INTRODUCCION - WordPress.com · Web viewBotánica: Principios y problemas. 6ta. Edición. México, Compañía Editorial Continental, S.A., 584 pp. Lugar de Editorial Indica páginas

BIOLOGÍAGuía Teórica-Práctica

Middle 3

2009

Docente: Dra. Marina Vega

Middle 3 Biología St. Matheew´s College

ÍNDICE Normas generales de comportamiento en el laboratorio

3 Materiales de uso corriente en el laboratorio 4

Búsqueda y documentación bibliográfica 9 Actividades 14 Sugerencias para la realización de tablas y gráficos 16 Actividades 18 Historia de la microscopía 24

Actividades 30 Actividades 35

Actividades 37 Lupa binocular o estéreo microscopio Actividades 40 Cálculo de aumentos 42 Actividades 44

TP 1 47

TP 2 50

TP 3 56

EN GENERAL…

1. Lleve a cabo cada experimento con cuidado y respeto.2. Nunca lleve a cabo un experimento a menos que haya sido indicado por el

docente.3. Siga las instrucciones y precauciones que le indica la guía de trabajos prácticos.4. Mantenga las condiciones sanitarias del laboratorio, lavando el material y

limpiando las superficies de trabajo. No coma ni beba dentro del laboratorio. Los alimentos pueden contaminarse.

5. Utilice delantales o guardapolvos durante los trabajos prácticos.6. Maneje con precaución las sustancias inflamables o tóxicas. No deguste ni

huela ninguna sustancia en el laboratorio. Mantenga el material combustible alejado del fuego.

7. Asegúrese que las tomas de gas, agua y electricidad estén desconectadas al finalizar el trabajo práctico.

8. Use luz artificial o indirecta para las observaciones microscópicas.9. Utilice bisturís o elementos cortantes con un solo borde filoso.10. Informe todos los accidentes en el laboratorio, aún los más insignificantes, al .......docente a cargo del laboratorio.


MATERIALES DE USO CORRIENTE EN EL LABORATORIO

Estos son los materiales que Ud. normalmente utilizará durante el desarrollo de muchas de las actividades en los trabajos prácticos Mediante los esquemas, podrá familiarizarse con ellos antes de utilizarlos.


Material de laboratorio para medida de volúmenesEste tipo de material volumétrico está calibrado y no debe ser calentado ya que puede afectar su calibración


b) Otro material de vidrio.

c) Otro material de laboratorio.Además del vidrio, en el laboratorio se emplean utensilios fabricados con materiales tales como porcelana, madera, hierro y plástico.


BÚSQUEDA, OBTENCIÓN Y DOCUMENTACIÓNBIBLIOGRÁFICA

OBJETIVOS:

Reconocer la importancia de la bibliografía en la construcción del marco teórico.

Reconocer las diferentes técnicas de búsqueda y acceso a las fuentes bibliográficas.

Reconocer los constituyentes de una cita bibliográfica. Reconocer la importancia del ordenamiento sistemático de la información. Adquirir destreza en la confección de fichas de documentación y en los

registros de citas bibliográficas. Conocer el funcionamiento de la Biblioteca

ACCESO A FUENTES DE INFORMACIÓN

INTRODUCCIÓN

Con el objetivo de ampliar el conocimiento relacionado con un determinado problema a estudiar, es necesario recabar bibliografía relevante que provenga de fuentes adecuadas. Esta búsqueda permitir tener una idea del estado del conocimiento en el tema de referencia, y esto es lo que constituye el MARCO TEÓRICO. Sabino (1986) indica que "el cometido que cumple el marco teórico es, pues, el de situar a nuestro problema dentro de un conjunto de conocimientos - lo más sólidos posibles, de tal modo que permitan orientar nuestra búsqueda y nos ofrezcan una conceptualización adecuada de los términos que utilizamos. Por esta razón, el punto de partida para construir un marco de referencia lo constituye nuestro conocimiento previo de los fenómenos que abordamos, así como las enseñanzas que extraigamos de todo el trabajo de revisión bibliográfica."

El "estado" del conocimiento no se conocerá completamente con sólo buscar bibliografía; sí puede dar una idea de lo que se sabe del tema. El conocimiento no es un "producto terminado".

Por tal razón, es necesario tomar conocimiento acerca de las diferentes técnicas de búsqueda, selección o revisión bibliográfica.

Este proceso consiste en acceder a los trabajos de investigación que tengan relación en su contenido con el problema que se desea investigar. Sin duda, la información constituye un valioso recurso social e intelectual y por este motivo es necesario seguir pautas concretas de organización y administración del caudal informativo que todo estudiante de Ciencias debe manejar.

Entre la información y su usuario existen las operaciones del servicio de información, como la difusión, que es iniciada por el sistema de información (por ejemplo, biblioteca), y las búsquedas, que pueden ser iniciadas por el usuario. Estas operaciones aparecen resumidas en la figura 1.

Figura 1: Relaciones existentes entre el usuario y la información disponible en la Biblioteca.

USUARIO

BÚSQUEDA

BIBLIOTECAO SERVICIO DE INFORMACIÓN

CATÁLOGOS

HEMEROTECA

REPERTORIOSBibliografías ÍndicesResúmenes

PUBLICACIONESRevistasPatentesNormasInformesMonografíasTesis

SALA DE LECTURA DIFUSIÓN

COMPENDIOSTratadosTablas de datosEnciclopediasEjemplares únicos

CIRCULACIÓNEstanteríasAbiertas deAcceso libre

INFORMACION


FORMAS DE ACCESO A LAS FUENTES BIBLIOGRÁFICAS

Las formas de acceder a la fuente bibliográfica son múltiples y estas son utilizadas de acuerdo al criterio del sujeto investigador.

1) Para introducirse en un tema, es decir para tener una primera visión general, es recomendable recurrir primeramente a los LIBROS de texto que sirven como fuente, siempre hay que tratar de consultar la última edición que posee la biblioteca, pero para ciertos temas puntuales o de reciente investigación es necesario recurrir a publicaciones científicas de contenido innovador. Enumeraremos aquí algunos ejemplos de libros de biología que se encuentran disponibles en la Biblioteca

- Starr, C. & R. Taggart. 2008. Biología. La unidad y la diversidad de la vida. 11ª Edición. México, Ed. Thomson, 916 pp.

- Mackean, D. G. I.G.C.S.E. Biology. 2005. London, Ed. H. Murray. 174 pp-

- Curtis, H. & S. Barnes. 2004. Biología. 6ª Edición. México, Editorial Médica Panamericana S.A., 1491 pp.

(Observe que la bibliografía se cita de una manera determinada, con un ordenamiento sistemático de la información, cuyas reglas deberá leer nuevamente e incorporar a su utilización diaria)

2) Para profundizar en una temática particular, se puede acceder a PUBLICACIONES DE CARÁCTER PERIÓDICO que contienen información actualizada y relacionada con un área temática puntual de las Ciencias. La frecuencia de estas publicaciones varía desde la semanal hasta la anual. A modo de ejemplo citaremos:

Limnology and Oceanography Continental Shelf ResearchMarine Ecology AcarologiaJournal of Natural History MastozoologyApidologie Ecología AustralCanadian Journal of Zoology OecologiaPlant Cell Gene

En la actualidad existen infinidad de "Journal" o revistas de publicación periódica que tratan una temática particular de las Ciencias Biológicas.

4) Por último, la forma más rápida y directa de acceder a las fuentes

bibliográficas es a través de los mecanismos automatizados.

Se pueden consultar el contenido de bases de datos mediante programas regionales y redes mundiales de obtención de información bibliográfica. Un ejemplo es la red internacional de información INTERNET que está disponible en el salón de Informática, en el laboratorio y en la biblioteca.

CITA BIBLIOGRÁFICA

1) ¿QUÉ ES UNA CITA BIBLIOGRÁFICA?

Una cita bibliográfica es un conjunto de información que permite acceder al material bibliográfico. Una cita bibliográfica esencialmente está constituida por:

Nombre del/los autor/esAño de publicación del trabajoTítulo completo del trabajoNombre de la publicación, volumen, tomo y páginas

2) ¿CÓMO ENCONTRAR, ACCEDER O SOLICITAR UNA CITA BIBLIOGRÁFICA?

Una vez obtenida la referencia o cita bibliográfica de interés, ésta puede estar disponible en alguna biblioteca cercana, a la cual tengamos acceso, se puede pedir a otra Biblioteca mediante correo electrónico, o adquirir en las empresas que se dedican a proveer información mediante el pago de la misma, también es factible solicitar sin cargo una copia del artículo científico de nuestro interés, a la dirección postal del autor.

3) ¿CÓMO ORDENAR NUESTRA BIBLIOGRAFÍA?

Una vez obtenida nuestra cita bibliográfica, una de las mejores alternativas, o tal vez la única, consiste en la confección de un FICHERO O BASE DE DATOS, que contenga la cita bibliográfica con todos los datos necesarios para la posterior confección de una bibliografía.

Ejemplo de confección de una ficha de documentación:

Young, J.Z. 1977

La vida de los vertebrados.

Segunda edición. Barcelona, Editorial Omega, 660 pp.

Las fichas de documentación pueden llevar en el reverso un pequeño resumen del

contenido de la obra.Hoy en día, las bases de datos son las herramientas más utilizadas para el control

sistematizado del material bibliográfico. En estos "ficheros" automatizados, se vuelca toda la información correspondiente a cada registro o cita bibliográfica. La ventaja del empleo de estos sistemas consiste en el rápido acceso al material buscado, mediante distintas vías (autor, palabras claves, nombre y año de la publicación, y sus combinaciones).

Middle 3 Biología St. Matheew´s CollegeExisten numerosos programas de computación que permiten ordenar de manera

sistemática nuestra bibliografía. A modo de ejemplo, podemos mencionar a ISIS, MICROISIS, WINISIS, etc.

¿QUÉ SE DEBE REGISTRAR EN UNA FICHA DE DOCUMENTACIÓN, O EN UNA REFERENCIA O CITA BIBLIOGRÁFICA?

a) Si se registra un LIBRO:

Apellido, nombre. Año. Título: subtítulo (si existe). Traductor*, ilustrador*, etc. Número de edición. Lugar de publicación, editor. Número de páginas.

Nota:*opcional en una ficha que no es bibliotecológica.Ejemplo de una cita o referencia bibliográfica:

Autores Año Título y subtítulo Nº edición

Sinnot, E.W. & K.S. Wilson. 1975. Botánica: Principios y problemas. 6ta. Edición.

México, Compañía Editorial Continental, S.A., 584 pp.

Lugar de Editorial Indica páginas (en libro)Edición

b) Si se registra un ARTÍCULO DE PUBLICACIÓN PERIÓDICA

Apellido, nombre. Año. Título del artículo. Nombre de la publicación, Volumen, (Nº de la publicación): página inicial - página final.

Ejemplo:

Sullivan, C.W., K.R. Arrigo, C.R. Mcclain, J.C. Comiso & J. Firestone. 1993. Distribution of phytoplankton blooms in the Southern Ocean. Science, 262 (5141): 1832-1837.

Observe que el volumen de la publicación va subrayado, el número de la publicación va entre paréntesis, y que, luego de dos puntos, sólo un guión separa la página inicial de la final del artículo.

c) Si se registra un CAPÍTULO DE UN LIBRO (El capítulo puede ser del mismo autor del libro, o cada capítulo de un libro puede estar escrito por distintos autores. Presentamos los dos tipos de ejemplos).

capítulo de un libro que pertenece a un mismo autor:

Apellido, nombre. Año. Título del capítulo. En: Nombre del libro. Lugar de edición, editorial, número de páginas.

Ejemplo:

Novikoff, M.M. 1963. Los protozoos. En: Fundamentos de la morfología comparada de los invertebrados. Buenos Aires, Eudeba, pp. 43-87.

Observe que la cita es similar a la del registro de un libro, sólo que pp. Va antes de las páginas indicando entre qué páginas se halla el capítulo.

* capítulo de un libro de un autor distinto al del editor:

Apellido, nombre del autor del capítulo. Año. Título del capítulo. En: Nombre del editor (ed.) Nombre del libro. Lugar de edición, editorial, número de páginas del capítulo.

Ejemplo:

Zamponi, M.O. & F.C. Ramírez. 1981. Hydromedusae. En: D. Boltovskoy (ed.). Atlas del Zooplancton del Atlántico Sudoccidental. Mar del Plata, Publicación especial del INIDEP, pp.443-469.

Observe que (ed.) indica el editor. Aquí también, pp. indica entre qué páginas se halla el capítulo.

ACTIVIDADES:

1. Visite la Biblioteca del colegio

2. Confección de fichas de documentación del material entregado. Registro de citas bibliográficas de distintos tipos.

3. Búsqueda de citas bibliográficas de forma automatizada


BIBLIOGRAFÍA

Arkin, H. & R.R. Colton. 1975. Métodos estadísticos. Serie Compendios Científicos. CECSA, 341 pp.

Sabino C.A. 1986. El Proceso de investigación. Buenos Aires, ed. Humanitas. 193 pp.

Guía de Trabajos Prácticos de la Universidad Nacional de Mar del Plata. Facultad de cs. Ex. y Naturales.

Tomado de la Guía d trabajos Prácticos de la Universidad Nac. De Mar del Plata. Introducción a la Biología

SUGERENCIAS PARA LA CONFECCIÓN DE UNA TABLA

La tabla debe ser lo más simple posible; serán preferibles 2 o 3 tablas pequeñas a una única tabla grande que contenga muchos detalles o variables.

La tabla debe explicarse por sí misma. Para tal fin:

Si se usan claves, abreviaturas o símbolos, deben explicarse detalladamente en el epígrafe de la tabla.

Cada fila y cada columna deben ser tituladas concisa y claramente (Ej. observador nº, animal nº).

Deben ser incluidas las unidades específicas de medida que corresponden a los datos (ej. mm).

El título de la tabla debe ser claro, conciso y exacto. Un buen título responderá a las preguntas: ¿Qué? ¿Cuándo? y ¿Dónde?

Comúnmente, el título está separado del cuerpo de la tabla por espacios. Si la tabla es pequeña pueden no ser necesarias las líneas verticales que separan las columnas.

Si los datos no son originales, debe mencionarse la fuente de los mismos en una nota al pie de página.

A continuación presentamos dos ejemplos de tablas con cada una de sus partes componentes:


TÍTULO Tabla 1. Peso y longitud promedio de niños al nacer en Mar del Plata, 1984-1990*

TÍTULO DE Año Peso promedio Longitud promedio COLUMNAS

CABECERA (en Kg.) (en cm) UNIDADES 1984 3.264 49.3 1985 3.348 53.8 1986 2.930 48.2

MATRIZ 1987 2.857 47.5 1988 3.546 52.9 1989 2.897 50.1 1990 3.025 51.6

Fuente: Hospital Interzonal Especializado Materno Infantil.

Tabla 2: Longitud y crecimiento del tercer internodo en plantas de porotos sometidas a tres tratamientos hormonales (dato ± desvío Standard)

Variable Independiente en la columna izquierda

Título y subtítulo identificando cada grupo de datos y mostrando unidades de medición

Tratamiento Tamaño de la muestra

Tasa de crecimiento promedio del internodo (mm.día-1)

Longitud promedio del internodo (mm)

Masa pormedio de tejido agregada (g.d-1)

Control 50 0.60 ± 0.02 32.3 ± 2.3 0.36 ± 0.02

Hormona 1 46 1.52 ± 0.03 41.6 ± 3.4 0.51 ± 0.03Hormona 2 98 0.82 ± 0.01 38.4 ± 0.9 0.56 ± 0.03Hormona 3 85 2.06 ± 0.02 50.2 ± 1.4 0.65 ± 0.02

La variable de control cuando esté presente debe ser colocada al inicio de la tabla

ACTIVIDAD

Diseñar una tabla para recolectar los datos del siguiente caso de estudio:

1) Un estudiante deseaba investigar el efecto de diferentes niveles del pH en el suelo en el crecimiento de una especie de planta. Los rangos de pH fueron de: 3, 5, 7 y 9. El experimento se realizó durante 10 días tomando mediciones de la longitud de las plantas cada dos días- Por cada pH realizó tres réplicas (repeticiones del experimento).

REPRESENTACIONES GRÁFICAS

Una representación gráfica, o simplemente gráfico es un diagrama que ayuda a visualizar el significado global de un conjunto de datos. Es decir, es un instrumento que permite presentar datos en forma visual. Existen muchas variedades de gráficos. La utilización de un tipo particular depende de los datos y del propósito por el que se confecciona el gráfico. Para graficar, generalmente se utilizan dos ejes perpendiculares entre sí. El horizontal se denomina eje de las abscisas y en él se ubica la variable independiente. El vertical se llama eje de ordenadas y en él se colocan los valores de la variable dependiente.

RECOMENDACIONES PARA LA CONSTRUCCIÓN DE LOS GRÁFICOS

Asigne correctamente los ejes.

Anote los nombres de las variables o la frecuencia en cada eje. Recuerde que el gráfico debe comunicar los resultados por sí solo; por lo tanto, si faltan las denominaciones de los ejes no podrá interpretarse.

Middle 3 Biología St. Matheew´s College Además del nombre de la variable, no olvidar mencionar las unidades

correspondientes; por ejemplo temperatura en ºC, longitud en metros, etc.

Elija las escalas apropiadas para cada eje. Con el objeto de que el gráfico quede proporcionado, es conveniente que ambos ejes tengan aproximadamente la misma longitud. Además, elija una escala fácil de subdividir en valores intermedios.

Recuerde que en los ejes se deben anotar los valores generales de la escala y no los datos particulares de su problema.

Las escalas se inician en la intersección de los ejes y aumentan alejándose de ella (en algunos casos se pueden “cortar los ejes” señalándolo mediante dos barras paralelas).

TIPOS DE GRÁFICOS Y SUS CARACTERÍSTICAS

1) GRÁFICOS DE LÍNEA O CURVA

En ellos se presentan variaciones en los datos que se indican por medio de líneas o curvas. La variable graficada puede:

0

100

200

300

400

500

600

700

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18

Tiempo (hs)

Den

sida

d de

esp

oros

(N/m

l)

a) tomar todos los valores posibles dentro de cualquier intervalo (es decir, ser una variable cuantitativa continua) o,

b) tomar solo valores enteros (es decir, ser una variable cuantitativa discreta). En este caso, no tiene sentido unir con una línea dos puntos sucesivos. Sin embargo, se acostumbra representar estos gráficos mediante una línea, ya que ésta demuestra la tendencia de la relación entre las variables.

Estos gráficos pueden estar construidos en escalas aritméticas, semilogarítmica (presentan una escala aritmética en el eje horizontal) o logarítmica (presentan escalas logarítmicas en ambos ejes).

2) DIAGRAMAS COMPARATIVOS

Este tipo de representación pone énfasis en la comparación de los valores que adopta la variable.

a) Gráficos circulares:

Se construyen sobre la base de un círculo que es dividido en sectores proporcionales a los distintos porcentajes con que contribuyen las partes componentes al todo.

b) Pictogramas:

Se aplican en casos en que se quieren mostrar cómo cambian los valores de una variable cuando se consideran diferentes lugares, tiempos o circunstancias. Para

Middle 3 Biología St. Matheew´s Collegeconstruir este diagrama se utiliza un símbolo, que generalmente es una silueta muy simple, siempre del mismo tamaño, al cual se le asigna un valor arbitrario. La magnitud de la variable en cada caso se expresa repitiendo el símbolo elegido.

La ventaja del pictograma es que resulta una atrayente comunicación de datos, de fácil interpretación.Tomado de la Guía d trabajos Prácticos de la Universidad Nac. De Mar del Plata introducción a la Biología

3) DIAGRAMAS DE FRECUENCIA

Permiten mostrar de qué manera se distribuyen los distintos valores de una variable en una población de datos. Contrastan cantidades mediante la comparación de barras de longitud variable pero de ancho uniforme.

a) Diagrama o gráfico de barras

Permite observar la distribución de los distintos valores de una variable cuantitativa discreta (ya que los valores intermedios no tienen sentido real) o de una variable cualitativa.

Subdividido

Porcentual subdividido

simple

simple

Absoluto

Diagrama o gráfico de barras


a) Histograma

Permite observar la distribución de los distintos valores de una variable cuantitativa continua agrupados en clases o intervalos de clase. Los intervalos de clase abarcan varios valores y, generalmente, deben tener la misma amplitud.

Cada barra tiene como base la amplitud del intervalo y su altura equivale a la frecuencia determinada para ese intervalo.

B

0

1

2

3

4

5

6

7

1920 1925 1930

Mill

ones

Manufacturados Alimenticios Mat.Primas

A

0

1

2

3

4

5

6

7

1920 1925 1930

Mill

ones

C

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1920 1925 1930

Porc

enta

je

D

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1920 1925 1930

Porc

enta

je

Manufacturados Alimenticios Mat.PrimasFigura 8: Exportaciones de los estados Unidos, 1920, 1925 y 1930. Expuestas en varias formas de gráficos de barras. El gráfico C corresponde a las exportaciones de productos manufacturados como porcentaje del total.

0

100

200

300

400

500

600

700

2-5

6-10

11-1

4

15-1

9

20-2

3

24-2

7

28-3

1

32-3

5

36-3

9

40-4

3

44-4

7

48-5

1

52-5

5

56-5

9

60-6

3

Longitud del cuerpo en mm

Frec

uenc

ia

BIBLIOGRAFÍA

Mendenhall, W. R. Beaver & B. Beaver. Introducción a la probabilidad y estadística. 12 a Edición- México- Ed. Thomson. 743 pp.

Sabino C.A. 1986. El Proceso de investigación. Buenos Aires, ed. Humanitas. 193 pp.

Guía de Trabajos Prácticos Universidad nacional de Mar del Plata. Fac. de Cs. Ex. y Naturales.


HISTORIA DE LA MICROSCOPIA

Ya en la antigüedad se sabía que los espejos curvos y las esferas de cristal llenas

de agua aumentaban el tamaño de las imágenes. En las primeras décadas del siglo XVII

se iniciaron experiencias con lentes (así llamadas por tener forma de lentejas) a fin de

lograr el mayor aumento posible. Para ello se basaron en otro instrumento con lentes

que obtuvo gran éxito, el telescopio, usado por primera vez con fines astronómicos por

Galileo, en 1609. Antes de esta fecha, los seres vivientes más pequeños conocidos eran

insectos diminutos. Naturalmente, se daba por sentado que no existía organismo alguno

más pequeño.

Los instrumentos para aumentar la visión de los objetos, o microscopios (la

palabra griega significa “para ver lo pequeño”) comenzaron a usarse progresivamente.

Por primera vez la biología se ampliaba y extendía gracias a un mecanismo que llevaba

el sentido de la vista humana más allá de sus límites naturales. Así, los naturalistas

podían describir en detalle los pequeños organismos, cosa de otro modo imposible, y los

anatomistas podían descubrir estructuras hasta entonces invisibles. Existían dos tipos de

microscopios: el sencillo y el compuesto; el sencillo no era más que una lente montada,

el compuesto estaba formado por una combinación de lentes y fue inventado por

Zacharias Jansen en Holanda. Los detalles sobre el primer microscopio no son claros,

pero la Fig. 1 muestra el microscopio hallado en Middleburg, Holanda correspondiente

a Jansen que contenía dos lentes.

Fig. 1. Primer microscopio atribuido a Jansen Luego de la invención de Jansen, en pocos años hubo un gran número de diseñadores de

microscopios en Europa. El primer avance técnico del microscopio luego de Jansen fue

el paso de un sistema de 2 lentes a uno de 3, este sistema es la configuración estándar

que se mantiene en los microscopios de hoy. Lo siguiente intenta resumir los

acontecimientos más sobresalientes en la historia de la microscopía:

El naturalista holandés Jan Swammerdam observó insectos con el microscopio haciendo hincapié en su conformación, descubrió también que la sangre no es un líquido uniforme rojo sino que existen corpúsculos que le dan ese color.

El botánico inglés Nehemiah Grew estudió los órganos de reproducción de las plantas y descubrió los granos de polen.

El anatomista holandés Reigner de Graaf realizó estudios similares en animales describiendo ciertos elementos del ovario que desde entonces se conocen con el nombre de folículos de Graaf.

Marcello Malpighi fue uno de los microscopistas más grandes de la historia de acuerdo a su espectacular descubrimiento. Sus primeros estudios los realizó con pulmones de rana, pudiendo observar en ellos una compleja red de vasos sanguíneos, demasiado pequeños para ser vistos por separado y muy anastomosados. Cuando siguió el recorrido de los vasos hasta que se unían con otros mayores, comprobó que estos últimos eran venas en una dirección y arterias en dirección opuesta. Por consiguiente, las arterias y las venas se hallaban unidos mediante una red de vasos llamados capilares.

Fig. 2. Modelos de microscopios Italianos del siglo XVII como los que utilizó Marcello Malpighi.

Los microscopios que se observan en la Fig. 2 son del tipo que se diseñaba en Italia en

los tiempos de los trabajos de Malpighi.

Otro descubrimiento importante en la época fue el del científico inglés Robert Hooke. El microscopio lo fascinaba y realizó uno de los mejores trabajos en esta rama, nueva para ese entonces. En 1665 publicó un libro llamado Micrografía en el cual pueden encontrarse algunos de los mejores dibujos que se hallan hecho de observaciones microscópicas.

Middle 3 Biología St. Matheew´s CollegeFig. 3. Tapa del libro Micrografía de Robert Hooke publicado en 1665

La observación simple más importante fue la de un delgado trozo de corcho sobre el

cual no se sabía porque flotaba en agua y era tan liviano y firme. Hooke observó que

estaba constituido por una fina trama de pequeñas celdillas rectangulares en las cuales

se encontraba aire, que él llamó “células”, un término habitual para designar pequeñas

habitaciones en los monasterios. El microscopio utilizado por Hooke se ilustra en la

siguiente figura y no había sido construido por él.

Fig. 4. Microscopio utilizado por Hooke

Los primeros en usar el microscopio, incluso Malpighi, usaron sistemas de lentes

que producían aumentos mucho mayores que los obtenidos con una sola lente. Sin

embargo, empleaban lentes imperfectos, de superficies irregulares y con fallas internas.

Si se intentaba lograr un aumento apreciable, la visión de los detalles se hacía confusa.

lámpara esfera con

soporte del especimen

objetivotornillo de enfoque

cilindro

ocular

Un comerciante holandés, Anton van Leeuwenhoek usaba lentes simples, que por su reducido tamaño podían obtenerse de pequeños trozos de cristal perfecto. Puliendo cuidadosamente dichos fragmentos, logró aumentar un objeto hasta 270 veces sin perjuicio de la nitidez. Tenía 419 lentes alguna de las cuales eran de cristal de roca y hasta de diamante, en algunos casos no eran mayores que el tamaño de un alfiler, por lo que sus microscopios tenían un tamaño diminuto comparados con otros de la misma época.

Fig. 5 Microscopio diseñado

por Leeuwenhoek

Fig. 6 Como se utiliza un microscopio de Leeuwenhoek

Con esas lentes observaba todo lo que podía y logró describir los glóbulos rojos

de la sangre y los capilares con mayor detalle que los verdaderos descubridores:

Swammerdam y Malpighi. Pero lo más sensacional de todo ello fue su descubrimiento

de pequeños organismos invisibles a simple vista, al estudiar aguas estancadas con su

microscopio, con todos los atributos de la vida. Las descripciones de van Leeuwenhoek

eran, desde luego, imprecisas, pero no cabe duda que fue el primero en ver lo que más

tarde se llamarían bacterias y “animalículos”, como los denominó entonces, conocidos

hoy como protozoarios que en griego significa pequeños animales.

El microscopista danés Otto Muller consiguió en 1773 distinguir lo suficientemente bien a aquellos pequeños seres para clasificarlos en dos tipos: bacilos (que significa “pequeños vástagos”) y espirilos (por su forma espiral).


El microscopio fue perfeccionándose con gran lentitud, uno de los defectos de los

microscopios primitivos era que sus lentes descomponían la luz blanca en los colores

que la constituyen. Los objetos pequeños se veían rodeados de anillos de color

(aberración cromática) que impedían observar con claridad los detalles. Pero alrededor

de 1820 se perfeccionaron cuando Joseph Jackson Lister, un óptico inglés, diseñó un

microscopio acromático capaz de eliminar los anillos de color que limitaban la claridad

de la imagen. Lister descubrió que los glóbulos rojos eran en realidad, discos

bicóncavos. El microscopio acromático constituyó un gran avance, iniciando una serie

de perfeccionamientos que dieron como resultado el moderno microscopio óptico.

Fig. 7 Microscopio acromático diseñado y utilizado por Lister

Desde 1660 hasta la actualidad el microscopio óptico ha sido el pilar

fundamental en el conocimiento de lo invisible. Aunque su poder de resolución aumentó

a través del tiempo (con la mejora en la calidad de las lentes) al igual que el poder de

magnificación, su factor limitante fue la longitud de onda de la luz. En 1930 el mundo

submicroscópico se amplió con la aparición del microscopio electrónico cuya ventaja

principal con respecto al microscopio óptico es un aumento de 1000 veces en la

magnificación del material observado acompañado de una mayor capacidad de

resolución generando una mejor definición y una ampliación del mundo microscópico.

ADN, virus y pequeñas organelas fueron observadas por primera vez con este

microscopio.

La mayoría de los pioneros en la microscopía electrónica en biología siguen vivos y los

más importantes son: Albert Claude, Don Fawcett, Earnest Fullam, Charles Leblond,

John Luft, George Palade, Daniel Pease y Keith Porter. Claude y Palade recibieron el

Premio Nobel de Medicina en 1974 por sus logros en biología celular utilizando el

microscopio electrónico.

Existen dos tipos básicos de microscopios electrónicos los cuales fueron inventados al

mismo tiempo pero tienen diferentes usos. El microscopio electrónico de transmisión

(MET) o (TEM) Transmission electron microscope proyecta electrones a través de una

fina capa de tejido o material a observar produciendo una imagen en dos dimensiones

sobre una pantalla fosforescente. El brillo en un área particular de la imagen es

proporcional al número de electrones que son transmitidos a través del material. El

microscopio electrónico de barrido (MEB) o scanning electron microscope (SEM)

produce una imagen que da la impresión de ser en tres dimensiones. Este microscopio

utiliza dos o tres puntos de la muestra donde llegan los electrones que escanean la

superficie del espécimen a observar y salen del espécimen como electrones secundarios

siendo detectados por un sensor. La imagen se produce como el espécimen entero, a

diferencia del MET donde la imagen corresponde sólo a los electrones transmitidos.Fig. 8 Diferencias básicas entre el MET y el MEB

La siguiente figura muestra los distintos tipos de células y componentes que pueden ser

vistas sólo con el microscopio electrónico y no con el microscopio óptico (como las

moléculas pequeñas y los virus), como así también otras estructuras que pueden ser

vistas con los dos tipos de microscopios (célula animal, célula vegetal y bacterias).


ACTIVIDADES1- Complete el siguiente cuadro comparativo

Características Microscopio óptico (MO)

MET MEB

Fuente de radiación

luz electrones

Longitud e Onda 0.005 nmTipo de lente electromagnéticaespécimen Vivo o no vivo

montado entre cubre y portaobjetos

No vivo montando sobre una pequeña grilla de cobre al vacío

Resolución máxima

200 nm 10 nm

Aumento máximo

1500 X 250000 X 1000000 X

tinción Impregnada con metales pesados

Embebido en carbono u oro

Tipo de imagen coloreada

2- Explique porqué los microscopios electrónicos son capaces de resolver una imagen con mayor detalle que un microscopio óptico-

3- Describa dos aplicaciones típicas para el MET, MEB y el MO

4- Investiga los usos de un microscopio de contraste de fases y uno de luz polarizada.

5- ¿Qué instrumento de observación utilizaría para ver:a- células del músculo cardíacob- tejidos vascularesc- mitocondrias.d- cabeza de un mosquito.e- ribosomas.f- cromosomasg. moléculas

BIBLIOGRAFIA

Asimov, I. 1997. Historia de la Ciencia II. Ed. Salvat. 731 Pág.

Lozano, V. y Morales, A. 1996. Introducción a la microscopía electrónica. CoNICET. 246 pp.

Radl, E.M. 1988. Historia de las teorías biológicas. Tomo II. Hasta el Siglo XIX. Alianza Universidad. 334 pág.

En Internet: http://www.utmem.edu/personal/thjones/hist/c3.h

CUIDADO, USO Y MANTENIMIENTO DEL INSTRUMENTAL ÓPTICO

OBJETIVOS

Analizar las características del instrumental óptico.

Reconocer sus partes y sus funciones.

Aprender las normas básicas para su cuidado y manejo.


MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO

PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO

Sistema óptico

OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.

OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.

CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.

DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.

FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.

Sistema mecánico

SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.

PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.

Partes de un microscopio óptico

CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular.

REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.

TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.

MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.

2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.

3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.

4. Para realizar el enfoque: a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando

el tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.

b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítido la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

6. Empleo del objetivo de inmersión: a. Bajar totalmente la platina.

Middle 3 Biología St. Matheew´s Collegeb. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz

que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.

c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de x40.

d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.

e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.

f. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.

g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.

h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.

i. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.

j. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.

MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en

posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del

borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.

2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con

su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada,

se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.

3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy

suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.

4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el

microscopio.

5. Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que

queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos

recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con

suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una

mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se

aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.

6. No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico,

micrométrico, platina, revólver y condensador).

7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la

mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de

objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del

ocular.

8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella

algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido

en xilol.

9. Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión

práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.

10. Para transportar el microscopio se recomienda utilizar siempre las dos manos, sujetándolo por el brazo con una mano y sosteniéndolo del pie con la palma de la otra mano. Se debe desplazar en posición vertical para evitar la caída del ocular y/o del espejo o fuente de luz.

11. En la mayoría de los microscopios el brazo debe quedar hacia el observador. Debe apoyarse correctamente el aparato hacia el centro de la mesada

ACTIVIDADES


1. Identifique y rotule las partes componentes del microscopio en la figura 1 presentada a continuación a partir de la observación del microscopio del que dispone.

ALGUNOS CONCEPTOS IMPORTANTES EN MICROSCOPÍA

Aumento:

Es la proporción entre el tamaño de la imagen observada al microscopio y el tamaño real del objeto. El aumento total puede calcularse como el producto del aumento del ocular por el del objetivo.

Distancia frontal:

Es la distancia ente el objeto observado y la lente del objetivo cuando el preparado se encuentra enfocado correctamente. Es inversamente proporcional al aumento, es decir, que a medida que se utilizan objetivos de mayor aumento disminuye la distancia frontal y por lo tanto aumenta el riesgo de romper el preparado.

Profundidad de campo o de foco o poder de penetración:

Es el espesor del preparado que se observa con nitidez, es decir, profundidad de planos que están en foco en un momento dado. Con aumentos medianos o grandes, al mover el tornillo micrométrico, podemos observar sólo pequeños espesores con nitidez, mientras que por encima y por debajo de esta zona la imagen se desvanece.La profundidad de foco guarda relación inversa con el aumento: es tanto menor cuanto mayor es el aumento de la lente. Con inmersión en aceite, la profundidad de campo es muy escasa (menor que 1 m).

Campo observado:

Es la porción del preparado incluida en la imagen. Se representa por el diámetro de la parte de la preparación que se está observando (área del campo). El tamaño del campo observado es inversamente proporcional al aumento total del microscopio, y por esta razón las lentes de pequeño aumento son útiles para rastrear la preparación. Si cambiamos de un objetivo a otro de mayor aumento, observaremos una imagen más aumentada pero que incluirá sólo una parte de lo que observábamos con el objetivo menor.

Poder de resolución:

Es la capacidad de las lentes de distinguir o resolver (mostrar separados) con nitidez dos puntos situados muy próximos entre sí. Se expresa como la distancia mínima que permite dar una imagen bien definida de dos puntos, en vez de verlos como uno solo.

Cuanto mayor es el poder de resolución (PR), menor es la distancia que separa dos puntos entre sí sin que estos se confundan. En consecuencia, cuanto mayor sea el poder resolutivo del objetivo, más finos serán los detalles de la preparación que puedan distinguirse.


Límite de resolución:

Es la distancia mínima que debe existir ente dos puntos del objeto para que puedan visualizarse separados. En los microscopios ópticos, el límite de resolución no es, en general, inferior a 0.2 m.

Apertura numérica:

Es una medida es una medida de la capacidad del microscopio de agrupar las refracciones de la luz producidas por los finos detalles del objeto, debido a que determina el tamaño del haz de luz que es captado por el objetivo luego de haber pasado a través del objeto. Es una característica propia de cada objetivo, es por esto que forma parte de las inscripciones grabadas en los objetivos.

ACTIVIDADES

1. Observando los distintos elementos del microscopio ubique los que corresponden a la parte óptica.

2. ¿De qué partes del microscopio depende la correcta iluminación de la preparación?

3. ¿A qué partes del microscopio debe dirigirse la luz de la lámpara? ¿Por qué?4. ¿Qué función tienen el espejo, el filtro, el diafragma y el condensador en la

iluminación?5. ¿Cuáles son las características que tiene la imagen final del microscopio

compuesto? Al desplazar el portaobjetos, ¿en qué sentido se mueve la imagen?6. ¿Qué combinaciones de aumentos (del ocular, del objetivo y total) pueden

hacerse con el microscopio del que se dispone?7. ¿Por qué es conveniente centrar en el campo de observación el objeto que nos

interesa ver de la preparación si queremos observarlo a gran aumento?8. Analice las 4 imágenes que aparecen a continuación. Ellas responden a un

mismo objeto visualizado mediante cuatro instrumentos diferentes. Indique las características de las distintas imágenes. ¿Cuál le parece el instrumento más eficiente? Fundamente su respuesta.

¿CÓMO SE PREPARA EL MATERIAL PARA SU OBSERVACIÓN BAJO EL MICROSCOPIO?

Existen diversas técnicas de preparación del material para su observación bajo el instrumental óptico. Fundamentalmente, se requiere que los portas y cubreobjetos se encuentren perfectamente limpios, preferentemente enjuagados con alcohol fino y secos. La preparación del material se debe realizar sobre una superficie limpia y plana.

En caso de realizar cortes, éstos deben ser sumamente delgados como para permitir el paso de la luz a través del material. Además del montaje húmedo existen dos técnicas especiales para realizar el montaje del material: SQUASH o aplastado y FROTIS o extendido.

SQUASH: consiste en la disgregación de la muestra mediante el aplastamiento del material entre el porta y cubreobjetos. Para realizarlo se siguen los siguientes pasos:

Se disgrega el material con la ayuda de pinzas y alfileres o agujas. Si se requiere, se lo somete a coloración durante el tiempo necesario.

Se cubre el material con un cubreobjetos.

Se apoya el portaobjetos sobre una superficie dura y completamente plana.

Se coloca sobre el cubreobjetos un papel secante o un papel de filtro doblado y se aplasta con el dedo pulgar sin deslizar ni rotar el cubreobjetos.

Se debe operar con precaución pero con firmeza para evitar la rotura del material.

FROTIS: consiste en esparcir el material generalmente líquido o semilíquido de modo que quede distribuido uniformemente en una delgada capa. Para ello se utiliza otro portaobjetos de borde muy parejo que se desliza sobre el primero desde un extremo al opuesto. Se procede del siguiente modo:

Se coloca una gota de material sobre un extremo del portaobjetos limpio y seco .

Se apoya sobre la gota un borde del otro portaobjetos formando un ángulo agudo.

Cuando la gota se extienda por capilaridad a todo el ancho del portaobjetos, se desliza hacia el otro extremo con un movimiento suave, rápido y uniforme.


Realice un frotis y un squash con el material brindado en el trabajo práctico.

¿Cuáles son las ventajas y qué limitaciones presenta el microscopio óptico en la observación de estructuras biológicas?

CON EL MICROSCOPIO ÓPTICO SE PUEDEN OBSERVAR:

La forma general de la mayoría de las células procariontes

La forma general de las células eucariontes

Algunas organelas eucariontes: núcleo, nucléolos, cromosomas,

mitocondrias, cloroplastos, flagelos, cilias, centríolos, vacuolas, pared

celular. Estas estructuras se identifican con claridad utilizando alguna

técnica accesoria con preparación de la muestra.

NO PUEDEN OBSERVARSE CON EL MICROSCOPIO ÓPTICO:

Las bacterias más pequeñas

La estructura interna de las células procariontes

La estructura de las organelas eucariontes

La membrana plasmática

Los conjuntos membranosos como los retículos endoplásmicos y el

aparato de Golgi, aunque su ubicación en la célula puede ser revelada

mediante ciertas técnicas

Los ribosomas

Actividades:Observe las siguientes figuras y discuta acerca de los objetivos utilizados en cada caso.Figura 2:


ESTEREOMICROSCOPIO O LUPA BINOCULAR

El estereomicroscopio consta realmente de dos microscopios completos, cada uno con su objetivo y ocular en los que, al no coincidir sus ejes ópticos, las imágenes formadas en los oculares son distintas (lo mismo que ocurre con la visión ocular), por lo que vemos una imagen de tres dimensiones.

No debe confundirse este aparato óptico con los microscopios binoculares, ya que en éstos la imagen formada en un único objetivo es desdoblada en dos imágenes idénticas por un prisma situado entre el objetivo y los dos oculares.

Puede apreciarse que la lupa posee un par de oculares, cada uno de los cuales se enfoca independientemente del otro, con el fin de proveer una imagen nítida para ambos ojos. Nótese que éste es un instrumento de baja magnificación.

NORMAS BÁSICAS PARA EL CUIDADO Y MANEJO DE LA LUPA BINOCULAR

La mayoría de las normas de cuidado, limpieza y transporte, recomendadas para el microscopio compuesto deben tenerse también en cuenta al utilizar la lupa binocular.

Además se tendrán presentes las siguientes normas:

Moviendo los tubos oculares se busca la distancia interpupilar adecuada para cada observador, de manera de obtener una imagen en tres dimensiones.

Enfoque primeramente con el ocular fijo y luego ajuste el foco de la imagen tridimensional con el ocular de foco ajustable.

Debe colocarse en la platina una placa de contraste, de un color tal que realce la observación.

El tornillo de sujeción debe estar suficientemente apretado para evitar la caída del brazo de la lupa

CARACTERÍSTICAS Y FUNCIONAMIENTO DE LA LUPA BINOCULAR

ACTIVIDADES

1. ¿Cómo es la distancia de trabajo en relación con la del microscopio óptico?2. ¿Por qué no existe tornillo micrométrico? ¿Cómo es la profundidad del

campo?3. ¿Al desplazar un objeto observado, en qué sentido se mueve la imagen final?4. ¿Cuáles son las características de la imagen final?5. ¿Qué finalidad tiene el ocular ajustable?6. Observe bajo lupa el material brindado. Esquematice lo

observado y coloque referencias e indique el aumento obtenido.


Tomado de la Guía d trabajos Prácticos de la Universidad Nac. De Mar del Plata. Introducción a la Biología

CÁLCULO DE AUMENTOS

Las fotografías y los dibujos de estructuras observadas bajo el microscopio muestran las estructuras de un tamaño mucho mayor al real por eso se dice que están aumentadas. Es de muchísima utilidad conocer cuan aumentada o disminuida está la imagen respecto del espécimen u objeto real. Este factor es llamado AUMENTO.

¿Cómo se calcula el aumento de determinada imagen?

De acuerdo con la siguiente ecuación:

AUMENTO =TAMAÑO DE LA IMAGEN O DIBUJO / TAMAÑO REAL DEL OBJETO O ESPECIMEN EC. (1)

A = TI /TROEl tamaño de la imagen puede estar dado por el tamaño de un objeto en una fotografía o un dibujo realizado por nosotros mismos a partir de una copia del objeto real- Tal como se deduce a partir de (1) también se puede conocer el tamaño real del objeto si se tiene el aumento. De la misma manera se puede realizar y utilizar las barras de escala que suele acompañar las micrografías o fotografías Veamos un ejemplo-

En la figura 2a se desea conocer el diámetro real de la célula animal indicado por el segmento AB. Se sabe que la imagen se observó con un aumento de X400 –

1. Mida el segmento AB2. Esta medida será equivalente a TI (puede expresarla en cm aunque es conveniente que pase la medida a μm)3. Reemplace en la formula y despeje TRO lo que será equivalente a:

TRO = AB /400 (el aumento no tiene magnitud mientras que el segmento AB estará expresado en cm o más apropiadamente en μm)

Otro ejemplo:El segmento AB de la figura 2 de la página 52 en su tamaño real es de 50 μm, calcule el aumento de la figura.

1-Mida la distancia AB en la figura2. Pase a μm AB3- Calcule A = AB μm / 50 μmNuevamente el valor de A es un número adimensional

UNIDADES DE MEDICIÓN

De acuerdo con el Sistema Internacional (S.I.) las unidades que se utilizarán y sus equivalencias serán:

1 m = 1000 mm

1 mm = 1000 μm

1 μm = 1000 nm (nanómetro)

ACTIVIDADES

1. A continuación se presentan una serie de imágenes de organismos vivos para las que se utilizaron microscopios de transmisión electrónica, microscopio óptico y lente fotográfica. Se identifica en cada figura el nombre de la especie fotografiada.a) Investigue los tamaños reales de cada especie y construya una escala de para cada imagen.b) Indique el aumento de la imagen.c) En base a su escala indique el tamaño del organismo en μm y mm (utilice notación científica cuando corresponda).d) Indique que tipo de instrumento óptico se habrá utilizado en cada caso y por quée) Indique a que reino y Filum pertenece cada uno de los organismos fotografiados. ¿Alguno de estos no es considerado un organismo vivo, por qué?f) Realice una breve síntesis de la biología de cada uno (forma de vida, reproducción, movilidad, importancia sanitaria)

a) Amoeba proteushttp://www.oberlin.k12.oh.us/talent/isp/reports2002/amoebaproteus/images/amoeba.jpg

http://www.oberlin.k12.oh.us/talent/isp/reports2002/amoebaproteus/images/amoeba.jpg


b) Treponema pallidum ingresando al organismoFuente: Science

c) Streptococcus pneumoniae

d) Virus del Papiloma Humano (HPV)

e) Echinococcus granulosus

f) Aedes aegyptis

Link de b a f: http://www.losmicrobios.com.ar/microbios/imagenes.cfm

http://www.losmicrobios.com.ar/microbios/imagenes.cfm


Trabajo Práctico N° 1“Reacciones enzimáticas: Efecto de la α - amilasa”

Objetivo: Observar el efecto de la amilasa salival sobre el almidón. Identificar la actividad enzimática por medios analíticos.

Introducción: Los hidratos de carbono son componentes fundamentales de la dieta de los mamíferos, se encuentran en casi todos los alimentos (ya sean de origen vegetal o animal). Existen distintos niveles de organización en los que se organizan los hidratos de carbono, desde monosacáridos como la glucosa hasta complejos macromoleculares como la quitina o el almidón. En los mamíferos el ingreso de sustancias desde el alimento hacia el torrente sanguíneo se produce en los capilares de las células epiteliales del duodeno. Las células epiteliales solo pueden ser atravesadas por monosacáridos, los que generalmente no se encuentran libres en los alimentos. Por esto es importante degradar y reducir los polisacáridos a sus monómeros para que sean absorbidos por el intestino durante el proceso digestivo. Existen dos enzimas muy similares que se encuentran en la saliva y en el páncreas llamadas α-amilasa salival y pancreática respectivamente. Ambas se encargan de romper las uniones en la molécula de almidón para que luego se pueda terminar de disolver en sus monómeros más sencillos que si pueden ingresar al medio sanguíneo a través de las células del epitelio intestinal.

Resumen de la reacción

α-amilasa Almidón maltosa (disacárido con poder reductor) Substrato enzima producto

El almidón es una larga cadena en forma de espiral, constituido íntegramente por moléculas de glucosa. El reactivo Lugol es una solución de yodo. Este reactivo, originalmente amarillo/marrón tiñe (no reacciona) al almidón de azul oscuro/violeta.

Los azúcares reductores tienen la capacidad de reducir (donar protones o donar electrones) a otros compuestos. Un ensayo conocido para testear la presencia de azúcares reductores es la prueba de Benedict. El reactivo de Benedict, originalmente celeste, con iones de cobre, se reduce frente a los azúcares que son producto de la acción de la amilasa. Esto genera un precipitado de cobre sólido, y un cambio progresivo del color de la solución, desde celeste, pasando por violeta, verde, amarillo, naranja, hasta rojo ladrillo.

¿Cómo se determina la acción de la α-amilasa?

Hipótesis: La exposición del substrato (almidón) junto a la enzima tiene que producir azúcares simples como la maltosa.

Predicción: Al cabo de cierto tiempo de exposición del substrato junto a la enzima no debe observarse coloración azul debido a que las uniones de las moléculas de almidón han sido rotas por la enzima transformándolo en azúcares simples.

Si nuestras predicciones son correctas la solución almidón + enzima no se tornará azul, sin embargo no podemos afirmar que esta solución contenga azúcares simples

¿Cómo se determina la presencia de azúcares simples?

Hipótesis: Los productos de la reacción son azúcares con poder reductor.

Predicción: Los azúcares reductores reaccionarán frente al reactivo de Benedict, produciendo una variación de color proporcional a la cantidad de substrato que había originalmente presente.

Materiales y Métodos:

1. Soluciones de almidón: 0.5%, 1%, 2%, 3%, 4%, 5%.2. Gradilla con 6 tubos de ensayo de 25ml (chicos)3. Lugol4. 2 Pipetas Pasteur5. 1 pipeta de 10 ml 6. Solución de amilasa comercial al 5%7. Vidrio de Reloj8. Cronómetro9. Solución de Benedict10. Vaso de Precipitado de 250 ml11. Mechero de Bunsen12. Broche de madera13. Trípode14. Tela metálica15. Gafas de seguridad

Descripción: Verificación de la reacción:A dos tubos de ensayos, agregue 2ml de solución de almidón al 2%. A sólo uno de ellos, agregue 0.5ml de solución de amilasa al 5%. Rotule los tubos, y espere 5 minutos. Agite ambos tubos ocasionalmente.Una vez finalizados los 5 minutos, agregue a ambos tubos de ensayos 5 gotas de Lugol. Observe si se producen cambios en la coloración.

Comprobación de la presencia de azúcares reductores como productos de la reacción:

Middle 3 Biología St. Matheew´s College Rotule 6 tubos de ensayo con: 0.5, 1, 2, 3, 4 y 5%. Estos tubos

identificarán diferentes concentraciones de almidón. Agregue a cada tubo 0.5ml de solución de amilasa al 5%. Agregue a cada tubo 1 ml de solución de almidón de acuerdo con el

rotulo (0.5, 1, 2, 3, 4 y 5%). Espere 5 minutos, con ocasional agitación.

Durante la espera prepara un baño María. Llene un vaso de precipitados de 250ml con 150ml de agua corriente, y póngalo a hervir sobre una tela metálica arriba de un trípode, con el mechero de Bunsen como fuente de calor.

IMPORTANTE: TENGA MUCHO CUIDADO. USE GAFAS DE SEGURIDAD.

Al finalizar los 5 minutos, coloque cuidadosamente con el broche de madera uno por uno los tubos de ensayos dentro del baño.

Dispare un cronómetro. A los 5 minutos saque uno por uno con el broche de madera y agítelo

suavemente, para volver a colocarlo en el baño. A los 10 minutos, apague el fuego, y con el broche, coloque los tubos

en la gradilla en orden creciente de porcentaje de almidón. Observe los cambios de color y cualquier aparición de precipitado.

Realice un informe en donde detalle los resultado encontrados y los explique cuidadosamente.

Responda en el informe: 1- ¿Se realizó un control de la experiencia? ¿Cuál fue?

Comprobación de la presencia de azúcares reductores como productos de la reacción: Compare el orden en el que colocó los tubos de ensayo (porcentaje de almidón creciente) con el rango de colores dado en la introducción. ¿Se corresponden? ¿Esto es lógico?

Un alumno debe diseñar un experimento con exactamente el mismo fin que este (verificar presencia de azúcares reductores luego de la reacción), pero sólo cuenta con solución de amilasa al 5% y solución de almidón al 5%. No posee agua destilada, así que no puede realizar diluciones. Revuelve en los estantes, y encuentra Ácido clorhídrico en un gotero. El resto de los materiales los posee todos.¿Se le ocurre alguna manera de ayudarlo? Diseñe el experimento.

“Trabajo Práctico Nº2Plasmólisis y Turgencia”

Objetivo

Calcular el potencial osmótico en el protoplasto celular de Allium cepa (cebolla) utilizando el método de plasmolisis.

Hipótesis

Introducción

La célula vegetal adulta está compuesta por una vacuola central llena de jugo vacuolar, el citoplasma con sus organelos y la pared celular. A su vez, tanto la vacuola como el protoplasto (vacuola y citoplasma) están delimitados por una membrana semipermeable que permite el paso del agua pero dificulta el del soluto. El agua penetra libremente paredes y membranas celulares por simple difusión, pasando espontáneamente desde regiones de mayor potencial de agua (o potencial hídrico) a regiones de menor potencial de agua. Este movimiento en el cual están involucradas membranas semipermeables y difusión de moléculas de agua a través de ellas se conoce como ósmosis.

¿Qué es el potencial hídrico o potencial de agua?

De acuerdo con Slatyer y Sterling (1960) se define al potencial hídrico de cualquier sistema que contenga o pudiera contener agua como: el equivalente al potencial químico del agua en este sistema, comparado con el potencial químico del agua pura a las mismas temperatura y presión atmosférica. Se considera, además, que el potencial hídrico de referencia del agua pura es cero. De forma resumida podemos considerar al potencial hídrico como la energía potencial que posee una dada masa de agua y depende de varios factores:

- Concentración: ΨS, potencial osmótico: El agua fluirá desde una solución poco concentrada hasta una solución más concentrada. Es la presión hidrostática que se debe aplicar a una solución que se halla separada del solvente puro por una membrana semipermeable, para impedir la ósmosis. Podemos decir también, que la presión osmótica es la presión hidrostática extra que se debe aplicar a la solución para que su potencial hídrico sea igual al del agua pura.

- Presión de turgencia Ψρ: El agua fluirá desde un sistema con presión alta hasta un sistema con baja presión. (Es una presión hidrostática ejercida sobre la pared de la célula)


- Altura: Ψg, potencial gravitacional: El agua fluirá hacia abajo.

- Capilaridad: Ψm, potencial matricial: Mezcla de ΨS y Ψρ este potencial se origina por las fuerzas de capilaridad y tensión superficial en espacios pequeños.

- Potencial de referencia (Ψ0): Es el potencial hídrico que posee el agua pura en condiciones estándar de temperatura y presión. Por convenio se le ha asignado el valor 0.

Se puede expresar el potencial hídrico (ΨH) como:

ΨH = Ψ0 + ΨS + Ψρ + Ψg + Ψm (1)

La ecuación anterior puede simplificarse, eliminando el potencial de referencia, cuyo valor es 0, y quedándonos sólo con:

ΨH = ΨS + Ψρ + Ψg + Ψm (2)

En una célula vegetal adulta el potencial hídrico está determinado por el potencial de presión o presión de turgencia Ψρ y el potencial de solutos o potencial osmótico ΨS, siendo la contribución del primero positiva y la del segundo negativa. Es necesario aclarar que en este caso el potencial mátrico tiene una contribución despreciable por lo que no se tiene en cuenta. De esta manera podemos expresar el potencial hídrico de una célula como sigue:

ΨH = ΨS + Ψρ(3)

De acuerdo con estas definiciones si se sumergen células en soluciones con diferentes concentraciones de soluto se podrán observar los siguientes resultados de acuerdo con los tres tipos de soluciones siguientes:

Predicciones1- Las soluciones isotónicas tienen una concentración de soluto igual a la del citoplasma celular, por lo que los potenciales hídricos son iguales, la célula se encuentra en equilibrio osmótico con el medio.

2- Una solución hipotónica tiene una concentración de soluto menor que el citoplasma celular, por lo que la célula absorbe agua y se hincha, aumentando la presión de turgencia.

3- Una solución hipertónica tiene una concentración de soluto mayor que el citoplasma celular, por lo que tiene un potencial

hídrico menor que el del contenido celular. La célula pierde agua, la membrana se retrae separándose de la pared y la células se vuelve flácida, se dice que la célula se ha plasmolizado (ver Fig.1).

-La turgencia en las plantas da lugar al crecimiento, movimientos y otras respuestas como la apertura de los estomas-

a

b cEsquema extraído de www.forest.ula.ve/~rubenhg/relahid/ / consulta 18/11/08 11:28 a.m.

Fig.1: Esquema de una célula vegetal bajo diferentes condiciones osmóticas- a) Solución isotónica, b) Solución hipotónica y c) Solución hipertónicaAl poner células vegetales vivas en contacto con soluciones cuyo potencial de agua es menor al potencial de agua del interior de la célula tiene lugar el fenómeno conocido como plasmólisis.

Teniendo en cuenta que el potencial hídrico de una solución está dado solamente por su potencial osmótico o de solutos (de acuerdo con la ec. 3) una célula sufrirá plasmólisis al ser sumergida en una solución con un potencial de solutos mayor que el potencial de agua del interior celular.

¿Cómo determinar el potencial osmótico del jugo vacuolar?

Existen diferentes métodos pero todos se basan en el siguiente principio:

La presión es una fuerza por unidad de área (P=F/A), de tal forma que la presión osmótica generada en la célula resultante de la ósmosis, produce una presión hidrostática sobre las paredes celulares la presión de turgencia (Ψρ). De acuerdo con la Tercera Ley de Newton, desde el exterior de la

http://www.forest.ula.ve/~rubenhg/

Middle 3 Biología St. Matheew´s Collegecélula se ejerce una presión en sentido contrario, pero con la misma magnitud que se llama presión parietal (Pp).

Cuando se alcanza la condición de equilibrio (solución isotónica), no ocurre difusión neta de agua al interior de la célula y bajo esta condición de equilibrio:

ΨS = Ψρ = Pp (4)

ΨS de una solución diluida (siendo el soluto orgánico) se puede calcular de acuerdo con la siguiente ecuación:

Ψs = - R × T × n (5)

Donde:

R = 0.082 ATM. L. mol-1.° K-1

T = ° Kn = moles / L Método plasmolítico

Está basado en conocer que concentraciones tiene una solución que comienza a provocar la plasmólisis en las células de un tejido.Bajo estas condiciones se puede decir que la concentración de la solución (expresada en términos de potencial osmótico o de solutos) es igual al potencial de solutos en el interior de la célula ya que de acuerdo con la ec. 3:

ΨH = ΨS + Ψρ Bajo condiciones de plasmolisis:

Ψ exterior = ΨH interior (Ψρ- ΨS ) exterior = (Ψρ- ΨS) interior

Entonces tendremos que:

Ψρ exterior = 0 porque ya no hay membranas presentes.

Ψρ interior = 0 porque comienza a ocurrir la plasmólisis separándose la membrana de la pared celular

Ψs externo = Ψs interior

Utilizando la ecuación 5 se puede entonces calcular Ψs del jugo vacuolar.

Corrección a la ecuación 5

El potencial osmótico o de solutos depende del número de partículas disueltas y en este caso su medición se realiza utilizando una solución de NaCl (sustancia que se ioniza). El coeficiente isotónico permite corregir el valor real de partículas que existen en la disolución, este valor depende del grado de disociación y varía con la disolución.

Ψs = - R × T × n × i (6)

(En la tabla 1 se expresan valores de i para diferentes concentraciones de NaCl)

¿Qué se puede tomar como solución isotónica?

Las observaciones en la práctica no se realizan en una sola célula, sino que se hacen cortes de tejidos que se ponen en contacto con las soluciones de diferentes concentraciones, y tampoco las células de un tejido son homogéneas, o sea, no tienen igual contenido osmótico, entonces:

De forma estadística se toma como valor promedio de solución isotónica aquella que provoque plasmólisis en el 50% de las células observadas.

Materiales y Métodos:

1. Cebolla2. Bisturí3. Agua destilada4. Solución de Cloruro de Sodio (NaCl)5. Microscopio6. Porta y cubreobjetos7. Pipeta Pasteur

Desarrollo Experimental:

1. Realizar cortes de epidermis inferior de hojas de A. cepa.2. Poner los cortes en un crisol de porcelana con agua destilada durante

pocos minutos. 3. Secar los cortes con papel de filtro y colocarlos en un portaobjetos

con dos gotas de una solución de 0.7 molar de NaCl.4. Esperar 5 minutos, observar el grado de plasmólisis y calcular el

porcentaje de células plasmolizadas.5. Repetir pasos 2, 3 y 4 en soluciones de 0.6, 0.5, 0.4, 0.3, 0.2 y 0.1

molar de NaCl.

Middle 3 Biología St. Matheew´s College6. Vuelque sus resultados en una tabla confeccionada “a priori” de las

observaciones7. Realizar un gráfico del porcentaje de células plasmolizadas en función

de la concentración de NaCl8. Buscar en la curva la concentración que corresponde al 50 % de las

células plasmolizadas.9. Buscar el coeficiente isotónico correspondiente en la Tabla 1.10.Calcular el potencial osmótico del jugo vacuolar (ec. 6)

Tabla 1: Coeficientes isotónicos para el NaCl en función de diferentes concentraciones molares-

Concentración (M/L)

0.7 0.6 0.5 0.4 0.3 0.2 0.1

Coeficientes isotónicos

1.66 1.68 1.70 1.73 1.75 1.78 1.80

Bibliografía

Web Sites – consultas 18/11/2008

www.itescam.edu.mx/principal/sylabus/fpdb/recursos/r22818.DOC

www.tiwanacu.wordpress.com/2008/08/10/-hidrico

www.forest.ula.ve/~rubenhg/relahid/

http://www.forest.ula.ve/~rubenhg/relahid/

http://www.tiwanacu.wordpress.com/2008/08/10/-hidrico

http://www.itescam.edu.mx/principal/sylabus/fpdb/recursos/r22818.DOC

TRABAJO PRÁCTICO N°3DIÁLISIS (PARTE I)

Objetivos: Ilustrar el proceso de diálisis (permeabilidad selectiva). Comprender el proceso físico por el cual ocurre. Integrar conocimientos de prácticas anteriores.

Introducción: Se define como ósmosis a la difusión de agua a través de una membrana semipermeable que evita el paso de electrolitos o sustancias en solución que esta pudiera contener. El agua se difunde a través de un gradiente de concentración, desde un lugar de mayor concentración hacia un lugar con menor concentración, para lograr condiciones isotónicas. (Ver TP 3).

La permeabilidad selectiva se basa en otro concepto, el tamaño de poro de la membrana en cuestión. Si se interpone una membrana parcialmente permeable entre dos soluciones/suspensiones con solutos de distinto tamaño molecular, lo que sucederá es una difusión selectiva; es decir, el pasaje de sólo el soluto que es suficientemente pequeño como para atravesar los poros de la membrana (¿cuándo dejará de difundir?), pero no del otro.

Una forma fácil de medir esto es usando dos solutos que reaccionen entre si, en donde las moléculas de cada uno sean de tamaño muy distinto. El almidón y una solución iodada (Lugol) es una buena elección (¿cómo reaccionan el yodo con el almidón?). Si a sendos lados de la membrana se introducen estos dos compuestos, es de esperarse que uno difunda, pero el otro no lo haga, produciéndose la reacción solamente a un lado de la membrana.

Nuevamente, esto no debe confundirse con el proceso de ósmosis, ya que las moléculas de agua difundirán independientemente de lo que suceda con el almidón y el yodo.

Hipótesis: Una membrana semipermeable de diálisis deja difundir

moléculas de yodo, pero no de almidón, debido al diámetro de sus poros.


Predicciones basadas en las hipótesis: Al interponer una membrana parcialmente permeable entre una solución iodada y una suspensión del almidón, el yodo difundirá hacia donde se encuentra el almidón, tornando la solución azul oscuro – violeta.

Variable independiente: Concentración de Lugol, concentración de almidón.

Variable dependiente: Coloración de la solución del tubo de diálisis (cualitativa)

Variables de control: (responder)

Desarrollo experimental:

Materiales: 1 tubo de ensayo de 50ml1 tubo de diálisis1 banda elásticaSolución de almidón 1% m/vLugolAgua destiladaPipeta PasteurProbeta graduada 50ml ±

Método: Tome un tubo de diálisis de aproximadamente 15cm de largo,

empápelo con agua, y hágale un nudo fuerte en un extremo. Llénelo parcialmente con una solución de almidón al 1% m/v. Para esto utilice una pipeta Pasteur. Ponga el tubo de diálisis adentro de un tubo de ensayos, y sostenga fuertemente el extremo que no tiene un nudo con una banda elástica alrededor de la boca del tubo, como muestra la figura 1. Lave el dispositivo debajo de la canilla para eliminar rastros de almidón que pudieran haber quedado afuera del tubo de diálisis.

Llene con agua destilada el tubo de ensayos (30ml), y agregue 5 gotas de Lugol.

Deje reposar por 15 minutos.

Resultados: Anote sus observaciones. Saque sus conclusiones en función de las predicciones hechas anteriormente.

TRABAJO PRÁCTICO N°4DIÁLISIS (PARTE II)

Objetivos: Diferenciar los procesos de difusión simple y diálisis.

Introducción: Al sacar las conclusiones de la parte I de este trabajo práctico, un alumno tuvo el siguiente razonamiento:

“Es lógico que solamente se haya tornado azul a un lado del tubo, ya que este solamente deja pasar cosas de afuera para adentro; así no hay forma de que el Lugol de afuera reaccione”

Otro alumno, creyó que su compañero estaba equivocado. Por eso, le planteó lo siguiente:

“La respuesta es simple: este es un proceso de difusión común y corriente; al tener el agua de afuera más concentración de soluto que adentro, estas moléculas de soluto tienden a ingresar para lograr un equilibrio isotónico”

¿Tiene razón el primer estudiante, el segundo, o ninguno? ¿Cómo podría hacer para probarlo? ¿Se le ocurre algún método experimental?

Piense antes de seguir leyendo.

Si se repitiera el experimento anterior, pero agregando un soluto afuera del tubo de diálisis, y variando su concentración, se vería cómo disminuye el volumen de agua de adentro del tubo, y se incrementa el de afuera (recuerde que el agua fluye en un gradiente de concentración, desde donde está menos concentrada hacia donde está más concentrada).

Middle 3 Biología St. Matheew´s CollegeHipótesis:

El proceso de diálisis es independiente del de ósmosis La membrana de diálisis deja pasar moléculas

bidireccionalmente

Predicciones basadas en las hipótesis: La reacción almidón-Lugol ocurrirá igual. Se observará un aumento de volumen afuera del tubo de diálisis debido a la difusión osmótica del agua para igualar concentraciones.

Variable independiente: Concentración de Lugol, concentración de almidón, concentración de soluto afuera del tubo de diálisis.

Variable dependiente: Coloración de la solución del tubo de diálisis (cualitativa), variación del volumen de agua a ambos lados de la membrana.

Variables de control: (responder)

Desarrollo experimental:

Material adicional:Solución de dextrina/rafinosa/maltotriosa al X% m/v y 2*X% m/v

Método:Repita el experimento anterior, pero arme 3 réplicas. A la primera no le hará cambios.En la segunda, lo que colocará afuera del tubo será una solución de

dextrina/rafinosa/maltotriosa al X% m/v (30ml), además de las 5 gotas de Lugol.

En la tercera, la solución colocada será de 2*X% m/v (30ml), además de las 5 gotas de Lugol.

Nuevamente deje reposar por 15 minutos, y luego registre cualquier cambio de volumen en los 3 tubos, midiendo con la probeta la diferencia de volúmenes final e inicial.

Resultados: Anote sus observaciones. Relacione los cambios de volumen con el tipo de solución empleada. Compare y corrobore con la teoría.

BIBLIOGRAFÍA: Hodder Murray; D.G. Mackean; “IGCSE Biology”, 2005.

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INTRODUCCION - WordPress.com · Web viewBotánica: Principios y problemas. 6ta. Edición. México, Compañía Editorial Continental, S.A., 584 pp. Lugar de Editorial Indica páginas