THESE PRESENTEE POUR L’OBTENTION DU …theses.univ-oran1.dz/document/13201709t.pdf · 2017-05-24 · Faculté des Sciences et de la nature ... M Molarité mg Milligramme mg.l-1

FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

LABORATOIRE DE PHYSIOLOGIE VEGETALE

THESE PRESENTEE POUR L’OBTENTION DU GRADE

DE DOCTORAT EN SCIENCES BIOLOGIQUES

Option: Ecophysiologie végétale

Par

BENNABI Farid

Sujet :

Les marqueurs biochimiques de la résistance à la salinité chez Phaseolus vulgaris L.

Soutenue le : 16/ 02 / 2017 Devant le jury :

Prof . HADJADJ AOUL Seghir Président Université d’Oran 1 Ahmed BEN BELLA Prof . MEKHALDI Abdelkader Examinateur Université de Mostaganem Abd elhamid BENBADIS Prof . MEHDADI Zoheir Examinateur Université Sidi Bel abbés Djilali LIABES Prof . BENABADJI Noury Examinateur Université de Tlemcen Abou Bakr BELKAID Dr. BENSAHLA TALET Lotfi Examinateur Université d’Oran 1 Ahmed BEN BELLA Prof. BELKHODJA Moulay directeur de thèse Université d’Oran 1 Ahmed BEN BELLA

2016-2017

Remerciements

Avant tout, je remercie mon dieu de m’avoir donné le courage, la volonté et la patience de réaliser ce modeste travail.

Ce travail a été réalisé au laboratoire de Physiologie végétale de la Faculté des Sciences et de la nature université Oran 01 Ahmed BENBELLA. Qu’il me soit permis ici de remercier vivement le professeur BELKHODJA Moulay pour la confiance qu’il m’a toujours témoigné ainsi que la formation de chercheur qu’il m’a donné avec bienveillance et humanité. Ses qualités scientifiques, ses conseils et ses encouragements incessants m’ont beaucoup soutenu pendant l’élaboration de ce travail. Je lui exprime ma profonde reconnaissance et lui porte mon grand respect.

Je souhaite adresser mes remerciements à Monsieur HADJADJ AOUL Seghir Professeur au département de Biologie, Faculté SNV de l’université Oran 01-Ahmed BENBELLA, d’avoir accepté de présider ce jury.

Au Professeur MEHDADI Zoheir du département de biologie, Faculté SNV de l’université de Sidi bel Abbes d’avoir accepté de participer à ce jury, en examinant ce mémoire. Sa présence est pour moi un gage d’estime et de confiance.

Au Professeur MEKHALDI Abdelkader, du département de biologie, Faculté SNV de l’université Mostaganem d’avoir accepté de participer à ce jury, en examinant ce mémoire.

Je tiens à remercier Mr BENABADJI Noury Professeur à la Faculté des

Sciences de l'Université de Tlemcen pour avoir accepté d’examiner cette these. Je remercie très vivement le docteur BENSAHLA TALET Lotfi Maitre

de conférences « A » pour sa disponibilité, ses conseils fructueux et son aide scientifique. Il a bien voulu accepter de participer à ce jury de thèse en qualité d’examinateur. Qu’il trouve ici l’expression de ma profonde gratitude.

Il m’est agréable d’exprimer ma pleine gratitude à Mlle BOUKRAA Djamila qui m’a beaucoup aidé dans la partie expérimentale, pour sa simplicité et sa générosité, preuve de sa qualité humaine.

A ma mère A mon père A mes frères et mes sœurs A mes nièces et mes neveux A tous mes chers ami(e)s BENNABI Farid

Résumé

Les mécanismes de réponse aux stress, font intervenir un certain nombre de réactions au sein des processus physiologiques chez les plantes ; ces différentes étapes correspondent à la perception et la reconnaissance du stress.

Pour mettre en évidence les potentialités d'adaptation de trois variétés (Cocorose, El djadida, et Tadallaghte) de Phaseolus vulgaris L. un stress salin est induit par l'application de trois concentrations de NaCl en phase de croissance (témoin, 50 mM et 300 mM), dans des conditions semi-contrôlées.

Des analyses sur la germination, les paramètres morphologiques, physiologiques et biochimiques sont effectuées. L’effet du stress salin sur la germination a montré une variabilité de tolérance entre les différentes variétés testées. Les graines de la variété Tadalaghte sont les plus résistantes au NaCl à la concentration 50 et 150 mM oû les taux sont les plus élevés alors que la germination est inhibée sous l’effet 300 mM de NaCl pour les graines des trois variétés.

L’augmentation de la concentration saline entraine une diminution des paramètres de croissance, la matière sèche, nombre de feuilles, nombre des ramifications et la longueur de la tige. De même, le comportement physiologique de ces trois variétés d’haricot sous l’effet de doses croissantes de NaCl se traduit par des teneurs faibles en chlorophylle a, b, et par des teneurs élevées en proline et en sucres solubles totaux, au niveau des racines des tige et des feuilles. Aussi, l’effet de la contrainte saline sur les acides nucléiques (ADN, ARN) est analysé, leurs concentrations diminuent avec l’augmentation de la concentration du NaCl. Le comportement de Phaseolus vulgaris L. en présence de doses croissantes de NaCl, montre qu’elle est capable de résister à des doses modérées en particulier pour la variété Tadallaghte.

L’activité antioxydante et Les composés phénoliques sont plus importants au niveau des feuilles par rapport aux tiges et aux racines chez les plantes stressées comparé aux plantes témoins. Il s’est avéré que cette activité et l’accumulation de ces composés changent selon la concentration saline, la variété et l’organe. Les résultats montrent également que le rendement en huiles essentielles de feuilles de Phaseolus vulgaris L. est stimulé seulement en situation de stress faible ou modéré, alors qu'il diminue sous salinité élevé.

L’effet dépressif du sel sur l’accumulation de K+ et Ca2+ est évident et l’accumulation cellulaire de Na+ augmente avec la concentration de NaCl. Ces résultats suggèrent que le haricot dispose des mécanismes de régulation permettant la restriction du transport et de l’accumulation de Na+ dans les feuilles.

La salinité a entrainé des modifications morpho physiologiques et biochimiques qui n’affecte pas les variétés de Phaseolus vulgaris L. de la même manière. Le degré de sensibilité au sel dépend de la variété, de l’intensité du stress et de type d’organe (racine, tige, feuille). La sélection du matériel végétal tolérant au sel est, par conséquent, tributaire d’une connaissance approfondie d’autres mécanismes physiologiques et biochimiques.

Mots clés : Phaseolus vulgaris L., NaCl, proline, sucres solubles, chlorophylle, ADN, ARN, protéines, Na+, K+, Ca+2, poly phénols, flavonoïdes, tanins, huiles essentielles.

Abstract The stress response mechanisms, involve a number of reactions in this physiological

process. In plants, these steps correspond to the perception and recognition of stress, To demonstrate the adaptive potential of three varieties (cocorose, eldjadida and tadalaghte) Phaseolus vulgaris L. disturbed by saline stress, salt stress was induced by the application of different concentrations of NaCl in the growth phase (control, 50 mM, 150 mM and 300 mM) under semi-controlled conditions. Studies on the germination, the morphological, physiological and biochemical parameters were carried out.

The effect of salt stress on germination showed a variability of tolerance among

different varieties tested. The seeds of variety tadalaghte were more resistant to salt, wherein the germination percentage was 2% in the presence of the higher salt concentration tested (300 mM) against 0% for the other two varieties.

However, increasing the salt concentration causes a reduction of the growth

parameters (dry matter, number of leaves, number of branches, number of nodes and among the length of the rod). Similarly, the physiological behavior of these three varieties of beans in the NaCl effect of increasing doses resulting in low levels of chlorophyll a, b, and with high contents of proline and total soluble sugars, at the roots of the stem and leaves. Thus, the effect of salt stress on nucleic acids (DNA, RNA) was analyzed; our results showed that the levels of these parameters decreased with the elevation in salt concentration (NaCl).

The behavior of Phaseolus vulgaris L. in the presence of increasing doses of NaCl,

showed that it was capable of withstanding moderate doses of this salt mainly the tadalaghte variety. The water deficit caused by the osmotic pressure at the root environment does not prevent the plant to supply water, achieving an osmoregulation and a complete osmotic adjustment which allow it to maintain a suitable level of tissue hydration. Nutritionally, the presence of Na + prevents absorption of K+ and Ca+2.

Phenolic compounds are more concentrated in leaves than stems and roots in

stressed plants than in control plants. We can conclude that the accumulation of these compounds changes depending on the salt concentration, the variety and the organ.

Salinity causes morpho physiological and biochemical modifications, which do not

affect the varieties of Phaseolus vulgaris L. in the same manner. The degree of salt sensitivity depends on the variety, the stress intensity and the type of organ (root, stem, leaf). The selection of salt tolerant plant material is therefore dependent on a thorough knowledge of other physiological and biochemical mechanisms.

Key words: Phaseolus vulgaris L., salt stress, NaCl, biometric study, humidity, proline, soluble sugar, chlorophyll, DNA, RNA, proteins, Na+, K+, Ca+2, polyphenols, flavonoids, tannins, essential oils.

الملخص آلیات االستجابة لإلجھاد تشمل عدد من ردود الفعل خالل التفاعالت الفسیولوجیة و ھده الخطوات ترتبط بادراك و معرفة اإلجھاد.

مع اإلجھاد الملحي عرضناھا لھدا من الفاصولیا tadalaghte, cocorose, eldjadidaللتدلیل على إمكانیة التكیف لثالث أصناف) تحت mM300و mM 50 mM, 150خالل مرحلة النمو (الشاھد, NaClاإلجھاد بتطبیق تراكیز مختلفة من كلورید الصودیوم

ظروف نصف محكمة., فسیولوجیة و بیوكمیائیة. تأثیر اإلجھاد الملحي على عملیة االنتاش أجرینا دراسات على عملیة االنتاش, و على عوامل مرفولوجیة

أظھرت مقاومة للملح حیث أعطت tadalaghteإن بدور صنف سامح بین مختلف األصناف المدروسة. ,أظھرت اختالف قابلیة الت بالنسبة للصنفین اآلخرین. %0مقابل mM 300ي عند اعلي تركیز ملح %2نسبة

لحي یؤدي الحد من عوامل النمو (كالمادة الجافة,عدد األوراق, عدد التفرعات , عدد ما بین العقد و طول الساق. وبالمثل إن زیادة المبتراكیز متصاعدة أدى إلى NaClفان السلوك الفسیولوجي لھده األصناف الثالثة من الفاصولیا تحت تأثیر كلورید الصودیوم

, وارتفاع نسبة البر ولین و السكریات الدائبة في الجذور, السیقان و األوراق. تم تحلیل تأثیر bو aانخفاض مستویات الكلوروفیل ) اطھرت نتائجنا إن مستویات ھده األحماض تنخفض مع زیادة التركیز ARNو ADNاإلجھاد الملحي على األحماض النوویة (

.NaClالملحي كلورید الصودیوم تراكیز معتدلة من ھدا الملح اظھر انھ قادر على تحمل NaClود تراكیز متزایدة من كلورید الصودیوم سلوك نبات الفاصولیا في وج

العجز المائي الناجم عن الضغط االسموزي في البیئة الجذریة ال یمنع النبات من التزود بالماء و Tadalaghte . خاصة صنف یمنع Na+ وجود الحفاظ على مستوى مناسب من تمیھ األنسجة و كذلك التغذیة تحقیق التنظیم االسموزي الكامل الذي یسمح لھ

Ca.2+و K+ امتصاص وجود المركبات العطریة بمستویات عالیة في األوراق أكثر من مستویاتھا في الجذور و السیقان. وقد وجد إن تراكم ھده المركبات

لنبات.یختلف تبعا للتركیز الملحي, الصنف, وكذلك العضو من افي الواقع أدت الملوحة إلى تغیرات مورفو فسیولوجیة و بیوكمیائیة على أصناف الفاصولیا لكن تأثیرھا لم یكن بنفس الطریقة. درجة

اختیار العوامل النباتیة الحساسیة للملح ترتبط بالصنف النباتي , شدة و تركیز الملوحة و بالعضو النباتي (أوراق, سیقان, جذور) . المقاومة للملح تعتمد على معرفة وافیة لآللیات الفسیولوجیة و البیوكمیائیة األخرى.

كلمات المفتاح و ADN, البر ولین و السكریات الدائبة, bو aالكلوروفیل , الرطوبة, مرفولوجیة, دراسة NaClكلورید الصودیوم , اإلجھاد الملحي

ARN ت,, البروتینا +Na ,.+2.Ca+K ,polyphénol ,flavonoides ,tanins .الزیوت العطریة ,

Abréviations

% Pourcentage °C Degré Celsius µg.l-1 Microgramme par litre µl microlitre ABA Acide abscissique ADN Acide désoxyribonucléique

ARN acide ribonucléique

Ca+2 Calcium CaCl2 Chlorure de calcium CH3COOH Acide acétique Cl- Chlore cm Centimètre CuSO4 Sulfate de cuivre DO Densité optique g.l-1 Gramme par litre H+ Hydrogène H2PO4 Dihydrogènes phosphate H2SO4 l’acide sulfurique H3PO4 Acide ortho phosphorique Ha Hectare HCl Acide chlorhydrique HCO3- bicarbonate, ou hydrogénocarbonate HNO3 l’acide nitrique HPO2 Hydrogène phosphate K+ Potassium K2SO4 Sulfate de potassium KCl Chlorure de potassium kg Kilogramme M Molarité mg Milligramme mg.l-1 Milligramme par litre Mg+2 Magnésium ml Millilitre mM Milli mole mM.l-1 Milli mole par litre mn Minute MS Matière sèche N normale (Normalité) N2 azote Na+ Sodium Na2HPO4 phosphate de sodium NaCl Chlorure de sodium NCBI National Center for Biotechnology Information NH3 Ammoniaque nm Nanomètre NO3- Nitrates pH Potentiel hydrogène qx Quintaux SO4-2 Sulfate ds/m déci siemens par mètre CEl conductivité électrique mmhos/cm APG

millimhos par centimeter Angiosperme phylogeny group

Liste des figures

Fig. 01- Classification variétale de l’haricot. 16

Fig. 02 - Phaseolus vulgaris L. (haricot). 17

Fig. 03 - Structure de base des flavonoïdes 22

Fig. 04 - Structures des différentes classes de flavonoïdes 22 Fig. 05 - Structure des tanins condensés 23 Fig. 06 - Structure des tanins hydrolysables 24

Fig. 07 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Cocorose stressée au NaCl.

40

Fig. 08 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

41

Fig. 09 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

42

Fig. 10 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Cocorose stressée 43 au NaCl.

Fig.11 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Eldjadida stressée 44 au NaCl.

Fig. 12 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

45

Fig.13 – Variations du nombre de feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

47

Fig.14 – Variations de la longueur de la tige des plantes de trois variétés Cocorose, El djadida et Tadalaghte stressées au NaCl.

48

Fig.15 – Variations du nombre de ramifications chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadalaghte stressées à la salinité.

49

Fig.16 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Cocorose stressée à la salinité.

51

Fig.17 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

52

Fig.18 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Tadallaghte de stressée à la salinité.

53

Fig. 19 - Teneurs en chlorophylle (a) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadalaghte stressées à la salinité.

55

Fig. 20 -Teneurs en chlorophylle (b) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadalaghte stressées à la salinité.

56

Fig.21 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité

58

Fig. 22 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité

59

Fig.23 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Tadallaghte stressée à la salinité

60

Fig. 24 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité

61

Fig. 25 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

62

Fig. 26 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Tadallaghte stressée à la salinité.

63

Fig. 27 -Teneurs en ADN dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

65

Fig. 28 - Teneurs en ARN dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

66

Fig. 29 - Pourcentages en protéines (%) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

67

Fig. 30 - Pourcentages de l’activité antioxydante des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

69

Fig. 31 - Pourcentages de l’activité antioxydante des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

70

Fig. 32 - Teneurs en poly phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

72

Fig. 33 - Teneurs en poly phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

73

Fig. 34 -Taux des flavonoïdes des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

74

Fig. 35 - Taux des flavonoïdes des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

75

Fig. 36 - Pourcentages en tanins hydrolysables des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

76

Fig. 37 - Pourcentages en tanins hydrolysables des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

78

Fig. 38 - Pourcentages en tanins condensés des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

79

Fig. 39 - Pourcentages en tanins condensés des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

80

Fig. 40 - Taux des huiles essentielles dans les feuilles de la variété Cocorose stressée à la salinité

83

Fig. 41 - Teneurs en potassium K+ dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

85

Fig. 42 -Teneurs en calcium Ca++ dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

86

Fig. 43 - Teneurs en potassium Na+ dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité

87

Liste des photos

Photo 1. Variété El djadida 28 Photo 2. Variété Cocorose 28 Photo 3. Variété Tadallaght (haricot de la région de Béchar) 28

Liste des tableaux

Tableau 1 - Classification des sols salinisés (BRADY, 2002). 04 Tableau 2 - Classification des eaux d’irrigation selon leurs CEl et le taux d’absorption du sodium (SAR) (DURAND, 1983).

04

Tableau 03 - Composition chimique de l’haricot (MERRIL et WATT, 1963 in EL-GHARIBI, 1995).

14

Tableau 4 - Répartition et importance du haricot en Algérie. (ANONYME, 1988) 15 Tableau 5 - Les formes d’absorption des éléments minéraux (TAKARLI, 1993) 19 Tableau 6 - Sensibilité du haricot à la salinité DOORENBOS (1980) 20 Tableau 07- Test statistique de signification de Student à P = 5% des pourcentages de la germination des graines de la variété Cocorose stressée au NaCl.

40

Tableau 08 - Test statistique de signification de Student des variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Eldjadida stressée au NaCl..

41

Tableau 09 - Test statistique de signification de Student à P = 5% des Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

42

Tableau 10 - Test statistique de signification de Student à P = 5% de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Cocorose stressée à la salinité.

43

Tableau 11. Test statistique de signification de Student à P = 5% des variations de la longueur de la radicule en (cm) chez la variété eldjadida stressée à la salinité.

44

Tableau 12 - Test statistique de signification de Student à P = 5% des variations de la longueur de la radicule (cm) de la variété Tadallaghte stressée au NaCl

45

Tableau 13 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations du nombre de feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

47

Tableau 14 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations de la longueur de la tige chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

48

Tableau.15 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations du nombre des ramifications chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadalaghte stressées à la salinité.

50

Tableau 16 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Cocorose stressée à la salinité.

52

Tableau 17 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

53

Tableau 18 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Tadallaghte de stressée à la salinité.

54

Tableau 19 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en chlorophylle (a) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

55

Tableau 20 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en chlorophylle (b) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

56

Tableau 21 - Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

58

Tableau 22 - Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

59

Tableau 23 - Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Tadallaghte stressée à la salinité.

60

Tableau 24 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

62

Tableau 25 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

63

Tableau 26 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles (g.l-1) des feuilles, tiges et racines de la variété Tadallaghte stressée à la salinité.

64

Tableau 27 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en ADN dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

66

Tableau 28 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en ARN dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

67

Tableau 29 - Test de Signification de Student à P= 5% des pourcentages en protéines dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

68

Tableau 30 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des Pourcentages de l’activité antioxydante des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité

70

Tableau 31 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des Pourcentages de l’activité antioxydante des feuilles, les tiges et les racines la variété Eldjadida stressée à la salinité.

71

Tableau 32 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des teneurs en poly phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressées à la salinité.

72

Tableau 33 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des teneurs en poly phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressées à la salinité.

73

Tableau 34 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des taux des flavonoïdes des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressée à la salinité.

74

Tableau 35 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des taux des flavonoïdes des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

76

Tableau 36 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins hydrolysables des feuilles, tiges et racines de la variété cocorose stressée à la salinité.

77

Tableau 37 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins hydrolysables des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

78

Tableau 38 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins condensés des feuilles, tiges et racines de la variété cocorose stressée à la salinité.

79

Tableau 39 -Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins condensés des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée à la salinité.

80

Tableau 40 - Test statistique de signification de Student à P= 5% du Taux des huiles essentielles dans les feuilles de la variété Cocorose stressée à la salinité.

83

Tableau 41 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en potassium K+ dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

86

Tableau 42 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en calcium Ca++

dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

87

Tableau 43 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sodium Na+ dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la salinité.

88

Table des matières

Liste des abbreviations

Liste des figures Liste des tableaux Résumés Introduction 01

Chapitre 1 - SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE I - GENERALITES SUR LA SALINITE ET LES MECANISMES D’ADAPTATION

04

1- Définition 04 2 - Sols salins et eaux salées 04 3 - Effet de la salinité sur les plantes 05

a - L'effet de la salinité sur la croissance 05 b - L’effet de la salinité sur les pigments photosynthétiques et les protéines 06 c - L’effet de la salinité sur le taux des ions 06 d -L’effet de la salinité sur les enzymes antioxydantes 07

e - L’effet de la salinité sur le métabolisme de l’azote 07 f - L’effet de la salinité sur la photosynthèse 08

4. Stratégies d’adaptation 08 a - La compartimentation vacuolaire 09 b - Ajustement osmotique 10

c - Le fonctionnement cellulaire 10 d - L’accumulation des solutés organiques 11 e - Accumulation de la proline 11 f - Accumulation des sucres 12

II - LES LEGUMINEUSES ET LA SALINITE 13

1 - Généralité sur les légumineuses alimentaires 13 2 - La fixation symbiotique de l’azote de l’air 14

III - GENERALITES SUR LE HARICOT 14

1 - Importance de la culture du haricot dans le monde et en Algérie 15 2 - Classification variétale et caractéristiques botaniques 16

a - Classification variétale 16 b - Caractéristique botaniques 17

3 - Exigences climatiques et pédologiques 18 a - Exigences climatiques 18

b - Exigences pédologiques 18 4 - Exigences hydriques et nutritionnelles 19

IV - ASPECTS BIOCHIMIQUES 20

1- Généralités sur les polyphénols 20 1-2- Biosynthèse 21

1-3- Les flavonoïdes 21 a- Généralités 21 b- Structure chimique 22 c- Classification 22

1-4- Les Tanins 23 a- Les tanins condenses 23 b- Les tanins hydrolysables 23

c- Propriétés physico-chimiques des tannins 25 1 - 5 - Rôle antioxydant des poly phénols 25 1- 6 - Localisation des composés phénoliques et rôle dans les plantes 25

2 - Huiles essentielles 27

Chapitre II. Matériel et Méthodes

1 - Matériel vegetal 28 II – Méthodes 29 1 – Préparation des grains 29 a -Désinfection des grains 29

b- Test de germination (Application du stress salin) 29 2- Techniques expérimentales 29 a- Site experimental 29 b- Le semis des graines 29 c- Préparation du substrat 29 d- Repiquage 30

e - Système d’arrosage 30 f- Mesure des paramètres morphologiques 30 g - Prélèvement et préparation du matériel végétal pour les analyses 30 III - Techniques d’analyse 30

1 -Matière sèche selon AFNOR .1990 30 2 - Sucres totaux 31 3 - Dosage et extraction des protéines selon la méthode de KDJELDAL, 1983

et AFNOR, 1977 32

4 - Extraction et dosage de la proline 34 5 - Dosage des sels minéraux 34 6 - Dosage de la chlorophylle 35 7 - Dosage de l’ADN et de l’ARN 35 8 - Détermination de l’activité antioxydante par le radical DPPH 36 9 - Détermination des composés phénoliques 37

a- Dosage des polyphénols totaux 37 b - Dosage des flavonoïdes 37 c - Dosage des tanins condensés (PRICE et al., 1977) 38 d - Dosage des tanins hydrolysables (BATE- SMITH, 1972) 38

10- Extraction des huiles essentielles 39

Chapitre III. RESULTATS ET DISCUSSION I - REPONSES DES VARIETES D’HARICOT A LA SALINITE AU STADE GERMINATION ET POST GERMINATION

40

1 – Action de la salinité sur la germination des graines. 40 a – germination des graines de la variété Cocorose 40 b - germination des graines de la variété El djadida 41

c - Germination des graines de la variété Tadallaghte 42 2- Croissance des radicules des trois variétés sous NaCl 43

II - Caractérisation morpho-physiologique des plantes sous NaCl 47

a - Nombre de feuilles 47 b -Longueur de la tige 48 c - Nombre de ramifications 49

d - Variations des pourcentages de la matière sèche chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de Phaseolus vulgaris L. stressées à la salinité.

51

1 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Cocorose 51 2 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Eldjadida 52 3 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Tadallaghte 53

e - Variations des teneurs en chlorophylle des trois variétés Cocorose, El djadida, et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

54

III- Paramètres biochimiques 57

1-Variations des teneurs en proline de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

57

2-Variations des teneurs en sucres solubles de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

61

3 - Variations des teneurs d’ADN et d’ARN de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées à la salinité

65

4 - Variations des pourcentages en protéines de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

67

5 -Variations des pourcentages de l’activité antioxydante chez deux variétés Cocorose et El djadida de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

69

6- Variations des teneurs en poly phénols chez deux variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. (Cocorose, eldjadida) stressées à la salinité

71

a -Teneurs en poly phénols chez la variété Cocorose stressée au NaCl 71 b -Teneurs en poly phénols chez la variété El djadida stressée au NaCl 72 c -Teneurs en flavonoïdes chez la variété Cocorose stressée à la salinité 73 d - Teneurs en flavonoïdes chez la variété Eldjadida stressée au NaCl 75 e - Pourcentages en tanins hydrolysables chez la variété Cocorose stressée au NaCl 76 f - Pourcentages en tanins hydrolysables chez la variété Eldjadida stressée au NaCl 77 g - Pourcentages en tanins condensés chez la variété Cocorose stressée au NaCl 79 h - Pourcentages en tanins condensés chez la variété Eldjadida stressée au NaCl 80 7- Rendement des huiles essentielles chez la variété Cocorose stressée au NaCl 82 IV - Variations cationiques dans les feuilles des trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. (Cocorose, El djadida et Tadallaghte) stressées au NaCl

85

a - Teneur en potassium (K+) 85 b - Teneur en calcium (Ca++) 86 c -Teneur en sodium Na+ 87

Conclusion 89 Références bibliographiques 92

Annexes

Production scientifique

Introduction

1

Introduction générale

INTRODUCTION

Les stress environnementaux tels que les températures extrêmes, la sécheresse et la salinisation des sols constituent à l'heure actuelle les principaux facteurs de limitation de la production végétale (LUGAN, 2008 ; BEN NJA, 2014).

La salinisation des sols est considérée comme l’un des principaux facteurs limitant le

développement des plantes (BELKHODJA et BIDAI, 2004 ; Munns et al., 2006 ; BOUDA et al., 2011; BENIDIRE, 2015). A l’échelle mondiale, il est estimé que presque 800 millions d'hectares de terres sont affectés par le sel (MANCHANDA, 2008), dont 80% sont d’origine naturelle et 20% d’origine anthropique (FAO, 2007 ; MUNNS et al., 2008; DITA et al., 2006; BENIDIRE et al., 2015).

Selon la FAO et IPTRID (2006), (in LANKFORD,2006) , environ 3 hectares des

terres arables sont perdus chaque minute à cause de la salinité du sol. Cette salinisation des sols s’étend sur plus de 6 % de la superficie totale de la planète (MANCHANDA, 2008), dont 3.8 % sont situés en Afrique (EYNARD et al., 2006). En 1999, HAMDY avait estimé les sols touchés par la salinité à 16 millions d’hectares dans le bassin méditerranéen dont 3.2 millions d’hectares en Algérie. DOUAOUI et HARTANI (2007) ont montré que plus de 20 % des sols irrigués, en Algérie, sont concernés par le problème de la salinité.

Dans les régions arides et semi-arides, la salinité des sols est considérée comme une

contrainte pour le développement des plantes (LAUCHLI et GRATTAN, 2007 ; FAGHIRE et al., 2011) et une menace pour l’équilibre alimentaire (VIJAYAN et al ., 2008). En effet, les sols salés sont généralement caractérisés par des propriétés physiques, chimiques, et biologiques défavorables à la croissance des végétaux (RAHMAN et al., 2008; MASMOUDI et al., 2014).

En effet, les contraintes hydriques sont aggravées par la salinité accrue des milieux,

amplifiée par l’irrigation intensive avec des eaux riches en sels (MUNNS et TESTER, 2008) ce qui provoque une diminution du potentiel osmotique de la solution du sol, un déséquilibre nutritionnel et ou une toxicité des ions (CHORFI et al., 2009 ; TURAN et al., 2010).

Les plantes réagissent aux variations de la salinité dans leur milieu, soit par disparition

soit par déclenchement des mécanismes de résistance ou de tolérance de la plante à la contrainte, parmi lesquels l’ajustement osmotique joue un rôle primordial dans cette résistance ou cette tolérance de la plante à la contrainte (HANANA, 2011). Selon le degré de salinité dans le milieu, les plantes, et en particulier les glycophytes, modifient leur comportement morpho-physiologique (FLOWERS et al., 2004; KADRI et al, 2009), biochimique (GRENNAN, 2006 ; BOUKRAA et al., 2008) et minéral (KIM et al., 2004 ;MARTINEZ et al., 2007 ; MASMOUDI et al., 2014).

Dans le cas d’un abaissement du potentiel hydrique, la tolérance s’exprime par un

maintien de la turgescence (HAMROUNI et al., 2011 ; MOINUDDIN et al.,2014) grâce au phénomène d’ajustement osmotique. Ce phénomène apparaît aujourd’hui comme un

2


mécanisme majeur d’adaptation aux stress ionique et osmotique qui s’exprime par la capacité d’un végétal à accumuler, au niveau symplasmique et de manière active des ions tels que le K+ et le Na+ (NAVARRO et al., 2008 ; HAJLAOUI et al., 2009 ) et Cl- ( HAJLAOUI et al., 2009 ; TEAKLE et al., 2010) ou de composés organiques tels que les sucres solubles (OTTOW et al, 2005 ; El MIDAOUI et al, 2007 ; DADACH et al., 2015) et certains amino- acides comme la proline, (MORANT-MANCEAU et al., 2004 ; HANANA, 2011). L’ajustement osmotique permet le maintien de nombreuses fonctions physiologiques (photosynthèse, transpiration, croissance...) (GRENNAN, 2006 ; MARTINEZ et al., 2007 ; MAURY et al., 2011) et peut intervenir à tous les stades du développement du végétal (DUBOS, 2001).

La déshydratation des tissus provoquée par la salinité, s’accompagne d’une

augmentation de la pression osmotique cellulaire, ce qui induit la dénaturation des protéines et l’altération des structures membranaires (Li et al., 2010). La survie cellulaire à cette déshydratation va dépendre de la capacité de la plante à synthétiser des protéines particulières (MERCHANT et al., 2010). Néanmoins la survie et la dispersion de l’espèce sont aussi assurées par la production de structures hautement résistantes à la déshydratation comme les graines, les spores ou le pollen. Les mécanismes de tolérance à la dessiccation mis en place dans la graine au cours de son développement et de la germination, présentent de nombreux points communs avec ceux qui sont induits dans la plante entière lors d’un stress hydrique (GUJA et al., 2010)

L’amélioration de la tolérance des plantes aux stress environnementaux constitue un

enjeu agronomique majeur pour les prochaines années, en vue de la limitation des conséquences entraînant des baisses notables de productivité (MASMOUDI et al., 2014). Dans ce contexte, il est essentiel de comprendre les processus physiologiques et biochimiques de réponse au stress et d’identifier les facteurs impliqués. La plupart des plantes sont capables de s’adapter au cours de leur développement afin de faire face à des conditions environnementales défavorables (KORKMAZ et al, 2007 ; EETEZAZ, 2014).

Les légumineuses à graines constituent une part importante de l’alimentation humaine

et plus particulièrement dans les pays en voie de développement (BROUGHTON, 2003 ; KANGFU, 2011). Par exemple, le haricot (Phaseolus. vulgaris) en Amérique Latine, le Pois chiche (Cicer arietinum), la lentille (Lens culinaris) et la fève (Vicia faba) dans le bassin méditerranéen, le soja (Glycine max) en Asie,l’arachide (Arachis hypogea) et le pois (Pisum sativum) dans le monde entier (FAO, 2008) sont considérés comme la principale source de protéine. VANCENT (2007) a estimé que les légumineuses fournissent pour l’homme environ le 1/3 des protéines alimentaires. Ces légumineuses constituent aussi une source importante d’huiles végétales (arachide) et de bois de qualité (bois de rose, ébène) (FAGHIRE, 2011).

Les principales causes de la diminution du rendement des légumineuses sont liées aux

stress abiotiques (salinité, sécheresse) et aux stress biotiques (champignons, bactéries, virus) (MERRIEN et GRANDIN, 1990).

https://scholar.google.com/citations?user=Ypv0aCUAAAAJ&hl=fr&oi=sra

3


Le haricot Phaseolus vulgaris L. représente la troisième plus importante récolte des légumineuses dans le monde (AYDIN et al., 2012). C’est une source de protéines diététiques dans beaucoup de pays en développement. Cette fabacée est extrêmement sensible à la salinité et on estime qu’environ 5 à 30% des zones de production du haricot sont affectées par la salinité du sol (JANSA et al., 2011). Comme pour les autres plantes, la salinité du sol peut inhiber la croissance et le rendement du haricot à cause d’une toxicité et d’un déséquilibre ionique, et d’une réduction du potentiel hydrique de la plante (ASHRAF, 1997 ; ASHRAF et HARRIS, 2004).

La recherche dans le domaine de la résistance des plantes à la salinité a une grande importance pour la réhabilitation des sols salins. Dans ce contexte, l'objectif de notre travail est d'étudier l'effet du NaCl sur le haricot pour mettre en évidence les mécanismes d’adaptations à ce sel pour mieux maîtriser leur action et atténuer leurs effets sur la physiologie des végétaux et assurer l’augmentation du rendement.

Dans ce travail, les variations morphologiques, biochimiques et physiologiques en

fonction de régimes salins croissants sont étudiées, dans le but d’évaluer les réponses physiologiques au stress salin chez trois variétés d’haricot (P. vulgaris L.) : cocorose (haricot marron), eldjadida (haricot noir) et tadalaghte (récoltée de la région de Bechar (sud de l’Algérie).

Chapitre I SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

4

Chapitre 1 - SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I - GENERALITES SUR LA SALINITE ET LES MECANISMES D’ADAPTATION

1- Définition

La salinité des sols et celles des eaux d’irrigation désigne la surcharge de ces derniers en sels minéraux solubles. Elle est causée par la combinaison de quatre cations (Ca+2, Mg+2, K+ et Na+) et de quatre anions (Cl-, SO4-2, NO3 -et HCO3-) (HU et SCHMIDHALTER, 2001 ; GEETANJALI et NEERA, 2008).

La salinité : Processus d’accumulation de sels à la surface du sol dans la zone acinaire qui occasionne des effets nocifs sue les végétaux et le sol ; il s’en suit une diminution des rendements et à terme une stérilisation de sol (MERMOUD, 2006).

La salinité du sol est causée par une combinaison de facteurs géologiques, climatiques et agronomiques (RENGASAMY, 2006). La salinité qui était présente avant la colonisation des terres est souvent appelée salinité historique ou primaire, tandis que les cas de salinité soupçonnés s’être développés principalement après cette colonisation sont souvent appelés remontées salines ou salinisation secondaire (GHASSEMI et al., 1995).

2 - Sols salins et eaux salées

L’évaluation de la salinité des sols et celles des eaux d’irrigation est en général définie par leur conductivité électrique (C.E.) à 25 °C. Cette dernière est exprimée en déci siemens par mètre (ds/m) qui est équivalent aux mmhos par centimètre (mmhos/cm).

Tableau 1 - Classification des sols salinisés (BRADY, 2002).

Classification Conductivité électrique

pH du sol

Ratio d’absorption de sodium Condition physique du sol

Saline Saline-sodique sodique

> 4.0 > 4.0 < 4.0

< 8.5 < 8.5 > 8.5

< 13 >13 >13

Normale Normale Pauvre

Tableau 2 - Classification des eaux d’irrigation selon leurs CEl et le taux d’absorption du

sodium (SAR) (DURAND, 1983). Classe de la salinité CE (mmhos/cm) Degré de salinité

C1 C2 C3 C4 C5

0,00 à 0,25 0,25 à 0,750 0,75 à 2,252

2,25 à 5 > 5

Faible Moyen

Fort Très fort Excessif

Classe d’alcalinité SAR Degré d’alcalinité S1 S2 S3 S4

< 10 10 à 18 18 à 26

> 26

Faible Moyen

Fort Très fort

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Synthèse bibliographique

Un sol est dit salin lorsqu’il présente une C.E supérieure à 4 mmhos/cm à 25 °C (DOMMERGUE et MOUGENOT, 1970). Le Comité d’experts sur la prospection pédologique formé en 1984 a classé les sols salins selon leur teneur en sels (modérée ou forte) à deux profondeurs (tableau 1) (BRADY, 2002).

Les eaux dont la CEl est inférieure à 0,25 mmhos/cm sont faiblement salines alors que celles dont la CEl est comprise entre 0,75 et 2,25 mmhos/cm sont très salines. Une autre classification des eaux d’irrigation (tableaux 2) est proposée par DURAND (1983) celle-ci est basée sur la conductivité électrique et le taux d’absorption du sodium (SAR).

3 - Effet de la salinité sur les plantes

La salinité du sol ou de l'eau est causée par la présence d'une quantité excessive de sels. Généralement un taux élevé de Na+ et Cl- cause le stress salin. Le stress salin a un triple effet: il réduit le potentiel hydrique, cause un déséquilibre ionique ou des perturbations en homéostasie ionique et provoque une toxicité ionique. Cet état hydrique altéré conduit à une croissance réduite et limitation de la productivité végétale. Depuis que le stress salin implique aussi bien le stress osmotique qu'ionique (HAYASHI et MURATA 1998),

a - L'effet de la salinité sur la croissance

Les effets de la salinité se manifestent principalement par une diminution de la croissance de l’appareil végétatif, caractérisé par la faible ramification, le faible diamètre des organes, le nombre réduit des nœuds et les réductions du nombre de feuilles et de la longueur de la tige et par conséquent l’augmentation du rapport racine/tige. Une baisse des poids de matières fraîches et sèches est aussi démontrée (RUSH et EPSTEIN, 1981). Cette inhibition de la croissance des plantes se fait selon trois manières principales : par une toxicité ionique (surtout de Na+ et Cl-), un stress osmotique et une perturbation nutritionnelle (GREENWAY et MUNNS, 1980 ; LEVIGNERON et al, 1995). Une réduction de la croissance de la partie aérienne est la première réponse observée des glycophytes à l’augmentation de la salinité au niveau des racines. Il s’agit de l’effet destructif le plus significatif en cas d’une exposition prolongée à la salinité.

Il s’est avéré aussi que les feuilles sont les tissus les plus sensibles de la plante à une salinité excessive, par contre la croissance des racines s’en trouve faiblement affectée (BENMAHIOUL et al., 2009). Ainsi, le chlorure de sodium inhibe la croissance des racines des glycophytes, qu’elles soient réputées très sensibles à la salinité, moyennement sensible ou plutôt tolérantes (LEMZERI, 2006). Néanmoins, cette inhibition est généralement moins marquée que celle des parties aériennes. C’est ainsi qu’une concentration élevée de sodium (Na+) et des chlorures (Cl-) peuvent être toxique aux plantes donc résultat une inhibition de la croissance (GREENWAY et MUNNS, 1980).

Une grande partie des pertes de croissance est aussi attribuée à l’accumulation ionique au niveau des feuilles. Cette accumulation est alors capable de gêner et de troubler l’activité enzymatique et les processus métaboliques ainsi que les microstructures des

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feuilles. La croissance peut être freinée au milieu salin par un approvisionnement limité en éléments minéraux indispensables tels que le potassium (K+) et les nitrates (NO3-). BOIS (2005), confirme que la réduction de l’absorption des ions (NO3

-) est à l’origine de la diminution de la croissance. Alors, la croissance des espèces végétales est ralentie lorsque la concentration saline du milieu externe dépasse 100 mM, et la salinité devient létale à partir de 300 mM (GREENWAY et MUNNS, 1980).

La salinité influe également sur la croissance et la qualité des fruits dont l’aspect fruits plus petits et nécrosés, et la qualité organoleptique sont modifiés (MIZRAHI et al., 1985 in LEVIGNERON et al., 1995). La production totale des fruits de plusieurs espèces et le poids moyen des fruits diminuent linéairement avec l’augmentation de la salinité. Normalement, l’obtention des fruits avec nécrose apicale est attribuée à un déséquilibre de Ca2+ et / ou à un stress hydrique.

b - L’effet de la salinité sur les pigments photosynthétiques et les protéines

Le taux de la chlorophylle et des caroténoïdes des feuilles diminue en général sous les conditions de stress salin. Les feuilles les plus âgées commencent à développer une chlorose et finissent par tomber pendant une période prolongée de stress salin (AGASTIAN et al., 2000). Par contre, WANG et NIL (2000) ont rapporté que le contenu de la chlorophylle augmente sous les conditions de salinité chez Amaranthus. Chez Grevilea, la protochlorophylle, la chlorophylle et les caroténoïdes diminuent significativement sous le stress salin, mais la vitesse du déclin de la protochlorophylle, la chlorophylle est plus importante que celle de la chlorophylle a et les caroténoïdes. Les pigments anthocyanines augmentent significativement dans ce cas de stress salin (KENNEDY et De FILLIPPIS, 1999; PARIDA et DAS, 2005). Le contenu des protéines solubles des feuilles diminue en réponse à la salinité (PARIDA et al., 2002). AGASTIAN et al (2000) ont rapporté que les protéines solubles augmentent à des niveaux bas de salinité et diminuent en hautes concentrations de salinité chez les mûres.

c - L’effet de la salinité sur le taux des ions

L’absorption de hautes concentrations de NaCl engendre une compétition avec l’absorption d’autres ions, spécialement le K+, ce qui conduit à une déficience en K+. Le traitement accru de NaCl induit une augmentation dans le taux du Na+ et Cl- et une diminution dans le taux du Ca2+, K+ et le Mg2+ chez de nombreuses plantes (KHAN, 2001 in HAOUALA et al., 2007). La salinité fait augmenter le contenu de Na+, Ca2+ et Cl- chez Vicia faba et le rapport K+/Na+ diminue (GADALLAH, 1999 ; HAOUALA et al., 2007 ; HAJLAOUI et al., 2009).

Les effets nutritionnels de la salinité incluent les deux actions primaires du sel sur les plantes: la toxicité directe due à l'accumulation excessive des ions dans les tissus et un déséquilibre nutritionnel provoqué par l'excès de certains ions. L'accumulation des ions Na+ dans la plante limite l'absorption des cations indispensables tels que K+ et Ca2+. Il y aurait une compétition entre le Na+ et le Ca2+ pour les mêmes sites de fixation apoplasmique.

7


L'accumulation des ions Na+ affecte l'absorption de K+ et ceci en fonction de la concentration du premier élément, cependant, la présence de Na+ en faible concentration peut augmenter l'absorption de K+, tandis qu'une concentration élevée en Na+ diminue l'absorption de K+ chez le riz (HAOUALA et al., 2007 ; HAJLAOUI, 2009) et la canne à sucre (HAOUALA et al., 2007). Cette absorption peut même s'arrêter complètement chez le haricot (HAMZA, 1977 ; HAOUALA et al., 2007) et le laurier rose (HAJJI, 1980; HAOUALA et al., 2007) cultivés en présence de NaCl à 12 g.l-1.

d -L’effet de la salinité sur les enzymes antioxydantes

Les plantes produisent des espèces d’oxygène actif nommés ROS (radicaux superoxyde (O2-), peroxyde d’hydrogène (H2 O2), et radicaux hydroxyl (OH)) en réponse à un stress salin (HERNANDEZ et al., 2001). Les ROS causent d’importants dommages dans des lipides membranaires, des protéine et acides nucléiques. La détoxication des ROS constitue un élément clé de défense des plantes contre les stress abiotiques dont le stress salin. Les enzymes responsables de cette détoxication nommées antioxydants incluent la superoxyde dismutase (SOD), la catalase, et des enzymes du cycle ascorbate-glutathion.

En cas de stress biotique ou abiotique, on observe chez lez plantes une production rapide et massive d’espèces réactives de l’oxygène. De nombreuses études ont été menées, notamment chez les plantes, afin de préciser quels facteurs entraînent ce phénomène. De nombreuses conditions environnementales ont ainsi été définies : la sécheresse, les stress thermiques (hautes et basses températures), l’exposition aux métaux lourds, aux ultraviolets, aux polluants aériens tels que l’ozone et le SO2, les stress mécaniques, les carences en nutriments, les attaques de pathogènes, la salinité et les fortes expositions à la lumière (BEN NACEUR et al., 2005).

Le stress salin cause un déficit hydrique comme conséquence à l’effet osmotique sur les activités métaboliques des plantes. Ce déficit hydrique cause un stress oxydatif à cause de la formation des espèces réactives de l’oxygène comme les superoxydes, les radicaux hydroxyles et peroxyde. Les espèces réactives de l’oxygène qui sont le produit des stress hyperosmotique et ionique causant des disfonctionnements dans la membrane et la mort cellulaire (PARIDA et DAS, 2005 ; FRANÇOIS, 2011).

Les plantes se défendent contre ces espèces réactives de l’oxygène par l’induction de l’activité de certaines enzymes antioxydantes comme la catalase, la peroxydase, la glutathion réductase et la superoxyde dismutase, qui éliminent les espèces réactives de l’oxygène. L’activité des enzymes antioxydantes comme l’ascorbate peroxydase, la glutathion réductase, la monodéshydroascorbate réductase et la déshydroascorbate réductase (DHAR) augmentent sous les conditions de stress salin chez le blé alors que l’ascorbate total et le contenu du glutathion diminuent (HERNANDEZ et al., 2000)

e - L’effet de la salinité sur le métabolisme de l’azote

La salinité inhibe l’activité de la nitrogénase (AYDI et al., 2008 ; FAGHIRE et al., 2011) et la respiration nodulaire (SERRAJ et al., 1994) qui provoque, par la suite, une diminution des teneurs en azote total dans la plante (SALEHI et al., 2008 ; FAGHIRE et al., 2011). La première cause de la réduction de la NRA dans les feuilles est un effet

http://www.theses.fr/125365896


spécifique associé à la présence du sel Cl- dans le milieu externe. Cet effet de Cl- semble être dû à la réduction de l’absorption du NO3- et par conséquent une concentration réduite du NO3- dans les feuilles, bien que l’effet direct du Cl- sur l’activité de l’enzyme qui ne peut être écarté (FLORES et al., 2000).

La réduction de l'activité fixatrice de N2 par le stress salin est généralement due à la réduction de la respiration nodulaire (BARGAZ et al., 2013). Cette réduction est due à une limitation de l'O2 ou du substrat N2 ou une diminution de la production de protéines cytosoliques, surtout la léghemoglobine, par les nodules (DELGADO et al., 1994 ; LOPEZ et al., 2008).

L’exposition des racines nodulées à NaCl des légumineuses comme le soja et l’haricot causent une réduction rapide de la croissance végétale (PARIDA et DAS, 2005). L’activité de la nitrogénase diminue chez le haricot par une exposition à courte durée à la salinité.

f - L’effet de la salinité sur la photosynthèse

La salinité réduit la croissance et la photosynthèse de la plante. Cette réduction et due aux effets complexes d'interactions osmotiques, ioniques, et nutritionnelles (RÄSÄNEN, 2002). La présence du chlorure de sodium dans le sol à généralement pour effet de réduire l’intensité de la transpiration des glycophytes et de nombreux halophytes en l’absence de toute diminution de la turgescence. GREENWAY et MUNNS (1980) suggèrent que la salinité affecte en premier lieu la croissance de la plante puis la photosynthèse, causant suite aux phénomènes de « Feed-back » une réduction de la capacité photosynthétique.

Particulièrement chez les glycophytes, la présence continue de NaCl dans le milieu de culture entraîne une augmentation d’une part de l’épaisseur des limbes (ce qui deviendrait un élément limitant dans la porosité stomatique) et d’autre part des vitesses d’ouverture des stomates. La photosynthèse étant réduite chez les plantes cultivées en milieu salin. MUNNS (1993) a tout d’abord pensé que cet effet dépressif serait à l’origine de la diminution de la croissance. Toutefois, comme cette croissance diminue plutôt que la photosynthèse et, à long terme, elle décline davantage que cette dernière ; il a alors considéré que l’accumulation de carbone par les plantes serait affectée par la salinité à cause d’une réduction de l’indice foliaire plutôt que du taux de la photosynthèse (DENDEN et al., 2005).

Le sel peut également provoquer la modification de la densité des stomates, du nombre et du diamètre des vaisseaux du xylème chez les halophytes, ou accélérer le cycle biologique avec changement de la voie métabolique de fixation du carbone (LEVIGNERON et al, 1995).

4. Stratégies d’adaptation

Un excès de sel dans le protoplasme conduit à des perturbations dans la balance ionique, ainsi que bien entendu des perturbations des enzymes, membranes et autres macromolécules. Ces perturbations entraînent une faible production d’énergie par la phosphorylation et la photorespiration, une assimilation de l’azote perturbée, et un

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9


dérèglement de nombreuses voies métaboliques. Si la concentration en sel excède le niveau de tolérance de la plante, des perturbations fonctionnelles apparaissent au niveau de la photosynthèse, par effet du sel dans le stroma des chloroplastes qui perturbe le transport des électrons. La glycolyse et le cycle de Krebs sont aussi affectés (HNANAH et al., 2011).

L’acquisition de nutriments minéraux, comme le potassium, les nitrates ou le calcium sont également réduits. La croissance des végétaux est perturbée par de trop fortes concentrations de sel. La plante montre alors des signes de stress par la production d’anthocyanes ou la destruction de la chlorophylle (HANANAH et al., 2011).

Les déterminants de la tolérance au stress salin sont multiples. Les facteurs de transcription activés vont permettre la synthèse d’effecteurs de l’adaptation au stress qui vont permettre de maintenir l’homéostasie, la biosynthèse d’osmolytes, le piégeage de radicaux toxiques, le transport d’eau et enfin la coordination de la réponse (HASEGAWA et al., 2000 ; ZHU , 2002 ; BERTHOMIEU et al., 2003). Il est important de noter qu'un mécanisme peut être utilisé pour différentes stratégies, et que toutes les plantes ne possèdent pas toutes les stratégies (DOMANSKI, 1997). Ces stratégies comportent :

a - La compartimentation vacuolaire

Celle-ci consiste à évacuer du cytoplasme les ions Na+ en excès vers la vacuole afin d’éviter leur effet toxique et inhibiteur à l’encontre des processus enzymatiques (FLOWERS et al., 1977). Ce de compartimentation vacuolaire est assuré par l’action d’un antiport vacuolaire sodium/proton (Na+/H+) dont l’énergie est fournie par les pompes à protons ATPases (H+-adénosine triphosphatases) et PPases (H+-pyrophosphatases) vacuolaires (BLUMWALD et al., 2000; HORIE et SCHROEDER 2004; YAMAGUCHI et BLUMWALD 2005 ; HAMROUNI et al., 2011). Le mouvement des protons de la vacuole vers le cytoplasme est exergonique du fait du gradient de pH de 1,5 unités entre ces deux compartiments (HANANAH et al., 2011).

Ainsi, grâce à ce processus de compartimentation de sodium au sein de la vacuole, la cellule parvient à maintenir une faible concentration de sodium dans le cytoplasme, minimisant ainsi son effet toxique ; et d’autre part, l’augmentation concomitante de la concentration de sodium dans la vacuole va engendrer une forte pression osmotique qui va favoriser l’absorption d’eau et donc améliorer la turgescence des cellules (GLENN et al., 1999; APSE et BLUMWALD 2007).

Chez les plantes de type «includer», les flux de sodium sont essentiellement ascendants et le sel est accumulé dans les parties aériennes au niveau des vacuoles. Par contre, chez celles de type «excluder», la plus grande partie du sodium absorbée et véhiculée vers les feuilles est réexportée vers les racines via le phloème (LEVIGNERON et al., 1995; BERTHOMIEU et al., 2003) ou initialement stockée dans les racines.

Une autre différence majeure entre les glycophytes et les halophytes repose sur le fait que ces dernières accumulent et stockent environ 90 % du sodium dans la partie aérienne dont au moins 80 % dans les feuilles (FLOWERS et al. 1977; TESTER et BACIC, 2005), alors que les glycophytes limitent le mouvement d’ions vers la partie aérienne en contrôlant l’influx xylémique d’ions (HASEGAWA et al., 2000). Par ailleurs, les halophytes utilisent ce mécanisme de compartimentation de sodium dans la vacuole

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afin de pouvoir générer un potentiel osmotique au sein des cellules, nécessaire à l’absorption de l’eau au niveau des sols salés.

Ainsi, l’accumulation du sodium dans le compartiment vacuolaire semble avoir un double rôle, celui de la protection du cytoplasme contre la toxicité du sodium et celui de son utilisation en tant qu’osmoticum dans la vacuole (BLUMWALD et al., 2000; BARTELS et SUNKAR, 2005).

Dans certains cas, la sensibilité au sodium peut s’expliquer par l’absence à niveau relativement faible d’activité de l’antiport vacuolaire NHX chez les glycophytes. Par exemple, chez le genre Plantago, l’activité d’échange vacuolaire Na+/H+ est détectée seulement chez l’espèce tolérante Plantago maritima, mais pas chez l’espèce sensible Plantago media (STAAL et al.,1991). Plusieurs études basées sur l’expression hétérologue ou homologue du gène NHX1 ont confirmé l’importance de la compartimentation vacuolaire du sodium dans la tolérance à la salinité (Wu et al., 2005; BRINI et al., 2007; SILVA et al., 2010).

Bien qu’on accorde peu d’attention aux ions chlorures et que la discussion sur le problème de la salinité soit généralement focalisée sur le sodium en raison de sa toxicité, les chlorures représentent pourtant les ions majeurs qui contrebalancent le sodium au niveau de la régulation osmotique (GLENN et al., 1999) et ne sont pas moins toxiques que les ions Na+ (TEAKLE et TYERMAN, 2010).

b - Ajustement osmotique

La première difficulté d’une plante en milieu salin est d’assurer son apport en eau. Pour cela, il faut que la plante puisse ajuster la pression osmotique de ses tissus par rapport à la pression osmotique du sol. Ce phénomène, nommé l’épictèse, permet donc à la plante d’assurer une hypertonie constante. Cet ajustement se retrouve chez la grande majorité des organismes vivants pour le maintien de l’alimentation hydrique et de la pression de turgescence (NIU et al., 1995, BOHNERT et SHEN 1999). Ce processus se fait en modifiant les concentrations de solutés compatibles dans les tissus de façon à maintenir une concentration ionique plus élevée (hypertonique) dans le protoplasme que dans le milieu extérieur (hypotonique) (BOHNERT et SHEN 1999 ; HASEGAWA et al., 2000). Le contrôle de l’ajustement osmotique a plusieurs origines :

• Augmentation des ressources allouées à la production de solutés compatibles,

• Réduction du catabolisme de ces osmolytes et/ou la réduction de leur diffusion (par la composition membranaire) dans le milieu extérieur.

c - Le fonctionnement cellulaire

Le maintien de l’homéostasie ionique est essentiel pour que les plantes puissent s’adapter aux fortes concentrations en sel (NIU et al., 1995 ; SERRANO et al., 1999). A l’échelle de la plante entière les ions chlorures et Na+ entrent par les racines et sont véhiculés par la sève xylèmique jusqu’aux tiges et aux feuilles. Là, ils sont, soit stockés, soit retenus et revéhiculés par la sève du phloème jusqu’aux racines. Chez les glycophytes, la restriction d’absorption des chlorures et des ions Na+ par les racines et leur accumulation

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dans les tiges et les feuilles, constituent un mécanisme important de résistance au stress salin.

L’adaptation au stress salin et/ou sodique se met en place également au niveau des membranes cellulaires (membrane plasmique, tonoplaste). La modification qualitative et quantitative des aquaporines (protéines trans-membranaires) est par exemple un processus capable de modifier la conductivité hydraulique de la plante et de favoriser ou restreindre les mouvements d’eau (MAUREL et CHRISPEELS, 2001). Les membranes voient également leur composition lipidique modifiée en réponse à un stress de salinité (MANSOUR et SALAMA, 2004).

En termes de transport ionique, la stratégie de résistance à la salinité/sodicité est qualitative et quantitative. La sélectivité des ions à l’entrée constitue la composante qualitative. Elle se définit à partir des différents transporteurs membranaires présents (antiport Na+/H+) (TYERMAN et SKERRETT, 1999). Dans la diffusion facilitée comme dans le transport actif, les protéines membranaires peuvent être très spécifiques de certains solutés. Néanmoins, plusieurs solutés peuvent entrer en compétition pour une même protéine de transport (Na+ et K+). D’un point de vue quantitatif, la perméabilité membranaire au Na+ ainsi que l’activité, la quantité, la sensibilité des antiports Na+/H+

membranaires évoluent pour s’adapter à un stress sodique à long terme (NIU et al., 1995, TYERMAN et SKERRETT, 1999).

Le fonctionnement cellulaire est modifié pour servir la stratégie d’adaptation de la plante, à l’échelle de la cellule comme de la plante entière. Lors d’un stress salin, le dysfonctionnement cellulaire est essentiellement dû à la toxicité ionique croissante. Des signaux de transduction sont alors émis. L’ensemble de ces signaux contrôle le rétablissement de l’homéostasie ionique et hydrique des cellules, la réparation et la prévention des dommages ainsi que la croissance cellulaire (ZHU, 2002).

d - L’accumulation des solutés organiques

Les plantes sont exposées à de multiples facteurs environnementaux qui peuvent, au-delà de certains seuils, représenter des stress. Parmi ceux-ci la salinité des sols agricoles constitue une contrainte majeure pour la production agronomique suscitant des recherches pour identifier les déterminants de la tolérance au sel chez les végétaux. L'halophilie chez certaines plantes supérieures est basée sur des aptitudes particulières à accumuler les ions chlorure et sodium (HAJLAOUI et al., 2009) présents en excès dans le milieu extérieur et à les utiliser pour l'ajustement osmotique au niveau cellulaire. Ces ions indésirables sont séquestrés au niveau vacuolaire isolant ainsi le cytoplasme et ses organites de leurs actions délétères. Le potentiel osmotique du cytoplasme est ajusté au moyen de l'accumulation de solutés organiques (HERNANDEZ et al., 2001) compatibles . e - Accumulation de la proline

Les teneurs en proline s’accroissent rapidement chez de nombreuses mono- ou dicotylédones soumises à un stress salin (SILVA-ORTEGA et al., 2008 ; HEH DJIBO et al.,2014 ; BRINIS et BELKHODJA, 2015) Cette augmentation de la concentration de proline cytoplasmique est consécutive à la stimulation de sa synthèse, résultant d’une élévation des quantités des messagers codant pour l’enzyme qui convertit le glutamate

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semi-aldéhyde en proline. Il existe deux voies de biosynthèse de la proline chez les plantes, celle de l’ornithine et celle du glutamate. Cette dernière semble être prédominante sous conditions de stress (SILVA-ORTEGA et al., 2008 ; BRINIS et BELKHODJA, 2015).

Il semble que la stimulation de la synthèse de proline soit parallèle à une activation globale d’une voie métabolique partant du glutamate semi-aldéhyde et conduisant à la proline, mais aussi aux polyamines, via l’ornithine et l’arginine (BARTELS et SUNKAR, 2005). La proline agit en tant que composé soluble compatible dans l’ajustement osmotique pouvant atteindre de fortes concentrations sans exercer d’effet toxique comme le cas des ions (SILVA-ORTEGA et al., 2008). En plus du rôle osmotique attribué à la proline, celle-ci intervient dans la détoxication des formes actives d’oxygène (HONG et al.,2000; KOCSY et al.,2005) et la stabilisation des protéines (ASHRAF et FOOLAD,2007; MAJUMDAR et al.,2013), protégerait l’intégrité de la membrane plasmique (MANSOUR 2004 ; MANSOUR ,2005) et constituerait une source de carbone et d’azote (SAIRAM et TYAGI, 2004; CHOUDHAR et al.,2005 SAIRAM et TYAGI, 2009).

f - Accumulation des sucres

Plusieurs études physiologiques ont démontré que l’accumulation des sucres et des polyols, principalement suite à l’hydrolyse de l’amidon (HOEKSTRA et al.,2001; PHILLIPS et al., 2002), était stimulée par un stress salin chez différentes espèces végétales (GILMOUR et al., 2000; STREETER et al.,2001; TAJI et al.,2002; BARTELS et SUNKAR, 2005; MAJUMDER et al.,2010). Une forte corrélation a été établie entre l’accumulation des sucres et le niveau de tolérance à la salinité (GILMOUR et al., 2000; STREETER et al., 2001; TAJI et al., 2002; BARTELS et SUNKAR, 2005).

Les nombreux cas où sont décelées des accumulations de sucres (saccharose) ou de leurs dérivés alcools, tels que les polyols, le mannitol, le sorbitol et le tréhalose (PHILLIPS et al.,2002; SAIRAM et TYAGI, 2004), s’accompagnent aussi de l’augmentation de composés aminés (CUSHMAN, 2001).

L’augmentation de la concentration des polyols entraîne une augmentation du potentiel osmotique du cytoplasme, ce qui permet une plus grande compartimentation de sodium dans la vacuole. De plus, ces polyols agissent en tant qu’osmoprotecteurs des membranes et des protéines, probablement en éliminant les radicaux libres d’oxygène (BOHNERT et JENSEN, 2000 ; HUSSAIN et al., 2010).

Ils peuvent également servir de source de carbone pendant la période de stress durant laquelle les photosynthétats sont peu disponibles (VERNON et al.,1993). Le sorbitol, habituellement accumulé au niveau des graines (KUO et al., 1995), servirait à la nutrition carbonée de l’embryon et à sa protection contre la déshydratation au cours du processus de maturation (AHMAD et al.,2002). D’autres études font état d’augmentation de teneur en acides organiques (malate, citrate….), parallèlement ou non à celles des sucres-alcools ou des composés aminés. Chez le plantain, ce phénomène est consécutif à la stimulation de l’activité de la β- carboxylation (LEVIGNERON et al.,1995).

Chez la vigne, les acides organiques les plus accumulés suite à l’effet du stress salin

sont le tartrate et le malate (CRAMER et al., 2007). Les sucres pourraient agir en tant

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qu’osmoticum, pour protéger des macromolécules spécifiques (enzymes) et contribuer à la stabilité des structures membranaires (CHEN et MURATA,2002; BARTELS et SUNKAR,2005). Bien que le mannitol réduise partiellement la quantité d’ions inorganiques accumulés dans le cytoplasme, son effet protecteur en tant que composé soluble compatible semble être suffisant pour assurer une meilleure croissance chez les plantes transgéniques (TARCZYNSKI et al., 1993).

II - LES LEGUMINEUSES ET LA SALINITE

1 - Généralité sur les légumineuses alimentaires

Les légumineuses (Fabaceae) sont définies par leur structure florale spécifique, la cosse de leur fruit et surtout par l'aptitude (88% des espèces examinées) à former des symbioses fixatrices d'azote avec les bactéries de la famille des Rhizobiaceae (DE FARIA et al., 2010). La superfamille des Fabacées contient environ 20 000 espèces, elle regroupe 3 sous familles : les Cæsalpiniées, les Mimosacées et les Papilionacées. (TEREFEWORK et al., 2000). Les légumineuses à graines sont plus riches en protéines et moins riches en glucides que celles des céréales. On distingue les espèces à graines riches en protéines et en huile, sans amidon, classées comme oléagineuse (soja, arachide) et les espèces à graines riches en protéines, classées comme protéagineuse (pois, féverole) ou légumes secs (haricot, lentille, pois chiche) (THIEBEAU et al., 2010).

En Algérie les espèces de légumineuses alimentaires les plus cultivées sont la lentille (Lens culinaris L), le pois chiche (Cicer arietinum L), le pois (Pisum sativum L), la fève (Vicia faba L) et le haricot (Phasiolus vulgaris L.) réparties principalement dans les régions de l’Ouest du pays (HAMADACHE, 2000 ; RAMDANE, 2013).Les graines des légumineuses contiennent généralement 20 à 30% de protéines et sont particulièrement riches en Lysine (acide aminé essentiel pour la croissance). Elles sont, de ce fait, complémentaires des profils nutritionnels des céréales (DURANTI et GIUS, 1997), et représentent les principales sources de protéines dans les pays en voie de développement et dans les régions subtropicales. Les légumineuses occupent la deuxième place, après les céréales, pour les terres cultivées et la production. En 2004, plus de 300 millions de tonnes de légumineuses à graines ont été produites sur une superficie de 190 millions d’hectares, soit 13% des terres cultivées. Au niveau mondial les légumineuses à graines et de fourrage occupent près de 180 millions d’hectares représentant 12 à 15% de la surface des terres arables (F.A.O, 2007).

En Algérie, les légumineuses alimentaires font partie du paysage agricole depuis des millénaires. Sur le plan spatial, elles occupent 82301 ha, avec une production de 411867 Qx (BOUZERZOUR et al., 2003). Ces cultures sont utilisées dans la rotation avec les céréales pour enrichir le sol en azote. Les faiblesses de la production ont conduit l’Algérie à importer plus de 355 millions de dollars pour combler les besoins de la population (STAT.CANADA, 2007). Les légumineuses constituent une source d’éléments minéraux essentiels requis pour l’alimentation humaine et des métabolites secondaires comme les iso flavonoïdes bénéfiques pour la santé qui peuvent prévenir contre les cancers chez l’homme (SANDBERG, 2002), réduction du cholestérol dans le sang, leur effet

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hypoglycémiant et leur pouvoir de réduire la pression sanguine après la prise de repas (MESSINA, 1999). 2 - La fixation symbiotique de l’azote de l’air

Utilisées en rotation ou en association dans les systèmes de culture, les légumineuses apportent une certaine contribution en azote en fixant et en intégrant une partie de l’azote atmosphérique. Les résidus des légumineuses sont plus riches en azote et contribuent à enrichir le sol en cet élément. Les cultures succédant aux légumineuses peuvent aussi bénéficier indirectement de l’azote fixé par l’entremise des résidus laissés par les légumineuses (CHALK ,1998). L’azote est essentiel à la croissance des végétaux, notamment pour la synthèse des acides nucléiques et des protéines. L’azote est abondant sur terre et représente 78% de l’atmosphère terrestre, mais toutes les formes ne sont pas utilisables par les végétaux. Les légumineuses hébergent dans les nodules développés sur leurs racines, des bactéries du genre Rhizobium qui assurent la fixation de l’azote de l’air. La ressource énergétique carbonée nécessaire à cette réaction ainsi qu’à la vie de la bactérie est fournie par la plante. On parle de relation symbiotique. La réaction de fixation de l’azote atmosphérique par les bactéries du genre Rhizobium (DUC et al., 2010).

III - GENERALITES SUR LE HARICOT

Le haricot est une plante annuelle de la famille des légumineuses elle est sans aucun doute une des espèces légumineuses les plus demandées du potager, qui a pris une place importante dans la gamme des légumes à grande consommation.

Tableau 03 - Composition chimique de l’haricot (MERRIL et WATT, 1963 in EL-GHARIBI, 1995).

Paramètres haricot

Partie utilisée Graines sec Haricots verts Haricot beurre

Humidité ** 10.9 90.1 91.4 Calories 340.0 32.0 27.0 Protéines ** 22.3 1.9 1.7 Matière grasse 1.6 0.2 0.2 Hydrocarbone 61.3 7.1 6.0 Cendres ** 4.39 0.7 0.7 Calcium * 144.0 56.0 56.0 Phosphore * 425.0 44.0 43.0 Fer * 7.8 0.8 0.8 Sodium * 19.0 7.0 7.0 potassium * 1166.0 243.0 243.0 Vitamine A * 0.0 600.0 250.0 Thiamine * 0.65 0.08 0.08 Riboflamine * 0.22 0.11 0.11 Ac. Ascorbique * / 19.0 20.0

** : g/100g, * : mg/100g

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D’après VELICAN et VELICAN (1972), le haricot a été mentionné pour la première fois par deux auteurs grecs sous le nom de « Phaseolus » et plus tard il fût appelé et connu en Espagne, Italie, France et dans le monde sous le nom de « Phaseolus vulgaris».

Le haricot peut être consommé en frais ou en sec LAUMONIER, (1979). La richesse des graines du haricot en matières azotées assimilables a fait de ce légume un aliment de grande valeur nutritive.

1 - Importance de la culture du haricot dans le monde et en Algérie

Le haricot représente l’un des légumes les plus appréciés par la population mondiale. Il est aussi largement consommé sous différentes formes pendant toute l’année (ANONYME, 1977). La superficie mondiale réservée à la culture du haricot vert en 1985 était de 433.000 ha ANONYME (1986) les plus grandes superficies cultivées se trouvent respectivement en Turquie (49.000 ha) ; la chine (42.000 ha) ; l’Italie (32.000 ha) et l’Espagne (26.000 ha). Parmi les pays arabes producteurs du haricot vert, il y a l’Egypte (26.000 ha), Maroc ; Syrie (6.000 ha) et l’Algérie (5.000 ha).

Concernant les plus importants rendements en tonnes par hectare dans le monde nous citons la chine et l’Espagne (10 tonnes) ; Italie (9 tonnes) ; Syrie ;Egypte (8.7 tonnes) et USA (6 tonnes). Le rendement moyen mondial, est de 6.8 tonnes/ha. Il a été enregistré durant la compagne agricole (92/93) FAO, 1993). Parmi les pays producteurs de haricot sec dans le monde respectivement : L’Inde (8,7 million tonnes) ; Brésil (5.27 millions tonnes) ; Mexique (3,03 millions tonnes) ; Chine (1,42 millions tonnes) et USA (0,60 millions tonnes) ANONYME (1986).

En Algérie, la culture du haricot sec et frais, est répandue plus ou moins dans toutes les régions. Selon ANONYME (1970), le haricot occupe une superficie de 2.200 ha, il vient en troisième position avec (21%) des surfaces des légumineuses maraichères après la fève (51%) et le petit pois (28%). En Algérie, il apparait que le haricot sec ne connait pas le même engouement et développement que le haricot vert. Les principales régions qui cultivent le haricot sont respectivement : Alger, Blida, Tizi-Ouzou (ANONYME, 1977). Les besoins du marché national en cette culture pourront être couvert vu le climat algérien et son relief. Les statistiques agricoles faites en 1988 par le Ministère de l’agriculture précisent ce qui suit.

Tableau 4 - Répartition et importance du haricot en Algérie. (ANONYME, 1988)

Région

Haricot sec Haricot vert Superficie

(ha) Production

(qx/ha) Superficie

(ha) Production

(qx/ha) Centre Est Ouest Sud

610 770 520 10

4170 2440 1730 70

2650 470 520 140

109910 39590 13580 1210

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Les résultats présentés dans le tableau ci-dessus montrent que la production du haricot sec et du haricot vert est beaucoup plus importante dans la partie centre du pays.

2 - Classification variétale et caractéristiques botaniques

a - Classification variétale

Selon LAUMONIER (1979), le haricot appartient au genre Phaseolus. Suivant le mode de développement des tiges, on distingue deux groupes de haricot : Haricot nain et haricot à rames.

Dans chaque groupe les variétés sont classés selon qu’elles soient à parchemin (filet) ou sans parchemin (mangetout).

Fig. 01- Classification variétale de l’haricot.

Haricot à rames (02 groupes)

À parchemin

Sans parchemin

À cosses jaunes Ou mange-tout

(Haricot beurre)

À cosses verts (Mange-tout)

Haricot nains

(02 groupes)

À parchemin

Sans parchemin

À consommer en

filet uniquement À consommer en

grains ou en filet

À consommer en filet en grains sec ou

en frais

À cosses jaunes (haricot beurre)

À cosses vertes (mange-tout vraies)

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b - Caractéristique botaniques

Classification APG III

Selon NCBI, 2009, le haricot est une plantes annuelle, herbacée appartenant à :

Clade : Spermatophyta Clade : Angiospermes Clade : Dicotylédones vraies Clade : Rosidées Clade : Fabidées Ordre : Fabales Famille : Fabaceae Genre : Phaseolus Espèce : Vulgaris Nom Latin : Phaseolus vulgaris L. Nom Français : Haricot

Le haricot est une plante à cycle végétatif court qui peut être de 100 à 120 jours

pour les variétés naines et de 120 à 140 jours pour les variétés à rames.

Fleur

Gousse

Fig. 02 - Phaseolus vulgaris L. (haricot). Description botanique

Le haricot (figure 02) est une plante herbacée annuelle à croissance déterminée ou

indéterminée. A la germination, la plante est généralement à racine pivotante mais qui forme après des racines secondaires longues de 10 à 15 cm se développant sur toute la racine principale (GUENE et al.,2003). A l’issue de la germination épigée, deux feuilles opposées simples puis des feuilles trifoliées à folioles cordiformes se forment sur une tige angulaire. Les fleurs sont portées en grappes axillaires et terminales. Elles sont zygomorphes composées de deux pétales en carène, deux pétales latéraux ailés et un pétale standard disposé extérieurement (GUENE et al.,2003). La couleur de la fleur est généralement indépendante de celle des graines, mais l'association entre fleurs particulières et couleur des graines est connue. Ces fleurs peuvent être blanches, roses ou violettes (souvent rouges chez P. coccineu).

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La fleur contient dix étamines et un sac ovarien multiple. Dans la plupart des cas, la fleur réalise une autofécondation et développe un fruit ou gousse droite ou légèrement courbée. Les graines sont riches en protéines (22 %) et en glucides (56 % des graines) (BEWLEY et BLACK, 1994 ; BROUGHTON, 2003). Elles sont rondes, ellipticales légèrement aplaties ou arrondies (NDEYE, 2002 ; FAGHIRE ; 2012). Le fruit a une forme allongée, comestible dont la couleur varie suivant les cultivars du vert pâle, au jaune, au vert foncé, parfois violette ou maculé de violet, (ANONYME, 1988).La longueur des gousses varie avec le nombre et l’espacement des graines (MESSAIEN, 1975). Selon HAMIDI (1987), chaque gousse renferme de 2 à 12 graines et le plus souvent 3 à 7 graines.

3 - Exigences climatiques et pédologiques

a - Exigences climatiques

Le haricot est une plante thermophile nécessitant pendant sa période de végétation une somme de température allant de 1800°C à 2000 °C (SALONTAI et MUNTEAN, 1982). Les semences ne germent en plein terre qu’au dessus d’une moyenne de 11°C. La végétation n’est vigoureuse et rapide qu’à partir de 12°C (haricot nain) et à partir de 14°C (haricot à rame). (LAUMONIER, 1979)

Ce même auteur estime que le haricot gèle à une température de -1°C à 2°C, au dessous de cette température la croissance du haricot est arrêtée. (FOUILLOUX, 1976). La température optimale pour la floraison est généralement de 25°C à 28°C. Concernant la formation des gousses, des températures allant de 20°C à 22°C sont nécessaires. Au-delà de 40 °C et sous une atmosphère sèche, la fécondation s’arrête, la couleur des fleurs et la chute des jeunes gousses est très importante. (SALONTAI et MUNTEAN, 1982). Le mûrissement des graines n’est atteint qu’à une température moyenne de 25°C.

Le haricot est très exigent en lumière surtout pendant les étapes de son développement. Plus tard, pendant la floraison et la nouaison, la lumière diffusée et augmentation de l’humidité de l’air peuvent favoriser considérablement la qualité des gousses et l’augmentation des rendements. (COLLEV, 1976). Selon HADJ-MESSAOUD, (1991), une intensité lumineuse de 2400 lux serait suffisante pour la croissance et la fructification.

b - Exigences pédologiques

Selon ANONYME (1984) le terrain retenu pour la mise en place de cette culture doit être perméable. En bon état sanitaire et relativement riche en humus et en matières nutritives. Les terres froides, très argileuses ou trop calcaires sont à éviter, car elles produisent des gousses de qualité médiocre et favorisent le développement des fils. Le haricot préfère généralement les sols à texture moyenne c'est-à-dire argilo-siliceux, fertiles et profonds. VOINEA et MAICR (1976), estiment que les sols peu profonds et bien approvisionnés en eau et sels minéraux contribuent à un bon développement du haricot

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L’idéal pour le haricot serait un pH légèrement acide oscillant entre 5,3 et 6, favorable à l’assimilation des éléments nutritifs du sol. LAUMONIER, (1979) déclare avoir obtenu les meilleurs rendements dans des sols dont les pH oscillait entre 5.3, 5.8 à 6.

4 - Exigences hydriques et nutritionnelles

Les besoins en eau de cette culture pendant tout un cycle végétatif varient de 300 à 500 mm/an, selon les climats (DOOREBMOS, 1980 in IMESSAOUDENE, 1984). D’après COLLEV (1976), le haricot devient sensible lorsqu’il y a absence d’eau au moment ou il entre en floraison et surtout pendant la formation des gousses. Il préconise une quantité variant entre 3500 à 4500 m3/ha pendant le long de son cycle végétatif LAUMONIER (1979).

Les exigences en azote sont variables selon l’époque, il est important de former de petites doses d’azote au semis, quand les azobacteriums (bactéries fixatrices d’azote) ne sont pas encore à même de fixer l’azote atmosphérique et se développent au dépend des matières nutritives des graines (BENDALI, 1992).

Selon ZHANG et SMITH (1983), il convient de veiller à un équilibre qui est de l’ordre d’une partie pour trois parties de potasse car cela indique que les fumures enrichies en azote par rapport à la potasse favoriseraient la rouille (Uromyces Appendiculatis) du haricot. Hors sol, la présence d’un substrat considéré comme un support de racine impose d’apporter tous les éléments minéraux indispensables à la plante. Les d’éléments minéraux sont apportés par une solution nutritive fabriquée à partir d’engrais minéraux de produit chimiques et d’eau. Les eaux naturelles contiennent des concentrations non négligeables en certains ions nutritifs. Il est établit que la plante absorbe les éléments sous forme d’ions en solutions. Les formes d’absorption sont indiquées le tableau. 9 ci-dessous.

Tableau 5 - Les formes d’absorption des éléments minéraux (TAKARLI, 1993)

Eléments Anions (-) Cations (+)

N

P

S

K

Ca

Mg

Na

Cl

NO3-

H2 PO4 - _ HPO2=

SO4=

-

-

-

-

Cl-

NH4+

-

-

K+

Ca++

Mg++

Na+

-

D’après ZHANG (1983), le haricot est sensible à la salinité (Tableau 11) qui entraine des baisses de rendement appréciables. Cette sensibilité se manifeste également

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avec les eaux d’irrigation contenant du chlore (dans ce cas des baisses de rendement de 20 à 25% ont été signalées avec les eaux contenant 2.5g/l de chlore).

Tableau 6 - Sensibilité du haricot à la salinité (IMESSAOUDENE ,1984)

CE (mmHos/cm) Chute de rendement en %

1 0

1,5 10

2,3 25

3,6 50

6,5 100

Toutes les parties de la plante sont affectées par le chlorure de sodium, mais leur sensibilité est variable. DELEMAS et GRAUBY (1974) notent que les feuilles du haricot sont plus sensibles que les gousses.

IV - ASPECTS BIOCHIMIQUES

1- Généralités sur les polyphénols

Les polyphénols ou les composés phénoliques sont des produits du métabolisme secondaire des plantes, largement distribués chez les végétaux, ils sont présents dans tous les organes de la plante. Allant de molécules phénoliques simples de bas poids moléculaire tels que, les acides phénoliques à des composés hautement polymérisés comme les tannins. Ils font partie intégrante de l’alimentation humaine et animale (MARTIN et ANDRIANTSITOHAINA, 2002). La plante les sécrète pour se défendre contre de nombreux facteurs de stress (hydrique, salin, lumineux, carence azotée, parasite…) ; elles interviennent donc dans la protection des cultures. Elles présentent aussi un intérêt nutritionnel majeur car beaucoup de ces métabolites secondaires ont des propriétés antioxydantes qui peuvent également protéger l’être humain (GOMEZ-CARAVACA et al, 2006).

Actuellement, les études portant sur les polyphénols connaissent un grand essor. Une grande partie d’entre elles a été réalisée afin d’informer et de sensibiliser les consommateurs et les pouvoirs publics sur l’intérêt des fruits et légumes riches en polyphénols, antioxydants naturels aux forts potentiels antioxydants (BOUAYED et al., 2007). Certains composés phénoliques jouent un rôle entant que produit chimique de défense et protègent la plante contre les attaques de prédateurs herbivores, de champignons pathogènes de mauvaises herbes parasites (DREYER et al., 1981) ont observé que les polyphénoles a varient la propriété de protéger les jeunes plantes contre les insectes.

Les composés phénoliques participent activement aux interactions de la plante avec son environnement en jouant soit le rôle des signaux de reconnaissance entre les plantes(Allélopathie), entre les plantes et les symbioses, ou bien lui permettant de résister aux diverses agressions vis-à-vis des organismes pathogènes. Ils participent de manière très

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efficace à la tolérance des végétaux à des stress variés, donc ces composés jouent un rôle essentiel dans l'équilibre et l’adaptation de la plante au sein de son milieu naturel (MACHEIX et al., 2005)

1-2- Biosynthèse

Les composés phénoliques sont synthétisés par la voie desphénylpropanoïdes qui consiste à la conversion de la L-phénylalanine en acide transcinnamique par la phénylalanine ammonia-lyase (PAL). La PAL est l’enzyme clé de la synthèse des polyphénols et son activité est régulée par des facteurs internes (liés au développement) et par des facteurs externes (environnement, traitements post récolte). Les stress biotiques (ex: attaque de pathogènes) ou abiotiques (stress physiques) augmente l’activité de la PAL avec augmentation de la transcription des ARNm de PAL (SALTVEIT, 2010).

Les composés phénoliques, par leur structure, sont des composés facilement oxydables par les enzymes. Les réactions du brunissement des fruits et légumes sont généralement considérées comme une conséquence directe de l’oxydation des composés phénoliques par les enzymes polyphénoloxydases (PPO) et la peroxydase (POD) qui aboutit à la formation de quinones qui se polymérisent par la suite pour donner des composés bruns (DEGL'INNOCENTI et al., 2005).

Les composés poly phénoliques sont d’ailleurs de plus en plus utilisés en thérapeutique. Ils sont regroupés dans la catégorie des veinotoniques et des vasculoprotecteurs. Parmi les veinotoniques, nous citerons le Relvenet ou le Cirkant renfermant duruténoside, le Daflont ou le Diosmilt renfermant de la diosmine. Un certain nombre de molécules poly phénoliques sont également en étude clinique comme des anti- agrégantplaquettaire, ou hypotenseur sans résultats probants (MARTIN et ANDRIANTSITOHAINA, 2002).

1-3- Les flavonoïdes

a- Généralités

Le nom flavonoïde proviendrait du terme flavedo, désignant la couche externe des écorces d'orange, cependant d'autres auteurs supposaient que le terme flavonoïde a été plutôt prêté du flavus ; (flavus=jaune) (KARAALI et al., 2004 ; MALESEV et KUNTIC, 2007).

Les flavonoïdes ont été isolés par le scientifique E.CHERVREUL en 1814, mais ont été réellement découverts qu'en 1930 par Albert SZENT-GYÖRGYUI, désignés sous le nom devitamine P, en raison de leur efficacité à normaliser la perméabilité des vaisseaux sanguins, cette dénomination fut abandonnée lorsqu'on se rendit compte que ces substances ne correspondaient pas à la définition officielle des vitamines, il devient clair que ces substances appartiennent aux flavonoïdes (NIJVELDT et al., 2001) Les travaux relatifs aux flavonoïdes sont multiples depuis la découverte du célèbre "frenchparadox" correspondant à un bas taux de mortalité cardiovasculaire observé chez les habitants des régions méditerranéennes, associant une consommation de vin rouge à une prise importante de graisses saturées (GHEDIRA, 2005; MALESEV et KUNTIC, 2007). Prés de 4000flavonoïdes ont été décrits (MEDIC-ŠARIC et al., 2004)

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b- Structure chimique

Les flavonoïdes sont des dérivés du noyau flavone ou 2-phényl chromone (MILANE, 2004) à 15 atomes de carbone (C6-C3-C6), constitué de deux noyaux aromatiques, que désignent les lettres A et B (figure 7), reliés par un hétérocycle oxygéné, que désigne la lettre C (DACOSTA, 2003), portant des fonctions phénols libres, éthers ou glycosides (MILANE, 2004).On signale que le noyau flavone est lui même un dérivé du noyau flavane de base (MILANE, 2004)

Fig. 03 - Structure de base des flavonoïdes (DACOSTA, 2003)

c- Classification

Tous les flavonoïdes ont une origine biosynthétique commune et de ce fait possèdent le même élément structural de base. Ils peuvent être regroupés en différentes classes selon le degré d’oxydation du noyau pyranique central, le noyau B relié à l’hétérocycle C dans les positions 2, 3 (Figure.8).

Fig. 04 - Structures des différentes classes de flavonoïdes (GAMET-PAYRASTRE et al., 1999).

Dans la position 2 : le flavonoïde est appelé Flavane. Si la position 4 de la flavane porte un groupement carbonyl la flavane est appelé

Flavanone.

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Si la liaison C2-C3 dans le squelette de la flavanone est insaturée le composé est nommé Flavone.

Si le squelette est substitué en position 3 par un groupement hydroxyle il est désigné par le nom de Flavonol. Dans la position 3 : le flavonoïde est désigné par le terme Isoflavane (BOUAKAZ, 2006).

1-4- Les Tanins Les Tanins constituent un groupe hétérogène de dérivés phénoliques végétaux ayant la

propriété de précipiter les solutions albumine et de rendre la peau imputrescible en se fixant sur les protéines. leur poids moléculaire varie de 500 à 3000. Ce sont des polymères résultant de la condensation des flavans-3-alcools (BRUNETON, 1999). Les Tanins ont une importance économique et écologique considérables et sont responsables de l'astringence de nombreux fruits et légume set des produits; qui en sont dérivés (vins, thé, bière,….). Chimiquement il existe deux grands types de tanins : les tanins condensés et hydrolysables Tanins condensés, no hydrolysable qui, par distillation sèche, donnent du pyrocatéchol.

a- Les tanins condensés

Les Tanins condensés, appelés aussi pro anthocyanidines ou poly flavonoïdes, sont formés par la condensation d'unités flavones 3-4diol (c6 c3 c6) n. les unités monomérique (1à10) sont constituées de deux noyaux A et B reliés par un noyau pyranne c.

Fig. 05 - Structure des tanins condensés (BRUNETON, 1999).

Si l'hétérocycle est saturé .On distingue les catéchines, flavanones et flavanols,

selon la position et le nombre des hydroxyles. (BRUNETON, 1999). Contrairement aux tanins Hydrolysable, ils sont résistantes seules des attaques chimiques fortes permettent de les dégrader.

b- Les tanins hydrolysables

Les tanins hydrolysables ou pyrogallique qui donnent à l’hydroxyle un ose (le

glucose) et un acide phénolique, l’acide gallique ou l'acide ellagique, d’où la subdivision

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en gallo tanins et ellagitanins. Les première sont des polymères héterogérogéne ,formés par esters contenant plusieurs molécules d'acide gallique (en position 1,2,3,4 ou 6 sur le glucose ) sous forme de diapside , et des sucres simples . Associé au glucose, l'acide gallique constitue le pentagalloylglucose, précurseur des tanins hydrolysables .L'acide gallique est une molécule polycyclique se composant de deux cycles benzéniques portant chacun deux fonctions hydroxylées .ils sont reliés entre eux par deux fonction quinoniqes portant des cétanes, Les tanins se hydrolysables trouvent principalement chez les dicotylédones ,dans tous les organes, racines, tiges, feuilles et fruites avant maturité .Ils sont plus petit que le tanins condensés et peuvent être hydrolysés plus facilement ,par des acides dilués. En raison de leur polarité .ILS sont plus ou moins solubles(en fonction de leur poids moléculaire) dans l’eau. Les tanins sont restringents au gout et largement distribués chez les plantes supérieures dans les vacuoles, le cytoplasmes , parfois, dans les parois cellulaire .Ils se rencontrent dans les feuilles, les tissus vasculaire ,les téguments des graines , les liège , les fruits non murs ,les galles ,etc. chez certains espèces .ils atteignent des teneurs très importantes autorisant l'exploitation industrielle:quebrache dont le bois contient 20% de tanins, quercus Montana, dont l'écorce contient 10%de tanins, sumac et thé dont les feuilles renferment 15à 25 % de tanins.

Fig. 06 - Structure des tanins hydrolysables (BRUNETON, 1999).

Les tanins sont également abondants dans certains plantes fourragères au cours de la maturation, ces plantes deviennent astringentes ce qui confère une résistance aux oiseaux et à la moisissure. Cette qualité est importante dans les régions arides et semi- arides ou les autres cultures échouent Les tanins contenus dans la graine lui confèrent un gout astringent qui en diminue l'appétence réduit la consommation alimentaire et par conséquent la croissance (BUTLER et al.,1984) .Les tanins se lient à la fois aux protéines exogènes et endogènes, y compris les enzymes du tube digestif ce qui a une effet négatif sur l'utilisation des protéines ( GRIFFITHS, 1985, ASQUITH et BUTLER., 1986).

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Les tanins condensés affectent la digestibilité des produits végétaux par différentes actions (MCLEOD, 1974, SCHAFFERT et al., 1974, HORIGOME et al., 1988):

En interférant avec les enzymes du système digestif par la formation de complexe tanins –enzymes.

En interférant avec les autres protéines du système digestif par formation de complexes tanins protéines (MAKKAR et al., 1988).

En se combinant avec les protéines au niveau de la paroi des intestins empêchent leur absorption (MCLEOD, 1974).

En inhibant la croissant et l'activité enzymatique des micro-organismes du rumen (AKIN, 1982 ; MAKKAR et al., 1988 ) .

c- Propriétés physico-chimiques des tannins

La solubilité des tannins dans l’eau dépond de leur PM degré de polymérisation (BRUNETON, 1999).les tannins sont également soluble dans l’acétone et les alcools. Ce qui explique que l’optimum d’extraction soit généralement obtenu par des solutions acétone-eau ou méthanol-eau (MAKKAR, 2003).

Les tannins se fixent au quasi totalité des protéines et forment ainsi des complexes insolubles dans des conditions de PH physiologique (PH=7 à 7,4) (ZIMMER et CORDESSE ,1996).

Les tanins peuvent également former des complexes avec des acides nucléiques (MUELLER-HARVEY et ALLAN, 1992 ; LABIENIEC et GABRYELAK, 2006) ont montré que les dérivés de l’acide tannique interagissaient avec l’ADN induisent des modifications conformation elles.

1 - 5 - Rôle antioxydant des poly phénols

La capacité antioxydant est le rôle principal physiologique attribué aux polyphénols (NAVARRO et al., 2008). L’action antioxydant d’un composé phénolique peut être issue d’une combinaison d’évènements chimiques, dont l’inhibition enzymatique, la chélation de métaux, adsorption et la neutralisation des radicaux libre, attraction d’un O- ou encore la donation d’hydrogène et l’oxydation en un radical stable par sa décomposition du peroxyde d’hydrogène (PARR et BOLWELL, 2000). Les acides phénoliques sont fortement antioxydants, anti-inflammatoires et peuvent avoir des propriétés antivirales (DIALLO et al., 2005). Ils protègent les plantes contrent les radiations UV en absorbant à la fois ces radiations et les espèces réactives de l’oxygène formées, ils peuvent être utilisés comme additifs antioxydants dans les aliments gras (SIKWESE et al., 2007).

1- 6 - Localisation des composés phénoliques et rôle dans les plantes

A l’échelle de la cellule, les composés phénoliques sont principalement répartis dans deux compartiments : les vacuoles et la paroi. Dans les vacuoles, les polyphénols sont conjugués, avec des sucres ou des acides organiques, ce qui permet d'augmenter leur solubilité et de limiter leur toxicité pour la cellule. Au niveau de la paroi, on trouve surtout de la lignine et des flavonoïdes liés aux structures pariétales.

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Les composés phénoliques sont synthétisés dans le cytosol. Une partie des enzymes impliquées dans la biosynthèse des phénylpropanoïdes est liée aux membranes du réticulum endoplasmique, où elles sont organisées en métabolons (WINKEL, 2004; MACHEIX et al., 2005).

D’autres organites du cytoplasme, comme des vésicules golgiennes ou des chloroplastes, peuvent participer à la biosynthèse des composés phénoliques mais ce ne sont pas des lieux d’accumulation. Certains flavonoïdes ont même été localisés au niveau du noyau des cellules où ils pourraient directement moduler l’expression des gènes. Ces divers lieux de localisation impliquent un transfert des composés phénoliques depuis leurs lieux de synthèse (MACHEIX et al., 2005).

Au niveau tissulaire, la localisation des polyphénols est liée à leur rôle dans la plante et peut être très caractéristique. Au sein même des feuilles la répartition des composés est variable, par exemple les anthocyanes et les flavonoïdes sont majoritairement présents dans l’épiderme. Au niveau de la plante entière, il faut noter que certains composés ne sont accumulés que dans des organes bien définis. Chez la pomme par exemple, les composés phénoliques interviennent au niveau de la coloration de la peau via les anthocyanes, et dans la qualité organoleptique de la chair, notamment pour l’amertume ou l’astringence (TOMAS-BARBERAN et ESPIN, 2001; CHEYNIER et SARNI- MANCHADO, 2006).

Les composés phénoliques interviennent dans un grand nombre de processus physiologiques chez la plante et dans les interactions avec leur environnement, leur structure leur conférant des fonctions très spécifiques (DESJARDIN, 2008). Par exemple la lignine est un composant essentiel des plantes qui permet leur maintien et la conduction de l’eau (MACHEIX et al., 2005).

Les composés phénoliques contribuent également à la croissance et au développement de la plante par des actions diverses et variées. Ils interviennent par exemple dans le métabolisme et le transport de l’auxine (MACHEIX et al., 2005; TREUTTER, 2006) et dans celui de l’éthylène (FLEURIET, 1976; VENDRELL, 2003). Les flavonoïdes conditionnent même la formation des grains de pollen chez le pétunia (NAPOLI et al., 1999).

Par ailleurs les composés phénoliques peuvent avoir un rôle de signal (TREUTTER, 2006), des flavonoïdes permettent par exemple la mise en place de la symbiose entre des Fabacées et des bactéries, ce qui permet à ces plantes de fixer directement l’azote atmosphérique. Ces composés interviennent également dans les interactions entre les plantes supérieures via des processus d’allélopathie. Ils participent aux phénomènes de pollinisation puisqu’ils sont responsables de la coloration des fleurs. Chez le pétunia plus de 40 dérivées anthocyaniques ont été identifiés pour former la couleur violette (MACHEIX et al., 2005).

De plus les flavonoïdes ont un rôle de filtre contre le rayonnement UV, ce qui explique leur localisation dans les tissus externes (GOULD et al, 2006). Enfin les flavonoïdes comme les dérivées hydroxycinnamiques jouent un rôle important dans la résistance des plantes aux stress environnementaux (WALTON et BROWN, 1999). Lors de blessures ou d’attaques de pathogènes fongiques et bactériens, la synthèse de composés phénoliques est stimulée ou induite. Ces molécules, des phytoalexines, peuvent alors jouer

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un rôle de défense (MACHEIX et al., 2005). La nature des composés synthétisés est caractéristique de l’espèce végétale, le pois produit par exemple de la pisantine (isoflavonoïde), le persil du psoralène (furanocoumarine).

2 - Huiles essentielles

Les huiles essentielles ont, à toutes époques, occupé une place importante dans la vie quotidienne des hommes qui les utilisaient autant pour se parfumer, aromatiser la nourriture ou même se soigner. Beaucoup de travaux sont réalisés dans ce sens, du fait de l'importance incontestable des huiles essentielles dans divers secteurs économiques, comme par exemple, l'industrie de la parfumerie et de la cosmétique, l'industrie alimentaire, l'industrie pharmaceutique et plus particulièrement, la branche de l’aromathérapie qui utilise leurs propriétés bactéricides et fongicides (BOUAYED et al., 2007).

Cependant, l’organisme de normalisation AFNOR (2000) (BOUAYED et al., 2007) (Association Française de Normalisation) a donné une définition qui prend en compte le mode d'obtention des huiles essentielles: est « un produit obtenu à partir d’une matière première végétale, soit par entraînement à la vapeur, soit par des procédés mécaniques à partir de l’épicarpe des Citrus, soit par distillation à sec. Cette définition est cependant restrictive car elle exclut aussi bien les produits extraits à l’aide de solvants que ceux obtenus par tout autre procédé.

Nous retenons alors que les huiles essentielles sont des mélanges de complexes aromatiques de plantes, extraits par distillation à la vapeur d‟eau ou aux solvants (AHMADU et al., 2004 ; KUDA et al., 2005)

Les HE n’existent quasiment que chez les végétaux supérieurs. Elles sont produites dans le cytoplasme des cellules sécrétrices et s’accumulent en général dans des cellules glandulaires spécialisées, souvent situées sur ou à proximité de la surface des tissus de plantes et recouvertes d’une cuticule. Ensuite, elles sont stockées dans des cellules dites cellules à huiles essentielles (Lauraceae ou Zingiberaceae), dans des poils sécréteurs (Lamiaceae), dans des poches sécrétrices (Myrtaceae ou Rutaceae) ou dans des canaux sécréteurs (Apiacieae ou Asteraceae). Elles peuvent être stockées dans divers organes végétaux : les fleurs (ylang-ylang, bergamotier, rose, ...), les sommités fleuries (tagète, lavande, ...), les feuilles (citronnelle, eucalyptus, laurier, ...), les racines (vétiver), les rhizomes (gingembre, curcuma, ...), les fruits (ainsi, badiane, ...), le bois (bois de rose, santal, ...) ou les graines (ambrette, muscade, ...)(BOUAYED et al., 2008 ; BALOGUN et al., 2008 ; EL-MAHMOOD et al., 2008).

Elles diffèrent par leur taille, leur paroi ou leur contenu, caractérisant parfois une famille donnée. Elles jouent un rôle important dans la détermination des conditions d'extraction des produits volatils qu'elles contiennent ...) (BALOGUN et al., 2008). Plusieurs catégories de tissus sécréteurs peuvent coexister simultanément chez une même espèce, voire dans un même organe (BOUAYED et al., 2008).

Chapitre II MATERIEL ET METHODES

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Matériel et méthodes

Chapitre II. Matériel et Méthodes

Ce travail a pour objectif de déterminer l’effet du stress salin sur trois variétés de Phaseolus vulgaris L. (cocorose et eldjadida), et la variété tadalaghte (récoltée de la région de Béchar sud d’Algérie). 1 - Matériel végétal

Les variétés que nous avons testées sont des graines sélectionnées, achetées du commerce : Cocorose (photos 2), Eldjadida (Photos 1) et une variété récoltée de la région de Béchar) (Photos 3).

Photos 1- Variété Eldjadida Photos 2- Variété Cocorose

Photos 3 - Variété Tadallaghte (haricot de la région de Bechar)

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II – Méthodes 1 – Préparation des graines

a -Désinfection des graines Les graines sont désinfectées avec une solution d'hypochlorite de sodium à 0.5%

pendant 5 mn, puis, rincées avec de l'eau distillée plusieurs fois pour éliminer toute trace de la solution désinfectante.

b- Test de germination (Application du stress salin)

Dans le but de déterminer les effets néfastes du NaCl sur la germination des graines de haricot, un essai de germination a été effectué sous différentes concentrations de NaCl.

Les graines de chaque variété : Cocorose, Eldjadida et variété locale (Tadalaghte) sont mises en germination dans des boites de pétri (25 graines dans chaque boite), tapissées de double couche de papier filtre stérile, puis sont rajoutés 25 ml d’eau distillée et 25 ml de solution saline (50 mM, 150mM, 300 mM). Les boites sont disposées dans un incubateur maintenu à une température de 25 ±1°C. Les boites de pétri sont arrosées chaque 2 jours pour maintenir les graines toujours imbibées de solution.

1- Techniques expérimentales

a- Site expérimental Le semis des graines et le repiquage ont été fait dans une serre au niveau de

l’université de Mascara, d’une longueur de 60 m, température diurne, maintenue à une moyenne de 28°C, et d’une humidité comprise entre 50 et 55% durant le déroulement de l’essai.

b- Le semis des graines Les graines stérilisées ont été semées soigneusement dans des coupes jetables

remplies de tourbe industrielle, Enfin un arrosage à l’eau distillée est effectué chaque trois jour.

c- Préparation du substrat Le rempotage a été fait dans des pots en plastique d’un diamètre de 19 cm (en

haut), et de 13 cm (en bas) et d’une hauteur de 16.5 cm, dont le fond est perforé pour assurer un bon drainage.

La culture des plantes a été est réalisée sur du sable prélevé du bord de la mer à EL Mactaa. Ce dernier a été préalablement lavé à l'esprit de sel, rincée abondamment à l'eau du robinet, puis à l'eau distillée jusqu'à disparition complète des chlorures, Le séchage s’est fait dans une étuve à 105°C pendant quelques heures.

La culture des graines a été réalisée sur sable mélangé avec de la vermiculite (1 mesure de vermiculite+2 mesures de sable) mélange qui présente l'avantage de se comporter comme neutre par rapport à la terre et favorisent une bonne aération des racines, et empêche la fixation des ions.

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d- Repiquage Les plantes jeunes ont été repiquées après un mois dans des grands pots de 13 cm

de diamètre et de 16.5 cm de hauteur remplis de 1500g de sable (cette valeur est utilisée pour calculer la capacité de rétention), à raison d’une plantule par pot.

e - Système d’arrosage

• Les solutions d’arrosage

La solution nutritive utilisée est celle de HOAGLAND (1938) diluée au 1/1000ème

couramment utilisée au laboratoire. L’arrosage se fait chaque trois jours, jusqu’à l’application du stress salin. Les solutions sont préparées à partir du NaCl à 50mM, 150mM et 300mM de solution nutritive. L’arrosage se fait deux fois pendant une semaine pour éviter le stress hydrique.

f- Mesure des paramètres morphologiques Le comptage du nombre de feuilles, le nombre des entres nœuds et le nombre des

ramifications (avant et après l’application d’une semaine de stress) nous a renseigné sur l'effet du sel sur ces paramètres.

La longueur de la tige des plantes mesurée à l'aide d'une règle graduée, nous renseigne sur l'effet du stress sur la croissance des plantes stressées comparativement au témoin. Les mesures de la longueur de la tige des plantes ont débuté avant l’application de stress salin et une semaine après le début de l'irrigation à l'eau salée.

g - Prélèvement et préparation du matériel végétal pour les analyses

Après une semaine de stress, les plantes sont récoltées; avec une séparation soigneuse des tiges, des feuilles ainsi que les racines, Afin d’éviter la contamination avec le substrat de culture, il a fallu bien rincer les racines rapidement à l’eau, puis sécher avec du papier absorbant.

Les feuilles, les tiges et les racines sont séparées, puis enveloppées dans du papier aluminium, pesées, puis numérotées. Les lots de chaque organe sont étuvés durant 48 heures à 80°C. Ensuite, le poids sec de chaque organe et mesuré. Les échantillons sont broyés à l’aide d’un mortier, La fine poudre obtenue est mise dans des piluliers fermés hermétiquement avec des bouchons plasmas ; le tout est déposé dans un congélateur pour les opérations suivantes, Le poids frais et le poids sec sont déterminés à l’aide d’une balance de précision.

3 - Techniques d’analyse

a- Matière sèche selon AFNOR .1990 • Principe

Cette méthode analytique est basée sur le séchage complet du matériel végétal frais, à une température de 80°C jusqu'à l’obtention d’un poids stable, L’humidité est le pourcentage en eau perdue après séchage par rapport à la matière fraîche.

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• Mode opératoire

Tout d’abord, préparer des bouts de papier d’aluminium propres, en pesant et identifiant chacun par un numéro. Cinq grammes de chaque échantillon ‘plante fraîche’ sont emballés dans du papier aluminium, et placés dans l’étuve à 80°C jusqu’au séchage total. Ensuite, les échantillons sont retirés et placés dans un dessiccateur pour les refroidir, puis pesés en se servant de la même balance analytique utilisé pour les pesages préalables.

• Expression des résultats

Le taux d’humidité est exprimé en (%) selon la formule suivante :

M1: masse du papier aluminium vide en gramme. M2: masse du papier aluminium + la prise d’essai avant le séchage. M3: masse du papier aluminium + la prise d’essai après le séchage. H: humidité. Le pourcentage en matière sèche (MS%) est exprimé selon la formule suivante :

b - Sucres totaux

• Principe

Pour l’analyse des sucres totaux, la méthode de FOX et al., (1991) a été utilisée. Le

principe de cette méthode est qu’en milieu acide et à chaud, les liaisons glycosidiques des carbohydrates sont hydrolysées. Les oses simples ainsi libérés subissent une déshydration intramoléculaires pour donner des dérivés furfuraux (furfural ou hydroxymethyl furfural). La fonction aldéhyde des furfuraux se condense ainsi en milieu acide avec l’hydroxyle d’un composé phénolique, pour donner des acétals ou hémi-acétals de couleur rougeâtre, qui absorbe dans le visible (450-500 nm). Cette méthode permet ainsi de doser les glucides totaux d’un matériel biologique.

• Extraction

Le protocole d’extraction consiste à peser 10 mg du matériel végétal sec, puis les

mettre dans 10 ml d’eau distillée, et laisser agir pendant 24 h à température ambiante, Ensuite, cet extrait est soumis à une filtration.

• Dosage

Dans des tubes à essais stériles, on introduit 1 ml de la solution de phénol (5%). Les tubes sont soigneusement agités, Puis 5 ml d’acide sulfurique concentré « H2SO4 » sont rajoutés à l’aide d’une pipette graduée, La température atteint alors 110°C. Après 30 mn à

%H = [(M2 –M3) / (M2 – M1)] x 100

%MS = 100 - %H

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l’obscurité, les mesures d’absorbance (DO) sont effectuées à 490 nm dans le cas des hexoses. La DO obtenue est corrigée en éliminant l’absorbance de l’extrait.

Le calibrage du spectrophotomètre (UV-VIS spectrophotomètre, SHIMADZU) se fait avec un blanc contenant : 1 ml d’eau distillée, 1 ml de phénol à 5% et 5 ml H2SO4.

• Expression des résultats

Une courbe d’étalonnage a été tracée pour différentes concentrations de glucose. A

partir de cette courbe, on détermine la concentration de notre échantillon en sucres totaux. Le taux des sucres en % par rapport à la matière sèche est obtenu par la formule suivante :

TS : sucres totaux. C : concentration en sucre de l’extrait en mg/ml. 50 : volume de l’eau distillée utilisée en ml. P : la prise d’essai 50 mg.

%MS : la teneur en matière sèche.

3 - Dosage et extraction des protéines selon la méthode de KDJELDAL, 1983 et AFNOR, 1977

a - Principe

Le dosage des protéines par la méthode de KJELDAHL, est basé sur la minéralisation totale de la matière biologique en milieu acide, suivie de la distillation de l’azote sous forme d’ammoniac. En effet, le matériel biologique est minéralisé dans l’acide sulfurique concentré (H2SO4) à chaud (500-600°C) pendant 5 à 10 heures en présence d’un catalyseur de digestion (mélange de K2SO4, CuSO4 et sélénium ; ce dernier est de moins en moins utilisé à cause de sa toxicité). Le dosage de l’azote s’effectue selon les étapes suivantes :

Hydrolyse : H2SO4

Matériel biologique NH4++ autres minéraux

Neutralisation : NaOH Distillation: B(OH)3H NH4+ NH3 NH3B(OH)3

%TS (%MS) = [(C x 50) / P] x 100

%TS (%MS) = [TS (%MS) x %MS] /100

33


A la fin de la minéralisation, l’azote se trouve sous forme minérale [(NH4+)2,SO42-

]. Afin de pouvoir distiller l’azote par entraînement à la vapeur d’eau, il faut d’abord neutraliser l’acide sulfurique et transformer l’azote en ammoniac gazeux (NH3). Au cours de la distillation, l’azote de l’ammoniac (Base de Léwis possédant un doublet électronique) est entraîné à la vapeur d’eau et piégé dans l’acide borique : B(OH)3 qui est un acide de Léwis (possédant une orbitale vacante). L’ammoniac est piégé dans l’acide borique à travers une liaison dative : NH3 B(OH)3, et ensuite titré avec une solution faible (0.1N) d’acide sulfurique. La quantification de l’azote total permet d’extrapoler pour estimer la quantité de protéines. On admet d’une manière générale que :

b - Mode opératoire

1- Minéralisation

Peser 0.1 g de l’échantillon et l’introduire dans le matras de l’appareil à minéralisation (Gerhardt), Ajouter 0.1g du catalyseur (0.1g de sulfate de cuivre (K2 SO4) et 0.1g de sélénium) et (10 ml d’acide sulfurique) pur. Homogénéiser, et chauffer le matras jusqu’à l’obtention d’une solution limpide de couleur verdâtre ; laisser ensuite refroidir.

N organique + H2 SO4 (NH4+)2, SO4 + H2O + CO2

2 - Distillation

Cette étape se fait en utilisant l’appareil distillateur (Gerhardt). Le contenu du matras est versé dans le ballon de distillation. Ensuite, on rajoute 80 ml d’eau distillée (goutte à goutte), et 80 ml de solution d’hydroxyde de sodium (33%). Un bécher contenant 25 ml d’acide borique (4%) est placé à l’extrémité de l’appareil. On commence la distillation du mélange par chauffage du ballon de façon à recueillir plus de 50 ml de distillation.

NH4+ + OH- NH3 + H20

3 - Titrage

Le titrage se fait à l’aide de l’H2SO4 (0.1 N) en plaçant le bécher au dessous d’une burette, On fait écouler l’acide sulfurique jusqu’au virage de la couleur du jaune au rose pâle, puis lecture du volume de l’H2SO4 versé nécessaire pour la neutralisation

V : volume de l’H2SO4 versé à la burette lord de titrage en ml. P : prise d’essai en grammes 0.014 : correspondance à l’acide sulfurique. 0.1 : normalité de H2SO4. %N : pourcentage de l’azote.

Masse des protéines végétales = masse d’azote x 6.25

N% = (𝟎𝟎.𝟎𝟎𝟎𝟎𝟎𝟎 𝐱𝐱 𝟎𝟎.𝟎𝟎 𝐱𝐱 𝐕𝐕)𝐏𝐏

x 100

34


6.25 : facteur de conversion pour les protéines végétales. MAT : matière azoté totale.

4 - Extraction et dosage de la proline

La proline analysée selon la méthode de BERGMAN et LOXLEY (1970)

a - Extraction

100 mg de matériel végétal sec, soit des racines, des tiges et des feuilles, sont broyés dans 1.25ml d’éthanol 95%, suivi de trois rinçages et lavages avec 1.25ml d’éthanol 70% chaque fois. Des surnageants combinés environ 5ml, sont prélevés 2.5 ml auxquels sont ajoutés 1ml de chloroforme et 1.5 ml d’eau distillée. Le matériel végétal est gardé toute la nuit au froid à 0°C.

b - Dosage

1ml de la phase supérieure du matériel végétal, déjà décanté, est prélevé en évitant de toucher à la phase inférieure puis sont ajoutés 2ml de solution de NaCl 5 M et 5ml d’eau distillée. Après agitation, 2 ml de solution sont placés dans chaque tube à essai auxquels sont ajoutés 2ml de solution tampon phosphate (H3PO4 5.32 M + Na2PO4 3.88 M) à pH 2,5 et enfin 4 ml de solution de ninhydrine (0.125 g dans 2 ml de H3Po4 6M + 3 ml de CH3COOH glacial)

Les tubes sont agités et placés au bain–marie bouillant pendant 60 mn pour le

développement de la coloration. Une fois le mélange refroidi, la densité optique est lue au moyen d’un spectrophotomètre à 505 nm.

c - Expression des résultats

Les résultats sont exprimés en µg de proline.ml-1 d’extrait en référence à une courbe étalon (en annexe) à partir de concentrations croissantes de proline de 12.5 à 125 µg.ml-1 à partir d’une solution mère à 0.125% (HCl 0.3N) d’éthanol à70%.

5 - Dosage des sels minéraux

Technique d’analyse des sels minéraux

L’analyse des sels minéraux à été réalisée selon le protocole de LAFON et al (1996)

• 50 mg de la poudre végétale finement broyée est déposée dans un creuset en porcelaine, mise dans un four à moufle à 450° jusqu’à l’obtention de cendres blanches (au moins pendant 2 heures).

Protéines% = N% x 6.25

35


• Humecter les cendres par 1ml de HNO3 après refroidissement des capsules. Mettre sur plaque chauffante pour évaporer l’acide puis remettre au four pendant 1 heure pour s'assurer que toute la poudre est déminéralisée, puis peser la poudre afin de déterminer le taux de cendres. • Ajouter 1 ml de HCl 6N au contenu de la capsule après refroidissement. • Filtrer le mélange sur papier filtre (wattman) dans une fiole jaugée de 50 ml, rincer

la capsule et le filtre à l’eau tiède, filtrer et ajuster à 25 ml dans une fiole jaugée avec de l’eau distillée après refroidissement.

• Lire au spectrophotomètre à flamme, après avoir établit à partir d’une gamme étalon une courbe d’étalonnage qui permet de traduire la relation entre la DO et la concentration pour chaque élément : Na+, K+ et Ca+2

6 - Dosage de la chlorophylle

On écrase 50 mg de la partie médiane de l’avant dernière feuille en présence de sable et 5 ml d’acétone à 80%, dans un mortier en porcelaine, jusqu’à ce que les fragments de feuille deviennent blancs, puis on filtre dans un tube à essai pour obtenir un filtrat vert translucide pour chaque échantillon (CHAPPELLE et al.,1992).

.

La lecture est faite par spectrophotométrie et l’on effectue deux mesures de densité optique à deux longueurs d’onde différentes, qui correspondent aux pics d’absorption des chlorophylles a (663 nm), et b (645 nm). Ensuite, le calcul des quantités de chlorophylle a et b se fait à l’aide des formules suivantes :

7 - Dosage de l’ADN et de l’ARN

L'ADN et l'ARN ont été dosés selon la technique utilisée par Burton, (1956). Mettre 0.2g de matière sèche végétale dans des tubes à essai, auxquels on rajoute 2 ml d'acide perchlorique (0.5N). Incuber dans le bain Marie pendant 20mn à 90°C. Ensuite, passer les tubes à essai dans la centrifugeuse pendant 10 mn à 2000 tours/mn. A la fin de la centrifugation, on obtient une solution contenant à la fois de l'ADN et de l'ARN.

a - Dosage de l'ADN

Prendre 0.5 ml de la solution récupérée à laquelle on rajoute 0.5 ml d'acide perchlorique, et 2 ml de diphénylamine dans des tubes à essai. Les tubes couverts et laissés au repos à l'obscurité pendant 18h, ensuite, s'effectue la lecture de la densité optique des échantillons au spectrophotomètre à une longueur d’onde de 600 nm.

Chl a= 12.7 DO (663)-2.69 DO (645)

Chl b= 22.9 DO (645) – 4.68 DO (663)

36


Préparation du réactif à la diphénylamine

Dissoudre 500mg de diphénylamine dans 49 ml d'acide acétique et 1ml d'HCl concentré. La détermination de la teneur de l'ADN est réalisée selon la formule:

b - Dosage de l'ARN Ajouter 1ml d'eau distillée à 0.5 ml de solution récupérée et 1.5 ml d'orcinol dans

des tubes à essai, que l’on porte à ébullition dans le bain Marie pendant 45 mn. Après refroidissement à l'eau du robinet, la lecture de la densité optique des échantillons est effectuée au spectrophotomètre à une longueur d’onde de 675 nm.

Préparation du réactif à l'orcinol

Dans un Erlenmeyer, il est rajouté 3 mg de chlorure de cuivre à 100 mg d'orcinol, sur lesquels est versé 50 ml d'HCl. La détermination de la teneur de l'ARN est réalisée selon la formule:

8 - Détermination de l’activité antioxydant par le radical DPPH

Le radical DPPH est dissous dans du méthanol /H2 O (8 : 2), à une concentration de 4.10-5 mol.l-1 (P/V), puis gardé à (-20 °C), avant utilisation. À chaque extrait (0,1 ml) sont ajoutés 2,9 ml de solution de DPPH, après agitation les tubes sont placés à l’obscurité à température ambiante pendant 30 min, l’absorbance est mesurée après à 517 nm. La solution controle est ajustée à 0,1 ml de methanol et 2.90 ml de la solution DPPH (2.2 diphenyl 1 picrylhydrazyl de couleur violette vire en 2.2 Diphenyl 1 picryl hydrazine de couleur jaune (MAATAOUI et al ., 2006 ).

Les résultats peuvent être exprimés en tant qu’activité anti-radicalaire où l’inhibition des radicaux libres en pourcentages (%) en utilisant la formule suivante :

Abs 517 échantillon: L’absorbance de l’échantillon Abs 517 contrôle: L’absorbance du contrôle

ADN (µmol/g MS) = (DO600 – 0.015) / 0.005986

ARN (µmol/g MS) = (DO 675 – 0.0071) /0.0061

% d’activité anti radicalaire (IP ou IC) =

[(Abs 517 contrôle-Abs 517 échantillon) /Abs 517controle] x 100

37


9 - Détermination des composés phénoliques

a - Extraction (Préparation des extraits méthanolique)

Une quantité de 5,0 g de matériel végétal est broyée avec 10 ml de méthanol - eau (8 : 2) pendant 20 min. Après centrifugation, le résidu est ensuite rincé avec 5 ml de méthanol et extraite de nouveau avec 10 ml de méthanol – eau. L'extrait obtenu a été concentré au rota vapeur à 30 ° C, le résidu est dissous dans 5 ml de méthanol et le volume est ensuite complété à 10 ml avec de l’eau bidistillée. Le mélange obtenu est centrifugé puis complété à 10 ml avec du méthanol à 50 % et est gardé à 0°C avant les analyses (KIM et al., 2003).

b - Dosage

1- Dosage des polyphénols totaux

Le dosage des polyphénols totaux dans les extraits de feuilles, tiges et racines de l’haricot a été effectué par spectrophotométrie selon la méthode au réactif de Folin Ciocalteu (GALLET et LEBRETON, 1995).

Sur 40 µl de l’extrait, on rajoute 1.8 ml de réactif de Folin ciocalteu (dilué 10 fois avec de l’H2O distillée). Le mélange est soumis à une agitation au vortex puis laissé reposer 5 mn à température ambiante, 1,2 ml de carbonate anhydre de sodium à 7,5% (7,5g/100ml H2 O distillée) est rajouté, le mélange est gardé à température ambiante et à l’obscurité pendant 1h. La densité optique(DO) est lue à une longueur d’onde (λ) de 765 nm sur spectrophotomètre.

Le taux de poly phénols totaux dans l’extrait à été calculé à partir d’une courbe d’étalonnage linéaire, établie avec des concentrations précises d’acide gallique (100-500 mg/l), comme standard de référence, dans les mêmes conditions que l’échantillon, La densité optique(DO) de chaque mélange est lue à une longueur d’onde(λ) de 765 nm.

2 - Dosage des flavonoïdes

Les flavonoïdes contenus dans les extraits méthanoliques sont estimés par spectrophotométrie selon la méthode décrite par KIM et al., 2003, 1500µl d’eau distillée sont mélangés avec 500µl d’extrait, et 150µl de nitrate de sodium à 5% ; le mélange est laissé a part 5mn à température ambiante et à l’obscurité, Ce dernier est additionné à 150µl de trichlorure d’aluminium à 10% ; après un repos de 11mn à l’obscurité : 500µl de soude 1M est rajouté. Le mélange est soumis à une agitation au vortex, et la densité optique est lue à une longueur d’onde (λ) de 510nm.

38


3 - Dosage des tanins condensés (PRICE et al., 1977)

2 ml d’une solution préparée à base de vanilline à 1% dans l’acide sulfurique à 70 % (1g de vanilline dans 77,77 ml de H2SO4 a compléter avec de l’eau distillée pour avoir 100 ml) est additionné à 1ml d’extrait. L’ensemble du mélange est placé dans un bain- marie pendant 15 mn à 20°C, à l’abri de la lumière : l’absorbance du mélange est lue à une longueur d’onde de 500nm au spectrophotomètre. Les tanins condensés sont exprimés par la formule suivante :

5.2×10ˉ² : constante exprimée en équivalent de cyanidines.

DO : Densité optique.

V : volume d’extrait utilisé.

P : poids de l’échantillon.

4 - Dosage des tanins hydrolysables (BATE- SMITH, 1972)

1ml de l’extrait est mélangé à 3,5 ml d’une solution préparée à base de trichlorure

ferrique à 0.01 M dans l’acide chlorhydrique à 0.001 M, la densité optique du mélange est lue 15 secondes après l’addition du réactif, à une longueur d’onde de 660 nm sur spectrophotomètre. Les tanins hydrolysables sont exprimés par la formule suivante :

DO : Densité optique.

E mole : 2169 de l’acide ellagique (constante exprimée en mole).

M : Masse en g (300).

V : volume d’extrait utilisé.

P : poids de l’échantillon.

b -Réalisation de la courbe d’étalonnage : A partir d’une solution mère d’albumine bovine à 1mg/ml, des solutions filles de

concentrations croissantes : 0, 0.2, 0.4, 0.6, 0.8 et 1 mg/ml ont été préparées. 50μl de chaque solution fille ou d’échantillon sont additionnés à 2.5ml du réactif de Bradford. Après 5 minutes de réaction, la densité optique est lue à λ= 595 nm (WECKBECKER et CORY,1988).

T(%)= 5.2×10ˉ² × [(DO×V)/p]

T(%)= DO× M×V/ E mole× P

39


10- Extraction des huiles

essentielles a - Hydro distillation

Les huiles essentielles sont des corps aromatiques et volatils extraits du règne végétal. Beaucoup de plantes ne possèdent pas d’huiles essentielles extractibles, ou en possèdent très peu (HAJJI et al., 1985).

b - Principe de l'hydro distillation

Le procédé d’hydro distillation est la distillation d’un mélange d’eau et d’un

produit naturel. Les espèces chimiques odorantes sont faites de molécules peu ou pas solubles dans l'eau mais souvent volatiles. Elle consiste à porter à ébullition le mélange, initialement mélangées à de l'eau, elles se vaporisent par chauffage en même temps que l'eau et sont entraînées par la vapeur d'eau vers un réfrigérant où elles se condensent (ainsi que l'eau) puis à condenser les vapeurs qui se dégagent, c’est-à-dire de les ramener à l’état liquide, afin de récupérer les arômes.

A la sortie du réfrigérant on recueille le distillat en général formé de 2 liquides

non miscibles encore appelés phases

• Phase aqueuse, la plus abondante, est constituée d'eau dans laquelle sont dissoutes très peu d'espèces odorantes

• Phase organique (l'huile essentielle) est constituée des espèces odorantes.

Décantation : afin de séparer les huiles solubles dans l'eau on utilise un solvant, notre choix s'est porté sur le cyclohexane

Elimination du solvant par le Rota-Vapeur à une température de 38°C. Le poids du ballon est déterminé à vide et bien séché avant. On quantifie le taux des huiles essentielles par la détermination du poids du ballon après l’élimination du solvant.

Densité de la phase aqueuse > Densité de la phase organique

Taux des huiles essentielles(g)= poids du ballon après – poids du ballon avant

Chapitre III RESULTATS ET DISCUSSION

40

Chapitre III. RESULTATS ET DISCUSSION

I - REPONSES DES VARIETES D’HARICOT A LA SALINITE AU STADE

GERMINATION ET POST GERMINATION

1 – Action de la salinité sur la germination des graines.

a – germination des graines de la variété Cocorose

La germination des graines de la variété Cocorose subit des variations importantes sous l’effet stressant. En effet, la figure 10 montre qu’après 48 heures du semis, aucune graine ne germe ; par contre les graines ne commencent à germer qu’après 72 h pour les témoins et celles traitées à 50 mM de NaCl avec des taux très bas. Au-delà, la germination est inhibée. Jusqu’au 8ème jour, les taux de germination les plus élevés sont enregistrés pour les graines témoins jusqu’à 30% puis ce taux baisse sensiblement pour les graines nourries à 50 mM de NaCl (22%). Sous le traitement à 150 mM, la germination ralentit et aucune germination ne se manifeste sous 300 mM.

24h 48h 72h 8j 50

40

30

20

10

0 Témoin 50 mM 150 mM 300 mM

NaCl (mM)

Fig. 07 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Tableau 07- Test statistique de signification de Student des pourcentages de la germination des graines de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ

24h 0 0 0 0 0 48h 0 0 0 0 0 72h 4±5.65

NS* 2±2.82S

NS* 0 0 1.5±1.91

8j 30±4.48 S*

22±8.48NS S*

6±2.82S S*

0 14.5±13.89

m ± σ 8.5±14.45 6±10.70 1.5±3 0

S et NS= différence significative ou non significative = effet du traitement à la solution saline sur la germination exprimée en pourcentage (%) dans le même temps.

S* et NS* = différence significative ou non significative = effet du temps sur la germination exprimée en pourcentage (%) par traitement par rapport au début de la germination.

L’analyse statistique (tableau 07) montre que le taux de germination des graines

après 72 heures, est plus bas sous l’effet 50 mM de NaCl par rapport au témoin. Après 8

% d

e ge

rmin

atio

n

41

jours, les taux varient considérablement à la baisse sous 150 mM alors qu’aucune différence n’apparaît sous le traitement 50 mM comparé au témoin.

L’effet temps de germination montre l’absence de différence dans la germination des graines jusqu’à 72 heures ; au-delà, les taux deviennent remarquablement supérieurs aussi bien sous 50 que 150 mM de NaCl.

b - germination des graines de la variété El djadida

La figure 08 montre les variations des taux de graines germées sous les traitements

au NaCl. Pour les graines témoins, la germination évolue avec le temps en exprimant des taux élevés jusqu’au 8ème jour. Dès que les graines sont stressées, la réaction est différente si bien que les taux de graines germées les plus élevés sont observés après 72 heurs et 8 jours. Lorsque la concentration en NaCl passe à 150 mM la germination est réduite fortement au bout de 72 heures et 8 jours avec les mêmes taux respectifs de 4% de germination. Cette dernière est inhibée sous le traitement à 300 mM.

20 24h 48h 72h 8j

15

10

5


NaCl (mM)

Fig. 08 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Tableau 08 - Test statistique de signification de Student des variations des pourcentages

de la germination des graines de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ 24h 0 0 0 0 0 48h 6±2.82

S* 4±5.65 NS

NS* 0 0 2.5±3

72h 8±0 S*

10±8.48 NS S*

4±2.82 NS S*

0 5.5±4.43

8j 10±2.82 S*

10±8.48 NS S*

4±0 S S*

0 6±4.89

m ± σ 6±4.32 6±4.89 2±2.30 0 -

L’analyse statistique (tableau 08) indique jusqu’à 72 heurs, les taux de germination varient peu pour les graines traitées à 50 mM et 150 mM comparativement aux graines témoins. Jusqu’au 8ème jour, les résultats révèlent que les taux sont très inférieurs par rapport au témoin, alors qu’aucune différence n’apparaît sous la salinité à 50 mM.

% d

e g

erm

inat

ion

42

c - Germination des graines de la variété Tadallaghte

En effet chez la variété Tadallaghte le stress salin exerce aussi son effet inhibiteur sur la germination des graines. La figure 09 montre un ralentissement marqué de la germination des graines sous conditions salines. Au bout de 48 heures du semis, la germination chute rapidement et de manière très marquée sous 50 et 150 mM de NaCl ; ces taux représentent autour de la moitié de graines germées dans le milieu 50 mM pour descendre jusqu’à environ le tiers de graines germées sous 150 mM de NaCl par rapport aux graines témoins. Par contre, il faut remarquer qu’après 72 heures, les graines stressées à 50 mM, réagissent lentement avec une réduction d’environ le tiers des graines germées par rapport au témoin ; dès que la salinité augmente à 150 mM, les graines répondent faiblement. Enfin, au bout de 8 jours, les graines subissent l’effet stressant que sous NaCl à 150 mM alors qu’une différence de germination très sensible s’exprime entre les graines traitées à 50 mM par rapport aux graines témoins.

24h 48h 72h 8j

100

75

50

25


NaCl (mM)

Fig. 09 - Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

Il faut noter qu’aucune graine n’a germé sous le NaCl à 300 mM jusqu’à 72 heures

à l’exception de graines ayant réagi à la salinité au bout de 8 jours avec un taux nettement bas (2.82%).

Tableau 09 - Test statistique de signification de Student des Variations des pourcentages de la germination des graines de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ 24h 0 0 0 0 0 48h 64±5.65

S* 26±14.14 S

NS* 10±8.48 S

S* 0 25±28.11

72h 90±2.82 S*

58±8.48 NS S*

14±8.48 S S*

0 40.5±41.22

8j 88±5.85 S*

76±0 NS S*

20±11.31S S*

2±2.82 S S* 46.5±41.93

m ± σ 60.5±42.02 10±33.74 11±8.40 0.5±1

L’analyse statistique (tableau 09) montre que le taux de germination est significativement réduit après 48 heures pour les concentrations 50, 150 et 300 mM. Entre 72 heures et 8

% d

es g

rain

es g

erm

inée

s

43

jours la différence est plus réduite sous l’effet 150 et 300 mM comparée aux graines témoins. Le taux de germination reste pratiquement élevé sous les traitements 50 et 150 mM à partir de 72 heures par rapport au début de la germination.

2 – Croissance des radicules des trois variétés sous NaCl

a – Variété Cocorose

Il faut remarquer (figure 10) que l’apparition de la radicule n'est observée qu’après 72h pour les graines témoins germées et celles ayant reçu 50 mM de NaCl.

2 24h 48h 72h 8j

1.5

1

0.5

0

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM NaCl (mM)

Fig. 10 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Cocorose stressée au NaCl.

En effet, après 72 heures, la radicule témoin a atteint une longueur de 0.40 cm alors que cette longueur baisse sensiblement jusqu’à 0.35 cm pour les radicules provenant des graines traitées à 50 mM.

Tableau 10 - Test statistique de signification de Student de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Cocorose stressée à la salinité.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ

24h 0 0 0 0 0 48h 0 0 0 0 0 72h 0.4±0.56

NS* 0.35±0.49 NS

NS* 0 0 0.18±0.21

8j 1.55±0.106 S*

1.43±0.26 NS S*

1.47±0.38NS S*

0 1.11±0.74

m ± σ 0.48±0.73 0.44±0.67 0.36±0.73 0

S et NS= différence significative ou non significative = effet du traitement à la solution saline sur

la germination exprimée en longueur de la radicule (cm) dans le même temps. S* et NS* = différence significative ou non significative = effet du temps sur la germination

exprimée en longueur de la radicule (cm) par traitement par rapport au 24 h

Long

ueur

de

la ra

dicu

le (c

m)

44

Après 8 jours, la croissance des radicules évoluent aussi bien pour celles témoin que pour celles stressées à la salinité avec des valeurs non significatives par rapport au témoin quel que soit la concentration en NaCl. L’étude statistique montre (tableau 10) que la longueur des radicules est significativement inférieure sous la salinité à 150 mM et 300 mM après 72heures ; après 8 jours ce paramètre reste invariable lorsque la salinité du milieu passe à 300 mM comparativement aux radicules témoins. Par contre, après 8 jours, la longueur des radicules évolue remarquablement par rapport à celles observées au début de la post germination.

b – Variété Eldjadida

Les histogrammes de la figure 11 mettent en évidence les variations de la post germination des graines de la variété El djadida, exprimée en longueur de la radicule par rapport au temps. Il faut remarquer que la longueur de la radicule mesurée après 8 jours baisse lorsque la concentration du milieu augmente ; en effet les valeurs évoluent à la baisse

24h 48h 72h 8j 6

5

4

3

2

1


NaCl (mM)

Fig.11 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Eldjadida stressée au NaCl.

En passant de 4.47 cm pour le témoin vers 4.03 et 2.2 cm pour les radicules des graines exposées à 50 et 150 mM de NaCl. Il faut ajouter que les radicules ralentissent remarquablement leur croissance avec des valeurs de longueurs très faibles pendant les 72 heures de traitement. Tableau 11. Test statistique de signification de Student des variations de la longueur de la radicule en (cm) chez la variété eldjadida stressée à la salinité.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ 24h 0 0 0 0 0

48h 1.27±0.74 NS*

0.55±0.77 S NS*

0 0 0.45±0.60

72h 2.075±0.17 S*

0.72±0.88 S NS*

0.7±0.98 S NS*

0 0.87±0.86

8j 4.47±0.95 S*

4.035±0.65 NS S*

2.2±0.14 S S*

0 2.67±2.03

m ± σ 1.95±1.88 1.32±1.83 0.72±1.03 0

L’analyse statistique (tableau 11) illustre que les radicules ont des longueurs

significativement inférieures sous l’effet salinité pour les graines traitées durant 72 heures

Long

ueur

de

la r

adic

ule

(cm

)

45

par rapport au témoin. Ce ralentissement important de la croissance des radicules se poursuit jusqu’au 8ème jour sous le traitement 150 mM de NaCl. Durant cette phase, les résultats indiquent aussi que les longueurs des radicules évoluent significativement à la hausse quelque soit le traitement.

c – Variété Tadallaghte

La figure 12 indique que la longueur de la radicule ne montre presque aucun changement pour les plantules témoins et celles ayant reçu 50 et 150 mM de NaCl pendant 72h, ceci présume que la salinité ne semble pas avoir d’effet à ce stade.

24h 48h 72h 8j

8 7 6 5 4 3 2 1 0

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM NaCl (mM)

Fig. 12 - Variations de la longueur de la radicule (cm) chez la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

Entre autre, ce paramètre connaît une chute au 8eme jour de la longueur variant de

4.07 jusqu’à 0.45 cm sous la concentration 300 mM par rapport aux radicules témoins qui enregistrent 6.17 cm ce qui démontre que l’effet de stress n’est présent qu’après le 8eme

jour. Il est à signaler que pendant les 3 premier jours, les graines traitées par 300 mM ne montrent aucun signe de germination mais une croissance très ralentie de la radicule enregistrée avec seulement 0.45 cm après le 8eme jour.

Tableau 12 - Test statistique de signification de Student des variations de la longueur de la

radicule (cm) de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

Témoin 50 mM 150 mM 300 mM m ± σ 24h 0 0 0 0 0 48h 0.63±0.04

NS* 1.45±0.45 S

NS* 0.91±0.12NS

NS* 0 0.74±0.60

72h 1.77±0.07 NS*

1.78±0.04 NS S*

1.63±0.26NS S*

0 1.29±0.86

8j 6.17±0.7 S*

4.075±0.33 NS S*

2.43±0.04 S S*

0.45±0.63S S* 3.28±2.43

m ± σ 2.14±2.78 1.82±1.68 1.24±1.03 0.112±0.22

L’analyse statistique (tableau 12) montre que la longueur de la radicule n’est pas vraiment affectée par le stress salin pendant les trois premiers jours d’expérimentation. Au delà de 72h, la tendance s’inverse et la croissance de la radicule diminue considérablement face à

long

ueur

de

la r

adic

ule

(cm

)

46

des concentrations croissantes en NaCl avec une baisse de presque 92% comparée aux plantules témoins.

Les résultats indiquent aussi que les longueurs de la radicule évoluent de façon significative à partir de 72 h pour toutes les concentrations en comparaison avec les résultats obtenus au bout de 24 h.

De façon générale, d’après les tests de la germination réalisés sur les trois variétés

de jeunes plantes Phaseolus vulgaris L. Cocorose Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les tests de la germination s’évoluent beaucoup plus dans la variété Tadallaghte que dans les deux d’autres variétés, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Il est noté aussi que les pourcentages de la germination et la longueur de la radicule varient selon la variété et le traitement salin. Concernant les trois variétés, il est à signaler que l’apparition de la radicule ne se produit qu’après 48 h.

Il apparait clair que le pourcentage des graines germées est très élevé chez la variété

Tadallaghte suivi de la variété El djadida, enfin, la variété Cocorose. En plus, la variété Tadallaghte est plus adaptée au stress salin que les deux autres, tout en restant très sensible à ce facteur de stress.

Nos résultats sont confirmés par beaucoup de travaux qui montrent que les

traitements au NaCl induisent la diminution du taux de germination des graines des trois variétés de Phaseolus vulgaris L.. La germination des graines est le stade le plus sensible aux stress salin et hydrique (BOULGHALAGH et al., 2006; COKKIZGIN, 2012). Il est possible de considérer que la plupart des graines sont plus sensibles au stade germination et lors de la levée (MAILLARD et al., 2001). Parmi les causes de l’inhibition de la germination en présence du sel, la variation de l’équilibre hormonal est évoquée (ATIA et al., 2009; DEBEZ et al., 2012).

Selon PRADO et al., 2000 la diminution du taux de germination des graines

soumises à un stress salin serait due à un processus de dormance osmotique développé sous ces conditions des stress. La conversion de carbohydrates en sucres solubles jouant le rôle de régulation osmotique au niveau des cellules embryonnaires en phase de germination est alors inhibée. Ce retard pourrait être du à l’altération des enzymes et des hormones qui se trouvent dans la graine (DAROUI et al.,2013)

Il pourrait s’agir également d’une difficulté d’hydratation des graines suite à un

potentiel osmotique élevé entrainant une certaine inhibition des mécanismes aboutissant à la sortie de la radicule hors des téguments et par conséquent un retard de germination des graines (GILL et al.,2003 ; DAROUI et al.,2013). La réduction du potentiel osmotique de la solution du sol empêche l’imbibition de la graine suite à une diminution des activités enzymatiques et une forte absorption de Na+ par rapport à K+, ce qui conduit à une toxicité embryonnaire et un retard dans les processus métaboliques (HU et al., 2007)

47

II- Caractérisation morpho-physiologique des plantes sous NaCl

a - Nombre de feuilles

La figure 13 illustre le nombre de feuilles compté à partir des trois variétés de jeunes plantes de Phaseolus vulgaris L. stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que le NF est beaucoup plus chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Il est noté aussi que ce nombre varie selon la variété et le traitement salin. En effet le nombre de feuilles baisse chez les trois variétés lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, Le NF des trois variétés est très faible à la concentration 150 et 300 mM par rapport aux plantes témoins (29.2 contre 24.4 et 23.2, 31.6 contre 21.2 et 19.2 et 28.2 contre 23.4, 23.8 chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement). L’abaissement du NF est très remarquable et significatif dès que la salinité passe à 150mM quelque soit la variété. Dans les trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, ce nombre est sensiblement identique chez les plantes arrosées à 50 mM et 300 mM de la solution saline (24.4 contre 23.2, 21.2 contre 19.2 et 23.4 contre 23.8).

Témoin 50 mM 300 mM

40

30

20

10

0 Cocorose Eldjadida Tadalaghte

Variété

Fig.13 – Variations du nombre de feuilles chez trois variétés de Phaseolus vulgaris L. Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.

Le tableau 13 montre qu’il y a un effet considérablement inférieur du stress salin

sur le NF des plantes de la variété Eldjadida quelque soit la concentration saline comparé à la variété Cocorose. Par contre, la variété Tadallaghte ne montre aucun effet important du stress sur ce paramètre que ce soit pour les plantes témoins ou les plantes arrosées à la solution saline toujours par rapport à la variété Cocorose.

Tableau 13 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations du nombre de feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ Témoin 29.2±4.96 31.6±2.6 S 28.2±7.46 NS 29.67±1.75 50 mM 24.4±6.98

S* 21.2±1.78 S

S* 23.4±11.23NS

S* 23.0±1.64

300 mM 23.2±4.38 S*

19.2±5.76S S*

23.8±5.49NS S*

22.07±2.50

m± σ 25.60±3.17 24.00±6.66 25.13±2.66

Nom

bre

de fe

uille

s

48

Il s’avère aussi que le NF est significativement inférieur chez toutes les plantes arrosées à la solution saline NaCl à 50 ou à 300 mM comparativement aux plantes témoins.

b - Longueur de la tige

La figure 14 montre des variations de la longueur de la tige mesurée à partir de trois variétés Cocorose Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les LT évoluent beaucoup plus dans la variété Tadallaghte que dans les deux d’autres variétés, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. On note aussi que les LT varient selon la variété et le traitement salin. En effet ces longueurs diminuent lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La LT de trois variétés est faible à la concentration 300 mM par rapport aux plantes témoins (70.1cm contre 57.8 cm, 54.4 cm contre 32.8 cm et 101 contre 90.4 cm chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement). L’abaissement de la LT est très remarquable et significatif chez la variété Eldjadida dès que la salinité passe à 50 mM. Dans la variété Eldjadida les LT sont sensiblement identiques chez les plantes arrosées à 50 et 300 mM de la solution saline (32.6 cm contre 32.8 cm).

Témoin 50 mM 300 mM 160

120

80

40

0

Cocorose Eldjadida Tadalaghte variété

Fig.14 – Variations de la longueur de la tige des plantes de trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

L’étude statistique (tableau 14) indique que l’effet du NaCl ne se manifeste pas sur

la LT des plantes de la variété Eldjadida quel que soit le traitement salin comparativement à la variété Cocorose.

Tableau 14 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations de la longueur de la tige chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ Témoin 70.1±4.82 54.4±5.44NS 101±24.6S 75.16±23.71 50 mM 63.8±10.28

S* 32.6±3.2NS S*

98.4±31.4S NS*

64.93±34.24

300 mM 57.8±12.19 S*

32.8±7.91NS S*

90.4±15.84S S*

60.33±28.88

m± σ 63.9±6.15 39.93±12.53 96.6±5.52

long

ueur

de

la ti

ge (c

m)

49

Par contre, cette salinité agit significativement à la hausse sur la longueur des tiges des plantes de la variété Tadallaghte toujours comparée avec la variété Cocorose. Il faut noter aussi qu’il a y un effet significativement inférieur de la longueur des tiges sous 50 mM et 300 mM de NaCl pour les variétés Cocorose et El djadida par rapport au témoin ; au contraire chez la variété Tadallaghte, cet effet de la salinité n’est significatif que sous la concentration 300 mM de la solution saline.

c - Nombre de ramifications

La figure 15 illustre une diminution du NR mesurée à partir de trois variétés Cocorose Eldjadida et Tadallaghte stressées avec l'augmentation da la salinité du milieu. Il est remarqué que le NR augmente beaucoup plus chez les variétés Cocorose et Tadallaghte que la variété Eldjadida, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Il est noté aussi que le NR varie selon la variété et le traitement salin. En effet ce nombre diminue lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, le NR de trois variétés est faible à la concentration 300 mM par rapport aux plantes témoins (11.6 contre 10, 11.2 contre 7.2 et 12 contre 9.8 chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement). L’abaissement du NR est remarquable chez la variété Eldjadida à la concentration 50 mM et 300 mM ; ce qui exprime la sensibilité de cette variété à la salinité. Chez les variétés Cocorose et Tadallaghte le NR est sensiblement identique chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 et 300 mM de la solution saline (11.6 contre 12, 11.4 contre 10.4 et 10 contre 9.8).


16 14 12 10

8 6 4 2 0

Cocorose Eldjadida Tadalaghte variété

Fig.15 – Variations du nombre de ramifications chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées NaCl.

Le tableau 16 indique que le NR diminue remarquablement et significativement chez les plantes arrosées aux concentrations 50 mM et 300 mM chez la variété Eldjadida comparée à la variété Cocorose ; alors que la variété Tadallaghte ne montre aucune différence n’apparente quel que soit le traitement salin comparativement à la variété Cocorose. Il y a aussi que les variétés Eldjadida et Tadallaghte montrent que le NR diminue d’une manière considérable quel que soit le traitement salin par rapport aux plantes témoins.

Nom

bre

de ra

mifi

catio

ns

50

Les résultats révèlent une différence significative entre les trois variétés de Phaseolus vulgaris L, sous l’effet des différents traitements, ainsi que pour l’interaction entre les variétés et les traitements.

Tableau.15 - Test de Signification de Student à P = 5% des variations du nombre des ramifications chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ

Témoin 11.6±2.7 12±1.41NS 11.2±2.7NS 11.6±0.4 50 mM 11.4±2.73

NS* 7.6±0.54S S*

10.4±3.96NS S*

9.8±1.97

300 mM 10±1.7 S*

7.2±2.38S S*

9.8±2.38NS S*

9±1.56

m± σ 11±0.87 8.67±2.20 10.73±1.14

Après l'analyse des données sur les paramètres morphologiques des trois variétés, il est constaté que les valeurs les plus élevées de la partie aérienne concernent la variété Tadallaghte, puis la variété Cocorose et enfin la variété El djadida. Cela est peut être du à leurs différences génotypiques qui confèrent à chacune des caractéristiques propres et lui permettent de s’adapter à des situations nouvelles et différentes du stress. Nos résultats sont en accord avec ceux de KADRI et al., (2009) qui ont montré un effet variable du stress salin sur la croissance de la partie aérienne de nombreuses espèces végétales. Les stress abiotiques sont responsables d’une perte de rendement de la biomasse végétale estimée à 50% pour les cultures les plus répondues (BRAY et al.,2000; VINCENT, 2007 ). Ils constituent donc des facteurs limitants non négligeables. Ces stress se traduisent par des changements morphologiques, physiologiques, biochimiques et moléculaires qui affectent négativement la croissance de la plante et sa productivité (WANG et al.,2001; BEN NACEUR et al., 2004 ; BOUZID et al., 2012).

A l’image des résultats obtenus, il se démontre que les traitements salins causent des modifications importantes sur les paramètres morphologiques aériennes plus que les paramètres morphologiques racinaires. Généralement, l’accumulation du sel dans les tissus des plantes au-dessus de la normale va causer une certaine inhibition de la croissance, Les plantes qui s’adaptent à la salinité se manifestent par un faible allongement de ses organes, La diminution de la croissance des feuilles résulte en partie d’une réduction de l’assimilation nette en CO2 (ZID et GRIGNON ,1991) provoquée par la fermeture des stomates en réponse au faible potentiel de l’eau, du sol, ou du substrat, conséquence à son tour de la concentration élevée en sel (LEPRINCE et SAVOURE, 2010) .

A l’inverse des plantes naturellement tolérantes aux sels, la plupart des espèces d’intérêt agronomique sont rangées dans le groupe des glycophytes, dont la croissance est diminuée en présence de sel (DAROUI, 2013). Il est bien connu que les végétaux présentent un très large spectre de comportement vis-à-vis de la salinité, certaines espèces peuvent supporter jusqu'à 30 g.l-1 de NaCl (0.5 M soit à peu prés la concentration de l’eau de mer) tandis que d’autres voient leur croissance réduite ou inhibée à de plus faibles teneurs en sel du milieu (LOPEZ, 1988 ; LEPENGUE, 2011).

https://scholar.google.fr/citations?user=VajL5WwAAAAJ&hl=fr&oi=sra

51

d - Variations des pourcentages de la matière sèche chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de Phaseolus vulgaris L. stressées à la salinité.

1 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Cocorose

La figure16 illustre les variations des pourcentages de la MS mesurée à partir des feuilles, tiges et racines de la variété Cocorose stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les pourcentages de la MS haussent beaucoup plus chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Néanmoins, les teneurs fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En effet, le pourcentage de MS diminue significativement chez les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, le pourcentage varie de 12.27 % chez les feuilles des plantes témoins à 6.12 % chez celles traitées à 300 mM. Dans les tiges et les racines, ce paramètre baisse aussi considérablement dès que la salinité passe à 300 mM. Les pourcentages sont sensiblement identiques chez les feuilles, les tiges et les racines des plantes témoins et aussi les plantes arrosées à 50 et 300 mM de la solution saline (12.27 pour 12.68 et 11.76, 10.34 pour 9.62 et 10.76, 6.12 pour 5.68 et 7.23% respectivement).

Témoin 50 mM 300 mM 16 14 12 10

8 6 4 2 0

Feuilles Tiges Racines Organes

Fig.16 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

L’étude statistique montre que les pourcentages de la MS diminuent considérablement chez les racines des plantes témoins et celles arrosées à la concentration saline 300 mM comparativement aux feuilles ; alors que chez les tiges ce pourcentage est significativement inferieur à la concentration 50 mM comparées toujours aux feuilles.

% d

e la

mat

ière

sèc

he

52

Par contre les valeurs de ce paramètre baissent fortement à la concentration de NaCl 300 mM quelque soit l’organe végétal comparé aux plantes témoins (tableau 16).

Tableau 16 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ

Témoin 12.27. ±0.99 12.68±1.73NS 11.76±1.23S 12.24±0.46 50 mM 10.34±1.02

NS* 9.62±0.88S NS*

10.76±1.03NS NS*

10.24±0.58

300 mM 6.12±1.58 S*

5.68±0.88NS S*

7.23±1.06S S*

6.34±0.80

m± σ 9.58±3.15 9.33±3.51 9.92±2.38

2 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Eldjadida

Les histogrammes de la figure 17 montrent des variations de pourcentages de la MS calculées à partir de feuilles, tiges, et racines des plantes de la variété cocorose stressées à la solution saline. Il est observé qu’il y a une différence entre les pourcentages de MS chez les plantes témoins et celles ayant reçu la solution saline. Il faut remarquer que les pourcentages de MS baissent avec l’augmentation de concentration de NaCl chez tous les organes. La chute de ces pourcentages est remarquable à la concentration 300 mM quelque soit l’organe de la plante; alors que chez les tiges il faut remarquer la chute aux concentrations 50 mM et 300 mM. Ces pourcentages sont sensiblement identiques chez les feuilles et les racines des plantes témoins et celles traitées à 50 mM (9.4 contre 8.7 et 9.07 contre 8.94% respectivement).


12

10

8

6

4

2

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig.17 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

L’analyse statistique (tableau 17) indique que les pourcentages de la MS baissent considérablement chez les tiges quelque soit la concentration saline comparés aux plantes témoins. Chez les racines il faut noter que ces pourcentages sont significativement

% d

e la

mat

ière

sèc

he

53

inférieurs à la concentration 300 mM toujours comparés aux plantes témoins. D’après le tableau 22 il faut remarquer aussi que ce paramètre diminue de façon significative à la concentration 300 mM quelque soit l’organe végétal par rapport aux plantes témoins. Alors que ces pourcentages décroissent significativement aussi chez les tiges à la concentration 50 mM comparativement aux plantes témoins.

Tableau 17 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes des plantes de la variété Eldjadida stressées au NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ Témoin 9.4±1.01 8.7±0.57S 9.07±1.97NS 9.06±0.35 50 mM 8.7±0.90

NS* 4.85±1.98S S*

8.94±0.66NS NS*

7.50±2.30

300 mM 6.3±0.55 S*

3.62±0.99S S*

2.28±0.99S S*

4.07±2.05

m± σ 8.13±1.63 5.72±2.65 6.76±3.88

3 - Pourcentages de la matière sèche de la variété Tadallaghte

La figure 18 montre le changement des pourcentages de la MS chez les feuilles, les tiges et les racines de la variété Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il faut remarquer que le pourcentage de la MS s’accroit beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Néanmoins, les pourcentages fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En effet, ce paramètre augmente significativement de teneur dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, Le pourcentage de la MS varie de 12.3 chez les feuilles témoins à 10.1 chez celles traitées à 300 mM.


16 14 12 10

8 6 4 2 0


Fig.18 - Pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Tadallaghte de stressée au NaCl.

Les pourcentages de la matière sèche diminuent remarquablement chez les plantes

arrosées à la concentration saline 300 mM quelque soit l’organe de la plante. Dans les feuilles et les racines, les pourcentages sont sensiblement identiques chez les plantes

% d

e la

mat

ière

sèc

he

54

témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (12.3 contre 12.03% et 10.37 contre 10.82 %). En général les pourcentages de MS sont sensiblement identiques chez les trois organes (12.3 pour 11.93 et 10.3, 12.03 pour 11.93 et 10.82, 10.1 pour 9.97 et 8.57% chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 et 300 mM respectivement).

Le tableau 18 mentionne que les pourcentages de la MS baissent significativement chez les racines quel que soit le traitement salin comparés aux feuilles. Alors que chez les tiges ces pourcentages sont plus au moins inférieurs à la concentration 50mM par rapport aux feuilles. Il est noté aussi que les valeurs de ce paramètre diminuent significativement à la concentration 300 mM quelque soit l’organe comparées aux plantes témoins.

Tableau 18 - Test de Signification de Student à P = 5% des pourcentages de la matière sèche des trois organes de la variété Tadallaghte de stressée NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ Témoin 12.3±2.56 11.93±2.13NS 10.37±0.51S 11.53±1.02 50 mM 12.03±0.81

NS* 10.99±0.94S NS*

10.82±0.72S NS*

11.28±0.66

300 mM 10.1±2.28 S*

9.79±2.91NS S*

8.57±1.86S S*

9.49±0.81

m± σ 11.48±1.20 10.90±1.07 9.92±1.19

Les résultats confirment ceux qui rapportés par SANCHEZ-BLANCO et al (1991), qui ont montré que la diminution du poids sec de la feuille chez la tomate est une conséquence de la salinité. La baisse de production de la masse sèche est une réponse classique à la contrainte saline (PESSARAKLI, 1991).

Les stress abiotiques sont responsables d’une perte de rendement, estimé à 50% pour les cultures les plus répondues (VINCENT, 2006 ; MAMADOU OUSSEYNOU, 2014 ). Ils constituent donc des facteurs limitant non négligeables. Ces stress se traduisent par des changements morphologiques, physiologiques, biochimiques et moléculaires qui affectent négativement la croissance de la plante et sa productivité (WANG et al., 2001; BEN NACEUR et al., 2004).

La salinité réduit la croissance des plantes de Phaseolus vulgaris de 25 % (KADRI et al., 2009), L'haricot est extrêmement sensible à la salinité et on enregistre des pertes de rendement dans des sols à faibles concentrations de sels (GAMA et al., 2007). Chez Phaseolus vulgaris, la concentration de 50 mM de NaCl cause un arrêt de croissance due à la réduction en photosynthèse causée par le sel (BRUGNOLI et LAUTERI, 1991 ; GAMA et al., 2007). Les réductions dans la biomasse de Phaseolus vulgaris sous des conditions de salinité indiquaient des limitations graves de croissance.

e - Variations des teneurs en chlorophylle des trois variétés Cocorose, El djadida, et

Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

1 - Chlorophylle (a)

Les résultats de la figure 19 montrent que la chlorophylle s’accumule beaucoup plus dans les feuilles de la variété Cocorose que les deux d’autres variétés. Néanmoins, il

55

faut remarquer que la teneur de la chlorophylle diminue lorsque la concentration saline augmente.

En effet, ce paramètre baisse significativement de teneur dans les trois variétés lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La teneur en chlorophylle (a) chez la variété Eldjadida varie de 20 µg.l-1 dans les feuilles témoins à 10.67 µg.l-1 dans celles traitées à 300 mM. Les teneurs de ces chlorophylles réduites de façon très remarquable et significative chez les plantes arrosées à la concentration saline 300 mM notamment chez la variété Eldjadida.

Dans les trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (23.42 contre 22.71 µg.g-1, 20.03 contre 19.55 et 13.47 contre 12.31 µg.g-1).

Témoin 50 mM 300 mM 40.00

30.00

20.00

10.00

0.00

Cocorose Eldjadida Tadallaghte Variétés

Fig. 19 - Teneurs en chlorophylle (a) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.

Le tableau 19 montre que les teneurs de la chlorophylle (a) baissent

significativement chez la variété Tadallaghte pour les plantes témoins et celles arrosées aux concentrations 50 mM et 300 mM par rapport à la variété Cocorose. Alors que ce paramètre diminue d’une manière remarquable et significative à la concentration 300 mM chez la variété Eldjadida comparativement toujours à la variété Cocorose.

Tableau 19 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en chlorophylle (a) dans les feuilles des trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ Témoin 23.42±5.3 20.03±5.03NS 13.47±0.61S 18.97±5.06 50 mM 22.71±3.62

NS* 19.55±2.05NS NS*

12.31±2.58S NS*

18.19±5.33

300 mM 19.06±1.52 S*

10.67±1.56S S*

7.86±0.62S S*

12.53±5.83

m± σ 21.73±2.34 16.75±2.05 11.21±2.96

Le test statistique ne présente pas des teneurs considérables à la concentration 50 mM comparés aux plantes témoins ; toutefois ces teneurs diminuent fortement et

Chlo

rorp

hylle

(a)

en

µg.g

-1 M

F

56

significativement à la concentration 300 mM quelque soit la variété comparés toujours aux plantes témoins. 2 - chlorophylle (b)

La figure 20 montre des variations des teneurs en chlorophylle (b) analysées dans les trois variétés de Phaseolus vulgaris L. Cocorose Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les chlorophylles (b) s’accumulent beaucoup plus dans la variété Cocorose que dans les deux d’autres variétés, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Il est noté aussi que les teneurs en chlorophylle (b) varient selon la variété et le traitement salin. En effet ces chlorophylle baissent de teneurs dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La quantité de la chlorophylle (b) dans les feuilles de trois variétés est très faible à la concentration 300 mM par rapport aux plantes témoins (16.94 µg.g-1 contre 12.18 µg.g-1, 15.58 µg.g-1 contre 11.41 µg.g-1 et 10.95 µg.g-1 contre 6.75 chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement).


20

15

10

5

0 Cocorose Eldjadida Tadallaghte

Variétés

Fig. 20 -Teneurs en chlorophylle (b) dans les feuilles des trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

La régression des teneurs en chlorophylle (b) est très remarquable chez les plantes

arrosées à la concentration 300 mM quelque soit la variété. Dans les trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (16.94 contre 16.48 µg.g-1

, 15.58 contre 15.18 et 10.95 µg.g-1 contre 10.52 µg.g-1 ).

Tableau 20 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en chlorophylle (b) dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.


NS* 15.18±2.44NS NS*

10.52±4.50S NS*

14.06±3.13

300 mM 12.18±1.97 S*

11.41±5.28NS S*

6.75±0.92S S*

10.11±2.94

m± σ 15.20±2.63 14.06±2.30 9.41±2.31

L’analyse statistique (tableau 20) indique que les teneurs en chlorophylles (b) diminuent significativement chez la variété Tadallaghte quelque soit le traitement salin par rapport la

Chlo

roph

ylle

(b)

en

µg.g

-1 M

F

57

variété Cocorose. Néanmoins ces teneurs baissent aussi à la concentration 300 mM quelque soit la variété comparativement aux plantes témoins.

La régression des teneurs en chlorophylle (a) et (b) est très remarquable chez les

plantes arrosées à la concentration 300 mM quelque soit la variété. Dans les trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline.

Ces résultats sont confirmés par les travaux d’El MIDAOUI et al. (2007) et de BELFAKIH et al. (2013). En condition de stress salin sévère le contenu de la chlorophylle diminue considérablement chez les plants sauvages d’Arabidopsis thaliana en comparaison avec les plants mutants. Une production élevée de peroxyde d’hydrogène dans les feuilles est synonyme de dommages photooxydatives qui est moindre chez les plants transgéniques (MITSUYA et al., 2006).

La chlorophylle est très importante dans le processus de la photosynthèse. En effet, c'est un catalyseur pour les réactions. La température affecte à court et à long terme la photosynthèse, les plantes peuvent, à des degrés divers, s'acclimater à des changements, cette acclimatation peut provoquer une baisse de la photosynthèse (DESINGH, 2007). La modification de la composition et des teneurs en pigments serait donc un caractère d'adaptation au milieu (Foyer et al, 2002). Face à des températures sub-optimale, les plantes réduisent leur teneur en chlorophylle a et b et accumulent de la zéaxanthine et de l'anthéraxanthine (HALDIMANN, 1999).

La salinité détruit la structure fine des chloroplastes et provoque l’instabilité des complexes protéines-pigments (LAPINA et POPOV, 1984) et la diminution de la teneur en chlorophylle (REDDY et VORA, 1986). La réduction de la concentration en chlorophylle en conditions de stress salin est attribuée à l’augmentation de l’activité des enzymes catalitiques, les chlorophyllases (RAO et RAO, 1981 ; CORNIC, 2007).

IV- Paramètres biochimiques

1- Variations des teneurs en proline de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

a - Teneurs en proline dans les organes de la variété Cocorose

La figure 21 illustre les variations des teneurs en proline analysée dans les feuilles, les tiges et les racines de la plantes Phaseolus vulgaris L. stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que la proline s’accumule beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges, et les racines, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Néanmoins, les teneurs changent selon l’organe et le traitement salin. En effet, l’acide aminé augmente significativement de teneur dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La teneur en proline varie de 60.4 µg.ml-1 dans les feuilles témoins à 94.7 µg.ml-1 dans celles traitées à 300 mM. Dans les tiges, cet acide aminé évolue aussi fortement sous les traitements à la solution saline à partir de la concentration 50 mM. Dans les racines, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (10.4 pour 15.09 µg.ml-1).

58

Dès que la salinité passe à 300 mM, la proline devient incontestablement plus importante comparée aux racines témoins (10.4 contre 40.5 µg.ml-1). (Tableau 28)

120

100

80

60

40

20

0


Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig.21 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Le tableau 21 indique que la teneur en proline diminue dans les tiges des plantes

témoins et celles ayant reçu la solution saline à la concentration 50 mM comparativement aux feuilles ; alors que chez les racines cette teneur est significativement inferieure quelque soit le traitement salin par rapport aux feuilles.

Tableau 21 - Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1)

des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ Témoin 60.4±16.37 23.15±13.04 S 10.4±3.55 S 31.32±25.98 50 mM 83.56±11.81

S* 25.52±9.61 S

NS* 15.09±9.61 S

NS* 41.39±36.89

300mM 94.7±6.37 S*

78.9±5.11NS S*

40.5±7.28S S*

71.37±27.87

m± σ 79.55±17.50 42.52±31.53 22.00±16.20

b - Teneurs en proline dans les organes de la variété Eldjadida

La figure 22 indique que la proline augmente de teneur dans tous les organes de la variété Eldjadida avec la salinité du milieu de culture. Dans ce cas aussi, il est noté que les feuilles et les tiges de cette variété sont plus riches en proline que les racines, quel que soit le traitement. Dans les feuilles et les tiges la proline passe de 44,8 et 57,7 µg.ml-1 chez le témoin à pratiquement le double lorsque les plantes sont arrosées à 300 mM (100.9 et 100 µg de proline.ml-1 respectivement).

Il faut par ailleurs signaler que la proline diminue des feuilles et des tiges vers les

racines quel que soit le traitement. En effet, pour les plantes nourries à la solution nutritive, l’acide aminé passe de 44.8 et 57.7à 8.76 µg.ml-1 dans les racines. Sous le traitement à 50

Prol

ine

en µ

g..m

L-1

59

mM de la solution saline, la proline varie à la baisse de 52.7 et 57.52 µg.ml-1 dans les feuilles et les tiges à 12.88 µg.ml-1 dans les racines. Le même effet pour la concentration 300 mM. Il faut ajouter que la teneur en proline augmente de façon remarquable et significative chez les feuilles et les tiges à la concentration 300 mM.


150

120

90

60

30

0 Feuilles Tiges Racines

Organes

Fig. 22 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

D’après le tableau 22, les teneurs en proline baissent d’une manière considérable et significative chez les racines à tout traitement salin par rapport aux feuilles. En outre, ces teneurs augmentent significativement à la concentration 300 mM quelque soit l’organe végétal comparativement aux plantes témoins.

Tableau 22 - Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1)

des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ Témoins 44.8±15.1 57.7±13.12NS 8.76±6.37S 37.09±25.37 50 mM 52.7±17.54

NS* 57.52±19.37NS NS*

12.68±6.98S NS*

40.97±24.62

300 mM 100.9±32.47 S*

100±35.13NS S*

23.19±11.03S S*

74.70±44.61

m± σ 66.13±30.37 71.74±24.47 14.88±7.46

c -Teneurs en proline dans les organes de la variété Tadallaghte

Les histogrammes de la figure 23 montrent que l’accumulation de la proline est beaucoup plus élevée dans les parties aériennes que les parties racinaires, résultat équivalent à tous les traitements. Il est noté également, que cette accumulation s’accroit avec l’augmentation de la salinité où il est enregistré les valeurs suivantes à partir des feuilles (60.15 µg.ml-1 et 84.9 µg.ml-1 aux concentrations 50 et 300 mM contre 50 µg.ml-1 aux plantes témoins). Ajoutant à cela que l’accumulation de la proline est très

Prol

ine

en µ

g.m

l-ml-1

60

remarquable chez les feuilles et les tiges à la concentration 300 mM par rapport à celles ayant reçu la concentration 50 mM de NaCl.

Témoins 50 mM 300 mM

100

80

60

40

20


Organes

Fig.23 -Teneurs en proline (µg.ml-1) des trois organes de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.

L’étude statistique représentée par le tableau 23 montre que l’accumulation de la

proline diminue significativement chez les racines quelque soit le traitement salin par rapport aux feuilles. Il faut noter aussi que la proline s’accumule de façon significative chez les plantes traitées avec la concentration saline de NaCl 300 mM quelque soit l’organe végétal comparées aux plantes témoins.

Tableau 23- Test de Signification de Student à P = 5% des teneurs en proline (µg.ml-1) des

trois organes de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.


NS* 41.8±15.37NS NS*

19.75±21.46S NS*

40.57±20.23

300 mM 84.9±1.54 S*

68.3±1.84NS S*

30.45±3.06S S*

61.22±27.91

m± σ 65.02±17.95 48.87±17.04 21.19±8.63

Ces résultats confirment l'évolution de la proline et ses variations en fonction de l'organe et de la concentration en sels du milieu. BELKHODJA (1996) a montré, que cette réaction se traduit surtout par une compartimentation de cet acide aminé dans les feuilles des fèves (Vicia faba L.) et par sa forte accumulation sous l'effet des hautes salinités. L’un des principaux caractères physiologiques de tolérance aux contraintes du milieu, est l’ajustement osmotique. Celui-ci est réalisé grâce à une accumulation de composés osmorégulateurs conduisant à une réduction du potentiel osmotique permettant ainsi le maintien du potentiel de turgescence. (El MIDAOUI et al., 2007).L’osmorégulation permet une protection des membranes et des systèmes enzymatiques surtout dans les organes jeunes, et la proline semble jouer un rôle dans le maintien des pressions cytosol-vacuole et de régulation du pH (OTTOW et al., 2005). L’accumulation de la proline a été démontrée chez de nombreuses espèces et dans différentes situations de stress (hydrique salin thermique) (OBER et SHARP, 1994; BELKHODJA et BIDAI, 2004; BENNABI, 2005;

Prol

ine

en µ

g.m

l-1

61

BOUKRAA, 2008 ; KISHOR et al., 2014). Certains auteurs pensent que les quantités accumulées pourraient être liées au niveau de tolérance aux stress (SINGH et al., 1973) En effet, la proline intervient dans l’ajustement osmotique de la plante selon STEWART et LEE (1974) et KAUSS, (1977). Elle pourrait également intervenir dans la régulation du pH cytoplasmique (PESCI et BEFFAGNA, 1984)

2 - Variations des teneurs en sucres solubles de trois variétés Cocorose,

Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

a - Teneurs en sucres solubles dans les organes de la variété Cocorose

La figure 24 montre des variations des teneurs en sucres solubles analysées dans les feuilles, les tiges, et les racines de jeunes plantes Phaseolus vulgaris L. stressées à la solution saline NaCl. Il est noté que les sucres solubles s’accumulent beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline et à noter que les teneurs en sucres solubles varient selon l’organe et le traitement salin.

En effet ces sucres solubles augmentent de teneurs dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La quantité de sucres solubles dans les feuilles et les tiges est presque le double à la concentration 300 mM par rapport aux plantes témoins (0.071 g/l par rapport 0.038). L’accumulation des sucres solubles est très remarquable chez les feuilles que les tiges et les racines à la concentration 300 mM ; où il est enregistré la valeur la plus importante 0.071g/l.


0.09

0.06

0.03

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 24 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des trois organes des plantes de la variété Cocorose stressée au NaCl

L’analyse statistique (tableau 24) indique que l’accumulation des sucres solubles

diminue significativement chez les racines des plantes témoins et des plantes arrosées à la concentration 300 mM comparé aux feuilles.

Sucr

es so

lubl

es e

n m

g.l-1

62

Par contre chez les tiges, la teneur des sucres solubles est significativement inférieure chez les plantes témoins et celle traitées à 300 mM par rapport toujours aux feuilles.

Il faut noter aussi que ce paramètre augmente significativement à la concentration 50 mM chez les tiges ; alors que l’accumulation des sucres solubles est significativement supérieure à la concentration 300 mM quelque soit l’organe végétale par rapport aux plantes témoins.

Tableau 24 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles

(g.l-1) des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Feuilles Tiges Racines m± σ Témoin 0.038±0.0014 0.0331±0.0035S 0.0309±0.0032S 0.0340±0.0036 50 mM 0.048±0.0019

NS* 0.0364±0.0033NS

S* 0.0354±0.0033NS

NS* 0.0399±0.0070

300 mM 0.071±0.003 S*

0.0354±0.0085S S*

0.0431±0.0028S S*

0.0498±0.0187

m± σ 0.0523±0.0169 0.0350±0.0017 0.0365±0.0062

b -Teneurs en sucres solubles dans les organes de la variété Eldjadida

La figure 25 révèle une évolution de la teneur en sucres solubles dans tous les organes avec l'augmentation da la salinité du milieu ; L'accumulation des sucres solubles se manifeste davantage dans les feuilles et reste un peu plus élevée dans les feuilles que dans les tiges et les racines. Ainsi, la teneur en sucres solubles passe de façon très remarquable et significative dans les feuilles à partir des plantes témoins, de 0.035 g.l-1 à 0.082 g.l-1

chez les plantes stressées à 300 mM de la solution saline. Chez les plantes stressées à 50 mM de la solution saline, ce composé se répartit à peu près dans les mêmes teneurs, dans les feuilles les tiges et les racines. En plus, la teneur en sucres solubles varie à la baisse des feuilles vers les racines dans l’ensemble des plantes aussi bien pour les plantes traitées à 300 mM et 50 mM que les plantes témoins.


0.08

0.06

0.04

0.02

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 25 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Sucr

es so

lubl

es e

n m

g/l

63

Le tableau 25 révèle que l’accumulation des sucres solubles se réduit significativement chez les racines quelque soit le traitement salin comparée aux feuilles, par contre chez tiges cette accumulation est significativement inférieure à la concentration 300 mM par rapport aux feuilles. Ce tableau montre aussi que ce paramètre hausse d’une manière significative chez les racines aux concentrations salines 50 mM et 300 mM, et chez les feuilles à la concentration 300 mM comparativement aux plantes témoins.

Tableau 25 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles

(g.l-1) des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.


NS* 0.043±0.0023NS NS*

0.035±0.0076S S*

0.0397±0.0042

300 mM 0.082±0.0059 S*

0.051±0.0021S NS*

0.048±0.0034S S*

0.0603±0.0188

m± σ 0.0527±0.0256 0.0510±0.0279 0.0333±0.0156

c - Teneurs en sucres solubles dans les organes de la variété Tadallaghte

La figure 26 illustre les variations des teneurs en sucres solubles analysés dans les feuilles, les tiges et les racines de la variété Tadallaghte stressée à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les sucres solubles s’accroit beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges, et les racines, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. Néanmoins, les teneurs fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En effet, ce paramètre augmente significativement de teneur dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La teneur en sucres solubles varie de 0.067 mg.l-1 dans les feuilles témoins à 0.129 mg.l-1 dans celles traitées à 300 mM.


0.12

0.08

0.04

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 26 - Teneurs en sucres solubles (g.l-1) des trois organes de la variété Tadallaghte stressée à la salinité.

Les teneurs de ces sucres solubles évoluent de façon très remarquable et

significative chez les plantes arrosées à la concentration saline 300 mM quelque soit

Sucr

es so

lubl

es e

n m

g/l

64

l’organe végétal. Dans les racines et les tiges, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (0.025 contre 0.027 mg.l-1 et 0.021 contre 0.025). Dès que la salinité passe à 300 mM, les sucres solubles deviennent plus importantes comparativement aux tiges et racines témoins (0.025 et 0.021 contre 0.080 et 0.048 mg.l-1)

D’après le tableau 26 il faut noter que l’accumulation des sucres solubles baisse

significativement chez les tiges et les racines quelque soit le traitement salin par rapport aux feuilles. Alors que cette accumulation devient significativement supérieure des que la salinité passe à 300 mM quelque soit l’organe végétale comparativement aux plantes témoins.

Tableau 26 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sucres solubles (g.l-1)

des trois organes de la variété Tadallaghte stressée au NaCl.


NS* 0.027±0.015S NS*

0.025±0.018S NS*

0.046±0.0352

300 mM 0.129±0.015 S*

0.08±0.023S S*

0.048±0.019S S*

0.086±0.0408

m± σ 0.094±0.032 0.044±0.031 0.031±0.015

Ces résultats sont en accord avec ceux trouvés par El MIDAOUI et al, (2007) ; les principaux sucres accumulés sous stress sont le glucose, le fructose, le saccharose (HARE et al., 1998). Le stress altère la compartimentation en faveur de la synthèse du saccharose qui est attribuée d’une manière exclusive à l’activation du saccharose phosphate synthétase (SPS) par une phosphorylation réversible des protéines (MASTRANGELO et al., 2000)

Les teneurs en saccharose et en amidon des racines et des feuilles, semblent indicatrices du degré de résistance des espèces à la salinité, Une étude comparative a été menée sur le haricot (très sensible), le riz (sensible), le soja (moyennement résistant) et le cotonnier (tolérant). Les analyses des sucres ont été faites sur des plantes de 21 à 35 jours, cultivées pendant sept jours sur des solutions contenant 40 à 60 mM NaCl]. Les résultats révèlent que la teneur en saccharose des feuilles augmente considérablement chez le haricot et plus faiblement chez le riz. Par contre, elle diminue légèrement chez le soja et plus fortement chez le cotonnier (El MIDAOUI et al, 2007).

Depuis longtemps, il est connu que le taux des sucres augmente considérablement chez les plantes soumises aux différents types de stress. Cela a été vérifié par YANG (2008) chez des arbres adultes d’eucalyptus sous différents stress hydriques, par KAMELI et LOSEL (1995) chez le blé suite à un déficit hydrique et par (NOIRAUD et al., 2000) chez le céleri sous stress salin. Ceci concorde bien avec nos résultats.

Il a été rapporté qu'en ce qui concerne les sucres solubles, des corrélations significatives et négatives ont été établies, en conditions salines, entre la production de la biomasse sèche aérienne et les teneurs des feuilles en sucres solubles totaux de certaines espèces comme le tournesol (El MIDAOUI et al., 2007), le haricot et le riz (RATHER, 1984 ; El MIDAOUI et al., 2007).

65

3 - Variations des teneurs d’ADN et d’ARN de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées à la salinité

a -Teneur d’ADN

La figure 27 illustre les variations des teneurs en ADN analysées dans les feuilles de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que les teneurs en ADN se décroissent beaucoup plus dans la variété Cocorose que dans les deux d’autres variétés aussi bien chez celles ayant reçu la solution saline que les plantes témoins.

Néanmoins, les teneurs fluctuent selon la variété et le traitement salin. En effet, ce paramètre baisse significativement de teneur dans les plantes témoins lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La teneur en ADN varie de 334 µmol.g-1 dans les plantes témoins à 169.06 µmol.g-1 dans celles traitées à 300 mM.

Les teneurs d’ADN diminuent de façon très remarquable et significative chez les plantes arrosées à la concentration saline 300 mM quelque soit la variété. Dans les variétés Cocorose et Tadallaghte, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (234.88 contre 233.65 µmol.g-1 et 334 µmol.g-1 contre 319.57 µmol.g-1). Dès que la salinité passe à 300 mM, l’ADN devient significativement plus bas comparativement aux plantes témoins et celles traitées à 50 mM quelque soit la variété.


400

300

200

100

0


Fig. 27 -Teneurs en ADN µmol.g-1 MS dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, El djadida et Tadallaghte stressées au NaCl.

Le tableau 27 indique que les teneurs d’ADN haussent significativement dans les

plantes de la variété Tadallaghte chez les plantes témoins et celles ayant reçu la solution

AD

N e

n µm

ol.g

-1 M

S

66

saline par rapport la variété Cocorose. Dès que la salinité passe à 300 mM, l’ADN devient significativement plus bas face aux plantes témoins et celles traitées à 50 mM quelque soit la variété.

Tableau 27 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en ADN dans les feuilles chez trois variétés Cocorose, eldjadida et Tadallaghte stressées au NaCl.


NS* 219.37±57.35NS NS*

319.57±104S NS*

257.20±54.90

300 mM 180.58±31.42 S*

168.44±22.23S S*

169.06±49.72S S*

172.69±6.83

m± σ 216.37±31.00 215.36±45.04 274.21±91.35

b - Teneur d’ARN

La figure 28 illustre une diminution de la teneur en ARN dans tous les variétés avec l'augmentation da la salinité du milieu ; L'abaissement de ces teneurs se manifeste davantage dans les plantes témoins et reste un peu plus élevée dans les plantes témoins que dans les plantes traitées à la solution saline. Il est noté que les teneurs ARN s’accroit beaucoup plus dans la variété Tadallaghte que dans les deux d’autres variétés aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline.

Chez les plantes stressées à 50 mM de la solution saline, ce composé se répartit à peu près dans les mêmes teneurs, dans les variétés Cocorose et Eldjadida. Il faut noter aussi que d’une manière générale, la teneur en ARN varie à la baisse dans les plantes témoins vers les plantes stressées à 300 mM dans l’ensemble des variétés.

Fig. 28 - Teneurs en ARN dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

D’après le tableau 28, il faut signaler que les teneurs en ARN haussent

significativement chez la variété Tadallaghte quelque soit le traitement salin par rapport la variété Cocorose. Toutefois ces teneurs décroits de façon significative dès que la salinité

67

passe à 50 mM chez les variétés Cocorose et Eldjadida ; alors que chez la variété Tadallaghte c’est à la concentration 300 mM comparés aux plantes témoins.

Tableau 28 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en ARN dans les

feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl. Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ

Témoin 44.15±9.78 40.35±13.85NS 52.57±10.25S 45.69±6.25 50 mM 29.21±3.37

S* 28.02±13.97NS S*

44.35±13.88S NS*

33.86±9.10

300 mM 23.61±5.59 S*

22.50±4.49NS S*

29.54±11.19S S*

25.21±3.79

m± σ 32.32±10.62 30.29±9.14 42.15±11.67

Chez les feuilles des plantes de moutarde cultivés sur un milieu salin, il y a eu une dépression dans les concentrations de l'ADN, de l'ARN, des protéines azotées et des activités des nitrate réductase et cytochrome c oxydase (CHATTERJEE et al., 1985), ce qui est en concordance avec nos résultat obtenus concernant la diminution du taux d'ADN et d'ARN des variétés sous l'effet du stress salin. La salinisation réduit la vitesse du développement cellulaire et la synthèse des protéines et l'ARN dans les feuilles de l'haricot (Phaseolus vulgaris L.) (NIEMAN, 1965 ; KATTERMAN, 1990; BOUZID,2010).

4 - Variations des pourcentages en protéines de trois variétés Cocorose, Eldjadida et

Tadallaghte de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

Les résultats de la figure 29 montrent qu’il existe un effet significatif de la salinité sur les pourcentages des protéines des feuilles, quelque soit la variété.


9 8 7 6 5 4 3 2 1 0


Fig. 29 - Pourcentages en protéines (%) dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Eldjadida et Tadallaghte respectivement par rapport aux plantes témoins. Il est remarqué aussi que les protéines s’accumulent beaucoup plus dans la variété Cocorose que dans les deux d’autres variétés aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline.

% d

es p

rote

ines

68

L’analyse statistique (tableau29) montre que les pourcentages des protéines diminuent significativement chez la variété Tadallaghte quelque soit le traitement salin en comparaison à la variété Cocorose. Ces pourcentages baissent aussi de façon importante et significative dès que la salinité passe à 300 mM quelque soit la variété par rapport aux plantes témoins.

Tableau 29 - Test de Signification de Student à P= 5% des pourcentages en protéines

dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.


NS* 6.15±0.60NS

NS* 3.58±0.26S

NS* 5.71±1.95

300 mM 6.21±0.101 S*

3.61±0.133S S*

2.9±0.75S S*

4.24±1.74

m± σ 7.21±0.92 5.48±1.64 3.51±0.58

L’augmentation de la salinité est responsable de plusieurs répercussions sur une série de processus biochimiques. En effet, une absorption élevée de sels par la plante tend à réduire, plus précisément, la synthèse protéique. Ce qui cause une réduction de la division cellulaire et un élargissement cellulaire plus prolongé. Le taux de croissance des plantes tend à diminuer linéairement au fur et à mesure que la salinité du sol dépasse une valeur spécifique pour chaque culture (RAWLINS, 1981). Ce dernier a relié la tolérance de la plante aux sels à plusieurs facteurs : comme La plante (stade phénologique, variété ……), Le sol (texture, niveau de fertilité, capacité de rétention), et Conditions climatiques (température, humidité, insolation).

Le contenu des protéines solubles des feuilles diminue en réponse à la salinité (PARIDA et al., 2002). AGASTIAN et al (2000) ont rapporté que les protéines solubles augmentent à des niveaux bas de salinité et diminuent en hautes concentrations de salinité chez les mûres.

Il a été observé que la teneur en protéines dans Catharanthus roseus a été nettement diminuée avec des concentrations en NaCl (OSMAN et al., 2007). Le taux de protéines solubles a diminué chez la camomille et la marjolaine stressées aussi au sel (ALI et al., 2007). Aussi, chez Achillea fragrantissima il a été indiqué que la concentration de la salinité de 4000 ppm diminuait significativement le taux de protéines (ABD EL-AZIM et al., 2009).

Cependant, une stimulation de la synthèse protéique a également été trouvé (la stimulation, bien sûr, dépend du degré de salinisation) (LEVITT et al., 1980). Les protéines qui s’accumulent dans les plantes dans des conditions salines peuvent fournir une forme de stockage de l'azote qui est réutilisé plus tard (SINGH et al., 1987) et peuvent jouer un rôle dans l'ajustement osmotique.

69

5 - Variations des pourcentages de l’activité antioxydante chez deux variétés

Cocorose et El djadida de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl

a - Pourcentage de l’activité antioxydante chez la variété Cocorose

La figure 30 indique que l’activité antioxydante augmente de teneur dans tous les organes de la variété Cocorose avec la salinité du milieu de culture. Dans ce cas aussi, il faut noter que les feuilles de ces plantes sont plus riches en activité antioxydante que les autres organes quel que soit le traitement salin. Dans les feuilles, l’activité antioxydante passe de 15.21 chez les témoins à pratiquement le double lorsque les plantes sont arrosées à 300 mM (32.94%). Il faut par ailleurs signaler que l’activité antioxydante chute des feuilles vers les tiges et les racines quel que soit le traitement salin. En effet, pour les feuilles des plantes nourries à la solution nutritive, l’activité antioxydante passe de 15.21 à 11.56 et 9.08 % respectivement dans les tiges et les racines. Sous le traitement de 150 mM, l’activité antioxydante varie à la baisse de 26.94% dans les feuilles à 10.46 et 8.96% dans les tiges et les racines.

Le milieu salin 150 mM de NaCl provoque une forte augmentation de l’activité antioxydante dans les feuilles comparativement aux autres parties de la plante (26.94 contre 10.46 pour les tiges et 8.96 pour les racines). Les teneurs de l’activité antioxydante évoluent de façon très remarquable et significative chez les plantes arrosées à la concentration saline 300 mM quelque soit l’organe végétale. Dans les racines et les tiges, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (11.56 contre 10.46 et 9.08 contre 8.96%).


50

40

30

20

10

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 30 - Pourcentages de l’activité antioxydante des trois organes de la variété

Cocorose stressée au NaCl.

Le tableau 30 révèle que les pourcentages de l’activité antioxydante chutent significativement chez les tiges aux plantes témoins et celles arrosées à 150 mM par rapport aux feuilles, alors que chez les racines ces pourcentages sont pratiquement inférieurs quelque soit le traitement salin comparativement toujours aux feuilles.

% d

e l'a

ctiv

ité a

ntio

xyda

nte

70

Il faut noter aussi que chez les feuilles ce paramètre est significatif dès que la salinité passe à 150 mM comparées aux plantes témoins ; par contre chez les tiges et les racines c’est à partir de la concentration 300mM par rapport toujours aux plantes témoins.

Tableau 30 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des Pourcentages de

l’activité antioxydante des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.


S* 10.46±2.02S NS*

8.96±2.28S NS*

15.45±9.98

300 mM 32.94±5.93 S*

28.6±2.8NS S*

16.81±3.75S S*

26.12±8.35

m± σ 25.03±9.02 16.87±10.17 11.62±4.50

b - Pourcentage de l’activité antioxydante chez la variété Eldjadida

La figure 31 montre les variations des teneurs en activité antioxydante analysées dans les feuilles, les tiges, et les racines de la variété Eldjadida stressées à la solution saline de NaCl. Il est constaté que l’activité antioxydante augmente beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines, aussi bien chez les plantes ayant reçu la solution saline de NaCl que les plantes témoins. En plus,les teneurs en activité oxydante se varient selon l’organe et le traitement salin. En effet cette activité antioxydante augmente des teneurs dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré. La teneur activité antioxydante dans les feuilles est presque le double par rapport aux tiges et aux racines par les traitements de 150mM et 300mM (36.86% et 42.21%) pour les feuilles contre 21.29% et 21.91% pour les tiges et 11.33% et 15.81% pour les racines.


50

40

30

20

10

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 31 - Pourcentages de l’activité antioxydante des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Par ailleurs l’activité antioxydante chute légèrement des feuilles vers les tiges et les racines or et à titre d’exemple chez les plantes témoins elle est de 26.69% pour les feuilles, 19.67% pour les tiges et seulement 11.70% pour les racines.

% d

e l'a

ctiv

ité a

niox

ydan

te

71

L’analyse statistique indique que les pourcentages de l’activité antioxydante chute de façon significative chez les tiges à la concentration 150 et 300 mM ; par contre ces pourcentages sont considérablement inférieurs chez les racines quelque soit le traitement salin comparativement aux feuilles. Il y a aussi que ce paramètre hausse remarquablement chez les feuilles et les tiges quelque soit le degré de la salinité comparées aux plantes témoins ; alors que chez les racines c’est à partir la concentration 300 mM (tableau 31).

Tableau 31 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des Pourcentages de

l’activité antioxydante des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl Feuilles Tiges Racines m± σ

Témoin 26.69±3.99 19.67±3.35NS 11.70±4.62S 19.35±7.50 150 mM 36.86±7.43

S* 21.29±2.99S

S* 11.33±1.4S

NS* 23.16±12.87

300 mM 42.21±4.05 S*

21.91±7.04S S*

15.81±0.66S S*

26.64±13.82

m± σ 35.25±7.88 20.96±1.16 12.95±02.49

Nos résultats sont confirmés par Les études menées par MITTOVA et al., (2002) Qui rapportent que l’activité antioxydante augmente dans les plantes sous stress salin. Toutes les contraintes environnementales ont été signalés à conduire à la production d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) qui causent des dommages oxydatifs (SMIRNOFF et al., 1993). Les plantes possèdent des systèmes efficaces pour la récupération des espèces d'oxygène actif qui protègent contre les réactions d'oxydation destructrices (FOYER et al., 2002). Dans le cadre de ce système, les enzymes antioxydantes sont des éléments clés des mécanismes de défense. Certaines de ces enzymes sont tels que la catalase (CAT), la glutathion réductase (GR), la superoxyde dismutase (SOD) et la glutathion-S-transférase (GST) très efficaces (OMAMI et al., 2006 ).

La super oxyde dismutase, par exemple, métabolise de l'oxygène (O2) en des radicaux de peroxyde d'hydrogène (H2O2), protégeant les cellules contre les dommages. La catalase et l'ascorbate peroxydase, sont des variétés de peroxydases catalysant la décomposition subséquente de H2O2 en eau et en oxygène. Les plantes ayant des niveaux élevés d'antioxydants ont été rapportés pour avoir une plus grande résistance à ce dommage oxydatif (OMAMI et al., 2006). Les études rapportent des activités d’enzymes anti oxydantes accrues chez les plantes sous stress salin (MITTOVA, 2002).

6 - Variations des teneurs en poly phénols chez deux variétés de la plante

Phaseolus vulgaris L. (Cocorose, eldjadida) stressées à la salinité

a -Teneurs en poly phénols chez la variété Cocorose stressée au NaCl

La figure 32 montre les fluctuations des teneurs en poly phénols analysées dans les feuilles, les tiges, et les racines de la variété Cocorose stressées à la solution saline de NaCl sous deux concentrations. Il faut remarquer que les poly phénols s’accroissent beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines, aussi bien chez les plantes ayant reçu la solution saline que celles témoins. Il faut mentionner aussi que les teneurs en poly phénols se fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En effet ces poly phénols

72

augmentent des teneurs dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré. La quantité des poly phénols dans les feuilles est plus que le double par rapport les tiges et les racines chez les plantes témoins et celles ayant reçu 150 et 300 mM de NaCl (6.71, 8.19 et 9.13 mg/l) pour les feuilles contre 2.34, 3.96 et 4.95 mg/l pour les tiges et 2.52, 3.1 et 2.82 mg/l pour les racines.


12

10

8

6

4

2


Organes

Fig. 32 - Teneurs en poly phénols des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Le tableau 32 montre que les teneurs en poly phénols chute de façon significative

quelque soit le traitement salin chez les tiges et les racines par rapport aux feuilles. Il faut noter aussi que ces teneurs augmentent en parallèle chez tous les organes végétale quelque soit le traitement salin comparativement aux plantes témoins.

Tableau 32 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des teneurs en poly phénols des trois organes de la variété Cocorose stressées à la salinité.


S* 3.96±1.82S

S* 3.1±1.08S

S* 5.08±2.72

300 mM 9.13±1.65 S*

4.95±1.52S S*

2.82±0.11S S*

5.63±3.21

m± σ 8.01±1.22 3.75±1.32 2.81±0.29

b -Teneurs en poly phénols chez la variété El djadida stressée au NaCl

La figure 33 révèle que la teneur en poly phénols augmente dans tous les organes de la variété Eldjadida avec la salinité du milieu de culture. Dans ce cas aussi, il faut noter que les feuilles de ces plantes sont plus riches en poly phénols que les autres organes quel que soit le traitement salin. Par ailleurs, les poly phénols baissent des feuilles vers les tiges et les racines quel que soit le traitement salin. En effet, pour les feuilles des plantes nourries à la solution nutritive, la teneur en poly phénols passe de 6.61 à 4.43 et 2.26mg.l-1

respectivement dans les tiges et les racines. Sous le traitement de 150 mM, ce paramètre

Taux

des

pol

yphé

nols

en m

g.l-1

73

varie à la baisse de 7.24 dans les feuilles à 4.69 et 2.87 mg.l-1 dans les tiges et les racines. Les teneurs en poly phénols évoluent de façon très importante chez les feuilles que les tiges et les racines. Dans les racines et les tiges, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 150 et 300 mM de la solution saline (4.43 contre 4.69 mg.l-1, 5.00 mg.l-1 et 2.26 contre 2.87 mg.l-1, 2.68 mg.l-1 ).

Témoins 150 mM 300 mM 12

10

8

6

4

2


Organes

Fig. 33 - Teneurs en poly phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

D’après le tableau 33 il est constaté que la teneur en poly phénols baisse de façon

très significative chez les tiges et les racines quelque soit le traitement comparativement aux feuilles. Dans les feuilles et les tiges cette teneur devient de plus en plus inférieure dès que la salinité passe à 300 mM ; alors que chez les racines c’est à partir de la concentration150 mM comparées aux plantes témoins.

Tableau 33 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des teneurs en poly

phénols des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressées au NaCl.


NS* 4.69±0.84S

NS* 2.87±0.47S

S* 4.93±2.20

300 mM 7.93±0.54 S*

5.00±1.24S S*

2.68±0.74S S*

5.20±2.63

m± σ 7.26±0.66 4.71±0.29 2.60±0.31

c -Teneurs en flavonoïdes chez la variété Cocorose stressée au NaCl

La figure 34 indique les changements des teneurs en flavonoïdes analysées dans les feuilles, les tiges et les racines de la variété Cocorose nourries à la solution saline de NaCl sous deux concentrations on constate que les flavonoïdes haussent beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines aussi bien chez les plantes traitées à la salinité que les plantes témoins. Néanmoins, les teneurs fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En effet, les flavonoïdes augmentent significativement de teneur dans les feuilles lorsque

Tene

ur e

n po

lyph

énol

s en

mg.

l-1

74

le milieu devient de plus en plus concentré. La teneur en flavonoïdes varie de15.69 µg.ml-1

dans les feuilles témoins à 19.15 µg.ml-1 dans celles recevant la solution saline de NaCl à 300 mM.

Dans les tiges, ces flavonoïdes évoluent aussi sous les traitements à la solution saline de NaCl quelque soit la concentration. Dans les racines, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 150 et 300 mM (5.34 pour 5.01 et 5.49 µg.ml-1 respectivement).


25

20

15

10

5


Organes

Fig. 34 -Taux des flavonoïdes des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl

D'après le tableau 34, l'accumulation des flavonoïdes est significative chez les tiges et les racines quel que soit la concentration saline comparativement aux feuilles. Si l’on tient compte de l’effet de traitement salin, les teneurs en flavonoïdes restent notamment plus élevées dans les feuilles, les tiges et les racines des plantes nourries à la concentration saline de NaCl 300 mM par rapport aux plantes témoins.

Tableau 34 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des taux des flavonoïdes des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.


NS* 5.30±1.52S

NS* 5.01±2.77S

S* 8.79±6.29

300 mM 19.15±8.01 S*

10.07±4.19S S*

5.49±2.5S S*

11.57±6.95

m± σ 16.96±1.90 6.15±3.58 5.28±0.25

Cette différence significative apparaît aussi seulement pour les racines des plantes arrosées à 150 mM de NaCl ; alors qu’aucune différence significative ne s’exprime que pour les feuilles et les tiges à la concentration 150 mM toujours par rapport aux plantes témoins.

Taux

des

flav

onoï

des

en µ

g.m

l-1

75

d - Teneurs en flavonoïdes chez la variété Eldjadida stressée au NaCl

La figure 35 indique que les flavonoïdes augmentent de teneur dans tous les organes de la variété Eldjadida avec la salinité du milieu de culture. Dans ce cas aussi, il faut noter que les feuilles de ces plantes sont plus riches en flavonoïdes que les autres organes quel que soit le traitement salin. Dans les feuilles, les flavonoïdes passent de 26.17 µg.ml-1 chez les témoins à presque le double lorsque les plantes sont arrosées à 300 mM (40.45 µg.ml-1). D’autre part, il faut montrer que les flavonoïdes chutent des feuilles vers les tiges et les racines quel que soit le traitement salin. En effet, pour les feuilles des plantes témoins, les flavonoïdes passent de 26.17 à 18.57 et 7.22 µg.ml-1 respectivement dans les tiges et les racines. Sous le traitement de 150 mM, les flavonoïdes varie à la baisse de 27.58 µg.ml-1 dans les feuilles à 24.76 et 11.01 µg.ml-1 dans les tiges et les racines. Le milieu salin de 300 mM de NaCl provoque une forte augmentation des flavonoïdes dans les feuilles comparativement aux feuilles des plantes témoins et celles traitées à 150mM (40.45 contre 26.17 et 27.58 µg.ml-1 respectivement). Les teneurs des flavonoïdes évoluent de façon très remarquable chez les feuilles et les tiges des plantes arrosées à la concentration saline 300 mM. Ces teneurs sont sensiblement identiques chez les racines des plantes arrosées à 150 et 300 mM de la solution saline (11.01 contre 11.45 µg.ml-1) et chez les feuilles des plantes témoins et celles arrosées à 150 mM (26.17 contre027.58 µg.ml-1).


50

40

30

20

10

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 35 - Taux des flavonoïdes des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

L’analyse statistique (tableau 35) montre que les teneurs des flavonoïdes diminue significativement chez les racines des plantes témoins et celles arrosées à la solution saline de NaCl comparativement aux feuilles. Néanmoins, il faut observer que ces teneurs haussent de façon significative qu’au delà de la salinité est 300 mM de NaCl chez les feuilles et les tiges comparativement aux feuilles et tiges des plantes témoins.

Taux

des

flav

onoï

des

en µ

g.m

l-1

76

Alors que chez les racines les teneurs en flavonoïdes sont significativement supérieures dès que la salinité passe à 150 mM.

Tableau 35 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des taux des flavonoïdes

des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.


NS* 24.76±11.41NS

NS* 11.01±2.54S

S* 21.12±8.87

300 mM 40.45±6.69 S*

32.92±8.54NS S*

11.45±2.54S S*

28.27±15.05

m± σ 31.40±7.87 25.42±7.20 9.89±2.33

e - Pourcentages en tanins hydrolysables chez la variété Cocorose stressée au NaCl

La figure 36 montre les fluctuations des pourcentages des tanins hydrolysables analysées dans les feuilles, les tiges, et les racines de la variété Cocorose stressées à la solution saline de NaCl. Il faut remarquer que les tanins hydrolysables haussent beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines, aussi bien chez les plantes ayant reçu la solution saline de NaCl que les plantes témoins. On note aussi que les pourcentages des tanins hydrolysables se varient selon l’organe et le traitement salin. En effet ces pourcentages augmentent dans les feuilles, les tiges et les racines lorsque le milieu devient de plus en plus concentré.

Témoin 150 mM 300 mM 0.040

0.030

0.020

0.010

0.000


Fig. 36 - Pourcentages en tanins hydrolysables des trois organes de la variété

Cocorose stressée au NaCl.

Par ailleurs, que les pourcentages des tanins hydrolysables chutent des feuilles vers les tiges et les racines quel que soit le traitement salin. En effet, pour les feuilles des plantes nourries à la solution nutritive, ces pourcentages passent de 0.018% à 0.014% et 0.012% respectivement dans les tiges et les racines. Sous le traitement de 150 mM, ce paramètre varie à la baisse de 0.023% dans les feuilles à 0.020% et 0.016% dans les tiges

% d

es ta

nins

hydr

olys

able

s

77

et les racines. Par contre les pourcentages des tanins hydrolysables évoluent de façon remarquable et significative chez tous les organes dès que la salinité passe à 150mM. Dans tous les organes, ces pourcentages sont sensiblement identiques chez les plantes arrosées à 150 et 300 mM de la solution saline (0.023% contre 0.025%, 0.020% contre0.021% et 0.016% contre 0.017% pour les feuilles, les tiges et les racines respectivement).

L’étude statistique (tableau 36) illustre que les pourcentages des tanins

hydrolysables diminuent significativement chez les racines des plantes témoins et celles arrosées à 150 et 300 mM comparativement aux feuilles. Néanmoins ces pourcentages augmentent remarquablement dès que la salinité passe à 150 mM de NaCl par rapport les plantes témoins.

Tableau 36 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en

tanins hydrolysables des trois organes de la variété cocorose stressée au NaCl.


S* 0.020±0.008NS

S* 0.016±0.001S

S* 0.020±0.004

300 mM 0.025±0.01 S*

0.021±0.007NS S*

0.017±0.004S S*

0.021±0.004

m± σ 0.022±0.004 0.018±0.004 0.015±0.003

f - Pourcentages en tanins hydrolysables chez la variété Eldjadida stressée au NaCl

La figure 37 montre les fluctuations des pourcentages des tanins hydrolysables analysées dans les feuilles, les tiges et les racines de la variété Eldjadida stressées aux différentes concentrations de NaCl. Il faut remarquer que ces pourcentages s’accroissent beaucoup plus dans les feuilles que dans les tiges et les racines aussi bien chez les plantes traitées à la salinité que les plantes témoins.

Néanmoins, les pourcentages fluctuent selon l’organe et le traitement salin. En

effet, ils augmentent significativement de teneur dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré. Leur pourcentage varie de 0.014% dans les feuilles témoins à 0.019% dans celles recevant la solution saline de NaCl à 300 mM. Alors que ces pourcentages sont identiques chez les feuilles des plantes témoins et celles traitées à 150 mM.

78

Dans les tiges, ces flavonoïdes évoluent aussi significativement dès que la salinité passe à 300 mM de NaCl. Dans les racines, les pourcentages sont identiques chez les plantes arrosées à 150 et 300 mM (0.012 contre 0.012 respectivement).

Témoins 150 mM 300 mM 0.03

0.025

0.02

0.015

0.01

0.005

0 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 37 - Pourcentages en tanins hydrolysables des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Tableau 37 indique que les pourcentages des tanins hydrolysables baissent

significativement chez les tiges des plantes arrosées avec la concentration 150 et 300 mM comparativement aux feuilles. Ces pourcentages sont aussi inférieurs chez les racines quelque soit le traitement salin comparées toujours aux feuilles.

Tableau 37 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en

tanins hydrolysables des trois organes de la variété Eldjadida stressée au NaCl


NS* 0.012±0.002S

NS* 0.012±0.006S

S* 0.013±0.001

300 mM 0.019±0.005 S*

0.014±0.002S S*

0.012±0.006S S*

0.015±0.004

m± σ 0.016±0.003 0.013±0.001 0.011±0.002

Néanmoins les tanins hydrolysables haussent significativement dès que la salinité passe à 300 mM de NaCl chez les feuilles et les tiges par rapport aux témoins. Alors que chez les racines la salinité provoque une augmentation remarquable à partir de la concentration saline 150 mM de NaCl comparées toujours aux feuilles.

% d

es ta

nins

hyd

roly

sabl

es

79

g - Pourcentages en tanins condensés chez la variété Cocorose stressée au NaCl

La figure 38 révèle que le pourcentage des tanins condensés augmente dans tous les organes de la variété Cocorose avec l’augmentation de la salinité du milieu de culture. Dans ce cas, il faut noter que les feuilles de ces plantes sont plus riches en tanins condensés que les autres organes quel que soit le traitement salin. Ensuite, on constate que les tanins condensés baissent des feuilles vers les tiges et les racines quel que soit le traitement salin. En effet, pour les feuilles des plantes témoins, le pourcentage des tanins condensés passe de 0.127% à 0.091% et 0.033% respectivement dans les tiges et les racines. Sous le traitement de 150 mM, ce paramètre varie à la baisse de 0.149% dans les feuilles à 0.098% et 0.040% dans les tiges et les racines. Les pourcentages des tanins condensés évoluent remarquablement chez tous les organes dès que la salinité passe à 300 mM. Dans les racines et les tiges, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 150 et 300 mM de la solution saline (0.091% contre 0.098%, et 0.033% contre 0.053%).

Témoin 150 mM 300 mM 0.250

0.200

0.150

0.100

0.050

0.000 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 38 - Pourcentages en tanins condensés des trois organes de la variété Cocorose stressée au NaCl.

L’analyse statistique (tableau 38) illustre que les pourcentages des tanins condensés

baissent de façon significative chez les racines quelque soit le traitement salin par rapport aux feuilles. Tableau 38 - Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins condensés des trois organes de la variété cocorose stressée au NaCl.


Témoin 0.127±0.06 0.091±0.06NS 0.033±0.04S 0.084±0.047 50 mM 0.149±0.05

S* 0.098±0.08NS

NS* 0.040±0.03S

NS* 0.096±0.055

300 mM 0.167±0.06 S*

0.120±0.06NS S*

0.053±0.02S S*

0.113±0.057

m± σ 0.148±0.020 0.103±0.015 0.042±0.010

Ces pourcentages s’accroissent chez les tiges et les racines à partir de la concentration 300 mM comparativement aux témoins ; alors que chez les feuilles les tanins condensés augmentent considérablement dès que la salinité passe à 150 mM comparées toujours aux témoins.

% d

es ta

nain

s co

nden

sés

80

h - Pourcentages en tanins condensés chez la variété Eldjadida stressée au NaCl

Les résultats de la figure 39 montrent qu’il existe un effet significatif de la salinité sur les pourcentages des tanins condensés quelque soit l’organe. Un apport du NaCl fait augmenter remarquablement ces pourcentages surtout chez les plantes traitées à la concentration 300 mM de NaCl ; où il est enregistré 0.210% contre 0.190%, 0.200 %contre 0.103% et 0.150% contre 0.056% chez les feuilles, les tiges et les racines respectivement par rapport aux plantes témoins.


0.400

0.300

0.200

0.100

0.000 Feuilles Tiges

Racines Organes

Fig. 39 - Pourcentages en tanins condensés des feuilles, tiges et racines de la variété Eldjadida stressée au NaCl.

Il est remarqué aussi que les tanins condensés s’accumulent beaucoup plus dans

les feuilles que dans les tiges et les racines aussi bien chez les plantes ayant reçu la solution saline que les plantes témoins. Ces pourcentages sont sensiblement identique dans les feuilles chez les plantes témoins et celles arrosées à 150 mM et 300 mM (0.190 contre 0.201%, 0.210% respectivement) ; dans les tiges chez les plantes témoins et celles traitées à 150 mM (0.103 contre 0.130%) ; et dans les racines chez les plantes ayant reçu 150 mM et 300 mM de NaCl (0.130% contre 0.150%).

Tableau 39 -Test statistique de signification de Student à P= 5% des pourcentages en tanins condensés des trois organes de la variété Eldjadida stressée à la salinité


Témoin 0.190±0.11 0.103±0.08S 0.056±0.023S 0.116±0.068 150 mM 0.201±0.11

S* 0.130±0.09S

NS* 0.130±0.06S

S* 0.154±0.041

300 mM 0.210±0.09 S*

0.200±0.07NS S*

0.150±0.09S S*

0.187±0.032

m± σ 0.200±0.010 0.144±0.050 0.112±0.050

Le tableau 39 montre que les pourcentages des tanins condensés décroissent dans les tiges chez les plantes témoins et celles traitées à 150mM comparées aux feuilles ; alors que dans les racines ces teneurs sont très inférieures quel que soit le traitement salin par rapport toujours aux feuilles. Néanmoins les tanins condensés haussent significativement dans les feuilles et les racines chez toutes les plantes traitées avec la salinité ; alors que

% d

es ta

nins

con

dens

és

81

dans les tiges ces pourcentages sont supérieurs dès que la salinité passe à 300 mM comparativement aux plantes témoins.

De façon générale, les composés phénoliques sont constitués de trois grandes catégories : les acides phénoliques, les flavonoïdes et les tanins (DICKO et al., 2006 ; DYKES et al., 2006)

La distribution des métabolites secondaires peut changer pendant la croissance de la plante. Ceci peut être lié aux conditions climatiques (la température élevée, exposition solaire, sécheresse, salinité), qui stimulent la biosynthèse des métabolites secondaires tels que les polyphénols (FALLEH et al., 2008 ; ZAOUALI et al., 2010).

Les végétaux produisent des métabolites primaires qui entrent dans le fonctionnement vital de la cellule, Les plantes synthétisent également une grande quantité de composés qualifiés de « secondaires » dont toutes les fonctions n’ont pas encore été identifiées mais qui sont fondamentaux pour les plantes, notamment pour leur adaptation à leur environnement. Plusieurs familles de composés font partie de ce métabolisme secondaire, dont les composés phénoliques ou polyphénols; Chez les végétaux, ces polyphénols sont, entre autres, impliqués dans les mécanismes de résistances aux stress biotiques et abiotiques.

Les résultats obtenus montrent les variations des teneurs en composés phénoliques analysées dans les feuilles, les tiges et les racines chez deux variétés de Phaseolus vulgaris L stressées à la solution saline NaCl, il est remarqué que l’accumulation est souvent beaucoup plus importante dans les feuilles que dans les tiges et les racines, légèrement chez la variété cocorose que la variété eldjadida pour les polyphénols et les tanins hydrolysable , par contre les tanins condensés, et les flavonoïdes sont remarquables chez la variété eldjadida.

Dans les études sur la menthe verte, il a été constaté que la concentration en acide phénolique était accru chez les plantes soumises à un stress salin (AL-AMIER et al., 2007), chez Achillea fragrantissima la teneur en phénols augmentait de manière significative vis-à-vis d’une salinité croissante (ABD EL-AZIM et al., 2009). Egalement sur Matricaria chamomilla il a été constaté que l'accumulation d'acides phénoliques (Protocatechuique, chlorogénique et les acides caféique) augmentait avec la salinité (CIK et al., 2009 ; Said -Al Ahl et al., 2011).

D’autres études publiées sur Nigella sativa (BOURGOU et al., 2009) et la menthe pouliot (QUESLATI et al., 2010) ont montré une augmentation des phénols avec le traitement salin. La teneur de certains produits secondaires sont significativement plus élevée chez les plantes cultivées sous stress salin que dans celles cultivées dans des conditions normales (NIKOLOVA et al., 2005). Pour Nigella sativa, la salinité augmentait la biosynthèse de certains composants, en particulier quercétine, l'apigénine et de l'acide trans-cinnamique (BOURGOU et al., 2009). Cependant, sur Achillea fragrantissima il a été indiqué que la teneur en tanin augmentait de manière significative avec l’augmentation de la salinité (ABD EL-AZIM et al., 2009).

A l’échelle de la cellule, les composés phénoliques sont principalement répartis dans deux compartiments : les vacuoles et la paroi; Dans les vacuoles, les polyphénols sont conjugués, avec des sucres ou des acides organiques, ce qui permet d'augmenter leur solubilité et de limiter leur toxicité pour la cellule. Au niveau de la paroi, on trouve surtout de la lignine et des flavonoïdes liés aux structures pariétales (MACHEIX et al., 2005).

82

Les composés phénoliques sont synthétisés dans le cytosol, Une partie des enzymes impliquées dans la biosynthèse des phénylpropanoïdes est liée aux membranes du réticulum endoplasmique, où elles sont organisées en métabolons (WINKEL, 2004; MACHEIX et al., 2005).

D’autres organites du cytoplasme, comme des vésicules golgiennes ou des chloroplastes, peuvent participer à la biosynthèse des composés phénoliques mais ce ne sont pas des lieux d’accumulation (WINKEL, 2004).

Certains flavonoïdes ont même été localisés au niveau du noyau des cellules où ils pourraient directement moduler l’expression des gènes, ces divers lieux de localisation impliquent un transfert des composés phénoliques depuis leurs lieux de synthèse (MACHEIX et al., 2005).

Il existe beaucoup moins de données pour expliquer l’effet de l’environnement sur la synthèse et le stockage des métabolites secondaires végétaux (DUMAS et al., 2003). Or, c’est une autre approche envisageable pour moduler de façon raisonnable les teneurs en polyphénols. En effet, les variations des conditions de culture comme l’intensité de la lumière où les apports en minéraux conduisent à des augmentations plus faibles, comme par exemple le doublement des teneurs en flavonoïdes (CARPENA et al, 1982; LOPEZ- ANDREU et al, 1988; AWAD et DE JAGER, 2002; DUMAS et al, 2003). Il s’agit d’un ordre de variation qui peut être rencontré au sein d’un même génotype (MARTINEZ- VALVERDE et al, 2002), ce qui permettrait d’éviter des teneurs anormalement élevées pouvant conduire à la toxicité éventuelle des ces molécules.

Les composés phénoliques interviennent dans un grand nombre de processus physiologiques chez la plante et dans les interactions avec leur environnement, leur structure leur conférant des fonctions très spécifiques (DESJARDIN, 2008). Par exemple la lignine est un composant essentiel des plantes qui permet leur maintien et la conduction de l’eau (MACHEIX et al., 2005). Les composés phénoliques contribuent également à la croissance et au développement de la plante par des actions diverses et variées. Ils interviennent par exemple dans le métabolisme et le transport de l’auxine (MACHEIX et al., 2005; TREUTTER, 2006) et dans celui de l’éthylène (FLEURIET, 1976; VENDRELL, 2003). Les flavonoïdes conditionnent même la formation des grains de pollen chez le pétunia (NAPOLI et al., 1999).

7- Rendement des huiles essentielles chez la variété Cocorose stressée au NaCl

La figure 40 montre les variations des teneurs des huiles essentielles analysées dans les feuilles de la variété Cocorose stressées à la solution saline de NaCl en fonction du temps. Il faut remarquer que les huiles essentielles haussent beaucoup plus dans les plantes ayant reçu la solution saline de NaCl que les plantes témoins. En plus,les teneurs des huiles essentielles se varient selon le temps et le traitement salin. En effet ces teneurs augmentent dans les feuilles lorsque le milieu devient de plus en plus concentré ; où il est enregistré chez les plantes témoins et celles arrosées à 150 mM et 300 mM après 24 heures (0.013 contre 0.021 et 0.032 contre 0.112 et 0.02 contre 0.05) comparativement aux plantes témoins et celles arrosées à 150 mM et 300 mM après 72 heures. La concentration 150 mM de la solution saline de NaCl provoque une augmentation très remarquable et significative des huiles essentielles après 72 d’heures du stress, à peu prés 04 fois plus que

83

la teneur après 24 heures. Néanmoins ces teneurs sont presque identiques chez les plantes témoins et celles traitées à 300 mM après 24 heures et 72 heures (0.013 contre 0.021 et 0.02 contre 0.05 respectivement).

24 h 72 h

0.14

0.12

0.1

0.08

0.06

0.04

0.02

0


NaCl

Fig. 40 - Taux des huiles essentielles dans les feuilles de la variété Cocorose stressée au NaCl

L’analyse statistique (tableau 40) montre que les teneurs des huiles essentielles augmente significativement chez les plantes traitées à 150 mM de NaCl quelque soit le temps comparativement aux plantes témoins. Alors que ces teneurs ne montrent aucune signification chez les plantes arrosées à 300 mM par rapport toujours aux plantes témoins. Néanmoins les huiles essentielles haussent considérablement après 72 heures quelque soit le traitement salin comparées aux teneurs après 24 heures.

Tableau 40 - Test statistique de signification de Student à P= 5% du Taux des huiles essentielles dans les feuilles de la variété Cocorose stressée au NaCl.

Témoin 150 mM 300 mM m ±σ

24 h 0.013 ± 0.0030 0.032 ±0.0052 S 0.020 ±0.0043NS 0.022± 0.0096

72 h 0.021 ±0.0052

S*

0.112 ±0.0041S

S*

0.050 ±0.058 NS

S*

0.061 ±0.0464

m ±σ 0.017 ±0.0056 0.072 ± 0.056 0.035 ±0.021

Il existe des rapports contradictoires dans la littérature concernant la réponse de l'huile essentielle au stress salin. En fait, ce stress, diminue le rendement en huile essentielle chez Trachyspermum ammi (ASHRAF et OROOJ, 2006). Cet effet négatif a également été signalé pour d'autres plantes médicinales, comme : Mentha piperita (TABATABAIE et NAZARI, 2007); menthe poivrée, menthe pouliot, et la pomme de menthe (AZIZ et al., 2008), Thymus maroccanus (BELAQZIZ et al., 2009), et le basilic (SAID-AL AHL et MAHMOUD, 2010). En outre, la salinité a diminué le rendement en huile essentielle chez le fenouil (ABD EL- WAHAB, 2006). Il a également été observé que le pourcentage d’anéthol a diminué avec de l'eau saline. Chez la Marjolaine, les proportions des principaux composés sont affectées différemment

Taux

des

HE

en g

dan

s 100

g d

e M

F

84

par le sel (BAATOUR et al., 2006).Alors que, chez Matricaria recutita, les principaux constituants d'huiles essentielles (α-bisabololoxide B, α-bisabolonoxide A, chamazulène, α- bisabolol oxyde A, α-bisabolol, trans-β-Farnesène) ont montré une augmentation dans des conditions salines (BAGHALIAN et al., 2008).

En outre, sur Origanum vulgare on a constaté que la teneur du constituant principal de l'huile essentielle (carvacrol) a diminué sous stress salin, tandis que le contenu en p-cymène et le γ- terpinène était accru dans des conditions sans stress salin (SAID-AL AHL et HUSSEIN, 2010). Des résultats similaires d'un effet inhibiteur du niveau élevé de salinité ont également été trouvés chez mélisse (OZTURK et al., 2004); Majorana hortensis (SHALAN et al., 2006), Matricaria Camomille (RAZMJOO et al., 2008), Salvia officinalis (BEN TAARIT et al., 2010) et le basilic (SAID-AL AHL et MAHMOUD, 2010). Au contraire, une augmentation du rendement en huile essentielle due à des niveaux inférieurs de la salinité a été rapporté dans d'autres espèces de plantes, par exemple Satureja hortensis (BAHER et al., 2002) et Salvia officinalis (HENDAWY et KHALID, 2005).

Il a également été montré que le rendement en huile essentielle de feuilles de coriandre n’était stimulé que sous un stress faible ou modéré, tandis qu'il diminuait en réponse à une salinité élevée. À faible stress le contenu en, (E) -2-décénale, (E) -2-dodécenal et dodécanal augmentait aussi (NEFFATI et MARZOUK, 2008).

Cependant, les principaux composants de l'huile essentielle d’Ocimum basilicum var. purpurascens étaient eugénol et le linalol. La salinité du sol à 1500 et 4500 mg.kg-1 a augmenté la teneur en linalol et diminué la teneur en eugénol (SAID-AL AHL et al., 2010). Il y a des rapports d'une augmentation du pourcentage d'huile essentielle due à des niveaux inférieurs de la salinité chez Satureja hortensis (BAHER et al., 2002); sauge (HENDAWY et KHALID, 2005) et le thym (EZZ EL-DIN et al., 2009). Chez le basilic, le pourcentage d'huile la plus élevé a été obtenu avec une salinité importante (SAID-AL AHL et MAHMOUD, 2010). En revanche, d'autres rapports ont montré une réduction significative du pourcentage d'huile essentielle (OZTURK et al., 2004) sur la mélisse et la marjolaine (Majorana L.) (SHALAN et al., 2009) et (NAJAFI et al., 2010), dans la sarriette (Satureja hortensis). Le teneur la plus élevée de carvacrol et la plus basse de γ-terpinène ont été obtenus en augmentant les niveaux de salinité. Cependant, le rendement en huile essentielle a été augmenté de façon significative avec l'augmentation des concentrations de NaCl ajoutées aux racines de coriandre (NEFFATI et MARZOUK, 2008) et (PETROPOULOS et al., 2009).L’augmentation du NaCl a augmenté le rendement de l'huile essentielle du persil à feuilles frisées. Le contenu des constituants aromatiques (β-felandreno, myristicine, β-myrcène et apiole) de l'huile essentielle foliaires ont été touchés par le stress salin.

Il a également été démontré que l'huile essentielle (%) et le rendement en huile ont été

significativement augmentés en utilisant 1500 mg.kg-1 de la salinité du sol par rapport au temoin (SAID-AL AHL et al., 2010). Au contraire, il y a eu diminution significative à cet égard en utilisant une concentration plus élevée de la salinité du sol, à 4500 mg ∙ kg-1. En revanche, il a été suggéré que la teneur en huile essentielle et le rendement diminue avec la salinité de l'eau de plus en plus chez trois espèces Cymbopogon (ANSARI ET et al., 1998).

La stimulation de la production d'huile essentielle dans un degré modéré de salinité pourrait être due à une densité de glandes d'huile plus élevée et une augmentation du nombre absolu des glandes produites avant l'émergence des feuilles (CHARLES et al., 1990). Le stress salin peut également affecter l'accumulation d'huile essentielle indirectement par ses effets sur l'assimilation

85

nette ou la répartition des assimilât entre les processus de croissance et de différenciation (CHARLES et al., 1990).

En outre, la formation et l'accumulation d'huile essentielle dans les plantes est également attribuable à l'action des facteurs environnementaux. Il pourrait être allégué que la formation et l'accumulation d'huile essentielle est directement tributaire de la croissance parfaite et le développement des plantes produisant des huiles (PENKA, 1977) La diminution de la production d’huile pourrait être due à la diminution de l'anabolisme des plantes. L'augmentation de la teneur en huile chez les plantes stressées au sel peuvent être attribués au manque des métabolites primaires en raison des effets de la salinité, ce qui provoque des produits intermédiaires disponibles pour la synthèse de métabolites secondaires (MORALES et al., 1993) En fait, l'effet de la salinité sur l'huile essentielle et de ses constituants peut être dû à ses effets sur l'activité enzymatique et le métabolisme (BURBOTT et LOOMIS, 1969).

IV - Variations cationiques dans les feuilles des trois variétés de la plante Phaseolus

vulgaris L. (Cocorose, El djadida et Tadallaghte) stressées au NaCl

a - Teneur en potassium (K+)

La figure 41 révèle les variations des teneurs en potassium (K+) analysées dans les feuilles de trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est mentionné que les teneurs en (K+) s’abaissent beaucoup plus dans la variété Cocorose que dans les deux d’autres variétés aussi bien chez celles ayant reçu la solution saline de NaCl que les plantes témoins. Néanmoins, les teneurs fluctuent selon la variété et le traitement salin. En effet, ce paramètre baisse significativement de teneur dans les plantes témoins lorsque le milieu devient de plus en plus concentré, La teneur en (K+) varie de 124,43 .10-5 g.l-1 dans les plantes témoins à 66,08.10-5 g.l-1 dans celles traitées à 300 mM. Les teneurs en (K+) diminuent de façon significative chez les plantes arrosées à la concentration saline 300 mM quelque soit la variété.


160

120

80

40


Variétés

Fig. 41 - Teneurs en potassium K+ dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Dans la variété Cocorose, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (83.38.10-5 g.l-1 contre 78.44.10-5

g.l-1 ). Dès que la salinité passe à 300 mM, la teneur en (K+) devient significativement plus

Tene

ur e

n K

+. 1

0-5

g.l-1

86

bas comparativement aux plantes témoins et celles traitées à 50 mM quelque soit la variété ; alors que chez la variété Eldjadida c’est à partir de la concentration saline 50 mM.

Les teneurs en K+ haussent significativement chez la variété Tadallaghte quelque soit le traitement salin comparée à la variété Cocorose. Le tableau 41 montre aussi que ces teneurs chutent significativement dès que le stress salin passe à la concentration 300mM pour les variétés Cocorose et Tadallaghte ; alors que c’est à partir de la concentration 50 mM pour la variété Eldjadida.

Tableau 41 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en potassium K+ dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ Témoin 83.38±12.95 117.75±9.82S 124.43±15.88S 108.52±22.03 50 mM 78.44±35.38

NS* 91.59±29.98NS

S* 114.48±25.82S

NS* 94.84±18.24

300 mM 66.08±15.17 S*

78.23±5.67NS S*

98.13±25.96S S*

80.81±16.18

m± σ 75.97±8.91 95.86±20.10 112.35±13.28

b - Teneur en calcium (Ca+2)

La figure 42 montre des variations des teneurs en calcium (Ca+2) analysées dans les trois variétés de la plantes Phaseolus vulgaris L. Cocorose Eldjadida et Tadallaghte stressées à la solution saline NaCl. Il est remarqué que le calcium (Ca+2) s’accumule beaucoup plus dans la variété Eldjadida que dans les deux d’autres variétés, aussi bien chez les plantes témoins que celles ayant reçu la solution saline. En outre, les teneurs en calcium (Ca+2) varient selon la variété et le traitement salin.


100

80

60

40

20


Variétés

Fig. 42 -Teneurs en calcium Ca++ dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées NaCl.

En effet, ce calcium (Ca+2) baisse de teneurs dans les feuilles lorsque le milieu

devient de plus en plus concentré, La quantité du calcium (Ca+2) dans les feuilles de trois

Tene

ur e

n Ca

+2.1

0-4g

/l

87

variétés est faible à la concentration 300 mM par rapport aux plantes témoins (77,03.10-4

g.l-1 contre 71,18.10-4 g.l-1, 82,89.10-4 g.l-1 contre 74,69 .10-4 g/l et 59,47 .10-4 g.l-1 contre 48,93.10-4 g.l-1 chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement). La régression des teneurs en calcium (Ca+2) est très significative chez les plantes arrosées à la concentration 300 mM quelque soit la variété. Dans les trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, les teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles arrosées à 50 mM de la solution saline (77,03 .10-4 g/l contre 74,69 .10-4 g/l, 82,89.10-4 g/l contre 81,72 .10-4 g/l et 59,47 .10-4 g/l contre 58,84.10-4 g/l). Le tableau 42 révèle que les teneurs en calcium Ca++ sont significativement inférieur chez la variété Tadallaghte quelque soit le traitement salin comparativement à la variété Cocorose. Ces teneur baissent significativement dès que la salinité passe à 300 mM quelque soit la variété par rapport aux plantes témoins. .

Tableau 42 - Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en calcium Ca++ dans

les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.


NS* 81.72±4.05NS

NS* 58.84±8.84S

NS* 71.75±11.72

300 mM 71.18±4.05 S*

74.69±13.57NS S*

48.93±2.03S S*

64.93±13.97

m± σ 74.30±2.94 79.77±4.44 55.75±5.91

c -Teneur en sodium Na+

On constate que les teneurs en calcium (Ca++) varient selon la variété et le traitement salin. Des augmentations proportionnelles de cette teneur pour toutes les variétés sont signalées sous tous les traitements salins avec 38,59.10-5 g.l-1contre 30,93.10-5

g.l-1, 61,08.10-5 g.l-1 contre 48,78.10-5 g.l-1 et 64,95.10-5 g.l-1 contre 54,95.10-5 g.l-1 sous stress à 50 mM chez les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte respectivement par rapport aux plantes témoins.

120

100

80

60

40

20

0


Cocorose Eldjadida Tadallaghte

Variétés

Fig. 43 - Teneurs en sodium Na+ dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

En plus, ces teneurs sont sensiblement identiques chez les plantes témoins et celles

arrosées à 50 mM. La teneur en Na+ en concentration 300 mM devient plus élevée et

Tene

ur e

n N

a+.1

0-5

g/l

88

significative avec 63,74.10-5 g.l-1, 87,79.10-5 g.l-1 et 91,17.10-5 g.l-1 que les plantes témoins (figure 43).

L’étude statistique montre que les teneurs en potassium Na+ haussent remarquablement chez la variété Eldjadida et la variété Tadallaghte quelque soit la concentration saline de NaCl par rapport la variété Cocorose. Il faut mentionner aussi que ces teneurs augmentent de façon significative dès que la salinité passe à 300 mM quelque soit la variété comparativement aux plantes témoins (tableau 43).

Tableau 43 -Test de Signification de Student à P= 5% des teneurs en sodium Na+ dans les feuilles chez trois variétés de la plante Phaseolus vulgaris L. stressées au NaCl.

Cocorose Eldjadida Tadallaghte m± σ Témoin 30.93±10.30 48.78±10.31S 54.73±10.31S 44.81±12.39 50 mM 38.59±11.97

NS* 61.08±9.08S

NS* 64.95±7.34S

NS* 54.87±14.23

300 mM 63.74±11.02 S*

87.73±17.85S S*

91.17±18.91S S*

80.88±14.94

m± σ 44.42±17.16 65.86±19.91 70.28±18.80

L’absorption des hautes concentrations de NaCl engendre une compétition avec l’absorption d’autres ions, spécialement le K+, ce qui conduit à une déficience en K+. Le traitement accru de NaCl induit une augmentation du taux de Na+ et Cl-, et une diminution du taux de Ca2+, K+ et du Mg2+ chez de nombreuses plantes (KHAN, 2001 ; HAOUALA et al., 2007). La salinité fait augmenter le contenu de Na+, Ca+2 et Cl- chez Vicia faba et le rapport K+/Na+ diminue (GADALLAH, 1999; HAOUALA et al., 2007),

Les effets nutritionnels de la salinité incluent les deux actions primaires du sel sur les plantes: la toxicité directe due à l'accumulation excessive des ions dans les tissus, et un déséquilibre nutritionnel provoqué par l'excès de certains ions.

L'accumulation des ions Na+ dans la plante limite l'absorption des cations indispensables tels que K+ et Ca2+. Il y aurait une compétition entre Na+ et Ca2+ pour les mêmes sites de fixation apoplasmique (JENDOUBI, 1997).

L'accumulation des ions Na+ affecte l'absorption de K+ et ceci en fonction de la

concentration du premier élément, cependant, la présence de Na+ en faible concentration peut augmenter l'absorption de K+, tandis qu'une concentration élevée en Na+ diminue l'absorption de K+ chez le riz (LEVITT, 1980 ; HAOUALA et al., 2007) et la canne à sucre (NIMBALKAR et JOSHI, 1975 ; HAOUALA et al., 2007). Cette absorption peut même s'arrêter complètement chez le haricot (HAMZA, 1977 ; HAOUALA et al., 2007) et le laurier rose (HAJJI, 1980 ; HAOUALA et al., 2007) cultivés en présence de chlorure de sodium (NaCl) à 12 g.l-1

CONCLUSION

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Conclusion générale

Conclusion générale Les mécanismes de réponse aux stress font intervenir un certain nombre de

réactions au sein de ce processus physiologique. Chez les plantes, ces différentes étapes correspondent à la perception et la reconnaissance du stress, la transduction du signal qui en résulte à l’intérieur de la cellule, l’amplification de ce signal, la modification de l’expression de certains gènes et la production de molécules impliquées dans le rétablissement de l’homéostasie cellulaire. La chlorophylle, les molécules d’osmorégulation et les enzymes impliquées dans cette cascade de réactions peuvent être considérées comme des marqueurs de la réponse au stress salin.

Notre travail de recherche a porté sur l’identification de ces marqueurs chez trois variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte de Phaseolus vulgaris L. Cette approche de types exploratoires a permis d’obtenir un certain nombre d’information sur les variétés Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte en condition de stress salin.

La comparaison dans les réponses de chaque variété permet de considérer que les différences enregistrées sont probablement d’origine génétique ; même s’il existe des similitudes de comportement, chaque espèce possède ces propres caractères dans certaines étapes des mécanismes de la réponse au stress. Par conséquent, ces observations valident le choix de ces variétés pour la réhabilitation des sols salins.

Le stress salin exerce chez les trois variétés de Phaseolus vulgaris L. un effet dépressif sur la germination et sur tous les paramètres morphologiques, physiologiques et biochimiques.

Les résultats rapportés dans cette étude laissent supposer que la plante Phaseolus vulgaris L est une plante sensible à l’action du NaCl, au stade de germination. Les résultats montrent que la germination est complètement inhibée à 300 mM de NaCl pour les trois variétés. A des concentrations de sel qui dépassent 50 mM, la capacité germinative ainsi que la vitesse de germination sont fortement affectées. Les effets dépressifs du sel sont essentiellement de nature osmotique mais à des fortes concentrations, des phénomènes de toxicité peuvent se manifester.

De plus, une variabilité intra spécifique, assez importante vis-à-vis du sel, est observée entre les variétés étudiées. Une telle variabilité peut servir ultérieurement pour faire des croisements et par la suite trouver la meilleure recombinaison dans les descendants. En absence comme en présence de sel, la variété tadalaghte possède le meilleur comportement germinatif, Cependant, la variété Cocorose se montre la plus sensible.

Une corrélation élevée et négative obtenue entre les paramètres morphologiques retenus et les concentrations de NaCl du milieu de culture montre que toute augmentation de la salinité engendre une réduction de la croissance (longueur de la tige, nombre des feuilles et nombre de ramifications) de Phaseolus. vulgaris L. Le stress salin exerce chez les trois variétés du haricot, un effet dépressif sur tous les paramètres morphologiques. Le degré de sensibilité ou de tolérance dépend de la variété et de l’intensité du stress.

La production de matière sèche par la plante confirme la performance de la variété Tadallaghte, dont les potentialités de croissance en présence de sel sont nettement supérieures à celles des deux autres variétés. Les variétés Cocorose et Eldjadida présentent une sensibilité au sel plus marquée. En ce qui concerne les osmorégulateurs (proline et les

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sucres solubles), les résultats obtenus, dans les conditions de cette expérimentation, semblent indiquer que les teneurs en osmoticum des feuilles des tiges et des racines des plantes du haricot préalablement soumises au stress salin, ont été plus élevées que celles des plantes bien alimentées en eau et sans adjonction de sel. Ces teneurs ont été toutefois, d'autant plus importantes que le niveau du sel dans le milieu de culture est élevé.

Les résultats concernant les teneurs en chlorophylles montrent qu’elles sont restées plus importantes chez les plantes témoins, comparativement aux teneurs enregistrées chez les plantes de Phaseolus vulgaris L. ayant été développées sur des milieux de culture contenant différentes concentrations de NaCl. La salinité cause le plus souvent une perte progressive de la chlorophylle conduisant à la réduction de l’absorption de la lumière par les feuilles, et donc une moindre accumulation de la matière sèche chez la plante. L’altération de la chlorophylle affecte le processus de la photosynthèse ce qui suggère que le degré de variation du contenu en chlorophylle peut être utilisé comme critère de sélection de la tolérance vis-à-vis du stress salin (MUNNS et al., 2006)

Les teneurs ADN décroissent beaucoup plus dans la variété Cocorose que dans les deux autres variétés aussi bien chez celles ayant reçu la solution saline que les plantes témoins. Néanmoins, les teneurs fluctuent selon la variété et le traitement salin

Le comportement de Phaseolus vulgaris L. en présence de doses croissantes en NaCl, montre qu’elle est capable de résister à des doses modérées de ce sel surtout la variété Tadallaghte. Le déficit hydrique provoqué par la pression osmotique au niveau de l’environnement racinaire n’empêche pas cette plante de s’alimenter en eau, en réalisant une osmorégulation et un ajustement osmotique complet qui lui permettent de maintenir un niveau convenable d’hydratation des tissus, en sachant que sur le plan nutritionnel, la présence de Na+ empêche l’absorption du K+ et du Ca++

L’étude de l’activité antioxydante par la méthode de DPPH a montré que les deux variétés Cocorose et Eldjadida ont une grande capacité de piéger le radical DPPH avec l’augmentation de stress salin au NaCl. D’autres recherches complémentaires sont nécessaires pour caractériser et identifier les molécules bioactives présentes dans les deux variétés par l’analyse HPLC.

Les résultats de ce travail ont montré que les traitements salins provoquaient des augmentations des teneurs en composés phénoliques (flavonoïdes, tanins condensés et hydrolysables), proportionnellement aux doses de sel appliquées. L’augmentation des teneurs des composés biochimiques serait liée à l’accélération des phénomènes de morphogenèse, comme l’ont affirmé LEPENGUE et al. (2011) .

Les trois variétés étudiées de Phaseolus vulgaris L. présentent une nette diminution de la synthèse des protéines en réponse aux traitements salins que ce soit à la concentration saline de NaCl 50 mM ou 300 mM).

Concernant les huiles essentielles notre travail s’est focalisé sur une seule variété Cocorose. Cette variété montre une production d’huiles essentielles stimulée par le stress salin, avec une teneur élevée sous traitement modéré (150 mM) alors que le traitement à 300mM inhibe ces composés.

En général la salinité induit des modifications physiologiques et métaboliques chez les plantes ; le stress salin diminue la photosynthèse et le taux de respiration des plantes. Les protéines ont été lésées en raison de l'effet de la salinité, mais cette salinité a provoqué l’augmentation les teneurs en proline.

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Les données que nous venons d’exposer apportent quelques informations sur le comportement de trois variétés de Phaseolus vulgaris L. Cocorose, Eldjadida et Tadallaghte, mais demeurent encore insuffisantes et nécessitent de pousser davantage les investigations en intégrant d’autres paramètres génétiques et hormonaux pour aboutir à une sélection de populations de Phaseolus vulgaris L. performantes au plan de l’adaptation au stress de la salinité.

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ANNEXES

Annexe

Système d'arrosage

1. Calcul de la capacité de rétention du sable : Au début, la capacité de rétention de 100 g de sable est calculée comme suit: - 100 g de sable sont mis dans un perforé. Soit la valeur A, ensuite, le pot de

sable est mis dans une boîte de Pétri, - de l'eau est versée dans ce pot jusqu'à saturation, - une décantation de l'eau se produit durant 24 heures. - ensuite le tout est pesé pour la valeur B, - la relation suivante a été utilisée pour calculer l'eau retenue par le sable

durant 24 heures, ce qui correspond à la capacité de rétention de 100 g de sable. On calcule la capacité de rétention du sable comme suit : CR = B - A CR = quantité d'eau en ml/100 g de sable CR = 123.4 - 100 = 23,4 ml d'eau /100 a de sable La densité de l'eau étant égale à 1. Le volume d'eau trouvé est égal au poids d’eau : Pour un poids de sable de 1500 g la capacité de rétention est égale a. 23.4ml H2O 100g X ml H2O 1500 g X =23.4 x 15=351 ml H2O/1500 g de sable Nous avons procédé à deux régimes d'arrosage en deux phases: 1-1- Phase d'installation

Durant la germination et pendant une semaine soit jusqu’à l’apparition des premiers plantules l'arrosage se lait a 30% de la capacité de rétention. Apres l'apparition des plantules, l'arrosage augmente à 60% de la capacité de rétention avec de l'eau distillée.

Enfin, après un mois, l'arrosage se fait à 100% de la capacité de rétention, mais avec de la solution nutritive. 1-2- Phase de traitement Irrigation des plantes avec les différentes concentrations de solutions salines 50 ; 150 et 300 mM. Les caractéristiques du terreau

*Composition : Tourbe brune, tourbe blonde, écorce compostée. pH= 6.5 Matière sèche =30% Matière organique = 20% Rétention en eau = 300% Résistivité 1200 ohm.cm

Tableau 1. Composition de la solution nutritive de HOAGLAND (1938).

Solution mère Poids g.l-1 Mole.l-1

Macro-éléments KNO3 191.90 1.90 (NO3)Ca, 4H2O 129.80 0.55 NO3 NH4 210.00 0.26 SO4 Mg, 7H2 O 61.50 0.25 PO4 H2 K 54.40 0.40 PO4 K2 H, 3H2O 34.23 0.15

Oligo-éléments Cl2Mn, 4H2 O 1.80 CuSO4, 7H2O 0.176 ZnSO4, 7H2O 0.219 BO4 H3 2.861 MO7O24(NH4), 4H2O 0.285 EDTA ferrique (C10H12 FeNaO8) 0.05

y = 0.002x + 0.0062 0.3 R² = 0.9622

0.2

0.1

0 0 50 100 150

[Proline] µg/l

Fig.1 - Courbe d’étalonnage de la proline.

y = 3,4938x + 0,1492 5 r² = 0,9574 4

3

2

1

0 0 0.5 1 1.5

[Sucres solubles] g/l

Fig. 2 - Courbe d’étalonnage des sucres solubles.

Den

sité

ortiq

ue

Den

sité

optiq

ue

y = 0.122x - 0.112 0.6 R² = 0.9968

0.5

0.4

0.3

0.2

0.1

0 0.18 0.298 0.526 0.73 0.979

la concentration des phénols en mg/g-1

Fig. 3 - Courbe d’étalonnage des poly phénols

0.06

0.05

0.04

0.03

0.02

0.01

0 0 0.1 0.2 0.4 0.6

Concentration de flavonoides en µg/g-1

Fig. 4 - Courbe d’étalonnage des flavonoïdes

y = 0.013x - 0.01 R² = 0.9746

les

vale

urs

de la

den

sité

optiq

ue

les

vale

urs

de la

den

sité

optiq

ue

Fig. 5 - Courbe d’étalonnage du potassium

Fig. 6 - Courbe d’étalonnage du calcium

Fig. 7 - Courbe d’étalonnage du sodium

Stérilisation

Germination

Croissance

Production scientifique

Advanced Studies in Biology, Vol. 5, 2013, no. 8, 347 - 362 HIKARI Ltd, www.m-hikari.com

http://dx.doi.org/10.12988/asb.2013.3314

The Attitude of a Saharan Variety Tadalaghte

(Phaseolus vulgaris L.) Put under Stress of Salinity

F. Bennabi, M. Belkhodja, D. Boukraa, Y. Bouhadda and Z. Salmi

Laboratory of Plant Physiology, Department of Biology Faculty of Sciences, University of Oran, Algeria.

Laboratory of Chemistry Physics of Macromolecules and Biological Interface, Department of Biology, Faculty of nature and life sciences

University of Mascara, Algeria e-mail:[email protected]

Copyright © 2013F. Bennabi et al. This is an open access article distributed under the Creative Commons Attribution License, which permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited.

Abstract

The attitude of the Saharan variety tadalaghte of Phaseolusvulgaris L. Beanin presence of growing doses of NaCl shows it can be able to stand moderate doses of this salt. The lack in water caused by the osmotic pressure in the root environment does not prevent this variety from being supplied with water, by carrying out an osmo-control and a complete osmotic adjustment to ensure maintain of a suitable level of tissues hydration. In nutritional terms, the presence of Na+ prevents the absorption of K+ and Ca+; but in that specific case, we notice the presence of K+ in leaves in quantities that are higher than those in roots. This massive transfer of K+ from roots that empties its K+ in favour of leaves seems to be a strategy of ionic control and maintain of a correct physiological activity. In general, levels of chlorophyll (a) and (b) decrease with the increase of salinity concentration. Our obtained results show an increase in DNA and RNA rate of our variety under the influence of saline stress. Salinity reduces the speed of cellular development and the protein and RNA synthesis in apricot leaves (Phaseolus vulgaris L.). Keywords: salinity, Phaseolusvulgaris L., chlorophylls, DNA, RNA, proteins, Na+, K, Ca++

Scientific Journal of Biological Sciences (2013) 2(4) 86-93 ISSN 2322-1968

Effect of salinity on chickpea seed germination pre-treated with salicylic acid

D. Boukraâ, K. Benabdelli, L. Belabid, F. Bennabi Laboratoire de Recherche sur les Systèmes Biologiques et la Géomatique, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie. Université de Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algérie.

*Corresponding author; Laboratoire de Recherche sur les Systèmes Biologiques et la Géomatique, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie. Université de Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algérie.

A R T I C L E I N F O

Article history: Received 29 Nov 2012 Accepted 25 Dec 2012 Available online 27 April 2013

Keywords: Cicer arietinum L. Salicylic acid Salinity Germination Protein Proline Soluble sugar Polyphenol

A B S T R A C T

Chickpea (Cicer arietinum L.) is known to be highly susceptible towards soil or water salinity, whose are the primary abiotic factors that limit growth and crop of this plant in Algeria. Therefore, more efforts are needed to improve its tolerance to salinity. Salicylic acid (SA) is a key endogenous signal that mediates defense gene expression and disease resistance in many dicotyledonous species. The objective of this study was to determine the role of salicylic acid on reducing the stress sensitivity to salinity during germination of chickpea. Our observations indicate that, although SA had a positively effects exerted on salinity tolerance in seed germination in comparison with untreated seeds. It is important to notice that pre-treated seeds with salicylic acid prevent a decrease in kinetics of germination, estimated respectively to 80% in ILC3279 and 76% in AKIM91, Also, a speed of radicle emergence were noted, under salt stress into both varieties. Also it provides a significant decrease in proline contents and a few variations in soluble sugar, the most important accumulation of proteins were noted with 0,5mM SA in AKIM91 (10.25%) and ILC3279 (8.75%). The results of polyphenol indicated an accumulation in the pretreated seeds with 0.05 mM (1.84mg/gMS in AKIM91 and 0.45 in ILC3279). A relationship between this compounds and salt tolerance was observed in both varieties, under the effect of Salicylic acid concentrations during the germination period.

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Original article

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European Journal of Biotechnology and Bioscience 2014; 1 (6): 27-35 ISSN 2321-9122 EJBB 2014; 1 (3): 27-35 Received: 13-06-2014 Accepted: 24-06-2014 Boukraâ.D Laboratory for Research on Biological Systems and Geomatics, Faculty of Sciences Nature and Life. University of Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algeria. Belabid.L Laboratory for Research on Biological Systems and Geomatics, Faculty of Sciences Nature and Life. University of Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algeria. Benabdelli.K Laboratory for Research on Biological Systems and Geomatics, Faculty of Sciences Nature and Life. University of Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algeria. Bennabi.F Laboratory of Plant Physiology, Department of Biology, Faculty of Sciences, University of Oran, Algeria Correspondence: Boukraâ.D Laboratory for Research on Biological Systems and Geomatics, Faculty of Sciences Nature and Life. University of Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algeria.

The effect of the Salicylic Acid on the variability of phenolic compounds, during the germination and the

seedling of chickpea (Cicer arietinum L.), after inoculation by mushrooms

Boukraa.D, Belabid.L, Benabdelli.K, Bennabi.F ABSTRACT In Algeria, the growing of chickpea is subject to a certain number of mushrooms that limit its production, its development and its expansion. The present study is carried out in order to show the effect of the salicylic acid on the induction of the resistance with the chickpea (Cicer arietinum L.), in phase of germination and during its growth, under biotic stress conditions. In this frame, a test was lead in controlled conditions on a sensitive variety of chickpea (ILC 3279) pretreated in the salicylic acid (T, 0,05mM and 0,5mM), then inoculated by the Pythium spp. (factor of melt of seeding) and Fusarium.oxysporum f.sp. ciceris (factor of vascular wilt of the chickpea). During this study, were also studied the precocity, the kinetics and the final rate of germination of seeds, the number of the cultivated and necrosis plants, the mobilization of certain reserves and the antioxidant capacity. Obtained results show that the application of the salicylic acid causes an increase of the germination ability of the chickpea seeds and the plants in growth against a decrease of necrosis plants rates as well as an increase of the rate of chlorophyll, of proteins, of polyphenol is noticed going along with a growth in the antioxidant capacity, according to the studied stage (analyzed seeds and plants). To conclude, we can suggest that the application of the salicylic acid at (0,05 mM) may urge on the resistance of chickpea, during the biotic stress in the course of the germination and the growth, by increasing the report of some protective biochemical molecules, playing a role in the induction of resistance. Keywords: Salicylic acid, Chickpea, Fusarium spp., Pythium spp., germination, polyphenol.

1. Introduction The eating legumes, from the area they occupy, represent an important place in the agrarian system and the food – economics in many countries all over the world. Indeed, these legumes have a particular importance for agriculture, for the biological characteristics in the air nitrogen fixation by bacteria and its capacity of adaptation to difficult pedo-climatic conditions as well as their weak food-technical demands. From a nutritional point of view, the legumes, given their wealth in proteins, allow to a certain extent to reduce lacks in animal proteins, in the absence of a food balance of populations who tend to eat cereals [1, 2]. Among these legumes, the chickpea (Cicer arietinum L.) is a plant cultivated in Algeria since Antiquity for its seeds, which are consumed as dried legumes [3]. Its farming contributes to the fertility of grounds by nitrogen substances; consequently it is used in many countries in rotation with cereals. Indeed, this capacity of using “free” nitrogen, allows them to reduce the production costs, on one hand, and to limit pollution of ground waters by fertilizer nitrates on the other hand. The farming of chickpea has known a very important development those recent years. Unfortunately, badly suitable cultural practices and a neglected sanitary aspect allowed a significant development of the wilt caused by Fusarium oxysporum Schelcht. Emend. Snyd. & Hans. f. sp. ciceri (Padwick) (FOC) in the country [4].

Advances in Environmental Biology, 9(27) December 2015, Pages: 270-277

AENSI Journals

Advances in Environmental Biology

ISSN-1995-0756 EISSN-1998-1066

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Corresponding Author: Boukraâ.D, Laboratoire de Recherche sur les Systèmes Biologiques et la Géomatique, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie. Université de Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algéria

Implication of salicylic acid in chickpea growth to salt resistance 1Boukraâ.D, 2Belabid.L, 3Benabdelli.K, 4Bennabi.F 1,2,3Laboratoire de Recherche sur les Systèmes Biologiques et la Géomatique, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie. Université de Mascara. P.O. Box 305. Mascara, Algéria. 4Laboratory of Plant Physiology, Department of Biology, Faculty of Sciences, University of Oran, Algeria. A R T I C L E I N F O A B S T R A C T Article history: Received 28 September 2015 Accepted 12 December 2015 Available online 24 December 2015 Keywords: Salicylic acid- salinity- Chickpea- proteins- polyphenol- antioxidant activity.

This study was carried out to evaluate the effect of salicylic acid on seed germination and seedling of chickpea plants, under salt stress. Seeds were treated with three concentration of salicylic acid (0.05, 0.5, 1mM) and then subjected to high salinity (100 mM). In addition, to understanding molecular modes of SA action in physiological processes protein and polyphenol quantification and antioxidant activity was also determined in seeds and plants. Result showed that salt stress decreased the germination percent and growth parameters in no-treated seeds (control). In the other hand, when subjected to salicylic acid a significant enhanced tolerance against salinity stress was observed in chickpea both on the speed and level of germination (80%) and the seedling plants (50% to 60%). Salt stress also diminished the protein and polyphenol as well as antioxidant activity. In contrast, these compounds were increased by SA application. Based on germination rate and growth parameters we can suggest that the inhibitory effect of high salinity was significantly reduced in the presence of SA and a correlation between SA and protein level, total phenolic content, antioxidant activity was shown. 2. More information should be added for the abstract…such as conclusion

© 2015 AENSI Publisher All rights reserved. ToCite ThisArticle: Boukraâ.D, Belabid.L, Benabdelli.K, Bennabi.F, Implication of salicylic acid in chickpea growth to salt resistance. Adv. Environ. Biol., 9(27), 270-277, 2015

INTRODUCTION

Salinity is one of the major environmental factors limiting plant growth and productivity. Various methods

were established in agriculture and horticulture to Enhancing stress tolerance in plants [31]. Recent studies indicated that SA regulates diverse aspects of plant responses to abiotic stresses [16,29]. It has been showed that SA plays a role in plant adaptive responses such as osmotic stress [33], chilling and drought [31] and high salinity [10,23,5,16,2]. Salicylic acid induced many physiological and biochemical processes in plants, some processes were promoter and some others were inhibited [28,11]. Most adaptation strategies are chemical by involving the production of secondary metabolites which are essential for the growth and are produced as a response for defending plants against stress in general. It is therefore possible that polyphenol may promote the germination and growth probably by reducing the ROS that accumulate in the salt stress [39]. The interest in polyphenolic antioxidants has increased remarkably in the last decade because of their elevated capacity in scavenging free radicals associated with various diseases [36].

Chickpea is one of the major protein sources in developing countries such as Algeria. It’s contains 13 to 33% protein, 40 to 55% carbohydrates, and 4 to 10% oil, approximately 50% oleic and 40% linoleic acid, which are unsaturated fatty acids and cannot be synthesized by animals [1]. Chickpea is very sensitive to saline, the major environmental constraints limiting crop chickpea production [12].

The present study was performed to investigate whether salicylic acid can reduce the effect of salt stress in chickpea during the germination and seedlings and to determine the best SA concentration effect on plants response and the potential interactions between proteins, polyphenols and antioxidant activity in salt stress without and in the presence of SA.

Please write the objective in the scientific ways

https://www.researchgate.net/publication/6901648_Does_exogenous_application_of_salicylic_acid_through_the_rooting_medium_modulate_growth_and_photosynthetic_capacity_in_two_differently_adapted_spring_wheat_cultivars_under_salt_stress?el=1_x_8&enrichId=rgreq-2f06e56576f6597401257cc208276b1c-XXX&enrichSource=Y292ZXJQYWdlOzI5ODAwNjI4MDtBUzozMzk5MDQwNjEwMzQ0OTdAMTQ1ODA1MDg1MTU3Mw==

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https://www.researchgate.net/publication/228826022_Effect_of_Salicylic_Acid_on_the_Growth_Photosynthesis_and_Carbohydrate_Metabolism_in_Salt_Stressed_Maize_Plants?el=1_x_8&enrichId=rgreq-2f06e56576f6597401257cc208276b1c-XXX&enrichSource=Y292ZXJQYWdlOzI5ODAwNjI4MDtBUzozMzk5MDQwNjEwMzQ0OTdAMTQ1ODA1MDg1MTU3Mw==

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https://www.researchgate.net/publication/226142935_Acetyl_salicylic_acid_Aspirin_and_salicylic_acid_induce_multiple_stress_tolerance_in_bean_and_tomato_plants?el=1_x_8&enrichId=rgreq-2f06e56576f6597401257cc208276b1c-XXX&enrichSource=Y292ZXJQYWdlOzI5ODAwNjI4MDtBUzozMzk5MDQwNjEwMzQ0OTdAMTQ1ODA1MDg1MTU3Mw==

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