte), ya que favoreció al

desarrollo y multiplicación de microorganismos anaeróbicos y microaeróbicos obligados

facultativos; este medio de transporte garantizó que las muestras se mantengan en un

atmósfera disminuida de oxígeno y encuentren con facilidad las sustancias que necesitan para

A

C

B

D

54

nutrirse, luego de lo cual el tubo fue sellado con una tapa para evitar contaminación y se

procedió a envolverlo con papel aluminio e inmediatamente colocada en la caja tecnoport

(cooler)para evitar exponer a fuentes de luz y cambios de temperatura.

El odontólogo continúo con sus labores clínicas (Figura7).

Figura 7. A: Materiales para la toma de muestras; B: Caries de fosas y fisuras; C y D:

Toma de muestras; E: Caldo de tioglicolato; F: Colocación de la muestra en tioglicolato.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

4. Transporte de la muestra y procesamiento en el laboratorio

Las muestras fueron colocadas en una caja de tecnoport, de capacidad media para mantener

una cadena de frío apropiada hasta proceder a enviar al laboratorio.

Luego en el laboratorio se realizó las observaciones iníciales de las muestras en la cabina de

seguridad biológica; en dicha cabina se ejecutó la codificación en cada medio de cultivo y se

A B C

D E F

55

realizó la siembra con un asa estéril mediante la técnica de semicuantificación de colonias, al

terminar se llevó a incubación por un lapso de 24 horas a 35 ± 1 ºC (Figura 8).

Figura 8. A: Cabina de seguridad biológica; B: Codificación en medios de cultivos; C:

Siembra; D: Incubación.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

A las primeras 24 horas se realizó la interpretación de los cultivos mediante características

fenotípicas y la identificación de las bacterias aisladas mediante tinción Gram y prueba de

catalasa. Luego de lo cual se usó la galería API 20 Strep que contiene cada kit 20microtubos

con sustratos para valorar la actividad enzimática y la fermentación de azúcares, evaluando

A B

C D

56

la presencia o ausencia de microorganismos S. mutans y S sanguis, cabe mencionar que uno

de los requisitos para el uso de este kit fue el uso de un medio de cultivo puro (Figura 9).

Figura 9. A: Interpretación de los cultivos; B: Muestra recogida para tinción Gram; C:

Tinción Gram; D: Prueba de catalasa.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

5. Preparación de la galería

Después de aislar y verificar la pertenencia de la cepa a identificar género Streptococcus

(reacción de Gram), se tomó una colonia aislada, se disolvió en suspensión en 3 ml de agua

estéril y se procedió a homogenizar correctamente.

A

DC

B

57

Posteriormente en la cabina de seguridad biológica, se reunió fondo y tapa de una cámara de

incubación y se repartió aproximadamente 5ml de agua destilada en los alvéolos para crear

una atmósfera húmeda, fue inscrito el código de la muestra en la lengüeta lateral de la cámara,

se sacó también una galería de su envase individual y se colocó en la cámara de incubación

(Figura 10).

Figura 10. A: Preparación del inóculo y galería; B: Cámara de incubación; C: Distribución

de agua destilada en alvéolos de la cámara de incubación.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

Una vez colocada la galería, en la primera mitad de la galería (desde el ensayo VP al ADH),

se repartió la suspensión densa realizada anteriormente, evitando la formación de burbujas

para ello se inclinó hacia adelante la cámara de incubación y se colocó la punta de la pipeta

sobre el borde lateral de la cúpula. Para los ensayos ADH se llenó únicamente el tubo.

A

A

B

A

C

A

58

En la segunda mitad de la galería (desde el ensayo RIB al GLYG), se abrió una ampolla de

API Suspension Medium (2ml) adicionalmente de colocó el resto de la suspensión, es decir,

aproximadamente 0,5ml como mínimo, se homogenizó y fue repartido esta nueva suspensión

sólo en los tubos. Se llenó las cúpulas de las pruebas subrayadas desde la ADH al GLYG con

aceite de parafina, provocando un menisco convexo. Finalmente se cerró la cámara de

incubación y se colocó en la incubadora marca INCUCELL a 36 ± 2 oC en aerobiosis durante 4

o 4.5 horas para una primera lectura y 24 horas para una segunda valoración (Figura 11).

Figura 11. A: Inoculación de la suspensión; B: Inoculación ampolla Api Suspension

Medium; C: Aceite de parafina.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

6. Lectura e interpretación.

Después de cuatro horas de incubación: se añadió los reactivos: a) ensayo VP: 1 gota de VP1

y VP2; b) ensayo HIP: 2 gotas de NIN; y, c) ensayo PYRA, α GAL, βGUR, β GAL, PAL,

A B C

59

LAP; una gota de ZYM A ZYM B, se esperó 10 minutos para leer todas las reacciones y a las

24 horas se realizó una nueva lectura de las reacciones (Figura 12).

Figura 12.A: Incubación de la galería API por 4 horas y colocación de reactivos; B: Primera

lectura de la galería; C: Incubación de la galería por 24 horas; D: Lectura e interpretación.

Fuente: Autora

Elaborado: Autora

La identificación se obtuvo a partir del perfil numérico. En la hoja de resultados, los ensayos

se separan en grupos de 3 y se asignaron para cada uno un valor 1,2 o 4, sumando en el

interior de cada grupo los números que corresponden a reacciones positivas (Figura 13), se

obtuvieron 7 cifras que constituyeron el perfil numérico, así la lectura de estas reacciones se

realizó utilizando el Catálogo analítico con el software de identificación apiwebTM (Anexo 6).

A

C

B

D

60

Figura 13. Figura 13. A: Hoja de resultados; B: Perfil numérico; C: Software de

identificación apiweb TM.


Al finalizar la investigación se procedió a cumplir con un estricto protocolo en la eliminación

de todos los productos utilizados en la investigación, como se menciona en la literatura

presentada (Anexo 4) y según el procedimiento rutinario que realizan los profesionales

clínicos para no alterar el medio ambiente (Figura 14).

Figura 14. Bioseguridad en la eliminación de residuos especiales.


A B C

61

CAPITULO IV

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 RESULTADOS DE LA ENCUESTA A ESTUDIANTES

Los resultados se muestran en las siguientes tablas y gráficas.

Tabla 4: Uso de instrumental manual para la remoción de caries

Opción Frecuencia PorcentajeNunca 3 6,3Si 22 45,8A veces 23 47,9Total 48 100,0

Fuente: Cuestionario a estudiantesElaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres

Gráfica 1: Uso de instrumental manual para la remoción de caries.

Fuente: Cuestionario a estudiantes

Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres

En la gráfica 1 se observa que el 47,9% de encuestados señaló que a veces usa instrumental

manual para la remoción de caries, un porcentaje parecido, 45,8% indicó que si emplea este

tipo de instrumental, en tanto que el 6,3% no utiliza este instrumental.

47,9

61

CAPITULO IV













6,3

45,847,9 Nunca

Si

A veces

61

CAPITULO IV













Nunca

A veces

62

Tabla 5: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries




Gráfica 2: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries



En la gráfica 2 el 87,5% de los encuestados coincidió en señalar que a si usa instrumental

rotatorio para la remoción de caries, el 12,5% indicó que a veces emplea este tipo de

instrumental.

Estos resultados permiten inferir que el instrumental rotatorio es más utilizado que el manual

para la remoción de caries.

62










instrumental.



0,0

87,5

12,5

Nunca

Si

A veces

62










instrumental.



Nunca

Si

A veces

63

Tabla 6: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la

remoción de caries dental.




Gráfica 3: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la




En la gráfica 3 el 77,1% de los estudiantes de octavo semestre que realizan sus prácticas en las

clínicas de la facultad, indicó que si emplea fresas de diamante como instrumento esencial en

el protocolo de remoción de caries.

63













2,1

77,1

20,8

Nunca

Si

A veces

63













Nunca

Si

A veces

64

Tabla 7: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda




Gráfica 4: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda



En la gráfica 4 el 85,4 % de los estudiantes consultados, indicó que siempre emplea fresas de

diamante en forma redonda como instrumento esencial en el protocolo de remoción de caries,

el restante 14,6% lo emplea solo a veces.

64











0,0

85,4

14,6

Nunca

Si

A veces

64











Nunca

Si

A veces

65

Tabla 8: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera




Gráfica 5: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera



En la gráfica 5 el 62,5 % de los estudiantes, indicó que si emplea fresas de diamante en forma

de pera como instrumento esencial en el protocolo de remoción de caries, el 25% lo emplea

solo a veces y el 12,5% nunca utiliza este tipo específico de fresas.

En conclusión, se observa que el uso de fresas tipo diamante para remoción de caries es

bastante usual en las clínicas de la Facultad, empleándose principalmente fresas redondas, sin

que se pueda desestimar el uso de fresas tipo pera.

65














12,5

62,5

25,0

Nunca

Si

A veces

65














Nunca

Si

A veces

66

4.2 RESULTADOS DEL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Los resultados experimentales de esta investigación fueron analizados de acuerdo a tablas de

frecuencia simple: ausencia y presencia de microorganismos en cada grupo de análisis, y

luego en tablas cruzadas, en donde se registró y analizó la relación entre dos o más variables

de naturaleza cualitativa (nominales u ordinales). Adicionalmente se utilizó la prueba Chi-

cuadrado de Pearson, para probar la independencia de las variables entre sí, mediante la

presentación de los datos en tablas de contingencia. Todos los datos fueron procesados

mediante el software para estadística SPSS en su versión 23.

Tabla 9: Presencia de Streptococcus mutans.

TOTAL

STREPTOCOCCUSMUTANS

SIFrecuencia 71

% 74,48%

NOFrecuencia 25

% 25,52%

TOTALFrecuencia 96

% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 9 indica la frecuencia absoluta y porcentual de la presencia de S. mutans,

evidenciándose que la mayoría de fresas de la muestra presentaron este microrganismo

(74,48%).

67

Gráfica 6: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante.

Fuente: Autora


El gráfico 6 indica que el 74,48% de las fresas de diamante utilizadas presentaban

contaminación de S. mutans, en tanto que el 25,52% de las fresas de diamante no se identificó

contaminación, y como se refirió en la tabla 5 esta diferencia puede considerarse como

significativa. En cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio

microbiológico realizado.

74,48%

25,52%

100%

0,00%

20,00%

40,00%

60,00%

80,00%

100,00%

120,00%

Fresas contaminadas Fresas nocontaminadas

TOTAL

68

Tabla 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al sexo

del paciente del cual proviene la fresa.

FRESASSEXO

MASCULINO FEMENINO TOTAL

TOTAL

STREPTOCOCCOSSI

Frecuencia 30 41 71

% 60,0% 90,2% 74,5%

MUTANSNO

Frecuencia 20 5 25

% 40,0% 9,8% 25,5%

TOTALFrecuencia 50 46 96

% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 10 indica la presencia/ausencia de contaminación por S. mutans en relación al género

del paciente en el que se empleó la fresa, observándose que para ambos tipos de fresa la

contaminación fue mayor para el género femenino.


Streptococcus mutans por género del paciente intervenido.

Fuente: Autora


Pruebas de chi-cuadradoFRESAS Valor gl Sig. asintótica

(bilateral)

TotalChi-cuadrado dePearson

6,478 1 0,01

69

Se observa que la Prueba chi cuadrada de Pearson, estimó una significancia p = 0,01 para el

análisis de la contaminación por sexo, con lo que se concluye que si existió relación con el

género, a nivel global se observa que existe mayor probabilidad de que la fresa se encuentre

contaminada si se la utilizó en el tratamiento de una paciente mujer, tal como se infiere de la

tabla 11.

Gráfica 7: Presencia de S. mutans en fresas de diamante en relación al sexo del paciente

del cual proviene la fresa.

Fuente: Autora


Se observa una tendencia clara en la gráfica 7, la contaminación fue mayor para las fresas

extraídas en pacientes del sexo femenino en comparación a la presencia de contaminación en

las fresas extraídas de los varones.

60%

90,20%

40%

9,80%

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

MASCULINO FEMENINO

PRESENCIA AUSENCIA

70

Tabla 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la

edad del paciente del cual proviene la fresa.

FRESASEDAD

19 a 23 24 a 28 29 a 33 34 a 38 TOTAL

STREPTOCOCCOSSI

Frecuencia 10 10 23 17 60

% 33% 77% 70% 85% 63%

MUTANSNO

Frecuencia 20 3 10 3 36

% 67% 23% 30% 15% 37,50%

TOTALFrecuencia 30 13 33 20 96

% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 12 indica la frecuencia y porcentaje de presencia/ausencia de contaminación por S.

mutans en fresas de diamante y su relación con el grupo etario del paciente del cual se extrajo

la fresa, observándose que no hay una tendencia marcada en relación a la edad.


Streptococcus mutans por edad del paciente intervenido.

Pruebas de chi-cuadradoFRESAS Valor Gl Sig. asintótica

(bilateral)Total Chi-cuadrado de Pearson 4,440 3 0,218

Fuente: AutoraElaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres

Se observa que la Prueba chi cuadrado de Pearson, estimó una significancia p >0,05 para el

análisis de la contaminación en fresas de diamante redonda y tipo pera, con lo que se concluyó

que NO existe influencia del grupo etario sobre la proporción de contaminación de S. mutans

(Tabla 13).

71

Gráfica 8: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la

edad del paciente del cual proviene la fresa.

Fuente: Autora


No se observa una tendencia clara en relación a la presencia de contaminación por grupo

etario, casi aumentó la probabilidad de contaminación con la ascendencia de la edad, de hecho

33% de las fresas obtenidas en pacientes de 19 a 23 años presentó contaminación, el valor

aumentó a 77% en los casos de 24 a 28 años fue de 70% en el grupo de 29 a 33 años y se

incrementó hacia un valor de 85% en el grupo de mayor edad (Gráfico 8).

33%

77%70%

85%

67%

23%30%

15%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

19 a 23 24 a 28 29 a 33 34 a 38

Presencia Ausencia

72

Tabla 14: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito

de higiene oral del paciente del cual proviene la fresa.

FRESAS

VECES CEPILLA

UNAVEZ

DOSVECES

TRESVECES

MAS DETRESVECES

TOTAL

STREPTOCOCCUSMUTANS

SIFrecuencia 4 30 23 3 60

% 100,0% 77% 46% 20% 62%

NOFrecuencia 0 9 27 0 36

% 0,0% 23% 54% 80% 38%

TOTALFrecuencia 4 39 50 3 96

% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 14 indica la presencia/ausencia de S. mutans en relación a las fresas de diamante con

la frecuencia de cepillado como indicador de higiene oral, notándose que para ambos tipos de

fresas si hay menor frecuencia de cepillado hay más probabilidad de contaminación.


Streptococcus mutans por hábito de higiene oral del paciente intervenido.

Pruebas de chi-cuadrado

FRESAS Valor GlSig.

asintótica(bilateral)

TOTALChi-

cuadradode Pearson

2,6 3 0,5

Fuente: Autora


73

Se observa que la Prueba chi cuadrada de Pearson, estimó una significancia p >0,05 para el

análisis de la contaminación en fresas de diamante en relación a la frecuencia diaria de

cepillado, con lo que se concluyó que NO existe influencia de la frecuencia diaria de cepillado

con la presencia de contaminación de S. mutans (Tabla 15).

Gráfica 9: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al

hábito de higiene oral del paciente del cual proviene la fresa.

Fuente: AutoraElaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres

Se observa una ligera disminución de la presencia de contaminación al aumentar la frecuencia

de cepillado; así, quienes se cepillan una sola vez tienen una probabilidad del 100% de que se

encuentre contaminación, en tanto que quienes se cepillan reducen esta probabilidad al 46%,

y más de tres veces el 20% (Gráfico 9).

100%

77%

46%

20%

0%

23%

54%

80%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

UNA VEZ DOS VECES TRES VECES MAS DE TRES VECES

PRESENCIA AUSENCIA

74

Tabla 16: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la

razón por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa.

FRESASASISTE_ODONTOLOGO

CHEQUEO DOLOR TRATAMIENTO TOTAL

STREPTOCOCCOSSI

Frecuencia 20 30 10 60

% 55% 69% 58% 62,50%MUTANS

NOFrecuencia 16 13 7 36% 45% 31% 41% 37,50%

TOTALFrecuencia 36 43 17 96% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 16 indica la presencia/ausencia de S. mutans en relación al tipo de fresa y el motivo

de asistencia al odontólogo, notándose que para ambos tipos de fresa no existe una relación

directa con el motivo de la consulta.


Streptococcus mutans en relación a la razón por la que el paciente intervenido asiste al

odontólogo.


(bilateral)Total Chi-cuadrado de Pearson 0,22 2 0,90

Fuente: Autora


75

La prueba chi cuadrada de Pearson, determinó significancias mayores a 0,05, con lo que se

concluyó que NO existe influencia de las razones por las que asiste al dentista sobre la

proporción de si existe o no S. mutans con el tipo de fresa utilizada (redonda o pera) (Tabla

17).

Gráfica 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la

razón por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa.

Fuente: Autora


El 55% de las fresas obtenidas de pacientes que mencionaron ir a consulta por chequeo

presentaron contaminación, 69% de quienes fueron ante presencia de dolor y 58% que fueron

por tratamiento presentaron también contaminación, por lo que se infiera que ara este tipo de

fresa no existió mayor diferencia. (Gráfico 10).

55%

69%

58%

45%

31%

41%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

CHEQUEO DOLOR TRATATMIENTO

PRESENCIA AUSENCIA

76

Tabla 18. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito

de consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa.

FRESASBEBIDAS_ALCOHOLICAS

AVECES

NO TOTAL

STREPTOCOCCOSSI

Frecuencia 58 25 83

% 96,2% 82,9% 86,46%MUTANS

NOFrecuencia 1 12 13% 3,8% 17,1% 13,54%

TOTALFrecuencia 59 37 96

% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 18 indica la presencia/ausencia de Streptococcus mutans en relación a las fresas y el

consumo de alcohol por parte del paciente, notándose que los pacientes que ingieren bebidas

alcohólicas de manera no frecuente; así, como aquellos que no ingieren alcohol presentaron

mayor probabilidad de contaminación.


Streptococcus mutans por hábito de ingesta de bebidas alcohólicas del paciente

intervenido.

Pruebas de chi-cuadrado

FRESAS Valor gl Sig. asintótica(bilateral)

TotalChi-cuadrado dePearson

1,565 1 0,21

Fuente: Autora


77

Se observa que de acuerdo a la prueba chi cuadrado de Pearson, todas las significancias

estimadas son mayores que 0,05 luego NO existe influencia de la ingesta de bebidas

alcohólicas sobre la proporción de si existe o no S. mutans (redonda o pera) (Tabla 19).

Gráfica 11: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a

hábito de consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa.

Fuente: Autora


El 96,2% de las fresas que provenían de pacientes que refieren consumo de alcohol de forma

no frecuente estaban contaminadas y el 82,90% de las fresas en aquellos pacientes que no

consumían alcohol también presentaron Streptococcus mutans; es decir, el consumo de

alcohol no es un factor determinante en la contaminación (Gráfico 11).

96,20%

82,90%

3,80%

17,10%

0,00%

20,00%

40,00%

60,00%

80,00%

100,00%

120,00%

A VECES NO

PRESENCIA AUSENCIA

78

Tabla 20. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito

fumar del paciente del cual proviene la fresa.

FRESASFUMA_FRECUENTEMENTE

SI NOA

VECESTOTAL

STREPTOCOCCOSSI

Frecuencia 3 50 7 60

% 100,0% 60% 70,0% 62%MUTANS

NOFrecuencia 0 33 3 36% 0,0% 40% 30,0% 38%

TOTALFrecuencia 3 83 10 96% 100,00% 100,00% 100,00% 100,00%

Fuente: Autora


La tabla 20 muestra la posible relación entre la presencia de Streptococcus mutans, el tipo de

fresa y el hábito de fumar del paciente del cual se extrajo la fresa, determinándose que quienes

fuman tienen más probabilidad de presentar contaminación.


Streptococcus mutans por tipo de fresa y hábito fumar del paciente intervenido.


(bilateral)Chi-cuadrado de Pearson 0,684 2 0,711Chi-cuadrado de Pearson 1,191 2 0,551

Total Chi-cuadrado de Pearson 0,873 2 0,646

Fuente: Autora


79

De acuerdo a la Prueba chi cuadrada de Pearson, en todos los casos la significancia (p) fue

mayor que 0,05, con lo que se infiere que NO existe influencia del hábito de fumar sobre la

proporción de si existe o no S. mutans con el tipo de fresa utilizada (Tabla 21).

Gráfica 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a

hábito fumar del paciente del cual proviene la fresa.

Fuente: Autora


El 100% de quienes presentaban el hábito de fumar mostraron contaminación post tratamiento

de Streptococcos mutans, para los dos tipos de fresas empleadas, quienes no fumaban

redujeron su probabilidad de contaminación (Gráfico 12).

100%

60%70%

62%

0%

40%30%

38%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

SI NO A VECES TOTAL

PRESENCIA AUSENCIA

80

4.2 DISCUSIÓN

El conocimiento es el elemento más importante que posee un individuo para poder

desarrollar la percepción de riesgo necesaria para proteger su salud, de esta condición no

están exentos los trabajadores de la salud, que precisan conocer e incorporar a sus prácticas

profesionales las medidas de prevención establecidas en los diferentes lugares de trabajo, con

el objetivo de preservar su salud y contribuir a proteger la del paciente. Todos los

profesionales del área de salud bucal, incluidos los odontólogos, estudiantes de odontología se

encuentran expuestos ante la presencia de diversos microorganismos como S. mutans y S.

sanguis. De la misma manera, este riesgo es igual para el individuo que asiste a la consulta

dental, razón por la cual es necesario poner el material contaminado en un lugar específico del

consultorio odontológico. El profesional odontólogo debe someter a métodos de desinfección

y/o esterilización todo tipo de instrumental que este en contacto con la cavidad bucal, que

habitualmente se contaminan con bacterias, saliva o sangre, permitiendo proporcionar una

atención segura; por ello, el conocimiento profundo y la experiencia en la aplicación de las

normas de bioseguridad deben ser habituales en odontología. Estas normas se han convertido

en progresos importantes y son de aplicación universal. Concordamos con González (2008)

sobre la importancia de la bioseguridad, orientado a evitar la contaminación por

microorganismos, hacia el personal de salud y el paciente.

De acuerdo a los resultados obtenidos en esta investigación podemos señalar que, existe

una gran cantidad de microorganismos presentes en las fresas de diamante utilizadas durante

los procedimientos odontológicos de preparaciones cavitarias; este tipo de instrumental

81

constituye un riesgo alto de contaminación, lo que está en directa concordancia con estudios

realizados por Bailey & Scott, (2009).

La contaminación bacteriana por S.mutans encontrada en fresas de diamante es del

74,48%, en tanto que el 25,52% de las fresas de diamante no se identificó contaminación por

S.mutans, y como se refirió en la tabla 5 esta diferencia puede considerarse como significativa.

En cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio microbiológico ya que el S.

sanguis podría competir con el S. mutans por la colonización de superficies dentarias debido

al antagonismo bacteriano entre estas dos especies. Además del riesgo de contaminación con

los microorganismos investigados, otros estudios llaman la atención para el riesgo de

contaminación de fresas de diamante. Según el estudio de Orellana et al. (2010) en el cuál

analizó 51 fresas de diamante se identificaron una gran variedad de bacterias: Candida,

Streptococcus bovis, Streptococcus Beta hemolítico grupo B, Staphylococcus coagulasa

negativo, Staphylococcus aureos, Corynebacterium, Enterococos, Streptococos viridans,

Lactobacillus, Saphylococcus y epidermidis y otras sin desarrollo. Esto demuestra que no

solo bacterias relacionadas con caries dental estarán inmersas en la contaminación.

Lo relevante de estos resultados se traduce en que los microorganismos identificados el

Streptococcus mutans sería el que causa mayor porcentaje de contaminación en fresas de

diamante, indicando una relación estrecha con la presencia de caries en la superficie dental de

molares permanentes debido a su morfología y anatomía del diente, es comparable al

encontrado en el estudio de Escribano (2005) en donde manifestó que las fosas y las fisuras

de los dientes, son las áreas más susceptibles de caries y el hábitat más favorable para la

82

presencia de microorganismos, principalmente los Streptoccoccus cariogénicos, demostrando

que el 80% de los Streptoccoccus correspondieron al grupo S.mutans y el 20 % restante

perteneció a otros Streptococcus; dichas áreas no sólo sirvieron de refugio para las bacterias

que residen en ellos, a su vez posibilitan a la contaminación del instrumental usado para su

remoción, esto nos revela la importancia de la esterilización.

Desde el punto de vista de identificación de microorganismos S. mutans según la edad del

paciente, motivo de consulta frecuente y el consumo de alcohol no se observa una tendencia

clara en relación a la presencia de contaminación; así coincidimos con Giacaman et al. (2013)

en cuyo estudio mencionaron que la edad no afecta los niveles de especies tradicionalmente

consideradas como cariogénicas.

Existe una diferencia marcada entre el porcentaje de S. mutans encontrados en relación al

género del paciente; la contaminación fue mayor para las fresas extraídas en pacientes del

sexo femenino con el 90,20% en comparación a la presencia de contaminación en las fresas

extraídas de los varones con el 60%. Al contrario en relación al estudio realizado por Rojas

(2012) presentó niveles de contaminación de 7,7 % en mujeres y de 8,6 % en los hombres.

La higiene bucal deficiente fue otro factor que predominó en este estudio con un alto

porcentaje, se observa una ligera disminución de la presencia de contaminación al aumentar la

frecuencia de cepillado; así, quienes se cepillan una sola vez tienen una probabilidad del 100%

de que se encuentre contaminación en las fresas de diamante, en tanto que quienes se cepillan

más de dos veces al día reducen esta probabilidad al 46%; resultados similares obtuvo

83

Linossier (2011) con el 75,8 %, la cual confirma que la mala higiene bucal es un riesgo

significativo de contaminación durante el uso de instrumental. Diversas investigaciones

efectuadas por Clarke (1924) reconocen que una buena higiene bucal tiene un gran impacto en

la futura salud dental, por lo que se deben cambiar los hábitos de higiene bucal inadecuados.

Del mismo modo el 100% de quienes presentaban el hábito de fumar mostraron

contaminación post tratamiento de Streptococcus mutans, para los dos tipos de fresas

empleadas, quienes no fumaban redujeron su probabilidad de contaminación.

84

CAPITULO V

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1 Conclusiones

En base a los resultados obtenidos en este estudio se puede concluir lo siguiente:

La contaminación microbiana en fresas de diamante identificada mediante el uso de

API 20 STREP V7.0 determinó la presencia de S.mutans al producir mayor cantidad

de reacciones bioquímicas que cuenta la galería empleada; en cuanto al S. sanguis no

se identificó su presencia en el estudio microbiológico de toda la muestra estudiada del

área clínica de odontología del centro médico Martha Bucaram de Roldós.

El software apiweb TW 20 STREP V7.0 utilizado para la realización del presente

estudio microbiológico identificó al S. mutans en un 74,48% en fresas de diamante

utilizadas en el área clínica de odontología del centro médico M.B.R., en tanto que el

25,52% de las fresas de diamante no se identificó contaminación por S.mutans.

Por ser una técnica moderna, rápida, fácil de usar con resultados fiables y por tener la

capacidad de diferenciación de las especies bacterianas estudiadas (S. mutas y S.

sanguis) se utilizó un sistema estandarizado de galerías API 20 STREP V7.0 de

bioMerieux que permitió realizar 20 pruebas bioqúimicas a la vez, a partir de una

única colonia bacteriana, facilitando la identificación de dichas bacterias.

85

En base a las muestras tomadas y de acuerdo al estudio microbiológico realizado las

fresas de diamante se encuentran contaminadas después de su uso sin distinción de su

forma. Concluyendo así, que la cavidad bucal es un gran ecosistema bacteriano y el

profesional odontólogo deberá tener conocimiento para el buen manejo del mismo.

En relación a los factores intervinientes con la contaminación se estableció que existe

una diferencia marcada entre el porcentaje de S. mutans encontrados en relación al

género del paciente, presentandose mayor contaminación en el género femenino; la

higiene bucal deficiente fue otro factor que predominó en este estudio con un alto

porcentaje, del mismo modo el 100% de quienes presentaban el hábito de fumar

mostraron contaminación post tratamiento de Streptococcus mutans; mientras que, la

identificación del microorganismo estudiado según la edad del paciente, motivo de

consulta frecuente y el consumo de alcohol no se observa una tendencia clara en

relación a la presencia de contaminación.

Por último, es de gran importancia el cumplir un estricto protocolo de limpieza del

instrumental empleado en la clínica odontológica, considerando que todo instrumental

usado en cavidad bucal del paciente se encuentra contaminado; requiere limpieza

manual, desinfección, secado, empaquetado, esterilización y conservación del mismo;

este protocolo debe ser de acatamiento rutinario, sin importar el número de pacientes

que se atiendan ni la insolvencia del instrumental; para proporcionar así, una atención

segura, saludable y eficiente.

86

5.2 Recomendaciones.

Es de suma importancia que los alumnos de odontología adquieran conocimientos

claros sobre el uso correcto del instrumental para operatoria dental. El manejo y

conocimiento del instrumental es imprescindible en la práctica clínica diaria, deben

tener una adecuada preparación en aspectos referentes a normas de bioseguridad para

todo tipo de instrumental odontológico; cuyas normas permitirán salvaguardar la salud

oral y general del paciente. Además debe representar una lucha a la profesión, ya que

obliga al profesional a mantener un conocimiento constante de nuevas tecnologías y

productos que ofrece el mercado para manipular instrumental contaminado.

La microbiología en los últimos años ha implementado y perfeccionado técnicas

innovadoras para conocer mejor la ecología microbiana permitiendo detectar

microorganismos que no habían sido identificados en estudios anteriores, el

conocimiento de la microbiota bucal es una herramienta importante para el

Odontólogo en su práctica diaria.

Se requieren más estudios acerca de este tema que involucren nuevas variables acerca

del control de la contaminación en fresas de diamante

87

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95

Anexos

Anexo 1

95

Anexos

Anexo 1

95

Anexos

Anexo 1

96

Anexo 2



CARRERA DE ODONTOLOGÍA

FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO EXPLICATIVO

EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON STREPTOCOCUS MUTANS

Y STREPTOCOCUS SANGUIS EN FRESAS DE DIAMANTE, POSTERIOR A LA PREPARACIÓN

CAVITARIA CLASE I SEGÚN BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS.

Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra

Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri Moya

INTRODUCCIÓN:La odontología fue catalogada como una profesión de alto riesgo,

según la literatura varios autores han enfatizado la práctica estricta de distintas normas de

limpieza, debido a las preocupaciones crecientes sobre la transferencia de bacterias de unos

pacientes a otros. Han mencionado normas, no solo para el cuidado del personal de salud, sino

también del instrumental que ha sido utilizado en la consulta diaria, cuyas normas han

permitido salvaguardar la salud oral y general del paciente.Tomando en cuenta que la mayor

causa para el uso de estos instrumentos es la presencia de caries dental, cuyas bacterias

posibilitarían a su contaminación, se cree conveniente aportar con una investigación en donde

se pretende,evaluar la contaminación con bacterias en fresas de diamante, posterior a la

preparación cavitaria en molares y premolares, mediante un análisis microbiológico.

PROPÓSITO DEL ESTUDIO: Aportar con un análisis al notar que existen escasos

estudios sobre el manejo adecuado del instrumental rotatorio, fresas de diamante en

operatoria dental, posterior a la preparación cavitaria. Adicionalmente por ratificar la

importancia en la actitud del profesional, en cumplir con una estricta limpieza durante la

97

práctica odontológica.Los profesionales de la odontología deben batallar en cada

procedimiento odontológico realizado en la boca con gran cantidad de bacterias, saliva y

sangre, considerándose a las fresas como material que requiere ser sometido a limpieza

inmediatamente después de su uso.

PROCEDIMIENTO A SEGUIR: si usted permite el siguiente estudio le realizaremos lo

siguiente:

1. Se procederá a entregar al paciente el consentimiento informado y una encuesta que

permita recoger información sobre sus hábitos.

2. El examinador y el odontólogo utilizarán uniforme blanco, guantes estériles, gorro,

gafas, mascarilla.Una vez colocado todas las medidas de bioseguridad, al odontólogo

se le entregara las fresas completamente limpias, las cuáles serán usadas para la

preparación cavitaria en la cara oclusal de piezas dentarias posteriores (molares y

premolares) despúes de su uso serán llevadas al tubo de ensayo rotulado R1 y P1

(abreviatura de la forma de la fresa) que posee sustancias necesarias para su nutrición.

Será sellado el tubo. El examinador procederá a enviar las muestras al laboratorio.

3. Procesamiento en el Laboratorio: se ejecutará la siembra con un hisopo estéril sobre

la superficie del medio de cultivo selectivo para Streptococcus, se llevará a incubación

por un lapso de 24 horas a 35 ± 1 ºC.La Interpretación de los cultivos mediante

características como forma de la colonia. Adicionalmente se procederá a realizar

pruebas bioquímicas empleando galerías API 20 Strep para diferenciar entre S. mutans

y el S. sanguis, según el criterio presencia o ausencia. Por último se procederá a la

obtención de resultados.

98

RIESGOS: NO existirá riesgo alguno, ya que las fresas de diamante son nuevas,

completamente limpias y solo se realizará una preparación cavitaria por paciente y se

procederá a enviar a laboratorio.

BENEFICIOS: Este estudio permitirá valorar la capacidad de contaminación de las fresas

de diamante al examinar la incidencia entre Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis.

Siendo necesario conocer el entorno al que nos enfrentamos los profesionales odontólogos,

para brindar una atención segura.

ALTERNATIVAS: La participación de este estudio es voluntaria.

COSTOS:Todo el procedimiento será absolutamente gratuito. .

CONFIDENCIALIDAD: Se guardará absoluta confidencialidad sobre la identidad de

cada uno de los participantes, porque a cada uno de se designara con un código que será

manejado por los investigadores. Por esta razón no debe preocuparse si otras personas

conozcan datos de usted.

99

NÚMERO DE TELÉFONO DE LOS INVESTIGADORES RESPONSABLES:

Yo comprendo que si tengo alguna pregunta o problema con esta investigación, puedo

llamar a la

Srta: Rubio Carrillo Liliana 0987031546 o 2227216 o al Sr. Dr. Juan Viteri 0998589238

DECLARACIÓN DEL PARTICIPANTE

Yo…………………………………………………….…….que acudo por un servicio de

salud al CENTRO MÉDICO MARTHA BUCARAM DE ROLDÓS en el área

odontológica, se me hizo partícipe de esta investigación, se me hizo partícipe de esta

investigación, en la cual he proporcionado información en la encuesta, he leído todo el

procedimiento en el que consiste el estudio y este formulario de consentimiento,

adicionalmente he discutido con la Srta. Rubio Carrillo Liliana lo descrito anteriormente.

También comprendo que se enviaran a laboratorio para un análisis microbiológico de las

fresas que fueron usadas. Se me ha dado la oportunidad de hacer preguntas, las mismas que

han sido contestadas a mi entera satisfacción. Yo comprendo que cualquier pregunta que tenga

después será contestada verbalmente, o, si yo deseo, con un documento escrito.

Yo comprendo que se me informará de cualquier nuevo hallazgo que se desarrolle durante

el transcurso de este estudio de investigación. Yo comprendo que la participación es

voluntaria.

Yo comprendo que no hay fondos disponibles para proveer de compensación monetaria

para lesiones o enfermedades relacionadas con la investigación.

Si tengo preguntas concernientes a mis derechos como sujeto de investigación en este

estudio, puedo contactar a la Srta. Rubio Carrillo Liliana.

100

Se me ha informado ampliamente del estudio antes mencionado, con sus riesgos y

beneficios, y por medio de este consiento que se realicen los procedimientos antes descritos.

Yo entiendo que, la identidad, historia clínica y los datos relacionados con el estudio de

investigación se mantendrán confidenciales, excepto según lo requerido por la ley y excepto

por inspecciones realizadas por el patrocinador del estudio.

Por lo tanto

consiento…………………………………………………………………………. participar en

el estudio.

Firma del paciente

Fecha. Quito,………………………….. de ………………del 2014.

Yo he explicado completamente a……………………………………………………. La

naturaleza y propósito del estudio antes mencionado y los riesgos que están involucrados en el

desarrollo del mismo.

Investigador responsable

101

Anexo 3



Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra. Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri

Objetivo: La presente encuesta tiene el objetivo de conocer información que será muy importante para eldesarrollo de esta investigación, por esta razón se le recomienda leer cuidadosamente cada pregunta y ser sincero.Marque con una equis (X) frente a cada aspecto la respuesta que mejor represente su opinión.Sus respuestasserán tratadas de forma confidencial y no serán utilizadas para ningún propósito distinto a la investigación.¡Muchas gracias por su colaboración!

CUESTIONARIO PARA PACIENTES

Edad:

Sexo: Masculino Femenino

Marque con una X la respuesta.1. Le han tratado de caries en los últimos.

1 a 3 meses

4 a 6 meses

6-12 meses o más

2. Asiste al odontólogo por

Chequeo

Tratamiento

Dolor

Otros

3. ¿Ingiere bebidas alcohólicas con frecuencia?

Si

No

A veces

4. Usted fuma frecuentemente

Si

No

A veces

102

Anexo 4



CARRERA DE ODONTOLOGÍA

BIOSEGURIDAD Y PROCEDIMIENTOS POSTERIORES A LA INVESTIGACIÓN

TEMA:

EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON STREPTOCOCUS

MUTANS Y STREPTOCOCUS SANGUIS EN FRESAS DE DIAMANTE, POSTERIOR A LA

PREPARACIÓN CAVITARIA CLASE I SEGÚN BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS.

Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra

Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri Moya.

BIOSEGURIDAD

La cadena de Bioseguridad es un proceso dinámico y equilibrado entre agente, huésped y

ambiente. La mayoría de los procedimientos odontológicos son invasivos y las actividades

relacionadas con éstos son de alto riesgo para el personal de salud y los pacientes. Por ello, es

necesario adoptar una actitud responsable que genere cambios de conducta y toma de

decisiones acertadas, tanto del personal de odontología, como de los planificadores y gerentes

en salud, en el desarrollo de las actividades inherentes a nuestra profesión (Montiel & Lam,

2001).

La bioseguridad es un conjunto de medidas destinadas a proteger la salud, cuyo propósito

es lograr un ambiente de trabajo seguro y ordenado (Amy, 2006).

Niveles de bioseguridad

103

El centro para el control y prevención de enfermedades de los Estados Unidos,

específica cuatro niveles de bioseguridad para el manejo de agentes biológicos, los cuales son

conocidos como niveles de bioseguridad del 1 al 4, la clasificación de cada laboratorio

identifica el riesgo biológico que representan para la salud los agentes que ahí se manejan

(Hamada & Slade , 1980).

Los niveles de bioseguridad clasifican a los agentes infecciosos en grupos de riesgo, según

su patogenicidad, modo de transmisión, disponibilidad de medidas de prevención y o

tratamiento. Según la literatura el S. mutans y S. sanguis son designados al Grupo 2, ya que

son considerados como microorganismos que causan enfermedad en el hombre y en los

animales; pero no presentan un riesgo grave para el operador, la comunidad ni el medio

ambiente en el laboratorio (Montiel & Lam, 2001).

Sin embargo, Amy (2006) menciona que el profesional de laboratorio debe usar un equipo

protector para evitar la exposición directa a fluidos orgánicos que se consideren de riesgo

contaminante, mediante la utilización de materiales adecuados que se interpongan al contacto de los

mismos, como bata de laboratorio, guantes y protección para la cara según los agentes

infecciosos en los cuales se trabajen. El personal debe despojarse de la ropa protectora

cuando abandona el área del laboratorio.

CLASIFICACIÓN DE LOS RESIDUOS

La clasificación de residuos de acuerdo a su peligrosidad se toma en cuenta enfatizando los

desechos infecciosos, siendo considerados dentro de este grupo a todo instrumental o material

corto-punzante, residuos microbiológicos, medios de cultivo y todo material empleado en

laboratorio, sangre y productos derivados de ella misma (Guarin , Rueda, & Perez, 2010).

104

Para Favi et al. (2013) Han catalogado como residuos especiales -categoría 3, en esta se

encuentran los principales residuos de un laboratorio clínico sospechosos de contener agentes

patógenos en concentración o cantidad suficiente para causar enfermedad a un huésped

susceptible. En esta categoría se incluyen: residuos líquidos, residuos sólidos, objetos

punzantes y cortantes.

Residuos líquidos: Caballero (2003) recomienda someter a los residuos líquidos a un

tratamiento en el autoclave y posteriormente eliminarse directamente por el desagüe con agua

abundante, según aceptan diversas reglamentaciones específicas y los manuales generales.

Residuos sólidos: la opción de la esterilización en autoclave sigue siendo la manera más

común de tratar este tipo de residuos en el propio laboratorio que los genera. Se asegurará que

el ciclo de la autoclave complete la esterilización en toda la masa de los residuos, siendo

aconsejable prolongar el tiempo y aumentar la presión del proceso de autoclavado; como

muestras biológicas almacenadas, placas de cultivo, residuos de cultivos (Resino, 2013)

Objetos punzantes y cortantes: estos materiales deben depositarse en recipientes

específicos que sean resistentes a la punción y con un cierre seguro. Una vez llenos, se

depositan en los recipientes rígidos destinados a los residuos sólidos (Favi, Guía de

Bioseguridad para Laboratorios Clínicos, 2013).

105

Agar mitis salivarium

PROTOCOLO EN LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA DELA FACULTAD DE ODONTOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD

CENTRAL DEL ECUADOR

MANEJO DE RESIDUOS ESPECIALES

Es la obligación de todo el personal del laboratorio separar, manipular y eliminar

apropiadamente todos los desechos desde que se generan hasta su disposición final; de esta

manera, se previene que el personal auxiliar y el medio ambiente, estén sujeto a riesgos no

controlados. El manejo de desechos comprende diferentes etapas que se describen a

continuación.

1. Segregación: En esta etapa clasificaremos los residuos en una de las categorías

mencionadas previamente para el adecuado manejo dentro del laboratorio y en las

zonas de acopio, así como su disposición final.

2. Almacenamiento o conservación: Una vez clasificado el residuo, debe determinarse

el contenedor en el que será eliminado de acuerdo a las siguientes especificaciones, es

importante mencionar que se utilizará bolsas especiales para residuos los cuales serán

autoclavados, logrando una descontaminación de estos residuos especiales, previo a

ser eliminados.

Manejo de residuos químicos, en esta categoría se considerará todo material químico,

sus residuos y todos los materiales no reutilizables que estuvieron en contacto con

106

sustancias químicas. En esta investigación se utilizará tubos tioglicolato que contiene

residuos líquidos, serán sometidos a un tratamiento en la autoclave. Ya que los

residuos no presentan alguna de las características de líquidos tóxicos, ni se encuentran

incluidos en la “Tabla de Incompatibilidades Químicas”, es considerado como

residuo no peligroso.

Medios de cultivos bacterianos contenidos en tubos o placas, cepas almacenadas y

todo material que estuvo en contacto con muestras biológicas, se adoptará la opción de

la esterilización en autoclave siendo la manera más común de tratar este tipo de

residuos, posterior a la esterilización aquellos restos serán colocados en fundas rojas

que indican desechos infecciosos.

Los desechos de material cortopunzante como tubos de ensayo que contenían el

tioglicolato, así como las cajas Petri después de la esterilización en la autoclave, los

hisopos usados para la toma de la muestra y las fresas redonda y en forma de pera se

colocarán en contenedores rígidos, resistentes al corte y la punción se cerrará

herméticamente.

Posteriormente mediante ordenanza No. 323 publicada en el Registro Oficial 318 de

11 de noviembre de 2010, el Concejo Metropolitano de Quito creó la Empresa Pública

Metropolitana de Gestión Integral de Residuos Sólidos, encargada del servicio de

recolección y transporte de los desechos hospitalarios de riesgo biológico infecciosos

desde los establecimientos de salud del DMQ hacia la planta de tratamiento en el

Relleno Sanitario el Inga, la EMGIRS-EP ha contratado los servicios de PECKS

AMBIENTE, empresa que a partir del 27 de mayo de 2013 se encuentra en operación

dentro del DMQ.

107

El tratamiento de los desechos se basa en la eliminación del riesgo a través de un

proceso de esterilización de los desechos hospitalarios infecciosos mediante la

aplicación de alta temperatura y presión por un determinado tiempo. Para este efecto,

se cuenta actualmente con tres equipos, denominados autoclaves, lo cuales utilizan

vapor para alcanzar elevadas temperaturas, que permiten la eliminación de los medios

de vida de bacterias, gérmenes, virus, entre otros agentes infecciosos. Posterior al

tratamiento de esterilización, los residuos hospitalarios inactivados son depositados en una

celda asignada para este fin, en el relleno sanitario El Inga.

Como se menciona en la literatura presentada y según el procedimiento rutinario que

realizan los profesionales clínicos no altera el medio ambiente, al cumplir con un estricto

protocolo en el manejo microbiológico de las muestras que se requiere para esta investigación.

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108

Anexo 5

109

Anexo 6

110

111

Documents

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE … · Sobre todo por ser un pilar fundamental de unión familiar y ejemplo a seguir en el desarrollo ... brindarme una vida llena de aprendizajes