Principales Tecnicas Rapidas de Laboratorio en La Clinica Veterinaria

8/17/2019 Principales Tecnicas Rapidas de Laboratorio en La Clinica Veterinaria

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PRINCIPALES TÉCNICAS RÁPIDAS

DE LABORATORIO EN LA CLÍNICA

VETERINARIA

MVZ. EPCV. Mario Erasmo ZamoraMartínez


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PRINCIPALES TÉCNICAS RÁPIDAS DE LABORATORIO EN LA CLÍNICA VETERINARIA

La realización de las técnicas de laboratorio dentro de la clínica veterinaria es una práctica

utilizada por los médicos clínicos por ser métodos muy simples y que requieren material sencillo o

no muy costoso. El resultado de las pruebas bien realizadas ofrece al clínico un abordaje casi de

inmediato a la posible causa de la enfermedad que cursa el paciente.

La realización de la técnica de laboratorio pese a ser un método simple no siempre resulta

fácil la técnica de observación al microscopio, pues se requiere de preparación básica en el uso del

mismo y sobretodo paciencia, tiempo suficiente para observar la totalidad de la muestra y atlas de

imágenes como referencia para identificar mejor los hallazgos.

Así que debemos de preguntarnos antes de instaurar éstas técnicas en nuestra clínica

veterinaria lo siguiente.

1.

¿Sé usar el microscopio?

2.

¿Tendré la paciencia para invertir algunos minutos a cada muestra?3.

¿Mis observaciones son fieles a lo que observo?

4.

¿Cualquier personal de la clínica puede hacer el estudio o dependen de mí?

5.

¿Capacitaré a las personas en las técnicas básicas?

6.

¿Tendré calidad y control de los materiales conforme los uso y daré mantenimiento al

microscopio siempre que sea necesario?

Si está dispuesto (a) a llevar a cabo lo anterior, usted es un candidato (a) para emitir

resultados en la clínica rápida y con ello una responsabilidad por cada hallazgo que usted observe.

Siempre es aconsejable emitir un resultado impreso de lo observado, pues se cobra el estudio a

realizar. Hoy en día el médico veterinario tiene la obligación de respaldar cada resultado por

escrito a los propietarios para que todo sea hecho con responsabilidad y dejar antecedente en el

expediente de la prueba que se realizó. Una última frase casi obligada para quien hace éste tipo de

técnicas rápidas es NO INVENTAR HALLAZGOS QUE NO OBSERVO CON CLARIDAD . Se puede

sospechar pero no confirmar. Este último concepto resulta de gran relevancia puesto que sin ello

de nada sirven las técnicas rápidas de laboratorio.

¿LAS PRUEBAS DE DIAGNÓSTICO RÁPIDO SIEMPRE ME LLEVAN AL DIAGNÓSTICO FINAL?

La respuesta es, no siempre. Como se verá más adelante hay pruebas con alta sensibilidad

y especificidad. Un ejemplo es cuando se sospecha de demodicosis. Si el resultado es negativo

excluye la enfermedad a excepción del caso del Shar pei. Esta prueba es buena por ser excluyenteen su totalidad. Sin embargo, se debe tomar en cuenta que algunas de las técnicas son pruebas

primarias donde la especificidad es baja y por lo tanto se requerirán de pruebas secundarias. Por

ejemplo si la semiología de un paciente sugiere dermatofitosis y las cuatro pruebas primarias son

negativas (lámpara de Wood, raspado cutáneo, cinta adhesiva, tricografía y evaluación de pelo con

KOH). Yo excluyo demodicosis y debo saber que la lámpara de Wood y prueba de KOH son poco

sensibles para hallar los agentes micóticos. Entonces debo hacer un cultivo micológico para


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confirmar mi diagnóstico diferencial en base a las lesiones antes investigadas. En este caso, el

cultivo micológico es una pruebas confirmatoria y más específica para el diagnóstico final. Otro

ejemplo para clarificar el punto es el uso de la cinta adhesiva o de acetato. En un perro con

lesiones se encuentran neutrófilos lo que significa que existe inflamación de tejido epitelial, pero

no es un diagnóstico definitivo pues debemos conocer la causa que provocó el desorden pudiendo

ser un hipotiroidismo o incluso demodicosis. En este caso sólo se halló el problema secundario a lainflamación de la piel. Aclarando que también existe el pioderma primario. En el caso de los

estudios coprológicos suelen ser sencillos y útiles cuando se observan trofozoitos de Giardia

duodenalis u ooquistes de Cystoisospora e incluso fragmentos de parásitos (proglotidos de

Dipylidium caninum). En el caso de realizar raspados en pacientes no convencionales como

conejos con lesiones en oídos o erizos con alteraciones en el pelaje y sospechoso de ectoparásitos

suele ser ideal realizar raspados, pues el diagnóstico es inmediato en caso de ser positivos a la

presencia de los agentes causales.

A continuación se describen algunas de la técnicas que se aprenderán en este curso, entre

ellos: coprología directa y por técnica de Flotación, raspados cutáneos, cinta de acetato, pruebacon lámpara de Wood, prueba con hidróxido de potasio y citología (hisopados, improntas y

aspirados).


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TÉCNICAS PARASITOLÓGICAS

La parasitología, así como la ciencia sigue avanzando junto con las técnicas de diagnóstico

clínico e investigación. Hoy en día se utilizan técnicas avanzadas como biología molecular para el

diagnóstico de parásitos. Sin embargo, los estudios coprológicos que permiten la detección y la

identificación de huevos, ooquistes y quistes de los diferentes parásitos, Éstos siguen siendo unaherramienta utilizada en la clínica diaria y en los laboratorios clínicos veterinarios.

Las técnicas coproparasitoscópicas son económicas, sencillas, fácil de realizar y que toman

poco tiempo. Casi cualquier estudiante es capaz de realizarlo siempre y cuando sea ordenado y

metódico para observar la preparación.

El médico veterinario en la clínica tiene la facultad de realizar estas técnicas básicas que

son útiles para el abordaje de un evento clínico. Esto se logra gracias a que un gran número de

parásitos eliminan quistes, ooquistes, huevos, larvas o fragmentos de éstos en las heces. En otras

ocasiones puede hallarse el mismo protozoario en la fase de trofozoíto.

ABORDAJE PARA LA DETECCIÓN DE ENDOPARÁSITOS

Examen coprológico macroscópico: Esta consiste en analizar la muestra obtenida, ya sea

recolectada con un asa coprológica o recolección del suelo. La función primordial es buscar

parásitos adultos (nematodos) o fragmentos de éstos (proglotidos) entre lo más común. También

se debe aprovechar esto último para observar la consistencia, color, presencia de sangre y moco.

Lo anterior orienta a cierto tipo de parasitosis. Por ejemplo: diarrea con moco y sangre se

sospecha de giardiosis o diarrea con sangre en coccidias.

NOTA: En caso de encontrar parásitos adultos, se pueden depositar en formol al 10% para

su conservación y su posterior identificación. En caso de encontrar fragmentos de parásitos

cestodos (proglotidos) es necesario colocarlos en un portaobjetos y realizar una compresión con

un palillo de madera para poder liberar las cápsulas ovígeras, después se observa al microscopio y

así identificar con precisión al parásito.

Un punto importante es revisar la TOTALIDAD DE LA LAMINILLA puesto que puede

suceder que hasta el final de la preparación se halle un huevo de Toxocara canis o un ooquiste de

Cystoisospora y con ello cambia el diagnóstico por completo.

A continuación se muestra como se debe visualizar la laminilla de la preparación:


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Frotis directo: El frotis directo es sencillo de realizar (ver procedimiento). Se recomienda realizar

en muestras fecales de perros, gatos, aves, pequeños mamíferos y reptiles. Se utiliza para detectar

trofozoítos, quiste y ooquistes de protozoarios y huevos de helmintos. La desventaja es la pequeña

cantidad de heces que se utiliza, no es muestra representativa, por lo que puede ser impreciso y

poco confiable el resultado de la técnica.

Pese a lo anterior no debe ser una técnica despreciada y la consideraríamos una prueba

primaria para el descarte de parasitosis. Si en el área del laboratorio de la clínica u hospital llega

una muestra abundante en bolsa o en un frasco, no dude en realizar un coprológico directo junto

con la técnica de flotación. Un ejemplo claro de lo anterior es cuando una muestra de una

serpiente pitón llegó al hospital. Se pidió técnica de flotación y además como protocolo utilizamos

el frotis directo. En el coprológico directo se halló la presencia de trofozoítos de Giardia spp.,

mientras que en la flotación resultó negativo. Aquí se pone de manifiesto la importancia de

realizar ambas técnicas y un correcto diagnóstico al paciente.

PROCEDIMIENTO DEL FROTIS DIRECTO

1.

Se recolecta la muestra directa del recto del animal con ayuda de un lubricante y asa

coprológica.

2.

Se toma un pequeña cantidad de heces (ordinariamente es suficiente con la que se

adhiere al termómetro). Esto puede ser con ayuda con un palillo de madera.

3.

Se coloca una gota de solución salina fisiológica sobre un portaobjetos.

4.

Se emulsifica la muestra. Hay que cerciorarse que la capa sea lo bastante delgada para

poder ser observada al microscopio.

5.

Se coloca un cubreobjetos y se examina totalmente el frotis.

6. Se utiliza el objetivo de 100 aumentos (10x) y para cerciorarse se utiliza el objetivo de

400 aumentos (40x).

Técnica de flotación: En esta técnica se dispersa una suspensión de material fecal en una solución

de mayor densidad que los huevos, ooquistes, quistes de los parásitos. La diferencia en la

gravedad específica de soluciones hace que se elevan las estructuras parasitarias. La mayor parte

de las partículas fecales caen hacia el fondo ya que la densidad es mayor que la de la solución.

Cualquier solución lo suficientemente densa como para hacer flotar a los huevos como el sulfato

zinc, soluciones sobresaturadas de cloruro de sodio son muy utilizadas.

PROCEDIMIENTO PARA LA TÉCNICA DE FLOTACIÓN

1.

Colocar en un vaso una cantidad de heces del tamaño de una avellana (2 gramos).

2. Agregar solución sobresaturada y homogenizar perfectamente las heces.

3. Verter el contenido en otro recipiente con la ayuda de un colador con el fin de quitar

partículas grandes.

4.

Verter la sustancia colada en un tubo serológico

5.

Centrifugar a 1500 rpm por 5 minutos.

6.

Quitar la capa superficial del líquido del tubo mediante un asa de aluminio.


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a.

Otra opción es añadir más solución saturada hasta el borde y colocar un

cubreobjetos sin derramar solución.

7.

Depositar varias gotas al centro de un portaobjetos.

a. Como opción recomiendo el uso de lugol de parasitología para ser más evidente

los quistes de Giardia que por su tamaño es difícil de observar.

8.

Colocar el cubreobjetos9. Observar al microscopio con objetivo de 100 aumentos (10x) y 400 aumentos (40x) con el

diafragma ligeramente cerrado para observar mejor las estructuras.

10.

Revisar la totalidad de la preparación.

Técnica de flotación con Fecalyzer®: Existen kits comerciales que se utilizan con el mismo principio

como técnica estándar de flotación. Estos kits contienen un vial con un filtro.

PROCEDIMIENTO CON EL FECALYZER®

1.

Sacar la rosca y añadir sulfato de zinc hasta la mitad.2.

Tomar con la rosca del fecalyzer® una porción de muestra fecal.

3. Introducir las heces y girar varias veces para disolver la materia fecal.

4.

Añadir más sulfato de zinc hasta el borde sin que se derrame.

5.

Colocar un cubreobjetos sobre el fecalyzer® comprobando que el líquido alcance el borde.

6.

Esperar de 10 minutos y después colocar el cubreobjetos con ayuda de unas pinzas

pequeñas sobre un portaobjetos.

7.

Observar al microscopio con objetivo de 100 aumentos (10x) y 400 aumentos (40x) con el

diafragma ligeramente cerrado para observar mejor las estructuras parasitarias.

8. Revisar la totalidad de la preparación.

Bibliografía

1.

Coffin DL. Laboratorio clínico en Medicina Veterinaria. Tercera edición.1959

2.

Hendrix C.M. Laboratory Procedures for Veterinary Technicians- Fourth edition.

Mosby.2002.

3.

Ibarra FV, Figueroa JC, Quintero MTM. Parasitología Veterinaria Vol. III Artrópodos 1era

edición.2012.

4. Ibarra FV, Vera YM, Alcalá YC. Parasitología Veterinaria Vol 1. Protozoarios 1era

edición.2009


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PRUEBAS DIAGNÓSTICAS PARA PIEL

Actualmente varios médicos veterinarios se han subespecializado en la dermatología y con

ello aportado varias técnicas básicas de diagnóstico necesarias cuando se nos presentan pacientes

con problemas de piel. De hecho refieren que los pacientes que mayormente llegan a la consulta

diaria son los que padecen trastornos cutáneos.

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NOTA: El siguiente escrito es somero y orientativo. Para mayor referencia es preferible dirigirse a textos

especializados en dermatología.

También refieren que debido a que la mayoría de los problemas dermatológicos presentan

los mismos signos clínicos, resulta por lo tanto un reto en el diagnóstico.1

El abordaje diagnóstico consiste en realizar las técnicas básicas en la primera consulta con

el fin de reducir la lista de diagnósticos diferenciales. Como se mencionó más adelante, se puede

tener pronto el resultado y la terapia o seleccionar pruebas adicionales como cultivo micológico,

bioquímica sanguínea, hemograma, urianálisis.1

Sin embargo siempre hay que tener en cuenta que las técnicas siempre son

complementarias, tal como lo dice el siguiente enunciado:

En la dermatología, como también ocurre en la mayoría de las áreas de la medicina de

pequeños animales, los métodos complementarios de diagnóstico solo complementan los hallazgos

clínicos. La utilización no racional y azarosa de cualquier método complementario redundará en

información confusa o fácil de malinterpretar.2

Se consideran cinco pasos importantes para el diagnóstico.

1. Realizar reseña y una buena anamnesis

2. Identificar lesiones primarias, secundarias y mixtas.

3. Determinar un patrón de distribución.

4. Hacer una lista de diagnósticos diferenciales.

5. Utilizar con criterio los métodos complementarios de diagnóstico.

Raspado cutáneo: El objetivo es diagnosticar enfermedades provocadas por ectoparásitos

como Cheyletiella, Demodex, Notoedrex y Sarcoptes. Los materiales necesarios para hacer un

raspado son una hoja de bisturí, un portaobjetos, glicerina y un cubreobjetos. Se aplica una

pequeña gota sobre la hoja de bisturí. Es necesario generar un pliegue cutáneo para exprimir los

folículos pilosos (pellizcar) y así favorecer la salida de ectoparásitos como Demodex . Después se

toma entre los dedos índice y pulgar de la mano y se procese a raspar suave y firmemente una y

otra vez en la dirección del pelo. El material va quedando adherido a la hoja de afeitar. Después de

raspar varias veces, la piel debe volverse rosa cuando los capilares se vuelvan visible y exudan

sangre. Esto asegura que se recoge material de una parte lo suficientemente profunda de la piel


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como para recoger ácaros Demodex . (Así se evita falsos negativos). Después se deposita en el

portaobjetos extendiéndola y se aplica un cubreobjetos. Se observa a microscopio de 100

aumentos (10x) y 400 aumentos (40x).

Es una técnica altamente específica (es decir, la observación de raspados positivos, casi siempre es

diagnóstico de la enfermedad). Aunque su sensibilidad es baja (la observación de raspadosnegativos no excluye la enfermedad.

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ESPECIFICACIONES POR AGENTE ETIOLÓGICO

Sarna sarcóptica: Los lugares de elección son los bordes de los pabellones auriculares,

codos y tarsos y que presenten pápulas de ser posible. Es necesario realizar entre 5 y 6 raspados

para elevar la sensibilidad de la prueba. Esta sarna es altamente contagiosa entre los perros y se

transmite al ser humano. Las heces, detritus y huevos y la acción irritativa dentro de las galerías

ocasionan prurito intenso. Los ácaros prefieren los sitios de epidermis delgada. Las lesiones inician

como pápulas eritematosas.

Dibujo 1. Principal localización del ácaro Sarcoptes scabiei .

AUTOR COMENTARIODermatología canina para la práctica clínicadiaria. Fernando Fogel y Pablo Manzuc.

Los raspados cutáneos no excluyen laenfermedad y se observan en cerca de 50%(baja sensibilidad).

Dermatología de pequeños animales. Atlas encolor y guía terapéutica.

Baja. Sólo el 20%)

Soluciones Saunders en la práctica veterinaria.Dermatología de pequeños animales.

Los ácaros Sarcoptes sólo se encuentran en losexámenes de raspados cutáneos alrededor del50%.

Clínica de pequeños animales 3era edición.Morgan R.V.

Los raspados son hasta un 50% a 75% sonnegativos.


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Sarna demodésica: Los lugares de elección para realizar raspados son ventral al cuello, la

cara y en miembros anteriores y posteriores. Es suficiente raspar de 2 a 3 veces a cada paciente. Es

recomendable que el área muestreada presente comedones. La prueba es altamente sensible (un

raspado negativo excluye la enfermedad). En la infestación temprana se observa una pérdida

ligera de pelo en la cara y extremidades anteriores, seguida de engrosamiento de la piel.

Dibujo 2. Principal localización del ácaro Demodex canis.

AUTOR COMENTARIO

Dermatología canina para la práctica clínicadiaria. Fernando Fogel y Pablo Manzuc.

*Es una prueba sensible, pero en Shar-pei, enlos que los raspados pueden ser negativos aunen animales demodécticos.

Dermatología canina para la práctica clínicadiaria. Fernando Fogel y Pablo Manzuc.

*Es muy poco probable observar Demodex enpaciente no demodécticos. Los raspados quecontienen pocos ácaros deben ser juzgados

junto a la signología clínica.

Sarna notoédrica: Es una enfermedad parasitaria causada de los gatos y caracteriza por

presentar prurito. Se realiza un raspado superficial. Es recomendable para Notoedres cati raspar

áreas de la cabeza, cara y orejas que presenten costras y escamas.

Cheiletielosis: Se pueden hacer raspados convencionales o improntas con cinta de

acetato. Los raspados convencionales se realizan sobre el lomo y dorsal del cuello. Es un acaro

grande. La sensibilidad es del 90% y la especificidad del 100%. Las cintas de acetato se observan

directamente al microscopio sin teñir.

Ácaro Otodectes y Psoroptes: Es común observarlos con el otoscopio en el perro y el

conejo respectivamente. Para su recolecta es suficiente con raspado superficial e incluso el uso de

un hisopo. Se coloca el material en un portaobjetos con glicerina y se coloca un cubreobjetos.


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PROCEDIMIENTO PARA EL RASPADO CUTÁNEO

1. Se recomienda quitar el filo a la navaja de bisturí con su propio empaque para evitar

lesionar al paciente.

2.

Se aplica una pequeña gota de glicerina sobre el bisturí.

3.

Se genera un pliegue cutáneo para exprimir los folículos pilosos y favorecer la salida deácaros (Demodex ).

4.

Se toma entre los dedos índice y pulgar y se procede a raspar una y otra vez hasta lograr

un poco de sangrado. (SIEMPRE REALIZAR VARIOS RASPADOS DE DIFERENTES SITIOS Y

COLOCARLOS EN EL MISMO PORTAOBJETOS).

5. Se deposita el material sobre un portaobjetos con o sin una gota de glicerina y se aplica un

cubreobjetos.

6.

Se observa en el microscopio en objetivos de 100 aumentos (10x) y 400 aumentos (40x)

toda la laminilla. Es recomendable usarlo con el diafragma ligeramente cerrado para

mejorar la visualización.

CITOLOGÍA DÉRMICA

CINTA ADHESIVA: Es una de las técnicas que se utiliza con más frecuencia. Es útil para determinar

las características superficiales de la epidermis. La cinta adhesiva tiene la facilidad de poder llegar

a sitios de difícil acceso como el espacio interdigital. Se toma una cinta de acetato (cinta adhesiva

transparente) y se aplica sobre la superficie a muestrear. El material quedará adherido a la

superficie gomosa. Luego se colocará sobre un portaobjetos con el material hacia arriba y se fija

por los extremos. El portaobjetos así preparado se sumerge en los colorantes y luego se observa al

microscopio óptico. Existe otra variante donde se desprende la cinta y se tiñe para después

colocarlo en el portaobjetos con el material hacía abajo, este último es de mi preferencia debido a

que actúa como cubreobjetos y se puede añadir aceite de inmersión y preservar la preparación.

Después se observa para visualizar células, bacterias, levaduras, ectoparásitos, detritus celulares y

agentes contaminantes.

¿QUÉ SE PUEDE OBSERVAR?

Bacterias: Existe microbiota bacteriana, sin embargo su número es escaso. En exceso se interpreta

como una infección de tejido epitelial (dermatitis bacteriana).

Levaduras: Es un habitante normal. El número oscila a una levadura por campo. A 1000 aumentos.

Más de 5 levaduras por campo es un sobrecrecimiento. Y entre 1 a 5 levaduras deben juzgarse

junto con la semiología clínica. Aunque no son tan fiables y cuantitativos como un cultivo.

Ectoparásitos: Se llegan a observar Demodex y huevos , Sarcoptes, piojos y Cheyletiella.

Células inflamatorias: Se hallan neutrófilos normales o degenerados, macrófagos, incluso

fagocitando bacterias.


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Macroconidios de hongos ambientales: Es usual ver estas estructuras, principalmente del género

Alternaria. En ningún caso, la presencia de macroconidios es indicativa de micosis superficial.

Queratinocitos: Son células aplanadas y anucleadas.

Partículas de polvo: Se observan como pequeñas estructuras de color refringente. Y su presencia

en exceso informa acerca del estado de limpieza del manto.

Restos de queratina: Se observan como espículas basófilas fuertes.

Esporas ambientales: Se observan de color verde.

FROTIS POR IMPRESIÓN DIRECTA: Se recoge exudado húmedo de las pústulas, las erosiones, las

úlceras o el drenaje de las lesiones. El portaobjetos se presiona contra la lesión cutánea y después

se procede a la tinción con hemocolorante rápido. Los posibles hallazgos son las mismas que para

una citología de cinta adhesiva.

PROCEDIMIENTO PARA LA CINTA DE ACETATO

1.

Se toma una o varias cintas adhesiva no mayor al tamaño del portaobjetos.

2.

Se aplica sobre la superficie a muestrear presionando con fuerza.

3. Se coloca por un extremo del portaobjetos.

4. Se identifica la zona en donde se hizo la impresión.

5.

Se tiñe con hemocolorante rápido durante un minuto en cada solución.

a.

Nota: Algunos recomiendan evitar introducirla en el alcohol fijador y solo teñir con

la solución eosinofílica y basofílica.

6.

Entre el paso del alcohol y la solución eosinofílica (rojo) se debe quitar el exceso en una

toallita y después pasar al siguiente colorante.

7. Al final se enjuaga con solución destilada o directa al chorro y se procede a quitar el

exceso con una toallita.

8.

Se coloca el acetato sobre un portaobjetos.

9.

Se observa con microscopio con el objetivo de 100 aumentos (10x), 400 aumentos (40x) y

1000 aumentos (100x). Éste último objetivo es necesario para identificar levaduras y

bacterias.

CITOLOGÍA ÓTICA

Es una técnica útil para hallar bacterias, levaduras, ectoparásitos. Cuando se sospecha de

ácaros se usa aceite mineral para disolver el material recogido por la escobilla ótica. Para la

identificación de bacterias y levaduras y se hace rodar el hisopo sobre un portaobjetos. Realizar

tres improntas e identificar el oído muestreado. Si el material es muy ceroso, el extremo final del

portaobjetos debe calentarse para ayudar que se derrita la cera y que el colorante pueda penetrar


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en la muestra. Para la identificación de microorganismos es necesario utilizar el objetivo de 1000

aumentos. (100 x).

CUADRO 1. INTERPRETACIÓNOrejas sanas: Promedio menor o igual a 2 levaduras

Orejas sospechosas: Promedio de 2 y 8 levaduras

Orejas con infección: Mayor o igual a 8 levadurasCon objetivo de 1000 aumentos

Tesis: Determinación de la presencia y número De Malassezia pachydermatis en el canal auditivo externo de perros clínicamente sanos

de la ciudad de México. Nadia Josefina Pereira Lozada. FMVZ-UNAM México .D.F. 2003.

PROCEDIMIENTO PARA LA CITOLOGÍA ÓTICA

1.

Se introduce el hisopo seco en el conducto auditivo. (recordar que el conducto auditivo es

en forma de L) por lo que se introduce hacía a un lado y luego se dirige hacia abajo.

2.

Es recomendable frotar las paredes para obtener material representativo.3. Después se coloca el material sobre un portaobjetos (rotando el hisopo sobre el

portaobjetos) De preferencia hacer tres líneas.

4.

*En el laboratorio en muestras con mucho sebo es recomendable con un encendedor

aplicar un poco de calor para disminuir la grasa en la laminilla.

5.

Teñir la muestra con hemocolorante rápido.

CITOLOGÍA DE ASPIRADOS

La citología es una técnica fácil, económica y mínimamente invasiva que evalúa muestras

recolectadas por diferentes técnicas para observar células, microorganismos y elementos

característicos de una lesión específica. Las principales indicaciones para utilizar la citología clínicason en efusiones, sedimento urinario, próstata con aspirados o lavados, linfadenopatías,

examinación de enfermedades metastásicas, organomegalia difusa, masas subcutáneas, cutáneas

y lesiones ulcerativas, citología conjuntival, vaginal, lavados traqueobronquiales, masas en

abdomen no identificadas entre otras muchas más. De manera general la citología clasifica las

lesiones para asistir con el diagnóstico, pronóstico y manejo del evento clínico. Se clasifica

generalmente en seis grupos, a saber; tejido normal o hiperplásico, masa quística, infiltrado

celular o inflamación, respuesta por daño tisular, neoplasia y muestra no diagnóstica (ver cuadro

1). Y las anteriores pueden estar presentándose al mismo tiempo o estar coasociadas. La citología

clínica casi siempre la realiza un patólogo clínico o anatomopatólogo ya que laminilla requiere de

un tiempo determinado para hacer la lectura por más sencilla que parezca el caso. Además de la

responsabilidad en la emisión de resultados. Como parte del curso se incluyó éste tema

enfatizando lo inflamatorio y no inflamatorio y enviando siempre una o varias laminillas a un

laboratorio de referencia mientras se gana experiencia en la citología clínica. Un punto a favor

para los que se quieren dedicar a la citología clínica es la “facilidad” de diagnóstico de ciertos

procesos como abscesos, algunos tipos de neoplasias como el tumor venéreo transmisible. En


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estos casos junto con la respuesta esperada en el tratamiento es factible realizar éste tipo de

técnica en la clínica.

CUADRO 2. CATEGORÍAS GENERALES DE LA INTERPRETACIÓN DE CITOLOGÍATejido normal o hiperplásico

Masa quísticaInfiltrado celular o inflamaciónRespuesta al tejido lesionado

Neoplasia

Muestra no diagnósticaRaskin, R.E, Meyer,Meyer.D.J. Canine and feline citology. A color atlas and interpretation guide.Saunders 2010.

PROCEDIMIENTO DE CITOLOGÍA DE ASPIRADOS

1. Se realiza rasurado o antisepsia del lugar a puncionar.

2.

Se sujeta y se delimita la zona a puncionar.3.

Se introduce la jeringa de 5 o 10 mL y se aspira en el centro de la masa, jalando el embolo

varias veces (pasando aproximadamente a través de dos tercios del diámetro de la masa.

La aguja puede ser redirigida hacía varias áreas diferentes en su interior (abanico) para

obtener material suficiente. Es recomendable realizar muestras de varias zonas de la masa

mediante distintos intentos de recogida por separado.

a.

El abanico se realiza sacando la aguja lo más posible y reintroduciéndola, no a la

mitad del aspirado porque se provocaría lesión.

b.

Si existe sangrado, suspender el aspirado.

c. Si existe sangrado, repetir en otra zona (por ejemplo en los bordes laterales)

d.

Si persiste el sangrado, intentar el aspirado solo con la aguja y si persiste, realizarvarias veces en abanico y depositar la muestra en el portaobjetos. (Realizar varias

preparaciones). Algunas neoplasias están muy vascularizadas.

e.

En caso de obtener líquido, se extrae y se deposita en un tubo con EDTA y se

realizan laminillas con un frotis terminal. Se intenta de nuevo el aspirado si es que

la masa persiste.

4.

La jeringa acoplada se retira de la lesión pero cuando se interrumpe la presión negativa.


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5.

La jeringa se separa de la aguja y el émbolo se retira hasta el final del cilindro.

6.

Después la aguja se conecta de nuevo y su contenido se expulsa a un portaobjetos

empujando rápidamente el émbolo hasta el final del cilindro.

7. Identificar cada laminilla. Es común el error de ir acumulándolas y luego se pierde la

secuencia para la identificación.

8.

Es necesario revisar una o dos laminillas para observar material (celularidad) para evitar

dar muestras con material insuficiente y aprovechar que el paciente se encuentra todavía

en la clínica. Eso se evita muchas molestias para el paciente y el propietario.

CITOLOGÍA VAGINAL

El estudio de la citología vaginal es muy utilizada por médicos dedicados a la reproducción

para conocer el estado hormonal de los pacientes. La citología vaginal, generalmente en

combinación con análisis hormonales, pueden proporcionar información valiosa acerca del estado

del ciclo ovárico. También es útil para abordar problemas inflamatorios, observación de

microorganismos bacterianos, parasitarios y levaduriformes.


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Cuadro 3

Eritrocitos Neutrófilos Basales Intermedias Escamosascon núcleo

Escamosassin núcleo

Proestro +++ Escasos Escasas -- Escasas +

Estro -- Escasos + -- ++ +++

Diestro -- Moderados ++ +++ Escasas --Anestro -- Escasos ++ ++ -- --Diplomado de citología del departamento de Patología. Universidad Nacional Autónoma de México. Facultad de Medicina Veterinaria y

Zootecnia.

Etapa Célulasepiteliales

Neutrófilos Eritrocitos Bacterias Fondo Estatushormonal

Proestro(9 días)(Rangode 3-17

días)

TempranoParabasales,intermedias ypocas

superficiales

TardíoSuperficiales(>80%) ycélulasintermedias.

Presentes

Poco oausentes

Abundanteso ausentes.Usualmente

presentes

Pueden serabundanteso ausentes.Usualmentepresentes

Presentes

Presentes

Granularo sucio

Limpio

Eleva elestradiol y bajaprogesterona

Estro (9días)(rango de

3-21días)

>80%superficiales yescamosas

anucleadas.


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PROCEDIMIENTO DE LA CITOLOGÍA VAGINAL

1. Se introduce el hisopo seco (algunos recomiendan aplicación de solución salina fisiológica)

en la vagina en dirección caudal. A veces es necesario introducir hacia arriba de la vagina

y luego redirigir hacia caudal.

2.

Una vez que se encuentra craneal al orificio uretral, se raspa suavemente la pared vaginal.Esto para obtener material representativo.

3.

A continuación se transfiere las células a una laminilla, haciendo rodar suavemente el

bastoncillo y ejerciendo una presión mínima, para evitar la rotura de células. De

preferencia hacer tres líneas.

4. Teñir la muestra con hemocolorante rápido.

MICOLOGÍA

Lampara de Wood: Una lámpara de Wood es una fuente especial de luz ultravioleta (UV)con una longitud de onda de 340 a 450 mm. Es una prueba primaria utilizada en la clínica para

observar ciertos dermatofitos, principalmente Microsporum canis. Consiste en exponer a una luz

UV las áreas afectadas para poner en evidencia la fluorescencia amarillento/verdosa emitida por el

hongo. Esta combinación única hace que los metabolitos del triptófano que producen algunas

cepas de M. canis produzcan este color característico. La lámpara debe ser encendida 10-15

minutos antes de ser utilizada para que alcance la longitud adecuada. El examen debe realizarse

en una habitación oscura. Se expone durante 10 a 15 minutos. El resultado también puede ser

falso positivo en los casos en lo que hubo aplicación de soluciones tópicas y debido a la

fluorescencia de las escamas. Los pelos positivos son los que se envían para cultivo micológico. Las

infecciones raras por M. audounii, M. distortum y Trichophyton schoenlenii también pueden emitirfluorescencia.

Desgraciadamente, no todas las cepas de Microsporum elaboran este producto celular, por lo que

la lámpara de Wood sólo es útil en aproximadamente el 50% de los casos de infección por M. canis.

Esta técnica no puede aplicarse para identificar las especies de Trichophyton ni M. gypseum.2

Observación directa de agentes micóticos. Prueba de Hidróxido de potasio (KOH): Es una

técnica primaria y previa al cultivo. La técnica consiste en observar las artrosporas o artroconidias

de los dermatofitos que se hallan rodeando las vainas de los pelos infectados (pelos esporados).

De la zona a muestrear se limpia con alcohol el pelo y la piel. Se recogen pelo de la periferia de la

lesión con ayuda de pinzas. La técnica de hidróxido de potasio al 10 o 20% consiste en depositar

dos gotas de KOH y luego calentarla (con una lámpara cercana) y esperar veinte minutos para que

actúe el aclarador del pelo. Las artrosporas se hallan casi siempre rodeando al pelo deformado y si

se mueve el micrométrico, se ven refringentes. Aunque es una prueba muy específica si se realiza

correctamente, no es una técnica sensible para el diagnóstico de dermatofitos si la realiza un

clínico inexperto. Todas las infecciones por dermatofitos deben confirmarse mediante cultivos de

hongos.


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Si hay ectotrix la corteza del pelo aparece hinchada y dañada y, si se rompe, el extremo se verá

deshilachado.3

PROCEDIMIENTO

1.

Con la ayuda de pinzas, se obtiene pelo de la periferia de las lesiones nuevas.

2.

Se coloca el hidróxido de potasio al 10 o 20% en un portaobjetos y se deja reposar de

20 a 30 minutos. (el calor es opcional).

3. El pelo se ve hinchado e irregular.

4. Se observa con microscopio de 100 aumentos (10x) y 400 aumentos (40x). Es

necesario visualizar siempre estos estudios para evitar confusiones con estructuras

propias del pelo.

Cultivo micológico en medio de prueba para dermatofitos (DTM): Es una técnica muy

sensible y especificas. Los cultivos confirman las micosis superficiales y los negativos lo descartan.La muestra debe ser tomada de los límites de una lesión sospechosa, y debe contener pelos y

escamas. El DTM tiene un indicador de rojo de fenol (lo cual indica consumo inicial de proteínas,

característica propia de los dermatofitos). Es necesario revisar el cultivo cada 2 a 3 días durante 14

días como mínimo.

Se suele observar el desarrollo de múltiples hongos ambientales (Alternaria sp, Aspergillus,

Penicillium sp) que pueden virar el color del DTM, aunque de forma diferida (consumo tardío de

proteínas.2

TRICOGRAMA (EVALÚA LA PUNTA, LA RAÍZ Y EL EJE DEL PELO)

Es una técnica útil para la evaluación de las fases de crecimiento del pelo, buscar

infecciones de pelo por agentes micóticos (artroconidias), agentes parasitarios (ácaros), defecto de

la pigmentación entre otros más.3

Se toma una pequeña muestra de pelo para examinarla. Se utiliza aceite mineral para fijar

y se examina en objetivo de 10 aumentos (10X) y 40 aumentos (40X). 3

Se recomienda que una vez tomado el pelo, mantenerlo en la posición adecuada para que

todos los folículos este del mismo lado y sea fácil su observación.3

La punta del pelo: Se examina para conocer si el paciente tiene prurito o si la causa de la caída del

pelo no es traumática (p.ej. enfermedad endocrina).3

Raíz del pelo: Útil para determinar la fase del pelo. Anagen, telogen o catagen en un intento de

determinar si los folículos presentan un ciclo normal. En la mayoría de las razas la mayor parte del

pelo está en una fase telógena, pero deberían identificarse algunos pelos anágenos. En las razas


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con períodos de crecimiento largos (caniches), casi la totalidad del pelo puede estar en una fase

anágena, con relativamente poco pelo en fase telógena. 3

Eje del pelo: En los pacientes con dermatofitosis a veces pueden observarse dermatofitos en

ectotrix. A veces se utiliza el KOH para disolver el exceso de queratina. En la pediculosis y

cheiletielosis pueden apreciarse los huevos del ectoparásito adheridos al eje del pelo.

3

Si hay ectotrix la corteza del pelo aparece hinchada y dañada y, si se rompe, el extremo se verá

deshilachado (como una escoba).3

Bibliografía

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Diplomado a distancia en Medicina, Cirugía y Zootecnia en perros y gatos. Módulo de

dermatología. Luis Ramón Nolasco Espinosa. Universidad Nacional de México. Facultad de

Medicina Veterinaria y Zootecnia.2011

2.

Fogel F, Manzuc P. Dermatología canina para la práctica clínica diaria. 1era edición.

Buenos Aires: Inter-Médica 2009.

3.

Medleau F,Hnilica KA. Dermatología de pequeños animales. Atlas en color y guía

terapéutica. Segunda edición. Elsevier Saunders. 2007.

4. Patel A, Forsythe P. Soluciones Saunders en la práctica veterinaria. Dermatología en

pequeños animales.

5. Cowell RL, Tyler RD,Meinkoth JH, Denicola DB. Diagnostic Cytology and Hematology of the

Dog and Cat 3era ed. Mosby.2008

6.

Raskin RE, Meyer DJ. Atlas of canine and Feline Cytology. Saunders.2001

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