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MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS PARA CONCENTRADOS ANIMALES
MARIA ALEXANDRA ROMERO DÍAZ
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERIA
DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUÍMICA
BOGOTÁ, ENERO 2004
MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS PARA CONCENTRADOS ANIMALES
MARIA ALEXANDRA ROMERO DÍAZ
Tesis de grado para optar por el título de
Ingeniero químico
Asesor
EDGAR VARGAS
Ingeniero Químico
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
FACULTAD DE INGENIERIA
DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUÍMICA
BOGOTÁ, ENERO 2004
Nota de Aceptación
----------------------------------------------------
----------------------------------------------------
----------------------------------------------------
---------------------------------------------------- Asesor
---------------------------------------------------- Jurado
---------------------------------------------------- Jurado
Bogotá Enero de 2004
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TABLA DE CONTENIDO
Pag.
INTRODUCCIÓN 10
OBJETIVOS 12 1. MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS 13 1.1 Métodos de Microencapsulación de Probóticos 14
1.1.1 Extrusión 15
1.1.2 Emulsión 15 1.2 Materiales de Soporte 16 1.2.1 Alginato de Sodio 17 1.2.2 Aceite de Girasol 17 1.3 Ventajas y Limitaciones de los Métodos de Microencapsulación 18
1.4 Aplicaciones 19
1.5 Materiales y Métodos 20
2. SOBREVIVENCIA DE LOS PROBIÓTICOS ENCAPSULADOS 25 2.1 Siembra de los Probióticos 25 2.2 Materiales y Métodos 25
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2
3. FORMULACIÓN DE UN CONCENTRADO PARA EL ENGORDE DE 27 TERNEROS 3.1 Importancia del Concentrado de Iniciación 29 3.2 Requerimientos Protéicos y Energéticos de los Terneros de Engorde 31 3.2.1 Requerimientos Protéicos 31 3.2.3 Requerimientos Energéticos 32 3.3 Alimentos Prohibidos 32 3.4 Problemas Metabólicos en el Engorde de Terneros 34 3.5 Materiales y Métodos 35 4. MEZCLADO DEL CONCENTRADO CON LOS PROBIÓTICOS 36 4.1 Selección y Adquisición de una Micromezcladora 37 4.2 Factores a tener en cuenta para el Mezclado 40 4.2.1 Propiedades Físicas de los Ingredientes 40 4.2.2 Secuencia de Adición de los Ingredientes a la Mezcladora 41 4.3 Materiales y Métodos 42 5. SOBREVIVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS DENTRO DEL CONCENTRADO 44 5.1 Siembra del Concentrado 44 5.2 Materiales y Métodos 45
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3
6. RESULTADOS 47 6.1 Microencapsulación de Probióticos 47 6.2 Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados 49 6.3 Formulación del Concentrado 52 6.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos 53 6.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado 54 7. ANÁLISIS DE RESULTADOS 55 7.1 Microencapsulación de Probióticos 55 7.2 Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados 60 7.3 Formulación del Concentrado 61 7.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos 62 7.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado 63 8. CONCLUSIONES 65 9. RECOMENDACIONES 67 BIBLIOGRAFÍA 70
ANEXOS 72
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INDICE DE FIGURAS
pág.
Figura 1. Diseño experimental de microencapsulación para los métodos
de Extrusión y Emulsión tanto para Lactobacillus como para
Bifidobacterium. 21
Figura 2. Procedimientos para la microencapsulación de Lactobacillus
y Bifidobacaterium por los métodos de Extrusión y Emulsión. 23
Figura 3. Foto del montaje de la microencapsulación 24
Figura 4. Foto de cápsulas de alginato de sodio cayendo al beaker
con cloruro de calcio. 24
Figura 5. Esquema general del procedimiento realizado para la
siembra de los probióticos. 27
Figura 6. Gráfica de consumo de concentrado de iniciación vs edad
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5
del ternero. 30
Figura 7. Foto de los productos farináceos utilizados para la
elaboración del concentrado. 36
Figura 8. Foto micromezcladora horizontal adquirida. 39
Figura 9. Foto cintas helicoidales de la micromezcladora. 39
Figura 10. Esquema general del procedimiento realizado para la mezcla del concentrado con probióticos. 44
Figura 11. Gráfica del diámetro de cápsulas vs viscosidad de Lactobacillus por el método de Extrusión y Emulsión. 49
Figura 12. Foto mezcla de concentrado con probióticos. 53
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6
INDICE DE TABLAS
pág.
Tabla 1. Aspectos positivos y negativos de los métodos de
microencapsulación. 18
Tabla 2. Resultados de diámetro de cápsulas de Lactobacillus por
el método de Extrusión. 47
Tabla 3. Resultados de diámetro de cápsulas de Bifidobacterium por
el método de Extrusión. 47
Tabla 4. Resultados de diámetro de cápsulas de Lactobacillus por
el método de Emulsión. 48
Tabla 5. Resultados de diámetro de cápsulas de Bifidobacterium por
el método de Emulsión. 48
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7
Tabla 6. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados
para Lactobacillus por el método de Extrusión. 49
Tabla 7. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados
para Lactobacillus por el método de Emulsión. 50
Tabla 8. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados
para Bifidobacterium por el método de Extrusión. 50
Tabla 9. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados
para Bifidobacterium por el método de Emulsión. 51
Tabla 10. Formulación del concentrado para el engorde de terneros. 52
Tabla 11. Sobreviviencia de los probióticos dentro del concentrado a
los distintos tiempos de mezclado, Batch 6. 54
Tabla 12. Sobreviviencia de los probióticos dentro del concentrado a
los distintos tiempos de mezclado, Batch 15. 54
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INDICE DE ANEXOS
pág.
Anexo A. Datos de viscosidades para diferentes cantidades de
Alginato de sodio. 72
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RESUMEN
El objetivo del presente trabajo, es el de microencapsular los probióticos:
Lactobacilllus Thuringenesis y Bifidobacterium Pseudulongum a través de dos
métodos de encapsulación: Extrusión y Emulsión, para su incorporación en un
concentrado formulado para el engorde de terneros. Así mismo, se llevó a cabo el
mezclado del concentrado con los probióticos encapsulados y la corroboración de
la sobreviviencia de los mismos luego de ser microencapsulados e incorporados a
la mezcla formulada.
Abstract: The objective of this project, is to microencapsulate the probiotics:
Lactobacillus Thuringenesis and Bifidobacterium Pseudulongum, bye two methods
of encapsulation: Extrusion and Emulsion, for their incorporation in a formulated
calve diet. Also, the mixing of the calve diet with the microencapsulated probiotics
was done, and the calve food tested next of being encapsulated and incorporated
to the food, assuring in this way the survival of the probiotics.
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INTRODUCCIÓN
La producción de ganado y transformación en carne vacuna constituye hoy en día,
una actividad tradicional y estratégica en la economía colombiana. Por la
importancia de la parte social que se vinculan a la misma, por el significado de la
carne en la dieta alimenticia de la población, por su relevancia en el comercio
exterior, por su capacidad para generar excedentes al resto del sistema
económico, constituye para nosotros uno de los temas más desafiantes que la
sociedad debe estudiar y resolver. El rápido crecimiento de la producción
ganadera está ejerciendo una presión cada vez mayor en los recursos naturales.
Se necesitan tecnologías para aumentar la eficacia de la transformación de los
piensos, reduciendo así los insumos y las pérdidas de nutrientes, y para organizar
sistemas de producción sostenibles y la utilización de los productos.
La finalidad última, es mostrar la importancia que dentro de la vida y desarrollo
animal representa el uso de los concentrados, tomados como complemento
alimenticio. Un concentrado que a diferencia de otros, ofrece como valor agregado
la incorporación de probióticos (Lactobacillus Thuiringenesis y Bifidobacterium
Pseudulongum) encapsulados y de nutrientes requeridos por el animal, de
acuerdo a la etapa de su vida útil en que se encuentra, en lo que se refiere a la
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12
OBJETIVOS
GENERAL • Microencapsulación de probióticos en concentrados animales por los métodos
de Extrusión y Emulsión
ESPECÍFICOS • Proponer la formulación más adecuada para el producto concentrado con
probiótico.
• Evaluar los diferentes métodos de microencapsulación del probiótico.
• Montaje del sistema de microencapsulación de prebiótico.
• Selección de una micromezcladora para su adquisición.
• Corroborar el mezclado y la estabilidad de los probióticos después de ser
encapsulados y luego de ser incorporados al concentrado.
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1. MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS
La habilidad de los microorganismos para sobrevivir y multiplicarse en el medio,
influye considerablemente en los beneficios mismos de los probióticos. Los
microorganismos deben estar metabólicamente estables y activos en el producto,
sobrevivir al paso por el sistema digestivo en grandes números, y tener efectos
benéficos en el intestino del animal. Para ello necesitan estar protegidos del medio
y de factores externos que puedan impedir su pérdida y degradación.
La microencapsulación, es un proceso mediante el cual ciertas sustancias
bioactivas son introducidas en una matriz o sistema de pared con el objetivo de
impedir su pérdida, para protegerlos de la reacción con otros compuestos
presentes en el alimento o para impedir que sufran reacciones de oxidación
debido a la luz o al oxigeno. Una ventaja adicional, es que un compuesto
encapsulado se libera gradualmente del compuesto que lo ha atrapado y se
obtienen productos con mejores características nutricionales y sensoriales. La
microencapsulación de probióticos ha sido una práctica comúnmente utilizada
para extender el tiempo de vida de éstos, y lograr convertirlos en una forma más
fácil de utilizar2.
2 Chang, H.N, Microencapsulation of Microbial Cells, Biotechnology Advances, 2000, pg 303-319
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1.1 Métodos de microencapsulación de probióticos
Diversos métodos han sido propuestos para la microencapsulación y producción
de microcápsulas. En general, estos métodos pueden ser divididos en tres
grupos3:
1. Procesos Físicos: Secado por aspersión, extrusión, emulsión y
recubrimiento por aspersión.
2. Procesos Fisicoquímicos: Coaservación simple o compleja y atrapamiento
en liposomas.
3. Procesos Químicos: Polimerización interfacial e inclusión molecular.
La selección del proceso de encapsulación para una aplicación, considera el
tamaño medio de la partícula requerida, las propiedades fisicoquímicas del agente
encapsulante y la sustancia a encapsular, las aplicaciones para el material
microencapsulado, el mecanismo de liberación deseado y el costo.
Sin embargo, los microorganismos encapsulados por algunas de estas técnicas,
son liberados completamente en el producto. En este caso, los microorganismos
no son protegidos del ambiente o durante su paso por el estómago o el tracto
intestinal. La microencapsulación por camas hidrocoloidales, entrapan e
3 Fernández, Yañez, J, Aplicaciones Biotecnológicas de la Microencapsulación, XXX Aniversario de Biotecnología y Bioingeniería, vol 21, Septiembre-Octubre 2002, pg 313-319.
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inmovilizan los microorganismos dentro de una matriz, que provee protección en
un ambiente cualquiera. Por esta razón, los métodos de encapsulación por
Extrusión y Emulsión resultan ser tan adecuados y convenientes para este caso.
1.1.1 Extrusión
La microencapsulación por Extrusión constituye el segundo proceso más usado,
después del secado por aspersión para la encapsulación de probióticos. Éste,
involucra simplemente la preparación de una solución hidrocoloidal, añadiendo
microorganismos a ésta, y extruyendo la suspensión celular a través de una aguja
o bureta en la forma de gotas que caen en una solución de endurecimiento o
refuerzo. El tamaño y forma de las cápsulas, depende en el diámetro de orificio de
la bureta y la distancia de caída respectivamente. Este método es el más popular,
debido a su simplicidad, bajo costo y alta retención de viabilidad de las células.
1.1.2 Emulsión
En este método, una pequeña porción de polímero celular (fase discontinua), es
añadida a un gran volumen de aceite vegetal (fase continua) como lo es: el aceite
de soya, el aceite de girasol, aceite de canola o de maíz. La mezcla es
homogenizada para formar una emulsión de agua-aceite. Una vez la emulsión de
agua-aceite es formada, el polímero soluble de agua debe ser insolubilizado para
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formar pequeñas bolas de gel de la fase aceitosa. El método de insolubilización
escogido, depende en el tipo de material de soporte utilizado. Las cápsulas son
recogidas luego por filtración. El tamaño de las bolas es controlado por la
velocidad de agitación, y puede variar entre 25um y 2mm. Esta técnica ha sido
utilizada exitosamente para encapsular bacteria ácido láctica para fermentaciones
batch o continúas.
1.2 Materiales de soporte
Existe una amplia variedad de materiales para cobertura que pueden ser usados
para encapsular sustancias bioactivas, donde se incluyen4:
• Carbohidratos (almidón, maltodextrinas, ciclodextrinas)
• Ésteres y Éteres celulosas (metilcelulosa, etilcelulosa)
• Gomas (goma de acacia, agar, alginato de sodio)
• Lípidos (ceras, parafina, grasas, aceites)
• Proteínas (gelatina, proteína de soya)
La elección del material se soporte, se basa principalmente en los componentes a
encapsular, la compatibilidad con ellos y también el tiempo de retención que uno
desea que estos estén dentro de las cápsulas. 4 M, Ré, Microencapsulation by Spray Drying, Institute for Technological Research - Chemistry Division, Sao Paulo, Brazil, 1998, pg 1206.
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1.2.1 Alginato de Sodio
El material de soporte utilizado para Extrusión y Emulsión es el alginato de sodio,
el cual es un ácido hidrocoloidal extraído de algas, el cual reacciona con iones de
calcio para la formación de geles estables. El tamaño y esfericidad de las cápsulas
depende básicamente de la viscosidad del alginato utilizado y de la distancia entre
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1.3 Ventajas y limitaciones de los métodos de encapsulación
Para la encapsulación de probióticos, tanto el método por Extrusión como por
Emulsión pueden ser utilizados. Las ventajas y desventajas de estos métodos se
muestran en la siguiente tabla.
Extrusión Emulsión
Factibilidad Tecnológica Dificultad para escalar Fácil de escalar
Costo Bajo Alto
Simplicidad Alto Bajo
Sobreviviencia de los
microorganismos
80-95% 80-95%
Tamaño de las cápsulas 2-5mm 25um-2mm
TABLA 1: Aspectos positivos y negativos de los métodos de Extrusión y Emulsión (Fuente: Krasaekoopt, Wunwisa, Evaluation of encapsulation techniques of probiotics for Yoghurt, International Dairy journal, Octubre 10, 2002, Australia, pg10)
El método de Extrusión es un método relativamente simple. Usualmente produce
material encapsulado, y puede ser llevado a cabo por medio de equipos de
coextrusión o dejando gotear un material de recubrimiento que reacciona con la
superficie de la gota. Este método puede ser difícil, para producciones a grande
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escala debido a la lenta formación de cápsulas comparado con el método de
Emulsión.
Por otro lado, el método de Emulsión es un método relativamente nuevo y es fácil
de escalar, para producciones a gran escala. Provee tanto materiales
encapsulados como entrapados. El tamaño de las cápsulas son menores (25um-
2mm) que aquellas producidas por el método de extrusión (2-5mm). El tamaño de
las cápsulas en el método de extrusión depende básicamente en el tamaño de
orifico de la bureta o aguja, mientras que el tamaño de la cápsulas por Emulsión
depende de la velocidad de agitación y el tipo de emulsificante utilizado. Debido a
la necesidad de un aceite vegetal, el costo de operación del método de Emulsión
es más alto que el de Extrusión.
1.4 Aplicaciones
Las aplicaciones de la microencapsulación han ido incrementándose en la
industria de los alimentos debido a la protección de los materiales encapsulados
de factores como calor y humedad, permitiendo mantener su estabilidad y
viabilidad. La microencapsulación puede mejorar el sabor y la estabilidad de los
medicamentos. Las microcápsulas ayudan a que los materiales frágiles resistan
las condiciones de procesamiento y empacado mejorando sabor, aroma,
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estabilidad, valor nutritivo y apariencia de sus productos. Debido a los múltiples
beneficios que ofrece la encapsulación, ésta también puede ser utilizada para
entrapar microorganismos que pueden ser utilizados para la elaboración de
productos diarios como el yogurt, el queso, la leche y hasta para alimentos
concentrados.
1.5 Materiales y Métodos
La microencapsulación de los probióticos (Lactobacillus Thuringenesis,
Bifidobacterium pseudulongun), se llevó a cabo por los métodos de Extrusión y
Emulsión, debido a la infinidad de ventajas que ofrecen como se mencionó
anteriormente, especialmente por la sobrevivencia que tienen los microorganismos
por estos métodos y por el diámetro de las cápsulas que se obtienen. Este último,
factor importante para nuestro caso, ya que el objetivo de este trabajo era lograr
cápsulas lo más pequeñas posibles para que luego al incorporarlas al concentrado
hubiera una buena mezcla y homogenización del mismo. Sin embargo, el tamaño
de estas cápsulas depende de los siguientes factores durante la experimentación:
1. Viscosidad del alginato *
2. Diámetro de orificio de la bureta
3. Altura de caída de la gota *
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4. Velocidad de Agitación
5. Material de soporte
Por esta razón para la experimentación se decidió solo cambiar dos variables que
fueron: la viscosidad del alginato y la altura de caída de la gota. Una vez definidas
las variables a cambiar se hizo un diseño experimental que involucrará éstas, para
de esta forma diseñar las distintas combinaciones a llevar a cabo en la
experimentación. A continuación se muestran las combinaciones diseñadas tanto
para el método de Extrusión como para el de Emulsión:
FIGURA 1: Diseño experimental de microencapsulación para los métodos de Extrusión y Emulsión tanto para Lactobacillus como para Bifidobacterium.
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Las viscosidades del alginato de sodio utilizadas fueron calculadas utilizando un
viscosímetro Brookfield Digital a distintas revoluciones por minuto (rpm). Los datos
de viscosidades a cada rpm se muestran en el Anexo 1. Las relaciones de
cantidad utilizada de Alginato de sodio para cada viscosidad y para cada método
fueron las siguientes:
• 30 cp ( 1gr de Alginato de sodio x 100ml de agua) • 40 cp ( 1,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua) • 220 cp ( 2gr de Alginato de sodio x 100ml de agua) • 230 cp ( 2,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua) En cuanto a la cantidad de Cloruro de Calcio utilizado para cada combinación, se
empleó 4gr de cloruro por 100ml de agua. Esta relación se mantuvo constante
todo el tiempo. En total se llevaron a cabo 32 microencapsulaciones por Extrusión,
32 por Emulsión cada una con sus duplicados, dando así un total de 64
microencapsulaciones logradas. Sin embargo al final de la experimentación se
hicieron 6 pruebas mas, utilizando dos alturas mas (1cm, 40cm) y a otra
viscosidad 470cp (3,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua), con el fin de
profundizar y corroborar los resultados. A continuación se muestra el
procedimiento llevado a cabo por cada método:
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FIGURA 2: Procedimientos para la Microencapsulación de Lactobacillus y Bifidobacterium por los métodos de Extrusión y Emulsión.
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2. SOBREVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS ENCAPSULADOS
2.1 Siembra de los probióticos Según estudios realizados se ha encontrado ciertas desventajas e inconvenientes
de la microencapsuilación con lo que tiene que ver al material de soporte utilizado.
Este material tiene un efecto trascendental en cuanto al mecanismo de retención
de los mismos dentro de la matriz. Se han encontrado cápsulas con huecos y
ondulaciones que permiten la liberación de los microorganismos al exterior, de
esta forma impidiendo la llegado de los mismos al tracto intestinal6. Así mismo
muchas veces los microorganismos no logran sobrevivir dentro de la matriz no por
ser liberados de ella, sino por otras razones como falta de compatibilidad o falta de
nutrientes necesarios para que estos sobrevivan. Por esta razón, fue necesario
verificar que los probióticos una vez encapsulados, hubieran sobrevivido por
ambos métodos llevados a cabo, de esta manera pudiendo proseguir a la otra
etapa de este trabajo.
2.2 Materiales y Métodos
Para llevar a cabo la siembra de los probióticos, en primer lugar se autoclavaron y
se esterilizaron todos los materiales y equipos a utilizar. Una vez esterilizados, se 6 Islas, Pedroza, Ruth, Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los Proceso para la Microencapsulacion de Alimentos para Larvas de Especies Acuícolas, Universidad Iberoamericana, Departamento de Ingenierías, México.
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tomaron muestras de cápsulas aproximadamente 15 bolas de cada combinación
realizada y se colocaron en diferentes tubos de ensayo debidamente marcados
con la microencapsulación correspondiente. Colocadas las cápsulas dentro de los
tubos, se utilizaron dos agitadores de vidrio para poder abrir y romper las cápsulas
dentro, exponiendo de esta manera al exterior los microorganismos. Luego se
utilizaron dos Kits de identificación de Lactobacillus y de Bifidobacterium; el Kit Api
CHL y el Kit Api CHB. De cada Kit se tomaron unas ampolletas de identificación
agregando de esta manera 2ml de ampolleta a cada tubo y luego en la parte
superior 3ml de parafina líquida. Terminado este procedimiento se taparon los
tubos de ensayo y se incubaron a una temperatura de 38ºC por 48 horas. Si la
coloración del tubo era amarilla, la sobrevivencia de los probióticos era positiva. A
continuación se presenta el esquema general de este procedimiento:
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FIGURA 5: Esquema general del procedimiento realizado para la siembra de los probióticos.
Esterilización de los equipos y
materiales
Toma de muestras de cápsulas tanto de Lactobacillus como de Bifidobacterium
Ubicación de las
muestras en tubos
de ensayo
Rompimiento de las
cápsulas con agitadores de
vidrio
Adición de 2ml de
ampolleta a cada tubo
Adición de 3ml de parafina a
cada tubo
Colocación de los tubos de ensayo en la
incubadora a 44ºC durante 48 horas
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3. FORMULACIÓN DE UN CONCENTRADO PARA EL ENGORDE DE
TERNEROS
La apropiada nutrición para el ganado de carne es un componente clave para
obtener el éxito en un sistema de producción. La alimentación comúnmente es el
componente más caro con respecto a los otros en la producción de ganado de
carne. Es por ello que una comprensión del proceso digestivo del rumiante y
conocimientos básicos de nutrición se requieren para realizar un programa de
alimentación adecuado.
La nutrición de bovinos es tan solo una parte del complejo sistema de manejo que
debe ser practicado correctamente si se pretende alcanzar el éxito en la
alimentación del ternero joven. Las enfermedades y los factores ambientales
afectan de forma tan importante el rendimiento del animal que deben ser
considerados cuando se diseña un programa de alimentación que cubra las
necesidades del ternero. La nutrición por si sola no es suficiente para asegurar
terneros fuertes y sanos con baja mortalidad. No existe hoy en día una formulación
precisa de las necesidades específicas de nutrientes que pueda ser aplicada en
diferentes casos y en cualquier tipo de condiciones.
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29
Por esta razón el concentrado elaborado, debe ser una mezcla de ciertos
ingredientes como: proteína vegetal, proteína animal, vitaminas, minerales que
tienen como objetivo suplir los requerimientos del animal y así lograr su más alto
rendimiento. Las raciones pueden variar de acuerdo a la edad, estado nutricional
del animal, disponibilidad, costo de los ingredientes y condiciones climáticas de la
zona7. La orientación de la formulación de raciones para engorde de terneros debe
estar dirigida a la aplicación de los conceptos de proteína de baja degradación
ruminal y al uso de insumos productores de compuestos gluconeogéticos como el
ácido propiónico, que es uno de los principales precursores de glucosa y energía.
Así como también al empleo de insumos de bajo costo como los residuos y
subproductos agroindustriales.
Consideraciones Técnicas
Para formular raciones balanceadas es necesario conocer:
1. La edad y condiciones de los animales para engorde
2. El requerimiento de nutrientes de los animales para engorde
3. La composición química de los alimentos para engorde
4. La disponibilidad y precios de los alimentos
5. La calidad nutricional y posibles restricciones de los alimentos
7 Moncada, Apolinar, Producción de Carne y Leche en Semiestabulación, Lima-Perú.
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3.1 Importancia del concentrado de iniciación
El primer pienso que consume el rumiante tiene una importancia vital, ya que con
el se sustituye definitivamente el aporte lácteo y se desarrolla el epitelio ruminal8.
Con el concentrado elaborado se pretende desarrollar las pupilas de epitelio
retículo ruminal para empezar el proceso de absorción de los productos finales de
la fermentación. Con esto, los animales se convierten en rumiantes adultos y
pueden llegar a las productividades máximas. El periodo de entrada de los
terneros, supone un cúmulo de situaciones diferentes que provocan un fuerte
estado de estrés y que es el principal desencadenante de los problemas
relacionados con la acidosis. Al entrar al cebadero se les provoca un estrés muy
fuerte, debido a todos los cuidados que se les practican, desparasitación,
vacunación, el cambio de clima, el transporte ect. Por estas razones y otras, es
que el concentrado de arranque juega un papel importante en la dieta del ternero
joven, en cuanto a su productividad y salud entre otros. A continuación se muestra
una gráfica del aumento de consumo de concentrado durante el crecimiento del
becerro:
8 Bacha, Fernando, Nutrición, Patología Digestiva y Salud Intestinal Rumiantes en Cebo, Curso de Especialización Fedna, Barcelona, 2002, pg 143-159.
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31
FIGURA 6: Consumo de concentrado de iniciación vs edad del tenero (Fuente: http://tarwi.lamolina.edu.pe/~cgomez/20)
3.2 Requerimientos protéicos y energéticos de los terneros de engorde
3.2.1 Requerimiento protéico
Las necesidades de proteína de los terneros varían en función a la edad, peso
corporal, estado fisiológico y nivel de producción de carne. Para un crecimiento
normal, el vacuno requiere en forma progresiva mayor cantidad de proteína, ya
que parte de la ganancia en peso se atribuye a depósitos de proteína y agua en
los tejidos y órganos. A medida que el animal madura, el incremento de peso se
debe al depósito de grasa corporal y menor cantidad de proteína y agua. En la
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33
protéicos, el requerimiento energético se ve reflejado en el consumo de forrajes,
fibra y algunos cereales que aportan los nutrientes básicos y necesidades físicas
del animal.
3.3 Alimentos Prohibidos Cada vez más, la producción pecuaria mediante métodos agropecuarios orgánicos
o ecológicos, como alternativa a las técnicas industriales intensivas se hace cada
día más importante. Esto se debe, a la creciente demanda del consumo de
productos orgánicos y ecológicos y al rechazo por los consumidores de productos
que incluyan pesticidas, antibióticos, aditivos químicos, que son vistos como
alimentos producidos mediante el uso de métodos antitéticos. Se ha encontrado
que los residuos de hormonas y antibióticos en la leche y la carne afectan la salud
humana, especialmente de los niños. Un gran porcentaje de la carne empleada en
hamburguesas proviene de vacas lecheras "agotadas". La pubertad precoz es
atribuida por algunos al mayor uso de hormonas en el ganado, y las niñas que
menstrúan antes de los 12 años tienen mayor riesgo de contraer posteriormente
cáncer de mama10.
Sumado a esto, el empleo de proteína animal (Harina de carne, harina de sangre,
harina de plumas), para la alimentación de ganado fue prohibida en algunos 10 http://www.nodo50.org/gpm/vacaslocas/03.htm
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34
países como Argentina, Estados Unidos y otros de la comunidad Europea, por su
incidencia en la aparición del “Mal de la Vaca Loca” a principios de la década de
los noventa. La nutrición de los animales con sus propios restos, había provocado
la aparición de la proteína o prión, que en los seres humanos provoca la
enfermedad de Creutzfeld-Jakob, luego del contagio oral por la ingesta de carne y
subproductos infectados11. Por estas razones, hoy en día es muy importante a la
hora de elaborar una ración para ganado de ceba, tener en cuenta este tipo de
restricciones que empiezan a regir en muchos países, y también al interés que
aumenta día a día por parte de los consumidores de cuidarse y de utilizar para
consumo humano, productos totalmente orgánicos y ecológicos.
3.4 Problemas metabólicos en el engorde de terneros
Los fenómenos de acidosis e intoxicación con nitratos, están directamente
relacionados con la composición de los alimentos del concentrado y cantidades
del mismo que se le suministren al becerro. Estos problemas se presentan cuando
se suministra al vacuno una ración alta de carbohidratos solubles y baja en fibra.
Estos carbohidratos producen alta concentración de ácidos grasos volátiles,
reduciendo el ph ruminal cercano a 5.0 con alta producción de ácido láctico. Este
ácido altera la flora microbiana del rumen como también la motilidad de este
compartimiento llegando inclusive a inhibir el sistema nervioso central. 11 Ibid
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35
Una buena formulación y sobretodo cuidado a la hora de suministrar cada
componente al concentrado, son factores vitales para evitar que se presenten las
enfermedades anteriormente mencionadas, ya sea por la adición de cantidades
superiores a las indicadas en el concentrado o inferiores que puedan generar una
falta de los mismos.
3.5 Materiales y Métodos Una vez estudiada la patología digestiva del animal, los requerimientos
nutricionales del mismo y los probióticos encapsulados, con la ayuda de la finca
“Santa Teresa” ubicada en Tenjo Cundinamarca, se procedió a elaborar la
formulación de un concentrado para el engorde de becerros. Un concentrado que
incluye la proteína vegetal necesaria, representada básicamente por productos
farináceos (Harina de Arroz, Harina de Trigo, Harina de Maíz, Palmiste, Torta de
Soya) y por vitaminas y minerales (Azufre, Fhosbic, Óxido de Zinc, Promocalier,
Sulfato de Cobre, Óxido de Magnesio, Pecuaroma, Estereato, Yoduro de Potasio,
Sulfato de Cobalto, Selenito, Óxido de Hierro, Sulfato de Potasio) necesarios para
suplir las necesidades del animal. Una dieta completa basada en subproductos
explotados en nuestro país, sin la inclusión de proteína animal ni antibióticos que
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36
puedan repercutir en las personas y en la salud del animal mismo. Un producto
“dos en uno”, que ofrece además el valor agregado de los probióticos, que ayudan
a que en el becerro se regenere la flora intestinal, se active el sistema
inmunológico, se aumente de peso, se promueva el crecimiento, controle las
diarreas, controle el estrés, aumente la absorción de nutrientes y disminuya la
mortalidad entre muchos otros. A continuación se muestran los productos
farináceos utilizados para la elaboración del concentrado:
FIGURA 7: Productos farináceos utilizados para la elaboración del concentrado. (De arriba hacia abajo: Harina de Trigo, Fhosbic, Palmiste, Torta de Soya, Harina de Maíz, Harina de Arroz)
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37
4. MEZCLADO DEL CONCENTRADO CON PROBIÓTICOS
El proceso de mezcla es central por no decir principal en la fabricación del pienso.
El objetivo de esta etapa es mezclar en conjunto, tan uniformemente como sea
posible, componentes de tamaño de partícula y peso especifico variable. Entre
más similares sean los ingredientes en relación con el peso especifico,
granulometría y fluidez, mejor será la calidad del mezclado y la estabilidad de la
mezcla. Una mezcla debe contener niveles consistentes de cada ingrediente a lo
largo del batch. Es decir, que cualquier muestra que se tome de una mezcla debe
ser idéntica en contenido nutricional a cualquier otra mezcla. El éxito del proceso
de mezclado depende de muchos factores como lo son: tipo de mezcladora,
tiempo de mezclado, tamaño de partícula, premezcla de micronutrientes y
secuencia de los ingredientes añadidos.
4.1 Selección y Adquisición de una Micromezcladora
Existen tres tipos de mezcladoras: Horizontales, Verticales y Mezcladoras
Continuas. Las mezcladoras más utilizadas en la producción de alimentos
balanceados son las horizontales12. Las verticales por requerir de tiempos de
mezclado muy largos no se deben considerar al momento de seleccionar equipos 12 Rico, Acedo, J, Seguridad Alimentaría y Fabricación de Piensos Compuestos, XVII Curso de Especialización FEDNA, Monterrey, México, Marzo 26, 2001,
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38
para la elaboración de piensos. Las horizontales manejan un buen rango de
densidades, producen menor fricción, por lo tanto menor calor en mezclas y
proveen de una mayor área de superficie de exposición. Por lo general estos
equipos están equipados con cintas o aspas que rotan de derecha a izquierda
transportando los materiales de un lado a otro. Las mezcladoras horizontales
deber ser equipadas con una tolva pulmón que permita la descarga instantánea de
la mezcla y una para la alimentación. Con este tipo de mezcladoras, se reduce
considerablemente lo que se conoce como el tiempo de bacheo o de lote, que
inicia desde el momento que los ingredientes se comienzan a añadir hasta que la
mezcla es descargada de la mezcladora.
Para la adquisición de una micromezcladora en este trabajo se tuvieron en cuenta
los siguientes factores:
• Material que funcionara para alimentos: Colling Roll
• Que su orientación fuera Horizontal
• Helicoidal
• Tuviera una tolva pulmón de carga y descarga
• Viable para otros proyectos
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39
A continuación se muestra la micromezcladora adquirida para la elaboración del
concentrado con sus especificaciones técnicas:
FIGURA 8: Micromezcladora horizontal adquirida
FIGURA 9: Cintas helicoidales de la micromezcladora
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40
4.2 Factores a tener en cuenta para el mezclado
Durante la elaboración de concentrados existen ciertas variables que afectan la
homogeneidad de la mezcla y por ende la productividad del animal. Variables
como propiedades físicas de las materias primas, y secuencia de adición de los
ingredientes a la mezcladora son aspectos a tener cuidado y en cuenta durante el
proceso.
4.2.1 Propiedades físicas de los ingredientes
Las propiedades físicas de los ingredientes se dividen en:
• Tamaño de partícula
• Forma de partículas
• Densidad o peso especifico
• Higroscopicidad
• Carga estática
• Adhesividad
Las tres primeras propiedades son las más importantes. Las partículas grandes no
se mezclan bien. Se puede lograr un mejor mezclado cuando el rango de
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41
diferencia de tamaño de partículas es menor13. Las partículas de alta densidad,
como los minerales tienden a segregarse en el fondo de la mezcladora.
La higrospicidad que es la tendencia de los ingredientes de atraer agua también
puede causar problemas en el mezclado. Un material muy higroscópico puede
absorber agua del medio ambiente y formar grumos o pelotas que no se dispersan
bien en el mezclado. Otros ingredientes, además de ser higroscópicos pueden
también cargarse con electricidad estática. Esto también es causante de
segregación en el mezclado debido a que algunos de estos ingredientes se
pueden pegar a las paredes de las tolvas o de la mezcladora sin dispersarse en la
mezcla.
4.2.2 Secuencia de adición de los ingredientes a la micromezcladora
La secuencia de adición a la mezcladora tiene un impacto directo en la calidad de
la mezcla. Las variables que establecen la secuencia de la adición son la
formulación, tipo de ingredientes, procedimientos y manejo de los ingredientes
utilizados.
13 Beorlegui, Blas, Tamaño de los Forrajes en la Alimentación de Vacas de Ceba, IX Curso de Especialización FEDNA, Barcelona, 8 y 9 de Noviembre de 1993.
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42
El orden de adición de los ingredientes a la mezcladora para la elaboración de
concentrados animales es el siguiente14:
1. Ingredientes Mayores: Se añaden primero por ser los de mayor cantidad.
2. Ingredientes Menores: Se añaden por último comenzando por el de mayor
cantidad y terminando con el de menor cantidad. Por ser los más densos,
se añaden después ya que si se agregan primero, se irían al fondo de la
mezcladora ocasionando mala homogenización para la mezcla.
4.3 Materiales y Métodos
Con la micromezcladora seleccionada y adquirida se procedió a llevar a cabo el
mezclado del concentrado con los probióticos. Para esto, en primer lugar se
pesaron todas las materias primas requeridas y luego éstas se tamizaron con la
ayuda de un tamiz de malla 4mm. El tamizado era un procedimiento clave y
esencial en la elaboración ya que con éste, se pudo obtener insumos de diámetros
similares y de tamaño menores, característica importante para que hubiera un
aumento en la superficie de contacto del ingrediente con las enzimas digestivas.
Así mismo, a menores diámetros se aumentó los puntos de contacto obteniendo
mejor enlace entre los componentes15. Finalizado el tamizado, se inició la adición
14 Ibid 15 Goodband, Robert, The Effect of Diet Particle Size on Animal Performance, Department of Grain and Industry, Kansas State University Agricultural experiment Station and Cooperative Extension service, 1995.
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43
de los insumos a la mezcladora comenzando primero con los productos farináceos
y luego con la premezcla de las vitaminas y minerales, terminando con la adición
de los probióticos encapsulados.
Para cada batch la formulación fue la misma, lo único que se varió de batch a
batch fueron los probióticos que se agregaron dependiendo de la combinación.
Cabe a notar que para cada batch se agregó tanto los probióticos encapsulados
de Lactobacillus como de Bifidobacterium correspondientes cada uno a la misma
microencapsulación. Para cada batch se tomaron muestras a los 5, 10, 15 y 20
minutos. Una vez terminadas de tomar las muestras, la maquina se descargaba
totalmente se limpiaba y se cargaba con el siguiente batch. A continuación se
muestra un esquema general de este procedimiento:
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44
FIGURA 10: Esquema general del procedimiento realizado para la mezcla del concentrado con Probióticos.
Pesaje de las
materias primas
Tamizado de las materias
primas con un tamiz de malla
4mm
Almacenamiento de los productos en bolsas negras
Adición de los
productos farináceos
Premezcla de
vitaminas y minerales
Adición de la premezcla a la
mezcladora
Adición de Lactobacillus y Bifidobacterium
encapsulados
Toma de muestras a
los 5,10, 15 y 20 minutos
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45
5. SOBREVIVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS DENTRO DEL CONCENTRADO
5.1 Siembra del Concentrado
La sobrevivencia de los probióticos en distintos medios es aún un tema vago por
descifrar. Se han encontrado en varios estudios, que el hecho de microencapsular
los probióticos no asegura de una vez la sobreviviencia de éstos dentro de las
cápsulas. Muchas veces factores como compatibilidad con el material, humedad,
nutrientes y hasta inclusive la luz y el oxigeno, influyen de manera marcada para
que su sobreviviencia se haga día a día mas dificultosa. Se han tratado de utilizar
distintos materiales de soporte que puedan ayudar a mejorar la retención de los
mismos y otros factores, sin embargo no existe hoy en día una recomendación
específica que se ajuste a todos y que funcione para cualquier medio. Por esta
razón, al mezclar los probióticos en un medio específico, en este caso el
concentrado, se hace necesario evaluar y corroborar la sobreviviencia de los
mismos, para de esta manera asegurar la viabilidad de los mismos para su uso ya
sea en humanos o en animales. Un seguimiento de viabilidad es necesario desde
el momento que estos son aislados, hasta su incorporación ya encapsulado y
colocado en un medio cualquiera.
IQ-2003-2-21
46
5.2 Materiales y Métodos
Para corroborar la sobrevivencia de los probióticos dentro del concentrado, se
tomaron dos batchs de todas las mezclas que se habían realizado, el Batch 6 y el
Batch 15, cada uno con sus cuatro muestras tomadas a los distintos tiempos. En
una lámina de aluminio de 51cm de largo y 35 de ancho, se extendió primero la
muestra a los 5min del Batch 6 uniformemente. Luego so tomaron muestras de
cada lado de la lámina y se colocaron en tubos de ensayo previamente marcados.
A estos tubos se le añadió una pequeña porción de agua destilada y con la ayuda
de agitadores de vidrio, se procedió a macerarlo y diluirlo. Una vez macerado lo
máximo posible, en cada tubo se formó una suspensión blanca lechosa y ésta fue
extraída de cada tubo con un pipeta para ser sembradas en cajas petri con agar
Mrs. Sembradas las cajas se incubaron por 48 horas a una temperatura de 44ºC.
Este mismo procedimiento se llevó a cabo para cada muestra a distinto tiempo y
para los dos Batchs.
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47
6. RESULTADOS
6.1 Microencapsulacion de probióticos
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp 4 4 4 4
40 cp 4 4 4 4
220 cp 3 3 3 3
230 cp 3 3 3 3
470 cp 2 2 2 2
TABLA 2: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Lactobacillus por el Método de
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48
Extrusión.
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp 4 4 4 4
40 cp 4 4 4 4
220 cp 3 3 3 3
230 cp 3 3 3 3
470 cp 2 2 2 2
TABLA 3: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Bifidobacterium por el Método de
Extrusión.
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp 4 4 4 4
40 cp 4 4 4 4
220 cp 4 4 4 4
230 cp 5 4 4 4
470 cp 4 4 4 4
TABLA 4: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Lactobacillus por el Método de
Emulsión.
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49
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp 4 4 4 4
40 cp 4 4 4 4
220 cp 4 4 4 4
230 cp 5 4 4 4
470 cp 4 4 4 4
TABLA 5: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Bifidobacterium por el Método de
Emulsión.
FIGURA 11: Diámetro de Cápsulas vs Viscosidad de Lactobacillus por el Método de Extrusión y Emulsión.
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50
6.2 Sobrevivencia de los probióticos encapsulados 1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp - - - -
40 cp - - - -
220 cp + + + +
230 cp ++ ++ ++ ++
470 cp +++ +++ +++ +++
TABLA 6: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el
Método de Extrusión. 1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp - - - -
40 cp - - - -
220 cp + + + +
230 cp ++ ++ ++ ++
470 cp +++ +++ +++ +++
TABLA 7: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el
Método de Emulsión.
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51
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp - - - -
40 cp - - - -
220 cp + + + +
230 cp ++ ++ ++ ++
470 cp +++ +++ +++ +++
TABLA 8: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por
el Método de Extrusión.
1cm 10cm 20cm 40cm
30 cp - - - -
40 cp - - - -
220 cp + + + +
230 cp ++ ++ ++ ++
470 cp +++ +++ +++ +++
TABLA 9: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por
el Método de Emulsión..
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52
6.3 Formulación del Concentrado
MATERIAS PRIMAS CANTIDAD (gr)
Harina de Arroz 5600
Harina de Maíz 3700
Harina de Trigo 3700
Palmiste 3700
Torta de Soya 1800
Fhosbic 1000
Azúcar 27
Azufre 53
Oxido de Zinc 56
Promocalier 10
Sulfato de Cobre 8
Oxido de Magnesio 4
Prbióticos 7
Pecuaroma 1,3
Estereato 0,7
Yoduro de Potasio 1,3
Sulfato de Cobalto 0,7
Selenito 0,7
Oxido de Hierro 2,7
Sulfato de Potasio 1,3
TABLA 10: Formulación del Concentrado para el Engorde de Terneros
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53
6.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos Obtenidas las muestras de concentrado para cada batch, se pudo observar que
las muestras aparentemente estaban bien homogenizadas y mezcladas. El
concentrado tenía una textura fina y suave, de olor agradable y color uniforme.
FIGURA 12: Mezcla de Concentrado con Probióticos.
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54
6.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado
5
min
5
min
5
min
5
min
10 min
10 min
10 min
10 min
15 min
15 min
15 min
15 min
20 min
20 min
20 min
20 min
No
No
Si
Si
No
No
Si
Si
Si
No
Si
Si
No
Si
No
Si
TABLA 11: Sobreviviencia de los Probióticos dentro del Concentrado a los distintos Tiempos de
Mezclado (Batch 6: Lactobacillus+Bifidobacterium+Altura 10cm+Viscosidad 230cp)
5
min 5
min 5
min 5
min 10 min
10 min
10 min
10 min
15 min
15 min
15 min
15 min
20 min
20 min
20 min
20 min
No
Si
No
No
No
No
No
Si
Si
No
No
Si
No
Si
No
Si
TABLA 12: Sobreviviencia de los Probióticos dentro del Concentrado a los distintos Tiempos de
Mezclado (Batch 15: Lactobacillus+Bifidobacterium+Altura 20cm+Viscosidad 220cp)
IQ-2003-2-21
55
7. ANALISIS DE RESULTADOS
7.1 Microencapsulación de Probióticos Finalizada la microencapsulación de los probióticos, se encontraron resultados
bastante interesantes en cuanto a los métodos de encapsulación utilizados y el
efecto de viscosidad de alginato en éstos. En primer lugar por el método de
Extrusión para Lactobacillus, se encontró que para viscosidades muy pobres como
el caso de 30cp y 40cp, las cápsulas obtenidas tenían un diámetro promedio de
4mm y una forma bastante irregular y achatada. Aparentemente se veían masas
aglomeradas que no eran similares entre sí, de un color transparente. Para la
microencapsulación utilizando una viscosidad de 40cp, el resultado fue el mismo
no notando cambio alguno; para estas cápsulas el diámetro también fue de 4mm.
Sin embargo, para viscosidades mayores: 220cp y 230cp, los resultados fueron
sorprendentes. A medida que se aumentaba la viscosidad del Alginato, las
cápsulas empezaron a tener diámetros promedio menores y a tener una forma
más esférica y regular. Para estas dos viscosidades, el diámetro de bolas fue de
3mm con una forma bastante esférica. Algunas que otras bolas aparecían con
ciertas deformaciones y no eran tan parejas, sin embargo mejoraron en cuento a
diámetro y forma que las anteriores. En cuanto al color, el blanco pasó a ser más
IQ-2003-2-21
56
marcado e intenso que las otras. Así mismo, debido a una mayor cantidad de
alginato utilizado para estas pruebas, mejoraron también en cuanto a consistencia
y resistencia.
Al realizar las encapsulaciones por el mismo método: Extrusión, pero esta vez
para Bifidobacterium, las cápsulas a las distintas combinaciones resultaron tener
el mismo diámetro y forma que aquellas encapsuladas para Lactobacillus. De esta
manera se confirmó que a pesar de encapsular microorganismos distintos, ésto no
influye ni tiene incidencia en cuanto al diámetro de las bolas obtenidas.
Para la viscosidad de 470cp, los resultados fueron importantes para la
experimentación, porque a pesar de que fue una prueba que se realizó para
profundizar en el tema, se pudo confirmar y corroborar los resultados obtenidos
de encapsulaciones anteriores. Para esta microencapsulación el diámetro de
cápsulas fue de 2mm, arrojando de esta manera el diámetro más pequeño
obtenido de toda la experimentación. En cuanto a forma las cápsulas eran
totalmente esféricas, parejas y similares entre sí. Sin embargo se observaron
ciertas ventajas y desventajas de esta prueba. Por un lado, esta prueba tomó 14
horas en ser realizada, debido a lo espeso y viscoso que estaba el alginato.
Desventaja que vista desde el punto industrial, no resulta ser muy eficiente y
rentable. Sin embargo, debido a esa viscosidad elevada la agitación manual no fue
IQ-2003-2-21
57
necesaria, ya que las gotas de alginato caían muy lentamente permitiendo suprimir
la agitación sin que se pegaran y ramificaran. De esta manera con los resultados
obtenidos de cápsulas tanto de Lactobacillus como de Bifidobacterium, por el
método de Extrusión, se pudo corroborar que a medida que se aumenta la
viscosidad del alginato, mejora considerablemente no solo el diámetro sino
también la forma de las cápsulas. Resultados bastantes satisfactorios para este
trabajo, ya que, uno de los objetivos era poder lograr estas cápsulas con
diámetros lo mas pequeños posibles, para asegurar en el mezclado una buena
homogeneidad.
Por otro lado, en cuanto a las encapsulaciones por Emulsión, los resultados
obtenidos no fueron bastante halagadores como por el otro método. Para esta
prueba a pesar de que se varió la viscosidad de alginato igual que por el método
de Extrusión, los diámetros de cápsulas no variaron, permaneciendo siempre con
uno de 4mm. Sin embargo el efecto más marcado fue en cuanto a la forma. A
diferencia del método de Extrusión donde a medida que se aumentaba la
viscosidad mejoraba la forma, aquí en este método la forma nunca mejoró, al
contrario las bolas eran muy irregulares, algunas achatadas y poco consistentes.
De esta manera se pudo concluir que por el método de Emulsión, la viscosidad no
tenía incidencia alguna, y esto estaba muy relacionado con el aceite utilizado
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58
como emulsificante en esta prueba. A pesar de que la metodología utilizada para
este procedimiento era muy similar a la de Extrusión, el aceite utilizado en este
método no ofreció los requerimientos de solidez y conformación que necesitaban
las cápsulas. Así mismo se notó durante la experimentación que por este método
era muy importante la velocidad de agitación de la suspensión, ya que de ésta
dependía que las cápsulas salieran más pequeñas; tarea bastante difícil porque la
agitación manual no era tan fácil de llevar a cabo.
Pero a pesar de que por ambos métodos los resultados no habían sido los
mismos, aún quedaba una variable por mirar que era la altura de caída de la gota.
Cambiando esta variable para 10cm y para 40cm, se pudo observar que tanto
para el método de Extrusión como para Emulsión y para ambos microorganismos,
la variable de respuesta en este caso, el diámetro, no cambió ni tampoco la forma.
Ésto ocurrió para cada combinación llevada a cabo, y para cada método como se
explicó anteriormente. Así que variando la altura de caída de la gota, ya fuera a
distancias cortas u otras más distanciadas, no tenia incidencia alguna en las
cápsulas obtenidas. De esta manera pudiendo concluir de la experimentación
total, que la variable de viscosidad cambiada en este trabajo, dejó resultados
interesantes y fue la que más incidencia tuvo en el diámetro de las bolas..
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59
A pesar de que existen muchas variables para cambiar durante la
microencapsulación, como la viscosidad y la altura, es importante tener en cuenta
que por más que éstas se cambien y se varíen, una variable que seria importante
cambiar para futuras experimentaciones, es el diámetro de orificio de la bureta. Ya
que por más que uno trate de sacar cápsulas pequeñas, éstas van a tender a salir
con un diámetro y una forma ya predispuesta por la misma bureta.
En cuanto a la eficiencia y manejo de los métodos de encapsulación, se pudo
concluir que ambos métodos son fáciles de realizar y de llevar a cabo por
cualquier persona que se lo proponga. Sin embargo ambos son métodos muy
dispendiosos, que requieren de bastante tiempo y paciencia por parte de la
persona que lleve a cabo la experimentación.
Para sintetizar entonces en lo dicho anteriormente, se podría decir, que finalmente
de los resultados obtenidos, el método que arrojó las cápsulas de diámetros más
pequeños y de mejor forma, fue el de Extrusión. Y que la variable que mejor
aporta para que estas características de las bolas se den, es la viscosidad, donde
aumentándola se disminuye el diámetro y se mejora la esfericidad de las mismas.
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60
7.2 Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados Los resultados que se obtuvieron de la siembra de los probióticos encapsulados,
fueron bastantes interesantes ya que permitieron hallar un patrón y encontrar una
relación entre la sobreviviencia de los microorganismos y la viscosidad utilizada.
Primero que todo cabe anotar que los resultados para Lactobacillus y
Bifidobacterium fueron los mismos por ambos métodos, por esta razón se hará el
análisis para un solo microorganismo.
Terminada la incubación de los tubos de ensayo con los probióticos, se observó
un patrón bastante marcado para ambos métodos, donde para viscosidades
menores, es decir para 30cp y 40cp, la sobreviviencia de los microorganismos fue
nula debido a que los tubos no cambiaron de coloración. Por el contrario, para las
viscosidades de 220cp para arriba la sobrevivencia si fue positiva, notando que a
medida que la viscosidad aumentaba, la coloración de los tubos era mas intensa.
De esta manera, se obtuvo que para la máxima viscosidad que fue de 470cp, la
coloración fue la más intensa, mientras que para aquella de 220cp fue la menor. A
pesar de que la sobreviviencia de los probióticos no se dio en todas las
microencapsulaciones como se quería, se pudo determinar que a mayores
cantidades de alginato utilizado, mejor es la retención de los microorganismos en
el interior de las cápsulas, evitando de esta manera la liberación de los mismos. Y
IQ-2003-2-21
61
estos resultados de hecho son muy importantes a la hora de encapsular
probióticos, porque una de las finalidades de la microencapsulación es lograr que
los microorganismos puedan sobrevivir a ph elevados, al igual que a factores
externos como los ácidos gástricos de los animales. De nada sirve si los
microorganismos no son retenidos dentro de las cápsulas antes de llegar al rumen
del animal donde se desea que se multipliquen y trabajen.
7.3 Formulación del Concentrado Con la elaboración del concentrado se pudo obtener como resultado, una
formulación de un concentrado compuesto por una dieta básica, más el valor
agregado de los probióticos incluidos en su formulación, que permiten ofrecer un
producto “dos en uno”. Así mismo, es un concentrado que se caracteriza por tener
los requerimientos nutricionales que los terneros de engorde necesitan, en cuanto
a nivel proteico, de vitaminas y minerales se refiere. De no incluir alimentos
prohibidos como esteroides o antibióticos, ni proteína animal (harina de sangre,
harina de plumas), que puedan resultar perjudiciales tanto para el animal como
para las personas. Es un concentrado animal que garantiza el aumento de peso
en 180 días, de un ternero de 30 días de destetado, de 30kg a 250kg.
IQ-2003-2-21
62
Así mismo, para la elaboración del concentrado, se tuvo en cuenta, a la hora de
elaborarlo las materias primas e insumos a utilizar, ya que de éstos dependen no
solo la productividad del animal sino también los costos involucrados. Para la
formulación se tuvo en cuenta la disponibilidad y precio de los alimentos; muchas
de las harinas son subproductos agrícolas de nuestro país que son disponibles
durante toda la época del año y son accesibles económicamente. De esta manera
se contribuye a la utilización de materias primas nacionales y a la explotación de
las mismas.
Sin embargo a pesar de todos los resultados sorprendentes de este producto, es
importante destacar que para la elaboración de este tipo de productos,
especialmente de un concentrado animal, es necesaria la ayuda de veterinarios y
zootecnistas que permitan contribuir con sus conocimientos en cuanto a la
nutrición y patología digestiva del vacuno.
7.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos Con los 16 batchs obtenidos del mezclado, cada uno con sus 4 muestras a los
distintos tiempos, se observó que aparentemente y a simple vista cada muestra
que fue tomada tenía las mismas características físicas que las otras. Ésto, en
cuanto a color, textura y olor. El concentrado mezclado con los probióticos tuvo
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63
una textura fina y suave con un olor agradable para los animales. No se
observaron residuos ni grumos de ingredientes añadidos, ni tampoco partes de las
muestras mal mezcladas. En cuanto a los probióticos, lo satisfactorio fue poder
haber visto por medio de las muestras, que las cápsulas se mezclaron
homogéneamente como se deseaba con el concentrado, siendo dificultosa su
búsqueda dentro de éste. Por el color de las cápsulas al igual que el del
concentrado, no eran fáciles de distinguir aun mirando con detenimiento el mismo.
Por esta razón, como resultado se pudo confirmar, que finalmente el mezclado si
fue el óptimo, que los ingredientes añadidos desde los elementos mayores hasta
los menores tuvieron un buen enlace y que gracias a la textura flexible y pegajosa
del alginato, las cápsulas se añadieron fácilmente a la mezcla.
7.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado A pesar de que la corroboración de la sobreviviencia de los probióticos fue
comprobada solo para dos batchs y no para todos, los resultados de estos dos,
demostraron la sobreviviencia de los microorganismos hasta el final de la
experimentación, cumpliendo de esta forma 33 días de haber sido encapsulados,
incluyendo la encapsulación, el mezclado etc.
IQ-2003-2-21
64
Para ambos batchs se observó que para cada muestra a distinto tiempo que fue
sembrada, siempre hubo sobrevivencia de los probióticos en mínimo una caja a un
tiempo determinado. Es decir, que para los 5min como mínimo hubo una caja con
resultados positivos, para los 10min también y así para todas. Estos resultados
fueron bastante interesantes ya que se logró de alguna manera, que la
experimentación llegara a su final con éxito y que la viabilidad de los probióticos
fuera positiva aún mezclados con el concentrado.
Sin embargo, a pesar de que no hubo sobreviviencia en todas las muestras a los
distintos tiempos de mezclado para los dos Batchs, se pudo determinar según el
número de cajas donde mas habían sobrevivido probióticos, que para el tiempo de
mezclado a los 15min la sobreviviencia fue la mayor. Es decir para este tiempo,
hubo tres cajas de siembra, donde los microorganismos si nacieron, a diferencia a
la de 10min, donde solo nacieron en dos cajas, en la de 20min lo mismo y en la de
5min solo una.
De esta forma, se pudo llegar al final e la experimentación concluyendo que el
tiempo óptimo de mezclado para el concentrado con probióticos es de 15 minutos.
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8. CONCLUSIONES
• Con la microencapsulación por extrusión se lograron obtener los diámetros
de cápsulas más pequeñas, observando que la viscosidad es una variable
importante para lograr tamaños menores y formas esféricas, mientras que
la altura no tiene incidencia alguna en estos resultados.
• Se observó que una tendencia marcada de la encapsulación, fue que a
medida que se aumenta la viscosidad del alginato, el diámetro de las
cápsulas es menor.
• Se pudo comprobar que los probióticos que lograron sobrevivir los 23
primeros días de encapsulación, fueron aquellos que se encapsularon con
viscosidades mayores.
• Las mezclas de concentrado presentaron una buena homogeneidad, de
textura suave y fina, con un olor agradable, características importantes para
la palatabilidad y gusto de este producto por parte de los bovinos.
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• Los probióticos encapsulados lograron sobrevivir y mantenerse una vez
incorporados en el concentrado, cumpliendo de esta forma 23 días de
microencapsulación, más 10 días de su mezclado, para un total de 33 días
de exitosa sobreviviencia.
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9. RECOMENDACIONES
• Para la microencapsulacion utilizar un montaje que facilite la salida del alginato
de sodio mas rápido, y de esta manera se eviten inconvenientes como demora
y taponamientos del orificio.
• Se recomienda intentar hacer la microencapsulacion utilizando el alginato a
temperaturas elevadas, para permitir de esta forma su paso por la bureta.
• Reemplazar el procedimiento de agitación manual del beaker de cloruro de
calcio, por uno mecánico.
• Esterilizar la bureta utilizada para encapsulación, por otro método que no sea
autoclavándola, para evitar que el vidrio se corroe y que ésta se trabe,
ocasionando la probabilidad por ende de que se rompa.
• Para la siembra de los probióticos encapsulados, encontrar un método
adecuado que facilite el rompimiento de las cápsulas dentro del beaker, para
de esta forma exponer los microorganismos al medio del kit.
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• Para el mezclado del concentrado con los probióticos tener cuidado a la hora
de pesar los elementos menores y mayores, ya que cantidades superiores
pueden ocasionar intoxicación o acidosis en el animal. Así mismo tener
cuidado con el orden de adición de los ingredientes para evitar la segregación
de aquellos muy livianos.
• Triturar antes de adicionar el palmiste a la mezcladora, ya que se observaron
ciertas hojuelas de este componente que no quedaron bien mezcladas. Así
mismo para el azufre, deshacerlo con cuidado durante el tamizado ya que
debido a su humedad tiende a formar pelotas y grumos.
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BIBLIOGRAFÍA
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• Stanton, C, New Probiotic Cheddar Cheese, Dept of Microbiology, University
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ANEXOS
ANEXO 1: DETERMINACIÓN DE VISCOSIDADES PARA DISTINTAS CANTIDADES DE ALGINATO DE SODIO Para 1gr de Alginato de Sodio
Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises) 0.5 0 1 0
2.5 0 5 0 10 0 20 0 50 0
100 30 100 30 50 0 20 0 10 0 5 0
2.5 0 1 0
0.5 0
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Para 1,5gr de Alginato de Sodio
Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises) 0.5 0 1 0
2.5 0 5 0 10 0 20 0 50 0
100 40 100 40 50 0 20 0 10 0 5 0
2.5 0 1 0
0.5 0 Para 2gr de Alginato de Sodio
Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises) 0.5 0 1 0
2.5 0 5 0
1 0
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Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises)
0.5 0 1 0
2.5 0 5 0 10 0 20 200 50 220
100 230 100 230 50 220 20 200 10 0 5 0
2.5 0 1 0
0.5 0 Para 3,5gr de Alginato de Sodio
Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises) 0.5 0 1 3000
2.5 1200 5 600 10 600 20 550 50 480
100 470 100 470 50 480 20 550 10 600 5 600
2.5 1200 1 3000
0.5 0 Para 4gr de Alginato de Sodio
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Revoluciones por Minuto (rpm) Viscosidades (Centipoises)
0.5 8000 1 5000
2.5 2400 5 2200 10 2100 20 2100 50 2020
100 1920 100 1920 50 2020 20 2100 10 2100 5 2000
2.5 2400 1 3000
0.5 0
