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UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS
FACULTAD DE AGRONOMÍA
CARRERA INGENIERÍA AGRONÓMICA
TESIS DE GRADO
PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis
besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES
NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA
COMUNIDAD DE HUANCANÉ.
Presentado por:
MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA
La Paz – Bolivia
2013
UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS
FACULTAD DE AGRONOMÍA
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis
besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES
NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA
COMUNIDAD DE HUANCANÉ.
Tesis de Grado presentado como requisito
parcial para optar el Titulo de
Ingeniero Agrónomo.
MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA
Asesores:
Ing. Ramiro Mendoza Nogales ……………………… Ing. Javier Gonzalo Quiroga Aguilar ………………………
Comité Revisor:
Ph.D. Felix Marza Mamani ……………………… Ing. Msc. Hugo Bosque Sanches ..….…………………. Ing. Rafael Murillo Garcia ..................................
APROBADA
Presidente Tribunal Examinador ………………………………………………
DEDICATORIA
Al creador de todas las cosas, el que me ha dado
fortaleza para continuar cuando a punto de caer he
estado; por ello, con toda la humildad que de mi
corazón puede emanar, dedico primeramente mi
trabajo a Dios.
De igual forma, dedico esta tesis a mi familia a
quienes quiero y amo mucho por su apoyo
incondicional y comprensión, a mi papá Javier quien
con su paciencia me comprendió siempre y apoyó en mis
decisiones, a mi mamá Dora quien fue una gran
concejera, guía para mi vida, que ha sabido formarme
con buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual me
ha ayudado a salir adelante en los momentos más
difíciles, y a mi único hermano Rodrigo J. a quien
quiero mucho.
AGRADECIMIENTOS
Mi mayor agradecimiento a Dios por darme la vida y todo lo q tuve y tengo y lo que logro que es gracias a
él.
A toda mi familia mi papa Javier Quispe, mi mamita Dora Callisaya quien con sus palabras supo
levantarme en los momentos más duros y hacer todo el esfuerzo para este logro, a mi hermano Rodrigo
quien de una manera u otra estuvo conmigo siempre, tíos, tías, primos(as) y a mi abuelito Carmelo por
estar siempre ahí apoyándome en todo.
Al Proyecto CBA-Batallas Facultad de Agronomía, a todos los ingenieros que estuvieron a cargo del
proyecto y quienes fueron parte de la presente investigación.
Agradecer también a la Facultad de Agronomía, Carrera Ingeniería Agronómica por haberme acogido en
sus aulas , por todos los conocimientos impartidos durante todo el trayecto de estudio, a los docentes por sus
concejos, enseñanza que nos dieron en cada peldaño que se tuvo que escalar para llegar a esta etapa.
A mis asesores de tesis Ing Ramiro Mendoza Nogales por su enseñanza, guía y correcciones que me dio
para la elaboración y conclusión de la tesis. Al Ing. Javier Quiroga Aguilar por su apoyo, comprensión en
toda la etapa de elaboración y conclusión de la tesis, por sus correcciones y sugerencias.
A mi tribunal revisor: Ing. Ph. D. Felix Marza Mamani, Ing. M.Sc. Hugo Bosque Sánchez, Ing.
Rafael Murillo Garcia, gracias por la revisión, corrección y sugerencia que contribuyeron a mejorar el
presente trabajo de investigación
A mis amigos y compañeros de tesis Bernardo y Roberto quienes de igual manera fueron parte para la
elaboración de esta tesis, con quienes compartimos muy lindos momentos.
A una gran amiga a quien quiero mucho y considero como una hermana Lourdes Ramos por estar
siempre conmigo en cada momento bueno y malo que tuve que pasar y darme su apoyo incondicional, por
cada palabra de aliento que me dio para la conclusión de este trabajo. También agradecer a Patricia
Gómez por su apoyo para la conclusión de este trabajo a quien considero una muy buena amiga.
A todos pero a todos los amig@s que Dios me dio la dicha de conocer Tathiana, Sara, Ysabel, Olga,
Yesmin, María Isabel y todas las Marías, Grover, Gabriel, Edwin, Reynaldo, Zenón, etc. A todos y
cada uno que talvez no nombre pero que están en mi corazón, que los recuerdos no se olvidan de cada
momento feliz y triste que compartí con todos.
A todos mil GRACIAS!
ÍNDICE GENERAL
INDICE………………………………………………………………………………………….i
INDICE DE CUADROS………………………………………………………………………v
INDICE DE FIGURAS………………………………………………………………..…..…vi
ANEXOS……………………………………………………………………………...……...vii
RESUMEN…………………………………………………………………………………..viii
SUMMARY……………………………………………………………………………….…...x
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1
1.1 OBJETIVOS .................................................................................................. 2
1.1.1 Objetivo General ......................................................................................... 2
1.1.2 Objetivos Específicos .................................................................................. 2
2. REVISIÓN DE LITERATURA .............................................................................. 3
2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS ....................... 3
2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS .......................................................................... 4
2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS .................................................... 5
2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES .............................................................. 5
2.4.1 Sistema radicular ........................................................................................ 5
2.4.2 Tallo ............................................................................................................ 6
2.4.3 Hojas .......................................................................................................... 7
2.4.4 Inflorescencias y semillas ........................................................................... 8
2.4.5 Fruto ........................................................................................................... 8
2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA ....................................................... 8
2.5.1 Beneficios directos ...................................................................................... 9
2.5.2 Beneficios indirectos ................................................................................. 11
2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS ............................................. 11
2.6.1 Propagación sexual .................................................................................. 12
2.6.2 Propagación asexual ................................................................................ 13
2.6.3 Importancia la propagación asexual .......................................................... 14
2.6.4 Métodos de propagación asexual ............................................................. 15
2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes ....................................................... 16
2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes ................................................. 17
2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes ............................. 18
2.6.8 Selección del material vegetativo .............................................................. 19
2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes ..................................................... 22
2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO .................. 23
2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad) .......................................................... 23
2.7.2 Temperatura ............................................................................................. 24
2.7.3 Luz ............................................................................................................ 24
2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS ......... 25
2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz ........................................................... 25
2.8.2 Iníciales de raíces preformadas ................................................................ 26
2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces .................................................. 26
2.9 SUSTRATO ................................................................................................. 26
2.9.1 Suelo ........................................................................................................ 26
2.9.2 Sustrato .................................................................................................... 27
2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas ................................. 28
2.9.4 Funciones del sustrato .............................................................................. 29
2.9.5 Medio de enraíce ...................................................................................... 29
2.9.6 Desinfección del sustrato .......................................................................... 30
2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES ........................ 30
2.10.1 Auxinas .................................................................................................. 30
2.10.2 Auxinas naturales .................................................................................. 31
2.10.3 Mecanismos de acción .......................................................................... 31
2.10.4 Transporte ............................................................................................. 32
2.11 ENRAIZADORES NATURALES .................................................................. 32
2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA ....................... 32
2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN ....................................................................... 34
2.13.1 Costos ................................................................................................... 34
2.13.2 Costos fijos ............................................................................................ 34
2.13.3 Costos variables .................................................................................... 34
2.13.4 Depreciación.......................................................................................... 35
2.13.5 Costo total ............................................................................................. 35
3. METODOLOGÍA ................................................................................................ 36
3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO ........................................................................ 36
3.1.1 Ubicación geográfica ................................................................................ 36
3.1.2 Características climáticas ......................................................................... 38
3.2 MATERIALES .............................................................................................. 38
3.2.1 Material vegetativo .................................................................................... 38
3.2.2 Herramientas y materiales ........................................................................ 38
3.2.3 Materiales de gabinete .............................................................................. 38
3.2.4 Sustrato .................................................................................................... 39
3.2.5 Sustancias enraizadoras ........................................................................... 39
3.3 METODOLOGÍA .......................................................................................... 39
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL .......................................................................... 45
3.4.1 Factores .................................................................................................... 45
3.4.2 Combinación factorial ............................................................................... 45
3.4.3 Modelo lineal estadístico ........................................................................... 46
3.4.4 Croquis del experimento ........................................................................... 47
3.5 VARIABLES DE RESPUESTA .................................................................... 47
3.5.1 Porcentaje de prendimiento ...................................................................... 47
3.5.2 Altura de esquejes .................................................................................... 48
3.5.3 Número de hojas ...................................................................................... 48
3.5.4 Número de brotes ..................................................................................... 48
3.5.5 Longitud de la raíz .................................................................................... 48
3.5.6 Determinación de los costos parciales ..................................................... 48
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES ...................................................................... 50
4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación .................... 50
4.2 Porcentaje de prendimiento ...................................................................... 52
4.3 Altura de planta .......................................................................................... 57
4.4 Número de hojas ........................................................................................ 60
4.5 Número de brotes ...................................................................................... 63
4.6 Longitud de Raíz ........................................................................................ 66
4.7 Análisis general de las variables de estudio ............................................ 70
4.8 Análisis de costos parciales de la producción de plantines de queñua 71
5. CONCLUSIONES ............................................................................................... 74
6. RECOMENDACIONES ...................................................................................... 77
7. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................. 78
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países...................... 3
Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua………….. 45
Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental…………………... 45
Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación
vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…………................
50
Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la
propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de
enraizadores y sustrato………………………………………………………
52
Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de
queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y
sustrato…………………………………………………………………….......
57
Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la
propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de
enraizadores y sustrato………………………………………………………
61
Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la
propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de
enraizadores y sustrato…………………...………………………………….
64
Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación
de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y
sustratos………………………………………………………………………..
67
Cuadro 10. Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la
propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri……..
71
Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de
Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs)…………………………...
72
Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua……………….. 85
Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua
Polylepis………………………………………………………………………..
85
Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
86
Cuadro 15. Costos de producción para el tratamiento a1b2 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
86
Cuadro 16. Costos de producción para el tratamiento a1b3 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
87
Cuadro 17. Costos de producción para el tratamiento a2b1 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
87
Cuadro 18. Costos de producción para el tratamiento a2b2 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
88
Cuadro 19. Costos de producción para el tratamiento a2b3 empleado en la
investigación…………………………………………………………………...
88
Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500
esquejes………………………………………………………………………..
89
Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento……………………………… 89
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum… 6
Figura 2. Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando,
tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos……………….
8
Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas....……………………………….. 36
Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané……………….. 37
Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de
esquejes de queñua Polylepis besseri………………………………..
38
Figura 6. Croquis del experimento……………………………………………….. 47
Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de
prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri………………….
53
Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de
prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri………………….
55
Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de
altura de los esquejes de Polylepis besseri…………………………..
58
Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura
de la propagación de esquejes Polylepis besseri……………………
59
Figura 11. Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas
de los esquejes de Polylepis besseri………………………………….
62
Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la
propagación de los esquejes de Polylepis besseri…………………..
63
Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes
obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.
65
Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes
obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri………..
66
Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz
de los esquejes de Polylepis besseri………………………………….
68
Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la
propagación de esquejes Polylepis besseri…………………………..
70
Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento
en la propagación de queñua (Polylepis besseri)……………………
73
ANEXOS
Anexo 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de
queñua (Polylepis besseri)……………………………………………..
84
Anexo 2 Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la
propagación de queñua (Polylepis besseri)………….……………….
85
Anexo 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500
esquejes……....…………………………………………………………..
85
Anexo 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa
de esquejes de queñua Polylepis besseri…………………………….
89
Anexo 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua
Polylepis besseri………………………..………………………………..
90
Anexo 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua
Polylepis besseri. ………………………………………………………..
91
Anexo 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de
arroz, para la propagación de esquejes de queñua Polylepis
besseri.……………………………………………………………………
92
Anexo 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa
de esquejes de queñua .………………………………….…………….
93
Anexo 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de
queñua para la propagación vegetativa ……………………………..
94
Anexo 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base
a cada tratamiento establecido.………………………………………..
95
Anexo 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de
queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos
enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la
Comunidad de Huancané……………………………………………….
96
Anexo 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a
30 días, en base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos
de sustratos en el Vivero de la Comunidad Huancané.……………..
97
Anexo 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los
esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de
dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero
de la Comunidad de Huancané………………………………………...
98
Anexo 14. Resultados de laboratorio IBTEN de los tres sustratos utilizados
en la propagación vegetativa de queñua Polylepis besseri ………..
99
RESUMEN
El presente trabajo, se llevó a cabo en el Vivero de la comunidad de Huancané,
Municipio de Batallas provincia Los Andes, del departamento de La Paz, siendo los
objetivos planteados estudiar el efecto de dos enraizadores naturales en la
propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri, así mismo evaluar
tres sustratos, sobre la propagación de queñua y finalmente determinar los costos de
producción parciales de los plantines de queñua por este método. Para alcanzar los
mencionados se emplearon 900 esquejes de queñua, de los cuales se tomaron 10
muestras por tratamiento. Los enraizadores naturales fueron ES (extracto de sauce)
y AC (agua de coco), los sustratos estuvieron compuestos por S1
(Turba+arena+cascarilla), S2 (turba+arena) y S3 (Turba+cascarilla).
Los resultados del trabajo muestran que los enraizadores al igual que los sustratos
tuvieron un comportamiento independiente y que cada uno tuvo influencia en el
estudio de las variables de respuesta el Extracto de sauce tuvo un alta significancia
al (P<0.05); como también para el sustrato.
Del cual se obtuvo un 52,22% de prendimiento con él “ES” y con el sustrato “S2” de
igual manera se obtuvo un mayor porcentaje de prendimiento de 52,67% en
promedio a la conclusión de la investigación lo cual fue aludido a que el “ES” tiene un
alto contenido de auxinas y el sustrato presenta muy buenas características edáficas.
Respecto a la altura con “ES” se obtuvo un 13,04 cm y con el “AC” un 10,19 cm,
respecto a los sustratos se llego a tener, Para el efecto de los sustratos en el
incremento de la altura se tiene 13,12 cm con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el
S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).
Respecto al número de hojas mostró una influencia altamente significativa (P<0.05)
de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo 8,30 hojas y con el
agua de coco 7,86 hojas. En el caso de los sustratos para esta variable se tiene dos
grupos diferenciados estadísticamente significativos, en el primer grupo están los
sustratos S2 y S1 dentro los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio
obtenido en ambos fue de 8,39 y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron
ser más eficientes con relación al grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que
se obtuvo 7,52 hojas en.
Respecto al número de brotes para el enraizador no hubo diferencias significativas
con relación al sustrato si hubo significativamente diferencias (P<0.05), donde se
obtuvieron dos grupos claramente diferenciados; un grupo formado por S2 y S1 que
obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias
estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11
brotes en promedio.
Para la variable longitud de raíz si se presentaron diferencias altamente significativas
para enraizadores y sustratos, donde la aplicación del extracto de sauce fue más
eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los 90
días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm de
longitud en promedio. Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que
existen diferencias significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el
S2 resulto ser más eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz
de 10,06 cm a diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y
S3 un promedio de 8,22 cm en la longitud de la raíz.
Conforme a los costos de producción, para producir un plantin de queñua utilizando
agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+ S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin,
siendo este el costo más bajo con la aplicación de agua de coco, a diferencia de la
producción con (A.C.+ S2) se tiene un costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo
mayor, y con respecto al uso del extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un
costo de 2.96 Bs/plantin, siendo este el costo de producción más bajo y para el
enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.
ABSTRACT
The present work was carried out in the community nursery Huancané Battles
Township Los Andes Province , Department of La Paz , with the objectives to study
the effect of two natural Rooting cuttings vegetative propagation Polylepis besseri
queñua , also evaluate three substrates , on the spread of queñua and finally
determine the partial production costs queñua seedlings by this method. To achieve
these cuttings were used queñua 900 , of which 10 samples were taken for treatment.
The natural Rooting were ES ( willow extract ) and AC ( coconut water ) , the
substrates were composed of S1 ( sand + peat + husk ) , S2 (peat + sand) and S3 (
peat + husk ) .
The results of the study show that the Rooting like substrates independent behaved
each had influence on the study of the response variables willow extract had a highly
significant at ( P <0.05) as well as for substrate.
Of which 52.22 % was obtained engraftment with it " IS" and with the substrate "S2 "
just as there was a higher percentage of seizure of 52.67 % on average at the
conclusion of the investigation which was alluded for the "ES" is high auxin and
substrate has very good soil characteristics .
With respect to the height "ES" 13.04 cm was obtained and the "AC" 10.19 cm with
respect to the substrates came to have , for the effect of the substrates on the
increased height has 13.12 cm with S2 ( 2turba : 2Arena ) , 11.19 cm with the S1 (
2Turba : 1Arena : 1Cascarilla ) and 10.52 cm with the S3 ( 2Turba : 2Cascarilla ) .
Regarding the number of leaves showed a highly significant influence ( P < 0.05 ) of
the Rooting , where with the extract of willow leaves was obtained 8.30 and 7.86
water coconut leaves. In the case of the substrates for this variable is statistically
significant two distinct groups , the first group are the substrates S1 and S2 in which
there was not much difference as the average was obtained in both 8.39 and 8.31
leaves respectively, which were more efficient in relation to group two includes the S3
substrate was obtained with 7.52 leaves .
Regarding the number of outbreaks for rooting no significant differences relative to
the substrate if there were significant differences ( P < 0.05 ) , which yielded two
distinct groups : one group consisting of S2 and S1 were 2.46 and 2.36 outbreaks on
average, no statistically significant differences between themselves and the other
group for substrate S3 with outbreaks on average 2.11 .
For root length variable if it were significantly different for Rooting and substrates
where the application of willow extract was more efficient for root length obtaining an
average of 10.25 cm at 90 days , in contrast to coconut water treatments that were
7.98 cm in length on average. Performing the Duncan test ( P < 0.05 ) shows that
there are significant differences between the three substrates , and you can see that
the S2 proved to be more efficient in presenting higher average root length of 10.06
cm as opposed the substrates S1 obtained an average of 9.06 cm and an average S3
8.22 cm in length from the root.
Under production costs to produce a seedling queñua using coconut water and
substrate S3 (AC + S3 ) yielded a cost of 3.17 B / seedling , this being the lowest cost
with the application of coconut water , unlike production with (AC + S2 ) has a cost of
3.29 B / seedling being the largest cost , and with respect to the use of the willow
extract (ES + S3 ) was obtained at a cost of 2.96 B / seedling , which is the lowest
production cost and the rooting (ES + S2 ) was obtained at a cost of 3.08 B / seedling
respectively.
María Elisa Quispe Callisaya 1
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
1. INTRODUCCIÓN
Bolivia cuenta con una diversidad de riqueza florística entre las especies arbóreas
andinas como la queñua y la kiswara que se encuentran distribuidas en diferentes
pisos ecológicos a lo largo de la región alto andina entre las altitudes de 3.800 a
5.200 m.s.n.m. de los departamentos de La Paz, Cochabamba, Chuquisaca, Oruro,
Potosí y Tarija (Cruz, 1999).
En este contexto la Queñua (Polylepis besseri), es una de las especies más
representativas, para la forestación y reforestación del altiplano, por no crear efectos
colaterales como las especies exóticas (introducidas), tanto en el suelo como en los
cultivos, mas a lo contrario ayuda a la recuperación y al mejoramiento de las
condiciones medio ambientales.
La queñua desarrolla un tronco leñoso, el cual sobrevive con estoicismo a la altura,
frió y sequía además se le da usos como ser leña, palos para cercas, vigas, tijerales
y del mismo modo constituyen el hogar de muchas especies, especialmente la
avifauna, y su querencia como cortinas rompe viento e incorporan materia orgánica
evitando la erosión del suelo.
Por estas razones se tiene la necesidad de repoblar la región del altiplano, para
evitar su desaparición, por acción del ser humano, sin embargo presenta varios
factores adversos en la reproducción como lo demuestran varios trabajos realizados
con el género Polylepis; puesto que las semillas presentan un bajo poder germinativo
2-4 % de acuerdo a Guzmán (2006), al respecto Yallico (1992), sostiene como
principal limitante para su producción la escasez de semillas y su baja germinación,
debido a la dicogámia en el género, su polinización anemófila, y por encontrarse en
poblaciones reducidas a pocos árboles/ha; en el corto o mediano plazo pueden llegar
a desaparecer. Se revisó estudios donde se demuestra que la propagación
vegetativa es la más apropiada y generalizada pero no existen métodos y técnicas
específicas en el género Polylepis. En Bolivia no existen muchas investigaciones
respecto a la propagación de queñua excepto algunos como Hoyos, (2004) obtuvo
45% de prendimiento en el departamento de Oruro, a pesar de haber investigaciones
María Elisa Quispe Callisaya 2
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
en otros países como Ecuador donde obtuvieron porcentajes de prendimiento del
65% a 90%, y en Perú obtuvieron 50% a 65% y no existiendo así muchas
investigaciones en Bolivia.
Razón por la cual se hace necesaria la búsqueda de soluciones en la reproducción
asexual a partir de esquejes a las que pueden acceder las familias campesinas para
su reproducción.
Por todo lo descrito anteriormente, se ha considerado realizar esta investigación que
permitirá responder con alternativas de propagación y multiplicación vegetativa para
tratar de encontrar el método más apropiado para obtener plantas de calidad en el
menor tiempo posible, utilizando enraizadores naturales que coadyuvaran en el
desarrollo radicular tomando en cuenta enraizadores (hormonas producidas de forma
natural) que ayuden a la proliferación y formación de un buen sistema radicular de
una nueva planta, ya que la formación de raíces es vital para absorber, conducir
agua, minerales disueltos, acumular nutrientes y sujetar la planta al suelo. Asimismo,
proporcionándoles sustratos que puedan responder de manera satisfactoria a la
propagación.
1.1 OBJETIVOS
1.1.1 Objetivo General
Evaluar la propagación vegetativa en esquejes de queñua (Polylepis besseri
Hieron) con la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el
vivero de la comunidad de Huancané.
1.1.2 Objetivos Específicos
Determinar el efecto de los enraizadores en el prendimiento y desarrollo de los
esquejes de queñua.
Determinar el sustrato adecuado en el prendimiento y desarrollo de los
esquejes de queñua.
Calcular los costos parciales de la producción de plantines.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS
De acuerdo a Kessler, (2000), Polylepis se distribuye a lo largo de la Cordillera de los
Andes desde el norte de Venezuela, pasando por Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia,
el norte de Chile y el noroeste de Argentina, y su distribución son en las diferentes
especies que existen como se observa en el cuadro 1.
Los bosques de Polylepis contienen una parte importante de la biodiversidad de
Sudamérica (Yensen y Tarifa 2001).
Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países
ESPECIE/PAIS ARGENTINA BOLIVIA COLOMBIA CHILE ECUADOR PERÚ VENEZUELA
P. australis X X
P. besseri X X
P. hieronymi X X
P. incana X X
P. lanuginosa *
P. multifuga *
P. pauta X X
P. pepei X X
P. quadrijuga *
P. reticulata *
P. racemosa X *
P. serícea X X X X
P. subsericana * X
P. tomentella X X X *
P. tarapacana X X
P. weberbaueri X X
TOTAL 3 7 2 2 7 10 1
Fuente: Soto (1995), referidos en Padilla (2005). Donde X=ocurrencia, * = endemismo
En Bolivia generalmente la especie Polylepis sp se encuentra distribuido en los
departamentos de La Paz, Cochabamba, Oruro y alrededores de Potosí, Sucre y
Tarija.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS
El género Polylepis (queñua) de la familia Rosaceae es un árbol leñoso que forma
bosques en las zonas más altas del mundo, crece sin problemas a más de 4 500
m.s.n.m, encontrándose en Bolivia entre los 2 100 m.s.n.m hasta los 5 200 m.s.n.m
de altura (Kessler y Fjeldsa, 2006). Es un árbol típico de los altos Andes, porque ha
desarrollado una serie de adaptaciones que le permiten sobrevivir con éxito en
lugares donde cualquier otro árbol perecería (Hensen, et.al.2000).
Respecto a lo mencionado podemos decir que la queñua no forma ella sola bosques
compactos sino que opta por organizarse en poblaciones de árboles aislados, donde
ocupa entre el 15% y el 40% de la superficie y convive con tholas y con macollos de
diversos pastos denominados genéricamente iruichu o paja brava. Una combinación
en la que las tres especies se asocian para conformar comunidades vegetales.
(Liberman, 1996)
Las condiciones ecológicas de los bosques de Polylepis se pueden caracterizar
principalmente en relación a condiciones de temperatura, humedad y suelos. Debido
a su localización a grandes elevaciones en los Andes, los bosques de Polylepis están
sujetos a amplias fluctuaciones diurnas de temperatura, comúnmente con diferencias
de 20-30°C entre las temperaturas máximas del día y las heladas nocturnas. Estas
fluctuaciones representan un estrés enorme para las plantas. Sobre todo a altitudes
por encima de los 4.000 m.s.n.m., la gran mayoría de las especies muestra
adaptaciones a temperaturas bajas. Estas pueden ser debido a las características
morfológicas como las gruesas cortezas de Polylepis y fisiológicas como la
resistencia al congelamiento que también se observa en Polylepis (Körner, 2005).
De acuerdo a Liberman, (1996): en las laderas donde habita la queñua tiende a
ubicarse en las depresiones que ofrecen mayor humedad y un poco más de calor:
debido a lo que se llama las inversiones térmicas nocturnas, las oscilaciones de la
temperatura son menos que en los valles abiertos.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Sin embargo Huanca, (1993); manifiesta que las funciones biológicas del género
Polylepis no se interrumpen con las temperaturas bajas del suelo y que la
profundidad de los mismos no es determinante para la presencia de bosques de esta
especie, porque la correlación entre la fertilidad del horizonte A y la producción de
biomasa favorecen su crecimiento.
2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS
El género botánico Polylepis incluye a aproximadamente 28 especies de pequeños
árboles y arbustos, comúnmente llamados queñua, yagual, kewiña, queñual, queñoa
entre otros (del quechua qiwuña), pertenecientes a la familia Rosaceae y a la tribu
Sanguisorbeae como se muestra en la siguiente clasificación:
2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES
Polylepis besseri subespecie Incarum, es un árbol de 1.60 a 3.60 m de alto, presenta
un fuste torcido; corteza del tronco y ramas mas grandes café rojizo, reduciéndose
en grandes piezas, tiene abundante ritidoma membranoso o piperáceo, exfoliable.
Las flores dependen de racimos de regular longitud, como se tiene en la Figura 1.
2.4.1 Sistema radicular
El sistema radicular consiste en una raíz principal y gran cantidad de ramificaciones
laterales, que penetran la tierra en todas direcciones en busca de agua y ancla el
árbol firmemente al suelo para defenderlo de los vientos que nunca dejan de soplar
(Liberman 1996)
Orden
Género
Especie
Familia
Subfamilia
Subespecie
Rosales
Rosaceae
Rosoideae
Polylepis
Besseri Hieron
Incarum
María Elisa Quispe Callisaya 6
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.4.2 Tallo
De acuerdo a Huanca (1993); la queñua presenta fuste fuortoso, con corteza de color
rojizo, con desprendimiento de ritidoma (láminas de color marrón – rojizo exfoliables
lustrosos.
Martínez y Villarte (2009) mencionan que Polylepis besseri incarum presenta
generalmente un diámetro del tronco del tallo de plantas adultas de 32 cm y las
plantas jóvenes de 4-12 cm.
La queñua se ha descrito como un árbol de hábito simpódico – tronco ramificado, no
crece de manera erecta, copa abierta desde la base, que puede alcanzar tres a siete
metros de altura, con un tronco corto y con tendencia helicoidal, de 30 a 60
centímetros de diámetro en la base, ramas tortuosas y ramitas pilosas en el extremo
(Collahuasi 2010).
Fuente: Kessler (1995)
Figura1.Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.4.3 Hojas
Las hojas son congestionadas en las puntas de las ramas, imparipinadas con 1 a 2
pares (con 3 foliolos), hojillas, rombas en el contorno, de 1.5 a 4.2 cm. de ancho y 1.9
a 5.2 cm. de largo; caquis densamente blanco panoso, usualmente con tricomas
glandulares mezclados, punto de enlace de la hojilla con un copete de tricomas
blancos lanosos; vainas estipulares truncas en el ápice, superficie externa
densamente cubierta en tricomas blancos o amarillentos lanosos, mezclados con
tricomas glandulares amarillentos, superficie interior y con cima con grandes tricomas
lanosos, lo cual se muestra en la figura 2.
Hojillas obovoides, de elípticas a rombas en el contorno, el primer par de la hojilla
terminal es el más grande, uno de estos pares tiene de 0.4 a 1.0 cm. de ancho y de
1.0 a 2.8 cm. de largo (se muestra en la figura 1), bordes enrollados, dentellados con
4 a 11 dientes; ápice agudo obtuso o muy ligeramente recortado; base
desigualmente atenuadas, rara vez redondeada, hojilla terminal con pecíolo de 3 a 6
mm de largo; superficie superior de lisa a ligeramente rugosa, verde oscuro, de lisa a
lanoso, panosa y/o glandular; superficie inferior con una capa densa igualmente
distribuida de muy corta a moderadamente grande, tricomas panosos blancos o
amarillentos, usualmente con tricomas glandulares amarillentos a lo largo de las
venas, rara vez lisa sobre las venas (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
Figura. 2 Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando, tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.4.4 Inflorescencias y semillas
La queñua posee flores hermafroditas incompletas; sin corola ni nectario de 0.5 a 1
cm. de diámetro con sépalos de 3 a 4 ovados verdes y la superficie interior con
cantidades variable de tricomas panosos, lanosos y glandulares con estambres de 14
a 20, enteras orbiculares, cubiertas con grandes tricomas blancos (Kessler 1995
citado por Padilla 2005).
Las inflorescencias están dispuestas erectas, no sobresalientes de entre las hojas,
con una a dos flores. miden de 3 a 10.5 cm. de largo, con 6 a 8 flores; brácteas
florales de 3 a 7 mm de largo, ocasionalmente con puntas como hojillas, sobre la
superficie externa el raquis no es ramificado y están cubiertos con tricomas blancos o
amarillentos lanosos y glandulares (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
La floración se produce en un amplio periodo de tiempo, desde mediados de año
hasta el verano, mientras que la maduración de frutos ocurre entre los meses de abril
y junio, pudiendo adelantarse a febrero según la temporada, (Collahuasi, 2010).
2.4.5 Fruto
El fruto es un aquenio alado seco con cuatro aristas, que mide, generalmente, cinco
milímetros de largo y cuatro milímetros de ancho. En el interior hay una semilla de
uno y medio a dos milímetros, la mayor parte de las veces vana (sin endosperma). El
fruto puede permanecer adherido al árbol durante más de un año, por lo que en la
colecta se mezclan frutos nuevos y antiguos.
Las semillas es espiralada con una cubierta densa de tricomas lanosos y glandulares
con lomas aplanadas de 2 a 5 y espinas de 0.3 a 0.8 cm de ancho incluyendo las
protuberancias de 0.3 a 0.7 cm de largo (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA
De acuerdo a Liberman (1996) y Rodríguez, (2000), muchos pobladores recurren a
la queñua en busca de leña para la cocina, palos para cercar los canales, vigas y
tijerales para sus viviendas, etc., es un uso del bosque relativamente controlado.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Otra cosa es cuando los vientos impetuosos arrastran hasta los queñuales el fuego
que los campesinos aplican en invierno a los pastos secos para estimular el rebrote,
perecen entonces árboles, plántulas y semillas.
Además por ser uno de los pocos árboles que crece en las zonas altas presentan
grandes perspectivas en su utilización, su importancia radica en los múltiples usos y
aplicaciones que se le da a esta especie.
2.5.1 Beneficios directos
De acuerdo a Martínez y Villarte (2009) esta especie (polylepis besseri incarum) a los
alrededores del lago Titicaca tiene un beneficio directo del 34% para los pobladores
debido especialmente como combustible: leña y carbón de alta calidad y también en
la pequeña industria ya que elaboran algunos muebles con esta madera.
Así mismo es de gran beneficio no solo en este sector sino también en toda
distribución donde se encuentra este género.
a) Combustible
Collahuasi, 2010, menciona que la madera de queñua es utilizada como leña, el cual
es un buen combustible, da menor fuego que el eucalipto, pero arde más tiempo y
proporciona gran calor, lo cual ha ocasionado la tala irracional de la especie.
b) Artesanía
La madera de queñua es de excelente calidad, dura y flexible, razón por la cual es
utilizada para la construcción de vigas, puntales, puertas, así como para la
confección de herramientas agrícolas (arados, yugos, combos, mangos de
herramientas, etc.)
También es utilizada para artesanía fina como telares, enseres domésticos,
juguetería, adornos y muebles, como lo indica, (Collahuasi, 2010).
María Elisa Quispe Callisaya 10
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
c) Industria
La especie presenta una coloración rojiza, lo cual indica la presencia de sustancias
tánicas; estas sustancias son utilizadas para el teñido de cueros y tintura de lana.
Para el tejido de lana se utilizan generalmente las ramas apicales, como también la
corteza, la cual en agua desprende un color beige; las hojas y ramas también son
utilizadas para la curtiembre de cueros, puesto que estas desprenden otro tipo de
sustancias tánicas, (Collahuasi, 2010).
d) Medicina
La queñua en medicina, tiene muchos y variados usos; puede tomarse como mate,
ser utilizado en infusiones, cataplasmas y baños (ramas, hojas y corteza.) Puede ser
utilizada en la curación de afecciones respiratorias, males de vejiga, reumatismo y
limpieza de la sangre después del parto.
De acuerdo a Vidaurre, (1993) citado por Rodríguez, (2000); menciona que los tallos
frescos molidos con copal y wairuru, sirven para la preparación de plastos que son
utilizados en casos de fracturas o luxaciones; la corteza en decocción, se utiliza
como baño tonificante para niños raquíticos, esta misma pero molida y macerada en
aguardiente se toma como tónico para superar la anemia; la corteza molida y en
decocción se toma como purgante para combatir el estreñimiento.
e) Otras utilidades
La madera de la especie es dura, resistente a la humedad y por esta razón es
utilizada para la fabricación de postes para cercas, parantes de chozas, y
antiguamente eran utilizadas para confeccionar puntales para las minas. Las ramas y
fustes más rectos se usan para el techado de viviendas rurales; hasta el árbol seco
es utilizado para hacer postes para corrales y chapapas (especie de tendedero para
de desecación o deshidratación de carne). También el ganado aprovecha las hojas
de queñua, las cuales se consumen en la época de escasez de forraje,
María Elisa Quispe Callisaya 11
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
especialmente por el ganado camélido; finalmente en casos y fechas especiales la
queñua sigue siendo utilizada como planta ritual.
2.5.2 Beneficios indirectos
Liberman (1996) expresa que existen antecedentes sobre el aporte de abundante
hojarasca al suelo. Lo cual favorece al aumento de materia orgánica al suelo.
Martínez y Villarte (2009) indican que 670 especies de aves se distribuyen en las
regiones altas de los Andes con rodales de Polylepis, de las cuales 51 habitan
típicamente los bosques de Polylepis y 14 son especialistas de estas formaciones
vegetales (Oreomanesfraseri y Leptasthenura yanacensis) (Fjeldsa 2002).
Tres especies (Ochthoecaoe nanthoides, Carduelisatratay Phrygilus unicolor) fueron
registradas en la categoría de afinidad estrecha por los bosques de Polylepis según
Fjeldsa y Kessler (2004).
Estos datos sugieren que los patrones de recambio de la avifauna local están
estrechamente ligados a formaciones vegetales únicas como son los fragmentos de
Polylepis e incluso a distancias relativamente cortas en los Andes.
2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS
Martínez y Villarte (2009) indican que (Kessler y Driesch 1993).mencionan que las
especies de Polylepis tiene dos estrategias reproductivas: Por semillas y mediante el
enraizamiento de ramas postradas.
De acuerdo a Miranda, (1994); la queñua se propaga por vía sexual mediante las
semillas y por vía asexual (siendo ésta ultima la más conveniente), mediante
estacas, esquejes y acodos; estos tres últimos son los más utilizados y
recomendados por sus altos índices de prendimiento en relación con el poder
germinativo de la semilla.
María Elisa Quispe Callisaya 12
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.6.1 Propagación sexual
La propagación sexual se define, como el proceso que consiste en la fusión de dos
gametos haploides de diferente sexo, para dar origen a una nueva célula, llamada
huevo o cigoto, capaz de desarrollarse en una nueva planta". (Rodríguez, 2000)
Conforme a observaciones realizadas en diferentes lugares de recolección se llego a
la conclusión de que la especie en estudio (Polylepis besseri) tiene una fenología
irregular, es decir que no tiene una época de floración bien definida, pues es posible
encontrar árboles de queñua en floración o fructificación casi en cualquier época del
año.
Sumando a lo anterior se tiene otro gran problema dentro de la reproducción sexual
de la especie, la baja viabilidad de la semilla; pues el poder germinativo de la semilla
en la zona de estudio oscila entre el 4% a 6%, además de que esto parece depender
del árbol proveedor.
El rendimiento aproximado de la semilla de queñua es de un kilogramo
(aproximadamente 100.000 semillas) por cada cinco kilogramos de material
recolectado (Hoyos 2004).
Corroborando lo anterior Aguirre, (1988); indica que la semilla de queñua presenta
bajo poder germinativo el mismo que llega algunas veces a 0%, cuando los árboles
se encuentran en bosques pequeños y aislados. Esto ha sido explicado por los
fenómenos propios de la especie como ser la dicogámia y polinización anemófila.
a) Regeneración natural (Brinzales)
Según Soto, (1995) los brinzales son plantas procedentes de semilla, las cuales han
germinado de manera natural al píe o alrededor de la planta, los que posteriormente
son utilizados por el hombre para mejorar la propagación de la especie.
En Ascash (Perú), la regeneración natural es buena, donde se ha tenido éxito con
brinzales de 8 – 10 cm., obteniendo resultados aceptables (Pretell, 1985)
Regeneraciones naturales observadas en Bolivia dieron un resultado regular; aunque
María Elisa Quispe Callisaya 13
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
brinzales de 3 – 5cm de alto soportan muy bien el repique, sin embargo el mayor
inconveniente es el crecimiento lento de las plantas por lo cual no se justifica esta
práctica en vivero. (Zacari, 2010).
Por lo general en los rodales de Polylepis la regeneración natural presenta
densidades bajas lo que limita las posibilidades de una mayor propagación en vivero.
No obstante, con la remoción del suelo debajo de los árboles es posible obtener
densidades mayores. Finalmente diremos que la cantidad de brinzales, su
extracción, los cuidados a tener durante el traslado de los mismos hacia el vivero y el
lento crecimiento son los mayores obstáculos para la no-utilización de éste método.
2.6.2 Propagación asexual
Ipizia (2011) menciona que la propagación asexual o propagación vegetativa de los
individuos es a partir de órganos vegetativos; es decir, que cada planta produce otras
nuevas genéticamente idénticas a ella, que se han originado de órganos vegetales
sólo por división celulares o mitosis. Estas divisiones mitósicas de las células
duplican el genotipo de la planta; esta duplicación genética se denomina clonación y
a la descendencia se les llama clones. Entonces, un clon es un grupo de dos a más
individuos genéticamente idénticos que se desarrollaron a partir del mismo progenitor
por medios vegetativo.
Es importante subrayar, que en propagación, un clon siempre implica un grupo y no
un individuo. Un individuo producido por clonación forma parte de un clon. El árbol
seleccionado para obtener material de propagación se llama ortet y cada una de las
secciones vegetativas obtenidas se denomina ramet. Todos los ramet procedentes
de una sola planta madre, conforman un grupo genéticamente idéntico, “fotocopias”
exactas del árbol original. Estos grupos de plantas que tienen un mismo genotipo
conforman un clon.
Esto es posible, porque cada célula de la planta contiene la información genética
necesaria para generar una planta entera. A esta propiedad de las células
vegetativas vivientes de las plantas se le llama totipotencia. Se puede obtener
María Elisa Quispe Callisaya 14
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
nuevas plantas a partir de hojas, tallos, raíces o meristemas. Lo que ocurre es que
de estas partes vegetativas (tallos o raíces) o por medio de su unión por injerto,
estacas o acodos, se forman raíces o yemas adventicias. Raíces adventicias son
aquellas que se originan de cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces,
del embrión y sus ramas. Yemas y ramas adventicias son las que se originan en
cualquier parte de la planta diferente a la yema terminal, yemas laterales o latentes
de los tallos.
Según Ipizia, (2011), las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,
comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,
que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,
pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo.
2.6.3 Importancia la propagación asexual
Para Weaver, (1976); en la propagación asexual las características heredadas del
progenitor pueden ser conservadas. En realidad la nueva planta es la continuación
del crecimiento y desarrollo del progenitor. Esta forma de reproducción tiene la
ventaja de reproducir exactamente el árbol del que tomamos el vástago, además se
obtienen árboles del mismo sexo que tiene la planta madre. (Robinsón, 2001)
De igual forma, con la reproducción asexual es posible evitar los periodos juveniles
largos o prolongados, ya que las plantas que se cultivan a partir de semilla pasan por
un periodo de desarrollo juvenil prolongado en el cual no ocurre floración, en cambio
mediante la propagación vegetativa se retiene la capacidad de floración evitando con
ello la fase juvenil. También se evita en gran medida las características morfológicas
inconvenientes (defectuosas) que posiblemente se tendrían al propagar por semilla.
Finalmente se puede decir que la gran razón para utilizar la reproducción vegetativa
especialmente en el género Polylepis por la baja viabilidad de la semilla y por
consiguiente el bajo porcentaje de geminación de la misma, lo cual determina una
reproducción sexual extremadamente baja (Robinsón 2001 citado por Hoyos 2004).
María Elisa Quispe Callisaya 15
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.6.4 Métodos de propagación asexual
La forma de reproducción más común para el género Polylepis es por vía vegetativa,
es mediante la recolección de esquejes o estacas, un segundo método es utilizando
estacas convencionales y también es posible reproducirlas exitosamente por acodo,
(Huanca, 1993)
a) Acodo
Según Torrez, (1992); el acodado es un proceso en el cual las ramas, que aun
forman parte de la cepa, son motivadas a enraizar enterrándolas en el sudo una vez
enraizadas son separadas de la cepa y hechos plantones
La propagación por acodos, principalmente aérea es rápida y eficiente utilizando
tierra y estiércol o aserrín como substrato. También se puede emplear acodos
básales tipo aporque. Sin embargo la propagación por acodo es limitada y solo debe
usarse en pequeña escala (Pretell et.al, 1985).
b) Estacas
Se define "como una porción de rama que, separada de la planta madre y plantada
en condiciones adecuadas, emite raíces y brotes, dando lugar a una planta igual a
aquella de la que proviene”. (Rodríguez, 2000) La estaca es un fragmento de rama,
que sacado en el periodo invernal y enterrado parcialmente, es capaz de producir
una planta perfectamente igual a aquella de la cual procede. (Torrez, 1992)
Ipizia (2011) indica que en la propagación por estacas, se corta de la planta madre
una porción de tallo o raíz, después de lo cual esa porción se coloca en ciertas
condiciones ambientales favorables, induciendo a que se formen raíces y tallos,
obteniéndose con ello una planta nueva.
Dentro de las estacas existe una clasificación teniendo: estacas de madera dura,
estacas de madera semidura (siempre verdes) siendo el caso de la queñua, estacas
de hoja, de raíz, etc (Hartmann y Kester, 1999)
María Elisa Quispe Callisaya 16
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Generalmente se utiliza estacas lignificadas de 40 cm, repicadas en bolsas,
platabandas o terreno definitivo. Con un buen manejo este método da buenos
resultados sin embargo este método tiene algunos inconvenientes como: la
utilización de gran cantidad de material vegetal, en detrimento del rodal o árbol
padre, y el lento crecimiento de las plántulas, el cual varía entre 2 – 4 cm por año en
el vivero. (DFPA, 1991)
La propagación por estacas es ventajosa, ya que de unas cuantas plantas madres es
posible iniciar muchas plantas nuevas en un espacio limitado. Este método de
propagación vegetativa es económico, rápido, simple y no requiere técnicas
especiales como los injertos. La planta, por lo general, se reproduce exactamente sin
cambio genético.
Sin embargo, no siempre es recomendable reproducir las plantas totalmente por
estacas aunque sea posible. Siempre es necesario usar un patrón resistente a
alguna condición adversa del suelo, a organismos patógenos que viven en el terreno
(Ipizia 2011).
Se tiene información acerca de estacas convencional de Polylepis plantadas en
campo definitivo, sólo prenden en sitios con buenos suelos y humedad adecuada. El
tamaño recomendable de la estaca es de 30 cm de largo y 1,5 – 2 cm de diámetro
(Pretell, 1985) Se recomienda tomar estacas de ramas leñosas no muy viejas. Hay
poca información sobre el prendimiento.
2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes
Torrez, (1992) citado por Hoyos (2004); afirma que bajo adecuadas condiciones
medio ambientales, un fragmento de un órgano vegetativo de la planta desarrollara
nuevas raíces y brotes llegando a constituirse en una nueva planta; estos se
denominan esquejes y es la forma más simple de reproducción.
El empleo de esquejes o ramillas llamadas también estacas apicales, es el método
confiable y recomendable para propagar el género Polylepis, para lograr buenos
resultados el esqueje debe tener por lo menos cinco raíces preformadas (especie de
María Elisa Quispe Callisaya 17
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
chichones o protuberancias), las cuales se buscan debajo de la corteza inferior de la
rama, (Mendoza, 2010).
Ipizia (2011) indica que en nuestro medio son conocidas como ramillas terminales o
esquejes. Son obtenidas de especies leñosas siempre verdes. Las cuales deben ser
tomadas en periodo de inicio de lluvias. Su dimensiones varían entre 7 y 15 cm. de
largo, reteniendo las hojas de la parte superior. Si éstas fueran muy grandes deben
reducirse para evitar la pérdida de agua y permitir un menor espaciamiento en la
cama de cultivo. Con frecuencia se usan las puntas de las ramas, pero las partes
basales del tallo también enraízan. El corte basal se hace justamente debajo de un
nudo. Es recomendable obtener el material en las primeras horas de la mañana,
cuando los tallos están turgentes y mantenerlos envueltos en una tela húmeda. Se
deben proteger del sol todo el tiempo.
2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes
Robinson, (2001) citado por Hoyos (2004) coinciden en manifestar que esta forma de
propagación es la más adecuada para el género por las siguientes razones:
Se obtiene porcentajes altos de prendimiento, cuando la técnica se aplica
correctamente.
La extracción del material vegetal! (esquejes) no afecta a los árboles
"semilleros" en su normal desarrollo. Asimismo existe un menor riesgo de
entrada (al árbol) de patógenos por heridas de menor tamaño, que cuando se
propaga por estacas.
La recolección y traslado del material vegetal (esquejes) al vivero no implica
grandes costos.
Hay muchas ventajas en cultivar material a partir de esquejes. En primer lugar, una
mayoría de especies son aptas para reproducirse por este sistema en un periodo de
tiempo razonablemente corto.
María Elisa Quispe Callisaya 18
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
En la mayoría de los casos, además, los esquejes enraizados poseen las mismas
características de la planta madre; además, con este método creamos un sistema
radicular fibroso y, como consecuencia de ello, los plantones serán más fáciles de
trasplantar y las raíces más fáciles de podar.
Una de las pocas desventajas de este método es que a menos que se cuente con
esquejes relativamente gruesos, será necesario esperar cierto tiempo para obtener
una planta atractiva, aunque si bien es cierto este tiempo es más corto que al utilizar
semillas.
La propagación por esquejes es aconsejable para especies que normalmente no
producen semillas viables, o cuyas semillas pierden rápidamente su capacidad
germinativa. Una de dichas especies es queñua. (PDA, 1993)
2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes
Hoyos (2004) indica que en la propagación por esquejes depende de las
condiciones inherentes de los esquejes y de las condiciones ambientales durante el
periodo de formación de raíces.
Así Torrez, (1992); considera que la propagación por medio de esquejes depende de
la especie a propagar, el estado de diferenciación de tejidos del tallo predestinado a
formar raíces, el estado de nutrición del árbol.
Por otro lado la calidad del substrato, la humedad del mismo y la humedad relativa
del aire son factores claves para el enraizamiento, siendo este último uno de los
factores más decisivos.
a) Época de recolección
La recolección de esquejes se debe realizar poco después de iniciada la época de
lluvias, lo cual probablemente se debe a que la zona generatriz o cambium es más
activo cuando se tiene mayor humedad. (Soto, 1995)
María Elisa Quispe Callisaya 19
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Aguirre (1988) recomienda colectar esquejes para polylepis entre los meses de mayo
y septiembre para la propagación en vivero, mientras que para plantación directa en
el terreno definitivo se prefiere los meses de noviembre a febrero (época de lluvia),
que es cuando las raíces preformadas son más notorias entre los entrenudos. En
algunos lugares donde las condiciones de humedad son mejores es posible
recolectarlas durante todo el año.
Gallego, (2001); considera que el mejor periodo para efectuar la recolección
esquejes va desde la primavera hasta principios de verano Sí se opta por hacerla a
finales de verano u otoño cabe la posibilidad de que el esqueje no emita raíces, y en
algunos casos puede incluso morir la planta.
Para Hartmann y Kester, (1999); "la estación del año en que se recolectan estacas
apicales puede tener enorme influencia sobre los resultados obtenidos y puede ser la
clave para obtener un enraizamiento exitoso".
2.6.8 Selección del material vegetativo
Todos sabemos que para obtener un esqueje basta con sacar una rama de la planta
y plantarla, con este simple sistema algunos esquejes llegarían a enraizar, pero una
mayoría moriría en el intento cuidando algunas variables, el porcentaje de esquejes
enraizados será mucho mayor.
a) Características de las áreas de recolección
Las mejores áreas para la obtención de esquejes son las zonas húmedas como
orillas de los ríos, quebradas, etc., estas zonas por tener una humedad relativa más
alta, facilitan la presencia de raíces preformadas en los esquejes. (DFP A, 1991).
b) Selección de árboles madre
Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que para la propagación por esquejes la
fuente u origen del material es de gran importancia y las plantas madres de las
cuales se obtengan dicho material, deben poseer las siguientes características:
María Elisa Quispe Callisaya 20
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
o Estar libres de enfermedades y plagas
o Ser fieles al nombre y tipo.
o Mostrar un crecimiento vegetativo activo y una alta capacidad
regenerativa.
Además, se recomienda la recolección de los esquejes de árboles viejos, aislados y
en mayor cantidad de aquellos que estén ubicados en zonas húmedas. También es
necesario que los árboles madre tengan buenas características fenotípicas, fuste
recto, copa bien formada, sano, libre de plagas y enfermedades, etc. ( Soto, 1995).
La nutrición de la planta madre puede ejercer una fuerte influencia en el desarrollo de
las raíces. Factores internos, tales como el contenido de auxina, de co-factores de
enraizamiento y las reservas de carbohidratos pueden desde luego, influir en la
iniciación de las raíces como lo mencionan (Hartmann y Kester, 1999)
c) Presencia de raíces preformadas
Zamudio, (1990): recomienda que para la propagación de esquejes se debe
considerar la presencia de “chichones” que se dan preferentemente en los meses
lluviosos. No obstante en algunos lugares como Puno -- Perú, o Sajama - Bolivia, los
esquejes o ramillas apicales presentan escasas formaciones de chichones y muchas
veces no presentan ninguna. En este caso se recogen ramas con abundantes
ramillas y a partir de éstas se preparan estacas tipo talón que posibilitan éxitos
mayores a 60% de prendimiento.
d) Tipo de madera o rama seleccionada
Se sabe que en la composición bioquímica de un árbol como de una rama, existe
una marcada diferencia desde la base hasta el ápice. Esto explica que cuando se
toma esquejes de diferentes partes de la rama de un árbol, se observa variaciones
en la producción de raíces. (Aguirre1988)
María Elisa Quispe Callisaya 21
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Por esta razón Hoyos, (2004): recomienda que la extracción de esquejes se la realice
preferentemente de las ramas bajas por ser éstas las que tienen !as mayores
posibilidades de presentar raíces adventicias. Por otra parte los esquejes que
emergen de la rama principal se consideran de buena calidad, así también aquellos
que son tomados de la parte apical de las ramas.
Otros autores como Aguirre, (1988) y Zamudio, (1990); dicen que los esquejes están
en cualquier parte de la rama adulta, pero es recomendable recolectar aquellas que
se encuentran en la parte media de la rama y ésta rama a su vez debe encontrarse
en la parte media del árbol, en forma de ramillete con hojas verdes en la punta.
Es mejor recoger el material temprano por la mañana y mantenerlos siempre frescos
y turgentes, envolviéndolos en sobres manila o en bolsas de polietileno; puesto que
la exposición de los esquejes al sol aun por unos cuantos minutos causa serios
daños. Para el traslado de los esquejes, estos deben ser protegidos de los rayos
solares, ya sea sumergiéndolos en agua o embalados en materiales que eviten la
pérdida de humedad.
e) Características de un esqueje
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para la obtención de esquejes es de suma
importancia escoger el material adecuado de la planta madre, aunque éste varía
enormemente según la especie que se trate. Por lo tanto es necesario saber
reconocer las ramas adecuadas.
Así se tiene que el mejor material para esquejes tiene cierto grado de flexibilidad,
pero está lo suficientemente maduro para romperse cuando se dobla demasiado, en
cambio aquellas ramas tiernas, suaves, de crecimiento rápido no son convenientes,
ya que es probable que se deterioren antes de enraizar; como tampoco deben
recolectarse aquellos tallos viejos y leñosos, ya que enraízan con dificultad.
Extraídos algunos esquejes se procede a remover el ritidoma que recubre el tallo
para verificar la presencia de los chichones, una vez comprobada su presencia, no
será necesario repetir la operación en los demás esquejes.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
e) Longitud y diámetro de Ios esquejes
Según Padilla, (1985) varios casos en propagación vegetativa de especies forestales
y muy poco se sabe del efecto de la longitud de las estacas (esqueje) para el
enraizamiento. No obstante la longitud de los esquejes varia generalmente entre 7 a
12 cm. de Iargo y el corte deberá ser limpio y sin rasgaduras y lo más cerca de la
rama principal (Hartmann y Kester, 1999 y Gallego, 2001).
Olivera, (1992) indica que el grosor del tallo de los esquejes debe ser el de una
lapicera, vale decir aproximadamente 1cm. de diámetro.
2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes
a) Enraizamiento por remojo en agua
Mamani y Apaza (1993) en el Proyecto Arbolandino utilizaron remojo en agua para la
propagación vegetativa en el prendimiento de brotes de queñua, lo que resulta
accesible para las familias campesinas.
b) Enraizamiento por estratificación en arena
Raña (1994) citado por Condori (2006), indica que para el enraizamiento es mejor el
uso de arena de río, donde las estacas se estratifican húmedas, sueltas o reunidos
en paquetes, sin dejar espacios de aires que podrían ser perjudiciales.
Puede colocarse en posición vertical o ligeramente inclinada o invertida.
CESA (1989) citado por Callisaya (1999) indica que ensayos realizados en Budleja
incana han mostrado mejores prendimientos con estacas estratificadas en arena por
tres días.
Mendoza (2010) señala que para la estratificación en arena de esquejes de polylepis,
estos deben estar de manera inclinada y en estratos a una profundidad del suelo de
80 cm., donde debe estar con una adecuada humedad la arena siendo generalmente
de 40% y no sobrepasando este, además menciona que el tiempo de estratificación
María Elisa Quispe Callisaya 23
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
es adecuado por 15 días y deben estar bien protegidos evitando que lleguen los
rayos solares pero con una adecuada temperatura.
Los esquejes a utilizarse deben tener solamente 2 a 3 hojas en la parte superior y
ningún brote para evitar así la deshidratación del mismo.
2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO
Gallego, (2001); menciona que cuando se corta un esqueje y se lo pone a enraizar,
la ramita o esqueje sufre un shock terrible, esto debido a que se le corta el suministro
de agua y de alimentos provenientes de las raíces. Además las células del tallo
deben cambiar completamente su función; mientras el esqueje estaba unido a la
ahora, debe brotar raíces.
Aunque todas las células de la planta están preparadas para realizar cualquier
función, el proceso del cambio es duro y extenuante. Se debe lograr que este cambio
se produzca de la forma menos traumática para la planta de manera que retome su
crecimiento lo antes posible.
Por esta razón Hartmann y Kester (1999), mencionan que para tener éxito en lograr
el enraizamiento de esquejes, las condiciones ambientales requeridas son
temperaturas adecuadas, una atmósfera conducente a bajas pérdidas de agua, luz
amplia pero no excesiva y un medio de enraizamiento limpio, húmedo, aireado y bien
drenado.
2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad)
Aunque la presencia de hojas en las estacas (esquejes) constituye un fuerte estímulo
para la iniciación de raíces, la pérdida de agua por las hojas puede reducir el
contenido de agua de las estacas a un nivel tal que ocasione su muerte antes de que
pueda efectuarse la formación de raíces. (Hartmann y Kester, 1999)
En las estacas se ha interrumpido la provisión natural de agua de las raíces a las
hojas; pero estas todavía transpiran; para reducir al mínimo la transpiración de las
hojas, se tiene algunos métodos: enraizar las estacas en un invernadero y mantener
María Elisa Quispe Callisaya 24
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
un riego frecuente, esto mantiene una humedad ambiental elevada dentro de la
estructura.
De acuerdo a Gallego, (2001); el principal riesgo para los esquejes en los primeros
días es la deshidratación. No tienen raíces por lo que no pueden absorber agua ni
nutrientes. Para evitar que se deshidraten y mueran hay que situar los esquejes en
un lugar de humedad elevada (más de 90%).
2.7.2 Temperatura
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para el enraizamiento de estacas de la
mayoría de las especies son satisfactorias temperaturas diurnas de 21 a 27 ºC, con
temperaturas nocturnas de 15°C.
La temperatura del aire excesiva tiende a estimular el desarrollo de las yemas con
anticipación al desarrollo de las raíces y por lo tanto aumenta la pérdida de agua por
las hojas. Es importante que las raíces se desarrollen antes que el tallo.
La temperatura de los esquejes es otra variable decisiva en los índices de
supervivencia. Cuanto más estable y constante sea (día y noche) mejor. La
temperatura ideal sería 25º a 28°C en las raíces y tres o cuatro grados menos en
torno a las hojas, lo que minimiza la transpiración, y por lo tanto la deshidratación de
los esquejes según, (Gallego, 2001).
2.7.3 Luz
Según Hartmann y Kester. (1999) en todos los tipos de crecimiento y desarrollo de
las plantas, la luz es de importancia primordial como fuente de energía para la
fotosíntesis. En el enraizamiento de estacas (esquejes), los productos de la
fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces.
También es importante mencionar que durante el proceso de enraizamiento los
esquejes no necesitan mucha luz. Basta con colocarlos en un rincón abrigado para
protegerlo del sol directo. (Gallego, 2001).
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS
Ipizia (2011) señala que las raíces adventicias son aquellas que se originan de
cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces, del embrión y sus ramas.
También menciona que las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,
comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,
que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,
pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo. Las raíces de
lesiones se desarrollan o emergen sólo luego que se tiene el material de propagación
listo; es una respuesta al efecto de la lesión del corte como ocurre con el sauce, el
sauco, el álamo o el pajuro.
Los cambios que visiblemente se aprecian en el material a propagar son los
siguientes:
Formación de raíces iníciales en ciertas células cercanas a los haces
vasculares, las que se han vuelto meristemáticas por diferenciación.
Desarrollo posterior de estas raíces en primordios de raíces organizadas.
Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales y los tejidos conductores
del propio material a propagar.
Para Hartmann y Kester (1999), el proceso de desarrollo de las raíces adventicias
en las estacas de tallo puede dividirse en tres fases, las cuales se detallan más
adelante
2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz
En muchas plantas su formación es después que se ha hecho la estaca, la misma
que en plantas herbáceas se inicia afuera y entre los haces vasculares, las que
dividiéndose forman grupos de células para constituir el primordio de raíz que se
conecta con el haz vascular adyacente. Al emerger del tallo, la raíz adventicia
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
generalmente tiene diferenciada una cofia y los sistemas de tejidos ordinarios de la
raíz, así como una conexión vascular completa.
2.8.2 Iníciales de raíces preformadas
En algunas plantas, las iníciales de raíz adventicias se forman durante el desarrollo
del tallo intacto y están presentes cuando se obtienen las estacas. Estas están
latentes hasta que son colocadas en condiciones ambientales favorables. Las
iníciales de raíz preformadas no es esencial para el enraíce.
2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces
En estacas colocadas en condiciones favorables, se forma un callo en su extremo
basal, como una masa irregular de células parenquimatosas en diversos estados de
lignificación que se originan de células de la región del cambium vascular y el floema
adyacente. Con frecuencia, las primeras raíces aparecen a través del callo,
conduciendo esto a la suposición de que la formación de callo es esencial para el
enraizado, sin embargo son independientes. El hecho de que con frecuencia ocurra
de manera simultánea se debe a su dependencia de condiciones internas y
ambientales análogas.
2.9 SUSTRATO
2.9.1 Suelo
La organización para las naciones unidas para la agricultura y alimentación (FAO
1986), considera el suelo como el medio para el crecimiento de las plantas, además
que ofrece soporte mecánico, abastece de agua, oxígeno y proporciona nutrientes.
Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que el suelo está formado por materiales en
estado sólido, líquido y gaseoso, y para que las plantas tengan un crecimiento
satisfactorio tales materiales deben encontrarse en proporciones adecuadas.
La parte sólida está compuesta por formas orgánicas e inorgánicas. La parte
inorgánica está constituida por residuos de la roca madre, después de la
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
descomposición debida de ésta. La porción orgánica está constituida por organismos
vivos y organismos muertos, estos últimos en diferentes estados de descomposición
forman la materia orgánica. La porción líquida del suelo, está formada por agua, la
cual contiene en solución algunos minerales como el oxígeno y el dióxido de
carbono. Finalmente la parte gaseosa del suelo, es de suma importancia para el
crecimiento de las plantas, pues proporciona oxígeno a las raíces y a ciertos
microorganismos deseables.
2.9.2 Sustrato
Goitia (2000) citado por Condori (2006) señala que un sustrato es la mezcla de
distintos materiales utilizados en un vivero entre los que encontramos Tierra vegetal,
tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra de lugar y el sustrato que se
quiere utilizar debe contener un mayor número de nutrientes y una textura franco
limosa a franco arcillosa. En este sustrato las plántulas crecen y se desarrollan hasta
su establecimiento en plantación.
Estos difieren poco según cultivo y técnicas empleadas es previsible que se
empiecen a diferenciar diversas tipologías de sustratos para semilleros, para
enraizamiento de esquejes y para forestales. A medida que se desarrolla la planta, la
evapotranspiración aumenta; por ello es necesario que el sustrato proporcione un
suministro continuo de agua y elementos nutritivos, y de aeración suficiente al mismo
tiempo.
Es importante la facilidad del mecanismo del llenado de las bandejas de
multiplicación, además de la necesidad de que requiere un sustrato principalmente
fibroso. Por ello los sustratos para la multiplicación se suelen basar en mezclas de
turba y tierra (Collí 2005).
Chávez y Egoavil (1991) citados por Hoyos, (2004) indican que "el sustrato es la
tierra en la cual se crían o se desarrollan las plantas" y sus componentes pueden ser:
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
a) Tierra Componente básico que de acuerdo a las características puede
variar en el contenido nutritivo y las condiciones de drenaje cuando se
le agrega otros componentes.
b) Arena Componente que se utiliza para mejorar las condiciones de la
tierra, con la finalidad de tener un mejor enraizamiento, favorecer la
filtración de agua y evitar el endurecimiento del substrato.
c) Abono Sustancia de origen animal o vegetal que puede o no ser
agregado a la tierra o arena (substrato), esto para complementar los
elementos nutritivos necesarios para un buen desarrollo de las plantas.
d) Turba. La turba está formada por restos de vegetación acuática, de
pantanos o maristas, que han sido conservados debajo del agua en
estado de descomposición parcial, mencionado por Hartmann H. y
Kester D. (1999)
e) Cascarilla de Arroz. Mollitor 2004, manifiesta que como materiales
orgánicos se pueden emplear cortezas, chips de madera, compost de
diversos orígenes, fibras de coco y subproductos agroindustriales.
Sobre las características de la cascarilla como materia del sustrato
Calderón 2001, menciona que es un subproducto de la industria
molinera, que se produce ampliamente en las zonas arroceras y que
ofrece buenas propiedades para ser usado como sustrato brindando
características como la de guardar temperatura permitiendo acelerar el
proceso de germinación de semillas.
2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas
Castañeda (1984) mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas
que se usan y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una
planta:
Medio consistente y denso para que las estacas permanezcan en su lugar
durante el enraizado.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Retentivo en humedad, que no necesite ser regado con demasiada frecuencia.
Debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene, permitiendo una
duración adecuada.
Libre de hierbas, nematodos y patógenos.
Debe tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.
2.9.4 Funciones del sustrato
Las planitas requieren continuamente agua para su crecimiento y para otros
procesos fisiológicos como la transpiración; dicha agua debe ser suministrado por
medio del sustrato en que se encuentran.
Las raíces de plantas están constituidas por tejidos vivos que necesitan gastar
energía para crecer y para los procesos fisiológicos. La energía par dichas
actividades fisiológicas es generada por la respiración aerobia, lo cual requiere un
suministro continuo de oxígeno. El producto de, esta respiración es CO2, el cual pude
acumularse en niveles tóxicos si no se dispersa en la atmosfera. Por consiguiente el
sustrato debe ser lo suficiente poroso como para proporcionar un cambio eficiente de
oxígeno y dióxido de carbono.
2.9.5 Medio de enraíce
Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las estacas de muchas especies de
plantas enraízan con facilidad en una gran diversidad de medios, pero en aquellas
que lo hacen con dificultad puede tener gran influencia el tipo de medio de enraíce
que se use no solamente en el porcentaje de estacas enraizadas sino también en el
sistema radicular formado.
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); el medio de enraicé tiene tres funciones:
Mantener a las estacas en su lugar durante el periodo de enraizamiento.
Proporcionar humedad.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Permitir la penetración del aire a la base de la estaca.
2.9.6 Desinfección del sustrato
Padilla y Ramos, (1998) mencionado por Hoyos (2004); recomiendan la desinfección
del sustrato, para evitar la proliferación de enfermedades, hongos y microorganismos
que puedan dañar las plántulas. En viveros grandes la desinfección se la realiza
utilizando productos químicos como el Formol al 40%, Bromuro de metilo, etc., pero
el manejo de los mismos requiere de manos expertas; no obstante también es
posible desinfectar con agua hervida, siendo éste un procedimiento menos costoso y
de fácil ejecución.
Arbolandino (1994), citado por Callisaya (1999) denota que para evitar la presencia
de larvas de insectos y hongos que puedan dañar a las plántulas recomienda hacer
una desinfección del sustrato que puede ser:
Usando agua hirviendo, que se aplica 15 litros para 2 m2 de sustrato con una
regadera de ducha fina, 24 horas antes de la siembra; donde el éxito depende
de una buena distribución del agua en el substrato.
Utilizando formaldehído (250 cm3 de formol al 10% disuelto en 15 litros de
agua), distribuido en 3 m2 de substrato, para protegerlo se debe usar un
plástico para evitar la evaporación de los gases. Después de 48 horas se
destapa y se comprueba que el olor penetrante del formol haya desaparecido.
2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES
2.10.1 Auxinas
Hurtado y merino (1991), mencionan que las auxinas se sintetizan en el ápice de
crecimiento (ápice apical) y tejidos jóvenes (hojas y yemas).
Ipizia (2011) menciona que las auxinas de origen natural, intervienen en el
crecimiento del tallo, formación de raíces, inhibición de yemas laterales, en la caída
de hojas, frutos, y en la activación de las células del cambium. Las auxinas
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
intervienen en la división y diferenciación celular, y formación de raíces adventicias
que se forman de los tallos. Durante la formación de las raíces adventicias en tallos
tratados con auxinas, las células inicialmente se dividen en forma desorganizada
para dar lugar a una masa de tejido que se asemeja a un tumor y que recibe el
nombre de callo, para posteriormente formar los primordios radiculares.
En cuanto a la acción de las auxinas en la formación y el desarrollo de raíces, ésta
se efectúa en dos períodos básicos:
Período de iniciación, donde se forman los meristemos.
Período de elongación y crecimiento de la raíz, donde la punta de la raíz
crece hacia afuera a través de la corteza.
2.10.2 Auxinas naturales
Las auxinas existen en forma natural en las plantas, son productos elaborados en el
metabolismo vegetal. Los principales centros de síntesis de las auxinas son los
tejidos apicales meristemáticos de los órganos aéreos tales como los brotes en
eclosión, hojas jóvenes, pedúnculos en crecimiento, flores e inflorescencias y en
pequeñas cantidades se sintetiza en los meristemos de apicales de raíz (Maldonado,
1990).
2.10.3 Mecanismos de acción
Hartmann y Kester (1998), indican que la auxina inicia un mecanismo de acidificación
(liberación de protones), en la membrana citoplasmática; con la disminución del pH
se activan enzimas estos hidrolizan los componentes de la pared celular y se suelta
la pared; el potencial (debido a la presión) disminuye; entra agua, volumen celular
aumenta; la célula crece; aun no está claro como se inicia la bomba de protones;
también hay un efecto de la auxina sobre el metabolismo de ácidos nucleicos y
proteínas.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.10.4 Transporte
Según Villarroel (1997), indica que las auxinas se dirigen desde el ápice a la base
pero no en sentido contrario, tanto en la raíz como en el tallo muchas de las
respuestas y correlaciones del crecimiento realizado por la auxina depende
precisamente de este carácter de su desplazamiento. A esto se debe que la auxina
producida por la yema apical de una rama puede desplazarse y afectar el crecimiento
de la misma.
La auxina es transportada por medio de un mecanismo dependiente de energía,
alejándose en forma basipétala desde el punto apical de la planta hacia su base, este
flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo,
manteniendo de esa forma la dominancia apical.
2.11 ENRAIZADORES NATURALES
Vilela (1999) citado por Reynel (2002) realizo el estudio del comportamiento de tres
activadores naturales en el prendimiento y enraizamiento de estacas de Algarrobo
Prosopis sp., encontrando máximos porcentajes de enraizamiento con un 54% a los
49 días, bajo un tratamiento con miel de abeja.
Condori (2006) menciona que en la aplicación de enraizadores naturales con extracto
de sauce en la propagación vegetativa de Arce (Acer negundo) dio mejores
resultados. Asimismo con la aplicación de agua de coco obtuvo un porcentaje de
prendimiento de 65%.
2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA
Uno de los mayores problemas para la propagación de especies forestales nativas
por vía asexual es el poco conocimiento de las técnicas de propagación en vivero.
Respecto a otras investigaciones en la propagación vegetativa de queñua no se tiene
muchos estudios en nuestro país ya que recién en los últimos años se ha ido
tomando importancia a esta especie forestal Polylepis sp, pero se tiene las siguientes
investigaciones en nuestro país.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Hoyos (2004) realizo la propagación vegetativa de Polylepis tarapacana con la
aplicación de diferentes niveles de ANA (acidonaftalacetico) y el uso de tres
sustratos, en Oruro-Bolivia, donde obtuvo como promedio un porcentaje de
prendimiento de 55%.
Soto (1995), realizo la determinación de sustratos para el enraizamiento de esquejes
de queñua (Polylepis incana HBK) de tres procedencias, el cual fue desarrollado en
los viveros de Arbolandino-Perú.
Olivera (1992), investigo la propagación asexual de especies nativas en Polylepis
sp.en el vivero de la Candelaria (Cochabamba-Bolivia) a los cinco meses de la
evaluación obtuvo un 60% de prendimiento.
En donde se llegaron a realizar bastante investigación respecto a la propagación de
Polylepis sp fue en Ecuador, seguido por Perú, de los cuales se cita a algunos, como
ser.
Facundo (2010), realizo el “Enraizamiento de esquejes y estacas de Yagual
(Polylepis Racemosa) sometidos a cinco tipos de sustratos en la zona la Libertad
Provincia del Carchi”, llegando a obtener un 91,5% de promedio en prendimiento a
los 120 días.
León (2008), realizo la “Propagación de dos especies de yagual (Polylepis incana y
Polylepis racemosa), utilizando dos enraizadores orgánicos y dos enraizadores
químicos en el Vivero forestal del Crea en el cantón y provincia del Cañar” Tesis,
Escuela Superior técnica de Chimborazo, Facultad Recursos Naturales, Riobamba-
Ecuador, quien obtuvo un 93,2% y 45,7% de prendimiento a los 120 días del estudio.
Estos son algunas de las investigaciones encontradas en otros países, como se
puede aseverar tienen muy buenos resultados con la propagación vegetativa.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN
2.13.1 Costos
Se define costo como la suma de valores de los bienes y servicios insumidos en un
proceso productivo, estos valores se pueden expresar a través de gastos,
amortizaciones e intereses. (Bachtold, 1982). La contabilidad de costos es una fase
de la contabilidad general, por medio de la cual se registran, analizan e interpretan
los detalles de los costos de material, mano de obra y gastos indirectos necesarios
para producir un artículo (Aguilar et al., 1994).
2.13.2 Costos fijos
Es la suma de las erogaciones que se realizan en una empresa en forma constante y
de manera forzosa, independientemente del volumen de producción o de que no se
produzca; como ejemplo se tienen la renta del local, depreciación de la maquinaria,
depreciación del equipo e instalaciones, impuestos y cargas sociales de los
trabajadores y otros gastos. Cuando más se produzca más baja el costo de
producción de cada unidad ya que los costos fijos se repartirán entre mayor número
de unidades. (Bachtold et al., 1987).
2.13.3 Costos variables
Son costos que, si se aumenta la producción aumentan, y si se disminuye la
producción, disminuye; es decir varían según como varia el volumen producido los
costos que varían al variar la producción son: los costos de los insumos,
remuneración del personal eventual contratado (si es para aumentar la producción o
despido si se quiere disminuir la producción), impuestos y cargas sociales de los
trabajadores eventuales contratados o despedidos, costos de algunos servicios como
luz y agua empleados directamente con la producción (Martínez et al., 1986).
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
2.13.4 Depreciación
Define a la depreciación, como el monto que se deprecia un bien por año, en el que
intervienen los factores como, costo inicial, costo final (10% del costo inicial), vida
útil, seguros intereses, (Martínez et al., 1986).
2.13.5 Costo total
Es la suma de los costos fijos, variables y semi variables, es decir todos los costos
de los insumos para la producción (Bachtold, 1982). Es la suma de los costos fijos
totales más los costos variables totales (Salvatore, 1982).
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
3. METODOLOGÍA
3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO
El presente trabajo se realizó en el vivero de la comunidad de Huancané, cantón
Huancané, del municipio de Batallas de la segunda sección de la Provincia Los
Andes del Departamento de La Paz (PDM, 2006).
3.1.1 Ubicación geográfica
Huancané se encuentra ubicado geográficamente entre los paralelos 16° 00’ y 16°
21’57’’ de Latitud Sur y 68° 13’ 15’’ y 68° 4’54’’ de Longitud Oeste y una altitud de
3800 msnm., a 65 km Nor oeste de la ciudad de La Paz y a 6 km de la población de
Batallas.
Fuente: Mapas Bolivia
Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas.
María Elisa Quispe Callisaya 37
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Fuente: Mapas Bolivia
Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané.
María Elisa Quispe Callisaya 38
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
3.1.2 Características climáticas
Las características climáticas de la comunidad de Huancané presenta temperaturas
que oscilan entre - 4,3 a 16,6ºC a lo largo del año, con presencia de heladas, y una
media anual de 8ºC, con una precipitación pluvial de 480 mm con periodo de lluvias
de diciembre a febrero. El viento tiene dirección predominante del Norte a lo largo de
todo el año, las mayores velocidades se verifican en el periodo agosto-enero (8.2
Km./hora).Los mayores valores de humedad se verifican en el periodo de diciembre –
abril (periodo de lluvias con un porcentaje de 72.2%) y los valores de menor
humedad corresponden a los meses de junio y julio (46.4%).
3.2 MATERIALES
3.2.1 Material vegetativo
Para esta investigación se utilizaron 900 esquejes de queñua (Polylepis besseri) los
cuales se recolectaron de la comunidad de Tocopa, Provincia Manco Kapac, del
departamento de La Paz.
3.2.2 Herramientas y materiales
Picota
Pala
Rastrillo
Tijera de podar
Carretilla
Maderas
Fierro
Alambres
Malla milimétrica
Baldes
Regla
Flexo metro
Nylon negro
Regadera
Manguera
Formol
3.2.3 Materiales de gabinete
Cámara fotográfica
Libreta de campo
Equipo de computación
Tablero
Papel
Planillas para la toma de datos
María Elisa Quispe Callisaya 39
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
METODOLOGIA
Preparación del sustrato y
desinfección
Determinación de áreas
de estudio.
ESTABLECIMIENTO DEL
EXPERIMENTO
Tratamiento de
estratificación
PREPARACIÓN DE
SUSTANCIAS ENRAIZADORAS Aplicación de
enraizadores
RECOLECCIÓN Y
SELECCIÓN DE ESQUEJES
Preparación del área de enraizamiento
Labores culturales
Evaluación del
experimento
TRASPLANTE DE
LOS ESQUEJES
3.2.4 Sustrato
Turba
Cascarilla de arroz
Arena corriente
Arena
3.2.5 Sustancias enraizadoras
Extracto de sauce ( 100 % pureza) - Agua (jugo) de coco ( 100 % pureza)
3.3 METODOLOGÍA
María Elisa Quispe Callisaya 40
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Establecimiento Elección del área de estudio del experimento
Para la evaluación del experimento se opto por una carpa de agrofilm de 250 micras,
debido a que se requiere temperaturas por encima de los 20ºC como lo recomienda
León (2008), el cual señala que una propagación de la queñua necesita
temperaturas ambiente de 30°C – 35°C.
Área de enraizamiento
El enraizado se lo realizo en platabandas de (6x1)m2, donde cada unidad
experimental constaba de un espacio de 1m2, cubiertas con mallas milimétricas todas
las platabandas, para evitar el exceso de radiación y mejorarla formación de brotes.
Donde se tuvo las siguientes dimensiones del área del experimento.
N° De platabandas : 3
Pasillos : 60 cm.
Largo de platabanda : 6 m.
Ancho de platabanda : 1 m.
Área de cada platabanda : 6 m2
Área total : 18 m2
Mendoza (2010), recomienda que para realizar el enraizamiento antes de la
introducción del sustrato se debe introducir5 cm. de arena corriente mas cascajo
para el drenaje y posteriormente colocarse el sustrato a una altura de 25 cm.
Para las platabandas lo que se llego a realizar primero fue la limpieza de los mismos
a una profundidad de 40 cm.
Sustratos
Preparación del sustrato y desinfección
Los medios de enraizamiento se han preparado con arena, cascarilla de arroz y
turba, luego se realizó el desmenuzado y tamizado con el propósito de eliminar los
terrones de mayor tamaño y de conseguir una mezcla homogénea.
María Elisa Quispe Callisaya 41
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Posteriormente también se procedió a realizar una desinfección térmica, en el caso
de la cascarilla de arroz, y en la turba se hizo la desinfección con formol (a un 20%
de mezcla con agua) para evitar la contaminación de posibles enfermedades, lo cual
se realizó por recomendaciones de Mendoza, (2010).
Posteriormente se realizó la mezcla de cada sustrato en una relación como se tiene:
Sustrato 1: (2 carretillas de turba, 1 carretilla de arena, 1 carretilla de cascarilla)
Sustrato 2: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de arena)
Sustrato 3: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de cascarilla)
Luego se hizo la distribución del sustrato en las platabandas, colocando antes grava
y arena a una altura de 10 cm, posteriormente se coloco el sustrato establecido para
cada tratamiento y por último se armo la semi sombra por platabanda teniendo la
siguiente estructura como se tiene en la figura 4.
Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri.
Selección, recolección y tratamiento de los esquejes
Los esquejes se recolectaron de la comunidad de Tocopa, del Municipio de
Copacabana, en el cual se seleccionaron arboles madre, los cuales mostraron estar
en buenas condiciones sanitarias, además que reunían las características fenotípicas
Malla
milimétrica
(semi sombra)
10 cm.
25 cm.
Arena y
grava
Sustrato
45 cm.
María Elisa Quispe Callisaya 42
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
adecuadas (arboles madres con una altura mayor a dos metros y mayor presencia de
chichones, lo cual se notó desprendiendo el ritidoma), como lo recomienda Hoyos,
(2004). Se seleccionaron arboles sanos y vigorosos de aproximadamente 2,5 metros
de altura y se seleccionaron esquejes de aproximadamente 0.5 a 1 cm de diámetro y
15 a 25 cm de longitud y tres yemas foliares.
Por otra parte la extracción de esquejes debe realizarse con tijeras de podar o un
cuchillo limpio y afilado, (nunca deben arrancarse) el corte se lo realiza en el punto
de unión entre el esqueje y el tronco del que procede (Robinsón, 2001) Sin embargo
DFPA, (1991); manifiesta que teniendo la suficiente experiencia, la extracción
también se podrá realizar jalando firmemente el esqueje hacia abajo hasta ocasionar
su desprendimiento. El corte deberá ser en bisel o doble bisel.
Y así una vez terminada la selección y verificación, se procedió al corte de los
esquejes, con una tijera de podar, evitando rasgaduras y el corte se realizo en la
parte intermedia y terminal de cada árbol donde tenían mayor cantidad de chichones.
Los esquejes recolectados se colocaron en bolsas plásticas y regadas con
abundante agua para evitar la deshidratación de los mismos durante el transporte,
para posteriormente colocarse en agua durante 24 hrs, conforme a recomendaciones
de Hoyos (2004).
Esta recolección se realizó en el mes de julio según lo recomienda Aguirre (1998)
quien indica que se deben hacer las recolecciones entre los meses de mayo y
septiembre para la propagación en viveros.
Preparación de los esquejes
Según los técnicos de DFPA, (1991); una vez recolectados los esquejes se proceden
a selección por tamaño y es importante que se realice en el mismo lugar de
extracción. Luego, debe quitarse las hojas inferiores fisiológicamente maduras (flores
y frutos que tuviese el esqueje) y se retiene una o dos hojas superiores, dejando solo
el área apical, esta operación es necesaria para evitar que el esqueje pierda
humedad rápidamente (Gallego, 2001)
María Elisa Quispe Callisaya 43
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
En base a la anterior información la preparación de los esquejes consistió en eliminar
una parte de las hojas, además se eliminaron todas las subramillas laterales, con el
fin de minimizar el potencial del tejido de pudrición bajo el sustrato y de minimizar la
transpiración foliar, dejando simplemente un par de hojas laterales y una yema
apical, de la misma manera se eliminó cuidadosamente la corteza (ritidoma) que
protege el tallo de los esquejes con la finalidad de facilitar el desarrollo de las raíces
preformadas (“chichones”), yemas adventicias y estos esquejes se cortaron a una
longitud de 10 a16 cm, según lo recomienda Callisaya(1999).
Tratamiento de estratificación
El tratamiento de estratificación consistió en colocar los esquejes en arena a una
humedad del estrato aproximada de 40%, para una estimulación de los esquejes,
haciendo amarros de 20 esquejes y colocándose inclinados en los hoyos durante 15
días, en un ambiente controlado.
Algunos autores como Padilla (1983), manifiestan que la arena de rio es un buen
sustrato, pero las plantas no pueden mantener mucho tiempo en las camas de recría
debido a que carece de reservas para nutrir a las plántulas.
Enraizadores
Preparación de enraizadores
Para el experimento se preparó dos sustancias que fueron seleccionadas debido a
que mostraron buenos resultados en otras investigaciones.
Para el caso del extracto de sauce se siguió el procedimiento de Condori, (2006), se
recolecto de ramas de sauce, para posteriormente molerse a una relación de 2,5
kilos de sauce en 4 litros de agua para luego dejarlo en un remojo de 24 hrs para que
tenga una mayor concentración.
En el caso del agua de coco se utilizaron 15 cocos y de cada coco se obtuvo 200 a
250 ml de agua obteniéndose un total de 3,5 litros.
María Elisa Quispe Callisaya 44
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Aplicación de enraizadores
Los esquejes fueron puestos en dos bañadores que contenían un enraizador
diferente (agua de coco y extracto de sauce), donde los tallos estuvieron a 5 cm de la
solución, para que recubran los “chichones” de la parte basal, dejando en los
enraizadores por 24 horas según Condori (2006) y Reynel et. al. (2002).
Trasplante de los esquejes
De acuerdo a Gallego (2001); los esquejes deben ser repicados en platabandas
según el tamaño. Se debe iniciar con los de mayor tamaño, así se evitará que al
crecer haya competencia entre ellos por la luz. Además deben repicarse muy juntos
para favorecer la conservación de la humedad.
Para el trasplante se utilizó un repicador según Hoyos (2004), con el cual se realizó
hoyos de aproximadamente 5 cm de profundidad para el anclado del esqueje de
manera inclinada debido a que los esquejes de Polylepis presentan una curvatura en
los tallos y así se sujetó de la parte superior y se presionó fuerte el sustrato para
evitar que queden espacios vacíos los cuales perjudicarían al enraizamiento.
Labores culturales
Las labores culturales fueron:
Riego: El riego se lo realizo cada día en las primeras dos semanas (las cuales
fueron para mantener una humedad adecuada) y luego se redujo a un día por medio.
Desmalezado: Se lo realizo a partir del 2do mes ya que no se presentaba malezas.
Toma de datos
En la investigación se tomaron datos del trabajo de investigación cada 30 días para
las diferentes variables, hasta los 90 días.
María Elisa Quispe Callisaya 45
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL
Para el estudio de investigación se utilizó el diseño completamente al azar con
arreglo factorial de dos factores con tres repeticiones (2x3), y una prueba de medias
de Duncan a un nivel de significancia del 5% (Ochoa 2007).
3.4.1 Factores
Los factores estudiados en la presente investigación fueron:
Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua Polylepis besseri.
A = ENRAIZADORES B = SUSTRATOS
a1 = Agua de coco puro a2 = Extracto de sauce
b1 = turba(2 carretillas) + cascarilla de arroz(1 carretillas)+ arena(1 carretillas) b2 = turba(2 carretillas) +arena(2 carretillas) b3 = turba(2 carretillas)+cascarilla de
arroz(2carretillas)
3.4.2 Combinación factorial
Según la tabla de doble entrada como regla, se tiene cada combinación como un
tratamiento, de la factorial: 23 = 6 tratamientos con 3 repeticiones haciendo un total
de 18 unidades experimentales, donde el factor A es representado por dos
enraizadores naturales (extracto de sauce y jugo de coco) y tres tipos de sustrato
siendo estos el factor B.
Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental.
SUSTRATO = B ENRAIZADORES=A
b1 b2 b3
a1 a1b1 a1b2
a1b3
a2 a2b1 a2b2
a2b3
María Elisa Quispe Callisaya 46
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Conforme a esto se tiene la siguiente combinación por unidad experimental:
a1b1 = (Agua de coco) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)
a1b2 = (Agua de coco) + (turba2 +arena2)
a1b3 = (Agua de coco) + (turba2+cascarilla de arroz 2)
a2b1 = (Extracto de sauce) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)
a2b2 = (Extracto de sauce) + (turba2 +arena2)
a2b3 = (Extracto de sauce) + (turba2+cascarilla de arroz 2)
3.4.3 Modelo lineal estadístico
El modelo lineal estadístico utilizado para el diseño completamente al azar fue el
siguiente:
Donde:
Yijk = Cualquier observación
= Media general
i = Efecto del i-ésimo nivel del factor A (enraizadores)
j = Efecto del j-ésimo nivel del factor B (sustratos)
ij)( = Efecto de interacción A B
ij = Error experimental
Εijkβ)ij(αβjαiμYijk
María Elisa Quispe Callisaya 47
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
3.4.4 Croquis del experimento
Figura 6. Croquis del experimento
3.5 VARIABLES DE RESPUESTA
Para la cuantificación de los tratamientos descritos anteriormente se consideraron
las siguientes variables de respuesta que llegaron a responder a los objetivos
específicos ya que el porcentaje de prendimiento depende del enraizador y el
sustrato y asimismo para las demás variables que son dependientes del
prendimiento, y asimismo los resultados obtenidos.
3.5.1 Porcentaje de prendimiento
Para la evaluación del porcentaje de prendimiento se lo realizo a la conclusión de la
investigación que fue a los 90 días después del trasplante, por conteo simple y luego
se demostró en porcentaje las plantas vivas a la conclusión, utilizando la siguiente
fórmula.
María Elisa Quispe Callisaya 48
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
100% NPT
NPVP
%P = Porcentaje de prendimiento
NPV= Numero de plantas vivas
NPT= Numero de plantas totales
3.5.2 Altura de esquejes
La altura se evaluó cada 30 días llegando hasta los 90 días después del transplante,
la medida fue tomada desde la superficie del sustrato hasta al ápice del tallo con la
ayuda de una regla. Para esta variable se hizo la medida del incremento de altura de
los esquejes (ya que no todos eran de la misma medida y para no tener errores al
inicio del trasplante de los esquejes se tomó la medida inicial de cada uno).
3.5.3 Número de hojas
El registro sobre el número de hojas se realizó mediante un conteo simple en el tallo
principal y de los brotes, el cual se realizó en intervalos de 30 días, hasta la
conclusión del experimento.
3.5.4 Número de brotes
Para la evaluación del número de brotes se recabo datos cada 30 días después del
trasplante, mediante un conteo simple.
3.5.5 Longitud de la raíz
A los 90 días de instalación del ensayo que fue la conclusión del estudio, se procedió
a medir con la ayuda de una regla desde la base del tallo hasta el ápice de la raíz
más larga, donde se midió a las muestras que sobrevivieron.
3.5.6 Determinación de los costos parciales
Para la determinación de costos de producción en la propagación de queñua, se
realizó un estimado de los costos fijos y costos variables en que se incurrió, para
poder determinar el costo total de cada planta obtenida.
María Elisa Quispe Callisaya 49
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Depreciaciones
Donde:
DP = Depreciación
CI = Costo Inicial
CF = Costo Final
VU = Vida Útil
Determinación del costo total
El costo total fue calculado mediante la suma de los costos fijos y los costos
variables, utilizando la siguiente fórmula:
Donde:
CT = Costo total
CVT = Costo variable total
CFT = Costo fijo total
María Elisa Quispe Callisaya 50
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES
Para esta investigación, propagación vegetativa de esquejes de queñua , como es de
conocimiento respecto a esta especie forestal, no existen muchas investigaciones y
técnicas de propagación en nuestro país, en este estudio por lo cual en busca de
mejores y buenos resultados se utilizó dos enraizadores naturales y tres tipos de
sustratos, en donde se llegó a considerar las variables: porcentaje de prendimiento,
altura de planta, numero de hojas, numero de brotes, longitud de la raíz y costos
parciales de producción por planta, los cuales de una manera llegaron a responder la
investigación llegando a obtener los siguientes resultados.
4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación
El análisis de suelo para cada sustrato se realizó en el laboratorio del Instituto
Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear I.B.T.E.N. Los resultados y su
interpretación se muestran a continuación.
Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación
vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.
Parámetro Unidad Sustrato (S1)
Sustrato (S2)
Sustrato (S3)
Nitrógeno total %N 0,334 1,271 0,344
Fosforo %P 0,072 0,128 0,077
Potasio %K 0,043 0,143 0,031
Carbono orgánico % 6,333 25,462 5,065
Calcio %Ca 0,233 0,667 0,214 Magnesio %Mg 0,090 0,146 0,107
Sodio %Na 0,017 0,039 0,016
Cobre Ppm 5,633 4,651 5,598
Zinc Ppm 49,917 64,404 53,904
Manganeso Ppm 121,667 197,189 118,439
Hierro % 0,343 0,412 0,361
pH en agua 1:5 - 7,89 7,76 7,70
Conductividad eléctrica en agua 1:5
mS/cm 0,315 0,835 0,282
Materia orgánica % 2,97 3,48 3,01 Humedad % 29,16 68,89 29,01
Materia seca % 70,84 31,11 70,99
Fuente: (IBTEN) Instituto Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear
María Elisa Quispe Callisaya 51
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Según Ayala (2009), la preparación de un suelo es dotarlo de buenas propiedades
físicas, en especial la aireación. Entre un suelo arcilloso y otro arenoso.
Así es que Rodríguez et al.(2000), indica que es importante conocer el pH porque
este valor permite tener una idea sobre el grado de disponibilidad de los nutrientes
minerales en el suelo, y respecto a los resultados de los análisis de los sustratos el
pH se encuentra en los rangos aceptables.
Los nutrientes detectados en el sustrato que se indican en el cuadro 4, tiene
importancia ya que estos ayudan de gran manera a la disponibilidad de los nutrientes
y a la asimilación de la misma.
Respecto a los elementos identificados mencionamos que el nitrógeno según Chilon
(1997), es un componente esencial de la clorofila, el fosforo es un componente
esencial del material energético, además favorece la división celular e intensifica el
crecimiento radicular, el zinc de igual manera cumple una función de la producción
de auxinas en las hojas que ayudan a la formación de raíces.
Las principales diferencias que se observan entre los sustrato responden a los
siguientes parámetros evaluados: pH, potasio, conductividad eléctrica, materia
orgánica, nitrógeno total y fosforo asimilable hecho que se puede justificar la
diferencia de los rendimientos encontrados entre las diferentes variedades en
estudio.
Chilón (1997), indica que en un sustrato-suelo para la producción y desarrollo de
plantas debe tener un contenido bueno de materia orgánica, lo cual en un rango de 2
a 4% es un buen contenido.
Con relación a los nutrientes, un exceso de nitrógeno se traduce en una mayor
sensibilidad a las enfermedades y el incremento de brotes axilares. El fosforo es
esencial sobre todo en la primeras fases de desarrollo, ya que potencia el desarrollo
de las raíces. El potasio mejora el aspecto y aumenta el vigor de las plantas su
carencia ocasiona la formación de tallos débiles de escasa consistencia (Zuñiga et
al., 2004).
María Elisa Quispe Callisaya 52
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
4.2 Porcentaje de prendimiento
En el Cuadro 5, de análisis de varianza para la variable porcentaje de prendimiento,
se determinaron efectos altamente significativos (P<0.05), y el coeficiente de
variación alcanza al 6,21%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto
al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se
encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.
Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la propagación
de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.
FV GL SC CM FC P(5%) Signif.
Enraizador(A) 1 672,22 672,22 81,76 0,0001 **
Sustrato(B) 2 461,77 230,885 28,08 0,0001 **
Enr*sust(A*B) 2 19,11 9,555 1,16 0,3457 NS
Error 12 98,66 8,2216667
TOTAL 17 1251,76
*(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)
CV=6,21%
En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos
factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B),lo cual nos indica que entre
enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron y
tuvieron influencia en el porcentaje de prendimiento así mismo el sustrato tuvo un
comportamiento propio en el desarrollo de la planta, coadyuvando en su desarrollo
de forma independiente; y en las interacciones de los factores A*B
(enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.
Para esta variable que es el porcentaje de prendimiento cabe destacar que se llego a
considerar a la conclusión del estudio que fue a un lapso de 90 días después del
plantío.
María Elisa Quispe Callisaya 53
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Prueba de promedios para enraizador
En la figura 7, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento,
donde la comparación secuencial para el porcentaje de prendimiento promedio para
los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud
mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que
denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente
diferentes.
Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.
El análisis para la variable porcentaje de prendimiento (Tabla 4), presenta diferencia
estadísticamente significativas, por lo cual se procedió a la prueba de medias.
Realizada la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias
estadísticas significativas, entre los enraizadores aplicados Extracto de sauce y Agua
de coco. En la figura 7, nos muestra que el enraizador que presento mayor
porcentaje de prendimiento a la conclusión del estudio, fue el Extracto de sauce
alcanzando un 52,22% y el Agua de coco 40,00% que registro menor porcentaje de
prendimiento, el cual se presume fue debido a distintos factores, uno de ellos fue el
registro de muy bajas temperaturas, y otro factor que pudo influir en el porcentaje de
propagación fue al ataque del hongo Fusarium oxisporum, ya que se encontró
52,22%
40,00%
0
10
20
30
40
50
60
Extracto de sauce Agua de coco
%
Pre
nd
imie
nto
Enraizadores
b
a
María Elisa Quispe Callisaya 54
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
esquejes que tenían un necrosamiento en la parte de la base del tallo, como es
característico de este hongo.
Conforme a lo obtenido se puede establecer que los resultados obtenidos para el
porcentaje de prendimiento están en un rango aceptable, ya que en nuestro país no
existe muchos estudios relevantes respecto a esta especie, así también no existe
métodos y técnicas adecuadamente establecidas que ayuden a obtener un mejor
porcentaje, como menciona Condori (2006), en la propagación de Arce nagundo
obtuvo un porcentaje de prendimiento del 40% a 80% con la aplicación del extracto
de sauce y de un 30% a 70% con agua de coco, otros estudios realizados de
propagación de queñua tenemos, Hoyos (2004), obtuvo un 55% de prendimiento con
la aplicación de ANA (acido naftalacetico) en la propagación de Polylepis tarapacana,
León (2009), a los 90 días obtuvo un porcentaje de prendimiento de 91,3% en
Polylepis racemosa y 45,9% en Polylepis incana, además obtuvo un mayor
porcentaje de prendimiento de 75,6% con la aplicación de enraizador té de estiércol.
Al respecto Reynel, et. Al. (2002) mencionan que con la aplicación de agua de coco
en la propagación de Huaranguillo (acacia horriacidda) se obtuvo un porcentaje de
sobrevivencia de 35,6% a 56,5%.
Según Padilla y Murillo (2005) citado por Ríos (2011), para lograr un adecuado
enraizamiento de las estacas, esquejes es necesario establecer un vivero en un lugar
que permita obtener los tres factores principales; a) reducción en la actividad
fotosintética, b) humedad relativa alta (>80 a 90%) y un buen manejo de estrés
hídrico, y c) una temperatura ambiente entre 30 y 35 °C.
En la presente investigación los porcentajes de prendimiento obtenido pueden
deberse a que las variaciones del factor climático como ser la temperatura y la
humedad relativa varían con relación a cada año, además de variar con el lugar
donde se realizó la propagación, ya que las investigaciones mencionadas en su
mayoría fueron en Ecuador en donde presentan condiciones climáticas muy
diferentes al altiplano norte de nuestro país y además de tener gran diversidad de
investigaciones realizadas.
María Elisa Quispe Callisaya 55
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Además se alude a que se pudo obtener estos resultados debido a que no existen
técnicas establecidas para la propagación y manejo de la queñua en nuestro país y
departamento.
Prueba de promedios para sustrato
En la figura 8, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento,
donde la comparación secuencial porcentaje de prendimiento promedio para los tres
sustratos, S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2
Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por
las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma
letra no son significativamente diferentes.
Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.
Donde se puede apreciar que el S2 es más eficiente al presentar un porcentaje de
prendimiento de 52,67%, el S1 con un 45,33% a diferencia del S3 que obtuvo un bajo
porcentaje de prendimiento de 40,33%.
En la presente investigación se buscó utilizar el sustrato más adecuado para una
mayor propagación y buscando características como indica Castañeda (1994)
52,67
45,33
40,33
0
10
20
30
40
50
60
SUST 2 SUST 1 SUST 3
%
Pre
nd
imie
nto
Sustratos
c b
a
María Elisa Quispe Callisaya 56
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas que se usan como
sustrato y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una planta:
un medio consistente y denso para que las estacas y/o esquejes permanezcan en su
lugar durante el enraizado, retentivo en humedad, que no necesite ser regado con
demasiada frecuencia, debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene,
permitiendo una duración adecuada, libre de hierbas, nematodos y patógenos, debe
tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.
Al respecto de acuerdo a Calderón 2005, citado por Facundo (2010) las
características físicas de los sustratos son de gran importancia para el normal
desarrollo de la planta, pues determinan la disponibilidad de oxígeno, la movilidad del
agua y la facilidad para la penetración de la raíz.
Facundo (2010), en la propagación de Polylepis incana obtuvo un 97,6% de plantas
viables con el sustrato (tierra de paramo) resultó mayor a los demás sustratos
mientras que el sustrato (tierra de páramo + cascajo + estiércol bovino) con 95,1 %
de viabilidad fue menor a los demás. Al respecto Cruz (1999) obtuvo un promedio de
76,12% de sobrevivencia con un sustrato (2 Tierra agrícola:2 Estiércol ovino y
2Turba) y con un sustrato en alta concentración de estiércol obtuvo 47,68% de
prendimiento en la propagación de Polylepis racemosa.
En esta investigación realizada se puede aseverar que se obtuvo el porcentaje de
prendimiento de 52, 66% por las condiciones edáficas que tuvo el sustrato
(2Turba:2Arena), 45,33% (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y 40,33% con (2Turba:2
Cascarilla), en el S3 se obtuvo un menor porcentaje debido a que el sustrato era muy
suelto y no anclaba de manera adecuada las raíces.
Por su parte el menor porcentaje de prendimiento puede ser atribuido a la pudrición
provocada por el hongo Fusarium oxisporum. Al respecto Cedeño, 2001 citado por
Tovar 2008 menciona que la especie fitopatógeno ocasiona pérdidas importantes en
la mayoría de las plantas perennes y anuales encontrándose entre las enfermedades
más comunes causadas por este fitopatógeno como también el llamado damping-off
o caída de las plántulas. al respecto León (2008) indica que para la propagación de
María Elisa Quispe Callisaya 57
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
queñua se requiere que el sustrato tenga temperaturas promedio de 20°C a 15 °C y
una temperatura ambiente de 30°C – 35°C, lo cual fue difícil de controlar en la
presente investigación, debido a las características climáticas de la región. .
4.3 Altura de planta
En el Cuadro 6, de análisis de varianza para la variable altura de la planta, se
determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al
9,75%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio,
lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro
del rango permitido menores a 30%.
Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de queñua
Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.
FV GL SC CM FC P(5%) Signif.
Enraizador(A) 1 36,52 36,52 28,48 0,0002 *
Sustrato(B) 2 21,78 10,89 8,49 0,005 *
Enr*Sust(A*B) 2 5,45 2,725 2,12 0,1622 NS
Error 12 15,39 1,2825
TOTAL 17 79,14
*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)
CV=9,75%
En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de
estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre
enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron
en la altura y desarrollo de la planta así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre
la raíz coadyuvando en su desarrollo de forma independiente; y en las interacciones
de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.
Prueba de promedios para enraizador
En la figura 9, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la
María Elisa Quispe Callisaya 58
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
comparación secuencial altura de planta promedio para los dos enraizadores,
extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS)
viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios
unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.
Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de altura de los esquejes de Polylepis besseri.
Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al
presentar un incremento de altura de 13,03 cm a diferencia del agua de coco que
obtuvo un incremento de 10,19 cm.
Conforme a la figura 9,se menciona que durante el ciclo del trabajo, el crecimiento
fue de forma ascendente, en donde los tratamientos a2b2 en las tres repeticiones
obtuvo una mayor altura seguido de los tratamientos a2b1, el cual se asume que por
efecto del enraizador que es el extracto de sauce por contener una mayor
concentración de auxinas, al respecto Bidwell(1979) mencionado por Condori (2006),
señala que por la distribución basipetala de las auxinas forman raíces en el extremo
basal y tallo en el extremo apical, y la misma implica en la formación de órganos,
división y alargamiento celular, dominancia apical y síntesis de proteínas.
13,04
10,19
0
2
4
6
8
10
12
14
Extracto de sauce Agua de coco
Inc
rem
en
to d
e a
ltu
ra (
cm
)
Enraizadores
b a
María Elisa Quispe Callisaya 59
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Prueba de promedios para sustrato
En la figura 10, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la
comparación secuencial altura de planta promedio para los tres sustratos, S1
(2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla),
respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras
minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no
son significativamente diferentes.
Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura de la propagación de esquejes Polylepis besseri.
Respecto a la figura se aprecia que el S2 fue más eficiente al presentar un promedio
en el incremento de altura de 13,12 cm, el S1 con un 11,19 cm a diferencia del S3
que obtuvo un promedio de 10,52 cm.
Respecto al enraizamiento Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las
estacas de muchas especies de plantas enraízan con facilidad en una gran
diversidad de medios, pero en aquellas que lo hacen con dificultad puede tener gran
influencia el tipo de medio de enraíce que se use no solamente en el porcentaje de
estacas enraizadas sino también en el sistema radicular formado. Igualmente Padilla,
(1985); indica que cuando el medio de enraíce (sustrato) es ligero, suelto,
13,12
11,19 10,52
0
2
4
6
8
10
12
14
SUST 2 SUST 1 SUST 3
Inc
rem
en
to d
e la
alt
ura
(c
m)
Sustratos
b b a
María Elisa Quispe Callisaya 60
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
esterilizado, de temperatura abrigada y con humedad permanente, pero no excesiva
se logra una rápida formación de raíces.
Sin embargo Gallego, (2001); afirma que "manteniendo una humedad adecuada y
una temperatura correcta y constante, los esquejes enraizarán en cualquier sustrato.
No obstante el medio de enraíce (sustrato) es muy importante ya que puede influir en
las características de raíces formadas, en algunos casos pueden dar origen a raíces
largas no ramificadas, y en otras pueden ser ramificadas, delgadas y flexibles.
(Donahue, 1987 citado por Hoyos 2004).
Conforme a los datos obtenidos en el incremento de altura en los tres diferentes
sustratos podemos decir que se encuentran en los rangos de incremento adecuados,
al respecto Soto (1995) obtuvo un incremento de altura de 8cm con un sustrato de
arena en la propagación de Polylepis incana y un incremento de 14,8 cm con
sustrato arboleda (3Tierra agrícola:2Tierra negra: 2Estiercol:3Arena). Al respecto
León (2008) obtuvo un incremento de altura de 10,5 cm en Polylepis racemosa y
5,98 cm en Polylepis incana a los 90 días de propagación.
4.4 Número de hojas
En el Cuadro 7, de análisis de varianza para la variable número de hojas, se
determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al
3,076%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio,
lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro
del rango permitido menores a 30%.
Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.
FV GL SC CM FC P(5%) Signifi.
Enraizador(A) 1 0,8106 0,8106 13,13 0,0035 *
Sustrato(B) 2 2,7291 1,36455 22,10 <,0001 **
Enr*Sust(A*B) 2 0,2454 0,1227 1,99 0,1796 NS
Error 12 0,7408 0,06173333
TOTAL 17 4,5259
*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=3,076%
María Elisa Quispe Callisaya 61
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de
estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre
enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron
en el número de hojas así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre el desarrollo
en el número de hojas de forma independiente; y en la interacciones de los factores
A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.
Prueba de promedios para enraizador
En la figura 11, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la
comparación secuencial número de hojas promedio para los dos enraizadores,
extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS)
viene representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que
promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.
Figura 11.Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas de los esquejes de Polylepis besseri.
Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al
presentar un número de hojas de 8,30 a diferencia del agua de coco que obtuvo 7,86
hojas, lo cual se presume fue al contenido de auxinas en el extracto de sauce que
aporto al desarrollo de las hojas.
8,30
7,86
7,6
7,7
7,8
7,9
8
8,1
8,2
8,3
8,4
Extracto de sauce Agua de coco
Nú
mero
de h
oja
s
Enraizadores
a
b
María Elisa Quispe Callisaya 62
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Al respecto, Harttman y Kester (1999), mencionan que la presencia de hojas en las
estacas ejerce una gran influencia estimulante sobre al iniciacion de raices
adventicias, ademas de que las hojas son los productores de la fotosintesis
(carbohidratos) y tambien son grandes productores de auxinas que son
transportadas a traves del floéma a la base de la estaca de manera natural y otras
sustancias que tambien ayudan a la formacion de raices y asi el desarrollo de la
planta.
Ademas cabe destacar que la longitud de los esquejes tambien son influyentes para
la formacion de hojas como menciona Yañez (2011), indica que las estacas de mayor
longitud tiene mayor cantidad de reservas y energia, en esta investigacion como se
menciono anteriormente se utilizo estacas de 10 a 20 cm de longitud y los de mayor
longitud son los que obtuvieron mayor numero de hojas.
Respecto a la variable evaluada podemos mencionar que la cantidad de hojas
obtenidas en los tratamientos de 8,30 con el extracto de sauce es un buen resultado
ya que al respecto Hoyos (2004) menciona que con AIB (acido indol butirico) en la
propagacion de Polylepís tarapacana obtuvo un promedio de número de hojas de
6,25.
Prueba de promedios para sustrato
En la figura 12, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la
comparación secuencial número de hojas promedio para los tres tipos de sustratos,
que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2
Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por
las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma
letra no son significativamente diferentes.
María Elisa Quispe Callisaya 63
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la propagación de los esquejes de Polylepis besseri.
Para el número de hojas se puede apreciar que se tiene dos grupos diferenciados
estadísticamente significativos, en el primer grupo están los sustratos S2 y S1 dentro
los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio obtenido en ambos fue de 8,39
y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron ser más eficientes con relación al
grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que se obtuvo 7,52 hojas en
promedio.
Conforme a la prueba de medias obtenidas con relación al sustrato se menciona que
son buenos resultados obtenidos, al respecto Cruz (1999) en la propagación de
Polylepis incana obtuvo un número de hojas de 9,67 a 11,05 y Hoyos (2004), indica
que en la propagación de Polylepis tarapacana con el sustrato sajama obtuvo un
numero de hojas de 6,8 a 9,05 de promedio.
4.5 Número de brotes
En el Cuadro 8, de análisis de varianza para la variable número de brotes, se
determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al
6,28%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio,
lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro
del rango permitido menores a 30%.
8,39 8,31
7,52
7
7,2
7,4
7,6
7,8
8
8,2
8,4
8,6
SUST 2 SUST 1 SUST 3
Nu
me
ro d
e h
oja
s
Sustratos
b
a a
María Elisa Quispe Callisaya 64
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la propagación
de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.
FV GL SC CM FC P(5%) Signif.
Enraizador(A) 1 0,0098 0,0098 0,46 0,5084 NS Sustrato(B) 2 0,3693 0,18465 8,76 0,0045 * Enr*Sust(A*B) 2 0,0057 0,00285 0,14 0,8749 NS Error 12 0,253 0,02108333
TOTAL 17 0,6378
*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)
CV=6,28%
En el análisis de varianza se observa efectos significativos para el factor sustrato (B),
donde cada sustrato tuvo una influencia en la formación de brotes de forma
independiente y para el factor de estudio enraizador (A), y en la interacciones de los
factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.
Prueba de promedios para enraizador
En la figura 13, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la
comparación secuencial número de brotes promedio para los dos enraizadores,
extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS)
viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios
unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.
Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.
2,33
2,29
2,27
2,28
2,29
2,3
2,31
2,32
2,33
2,34
Extracto de sauce Agua de coco
Nú
me
ro d
e b
rote
s
Enraizador
a
a
María Elisa Quispe Callisaya 65
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
En la figura 13 no se muestran diferencias significativas para el número de brotes ya
que la diferncia obtenida es minima siendo 2,33 brotes con la aplicación de el
extracto de sauce y de 2,29 brotes con la aplicación de agua de coco.
En base a estos resultados obtenidos se menciona que son datos que se encuentran
dentro el rango conforme a otras investigaciones de propagacion de Polylepis, al
respecto, León (2008), menciona que en la propagacion de Polylpepis racemosa
obtuvo un promedio en número de brotes de 2,3 con la aplicación de té de estiercol y
1,25 brotes con Romots.
Facundo (2010), en la propagacion de Polylepis incana obtuvo un promedio de 2,4
brotes por planta. En cambio Lamaico (2011), obtuvo 1,13 y 2,23 con la aplicación de
ANA en la propagacion de Polylepis incana Khunt. Con lo mencionado podemos
decir que los datos obtenidos en el numero de brotes se encuentra dentro de un
rango aceptable ya que son buenos resultados respecto a la variable evaluada.
Conforme a los resultados obtenidos Harttman y Kester (1999) indican que el
crecimiento del brote es resultado de la expansión celular que depende de la
plasticidad en la pared celular, además de indicar buenos resultados de
enraizamiento en la planta, ya que es en donde se tiene contenidos de hormonas de
manera natural que ayudan al enrizamiento de la planta.
Prueba de promedios para sustrato
En la figura 14, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la
comparación secuencial número de brotes promedio para los tres tipos de sustratos,
que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2
Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por
las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma
letra no son significativamente diferentes.
María Elisa Quispe Callisaya 66
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.
Después de realizar la prueba de Duncan, se observan dos grupos claramente
diferenciados, entre los que existen diferencias significativas; un grupo formado por
S2 y S1 que obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias
estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11
brotes en promedio.
Para Facundo (2010), el sustrato no es muy influyente para el número de brotes en la
propagacion de queñua, tambien menciona que con (tierra de páramo + cascarilla +
turba) se obtiene 2,5 brotes/plántula, el menor número de brotes obtuvo el
tratamiento con el material vegetativo esquejes en el sustrato (tierra de paramo +
arena + bagazo de caña) que alcanzó 1,2 brotes por planta en la propagación de
Polylepis incana. Al respecto se menciona que en la investigacion realizada con la
aplicación de los diferentes sustratos el número de brotes/planta obtenidos son
buenos resultados respecto a otras investigaciones realizadas.
4.6 Longitud de Raíz
En el Cuadro 9, de análisis de varianza para la variable longitud de raíz, se
determinaron efectos altamentesignificativos (P<0.05), y el coeficiente de variación
alcanza al 2,43%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor
2,46
2,36
2,11
1,9
2
2,1
2,2
2,3
2,4
2,5
SUST 2 SUST 1 SUST 3
Nú
me
ro d
e b
rote
s
Sustratos
b
a a
María Elisa Quispe Callisaya 67
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se
encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.
Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación de
queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustratos.
FV GL SC CM FC P(5%) Signif.
Enraizador(A) 1 23,16 23,16 471,05 0,0001 **
Sustrato(B) 2 10,16 5,08 103,32 0,0001 **
Enr*Sust(A*B) 2 0,19 0,095 1,93 0,1859 NS
Error 12 0,59 0,0491667
TOTAL 17 34,1
*(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)
CV=2,43%
En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos
factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que
entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores tuvieron
una acción independiente, favoreciendo en la estimulación y aceleraron la formación
de las raíces así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre la raíz coadyuvando en
su desarrollo de forma independiente; y en la interacciones de los factores A*B
(enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.
Prueba de promedios para enraizador
En la figura 15, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la
comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los dos enraizadores,
extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS)
viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios
unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.
María Elisa Quispe Callisaya 68
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz de los esquejes de Polylepis besseri.
Mediante la figura 15, se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue
más eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los
90 días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm
de longitud en promedio.
Para la formacion de las raices es muy importante el contenido de auxinas, como
menciona Hartmann y Kester (1999), las plantas poseen de manera natural auxinas
en las yemas y hojas, las cuales son transportadas.
Para la longitud de la raiz existen variaciones que son principalmente por influencia
de los enraizadores naturales, donde se supone que a traves de la aplicación de
estas por la mayor concentracion de auxinas y giberelinas en el extracto de sauce y
agua de coco ya que estas son principales para el enraizamiento.
Se deduce que el extracto de sauce y agua de coco tienen algunas auxinas naturales
y que estas se transportan dentro de las plantas por distintas rutas, y en tallos de
crecimiento el transporte de las auxinas es mas rapido hacia las raices que a los
apices del tallo. Al respecto Hartmann y Kester (1999) indican que el sauce en sus
yemas forma unas sustancias de tipo hormonal y que estimulan la formacion de
raices.
10,25
7,98
0
2
4
6
8
10
12
Extracto de sauce Agua de coco
Lo
ng
itu
d d
e r
aiz
(c
m)
Enraizadores
b
a
María Elisa Quispe Callisaya 69
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Respecto a los enraizadores Condori (2006), en la propagacion de Arce nagundo
obtuvo una longitud de raiz de 9,8 cm con la aplicacion de extracto de sauce y 9,06
con agua de coco, asimismo Leon (2008) en la propagacion de dos especies de
Polylepis racemosa e incana con la aplicación de té de estiercol obtuvo una longitud
de 8,8 cm y 7,4 cm con la aplcacion de Roomots.
Por lo que se menciona que Los 10,25 cm de largo de la raiz son aceptables ya que,
según ILCE (2011) es conveniente que el sistema radicular se presente bien
desarrollado, lo que permite obtener plantas con buen vigor y listas para el trasplante
al sitio definitivo.
Prueba de promedios para sustrato
En la figura 16, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan
(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la
comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los tres tipos de
sustratos, que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2(2Turba:2Arena) y
S3(2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene
representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios
unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.
Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la propagación de esquejes Polylepis besseri.
10,06
9,06 8,22
0
2
4
6
8
10
12
SUST 2 SUST 1 SUST 3
Lo
ng
itu
d d
e r
aiz
(c
m)
Sustratos
c b
a
María Elisa Quispe Callisaya 70
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias
significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el S2 resulto ser más
eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz de 10,06 cm a
diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y S3 un promedio
de 8,22 cm en la longitud de la raíz.
Conforme a los resultados obtenidos en la investigación Infojardin (2008), afirma que
el tamaño de raíces es directamente proporcional a la calidad de la estructura del
sustrato donde se puede ver efectos de compactación en el sistema radicular por lo
tanto “raíces largas y gruesas, sustrato más grueso, raíces cortas y finas, sustrato
más fino”.
En cambio Urrestarazo, (2006) citado por Facundo (2010), sostiene que las turbas
tienen excelentes propiedades físicas y químicas permitiendo mayor crecimiento
rápido de las raíces, retienen nutrientes cerca de las raíces y permiten una menor
frecuencia de riego, lo cual se asevera al obtener una longitud de raíz de 10,06 cm y
9,06 cm con los, S2 (2Turba:2Arena) y el S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena) los cuales
tienen un buen porcentaje de turba que es el que obtuvo mayores resultados
Respecto a esta variable de estudio otros autores indican haber obtenido una
longitud de raíz de 5,32 cm a 15,50 cm de promedio obteniendo un mejor resultado
con un sustrato de (2Turba:2Estiercol:2Tierra agrícola) en la propagación de
Polylepis incana, Cruz (1999). Facundo (2010) con un sustrato constituido por (tierra
de paramo + cascajo + estiércol bovino) marcó una longitud promedio de raíces de
15,4 cm, valor que diferenció de los otros sustratos como (tierra de páramo + pomina
+ humus) que con 9,4 cm resultó menor a las demás, esto en la propagación de
Polylepis incana.
4.7 Análisis general de las variables de estudio
En base al cuadro 10, donde se relaciona de manera general todas las variables de
repuesta, se deduce que en las variables; porcentaje de prendimiento, altura de
planta, número de hojas y longitud de raíz los enraizadores tuvieron un
María Elisa Quispe Callisaya 71
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
comportamiento propio uno del otro y además cabe destacar que para las variables
mencionadas el extracto de sauce tuvo un mejor comportamiento en el desarrollo de
las plantas así como en la formación de la raíz. Para la variable número de brotes
los enraizadores no tuvieron un efecto estadísticamente significativo, es decir que no
se obtuvo diferencias de un enraizador al otro.
Cuadro 10.Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la
propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.
FV
Cuadrados medios
Porcentaje de
prendimiento
P (5%) Altura
de planta
P (5%) Número de hojas
P (5%) Número
de brotes
P (5%) Longitud
de raíz P (5%)
Enraizador(A) 672,22 0,0001 36,52 0,0002 0,8106 0,0035 0,0098 0,5084 23,16 0,0001
Sustrato(B) 230,885 0,0001 10,89 0,005 1,36455 <,0001 0,18465 0,0045
5,08 0,0001
Enr*sust(A*B) 9,555 0,3457 2,725 0,1622 0,1227 0,1796 0,00285 0,8749 0,095 0,1859
Error 8,221666 1,2825 0,0617333 0,02108333 0,0491667
CV % 6,21 9,75 3,076 6,28 2,43
En el caso de los sustratos si se presentó diferencias significativas para cada una de
las variables que se tiene en el cuadro 9, y conforme a los resultados obtenidos se
menciona que el sustrato S2 (2Turba:2Arena) tuvo mejores resultados seguido del
sustrato S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y por último se tuvo al sustrato S3
(2Turba:2 Cascarilla), lo cual puede aseverarse al contenido de la turba ya que tiene
un buen contenido de materia orgánica.
Además cabe destacar que en todas las variables de estudio contempladas en el
cuadro los coeficientes de variación se encuentran dentro de los rangos aceptados,
es decir que son menores al 30%.
4.8 Análisis de costos parciales para la producción de plantines de
queñua
Se realizó un análisis de los costos parciales, sobre la producción de plantines de
Polylepis besseri mediante la propagación vegetativa, donde en los costos variables
María Elisa Quispe Callisaya 72
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
se llegaron a considerar la preparación de los enraizadores (mano de obra), tipos de
sustratos, desinfección del sustrato, material vegetal, etc.
Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de
Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs).
Costos totales
Tratamientos
Agua de Coco + S1
Agua de Coco + S2
Agua de Coco + S3
Extracto de Sauce + S1
Extracto de Sauce + S2
Extracto de Sauce + S3
Costo activo 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08
Costos Fijos 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08
Costos Variables 451,28 445,28 433,28 420,24 414,24 402,24
Costos totales 493,36 487,36 475,36 462,32 456,32 444,32
Nº de esquejes 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00
Bs/Esqueje 3,29 3,25 3,17 3,08 3,04 2,96
Porcentaje de prendimiento 40,7 46,0 30,7 50,0 59,3 41,3
Número de plantas vivas 61,0 69,0 46,0 75,0 89,0 62,0
Precio de los plantines 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0
Ingreso neto 366,0 414,0 276,0 450,0 534,0 372,0
B/C 0,7 0,8 0,6 1,0 1,2 0,8
A. C + S1 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) A. C + S2= Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena) A. C. + S3 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz) E. S. + S1= Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) E. S. + S2 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena) E. S. + S3 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)
Conforme al Cuadro 11, se observan los costos de producción para 150 esquejes,
teniendo la evaluación por tratamiento con decremento del 10% con el fin de
eliminarla sobre estimación del producto, de acuerdo a las recomendaciones del
CIMMYT (1988).
En el mismo cuadro se observan los diferentes enraizadores y sustratos utilizados en
el experimento, donde expresa el costo de producción por plantín, respecto al tipo de
enraizador y sustrato.
Para producir un plantin de queñua utilizando agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+
S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin, siendo este el costo más bajo con la
aplicación de agua de coco, a diferencia de la producción con (A.C.+ S2) se tiene un
María Elisa Quispe Callisaya 73
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo más mayor, y con respecto al uso del
extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un costo de 2.96 Bs/plantin, siendo
este el costo de producción más bajo y para el enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un
costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.
Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento en la
propagación de queñua (Polylepis besseri).
En la figura 17, se puede observar la comparación que se realizó para los diferentes
tratamientos en base a el beneficio costo obtenido el cual se elaboró conforme a el
porcentaje de prendimiento obtenido, del cual el que adquirió mayor beneficio fue el
(Extracto de sauce +Sustrato 3), siendo de 1,2 Bs. A pesar del porcentaje de
prendimiento que se llegó a tener.
0,7 0,8
0,6
1,0
1,2
0,8
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
Agua deCoco +
S1
Agua deCoco +
S2
Agua deCoco +
S3
Extractode Sauce
+ S1
Extractode Sauce
+ S2
Extractode Sauce
+ S3
B/C
Tratamientos
María Elisa Quispe Callisaya 74
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
5. CONCLUSIONES
A partir de los resultados obtenidos, bajo las condiciones en las que se efectuó el
presente estudio, se establecen las siguientes conclusiones.
Conforme a la primera hipótesis nula que se planteó sobre los enraizadores se
rechaza, puesto que los enraizadores naturales en estudio presentan diferencias
estadísticas con relación a las variables; porcentaje de sobrevivencia, altura de
planta, número de hojas y longitud de la raíz.
Para el porcentaje de prendimiento el enraizador extracto de sauce tuvo
mayor efecto con un 52,22% de prendimiento a diferencia del agua de coco
que obtuvo un 40,00% de prendimiento, lo cual se atribuye a que el sauce
tiene un gran contenido de hormonas en la yemas que ayudan a la formación
de raíces, ya que para el extracto se utilizó las ramas apicales.
Respecto al incremento de la altura de los esquejes se encontró efectos
significativos, con la aplicación de los enraizadores, donde con el extracto de
sauce se obtuvo un mayor incremento de un 13,04 cm y con el agua de coco
un 10,19 cm.
En el caso del número de hojas, de igual manera se tuvo un efecto
independiente de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo
8,30 hojas y con el agua de coco 7,86 hojas.
En caso del número de brotes para el efecto enraizador no se llegó a obtener
diferencias significativas ya que para ambos enraizadores extracto de sauce y
agua de coco, se obtuvo los promedios de 2,33 y 2,29 brotes respectivamente.
Para la longitud de raíz y respecto el efecto del enraizador utilizado se tiene
que con el extracto de sauce se obtuvo una mayor longitud que fue 10.25 cm y
con el agua de coco 7,98 cm.
Se rechaza la segunda hipótesis nula que se planteó sobre los sustratos, puesto que
los que se tuvo en estudio presentaron diferencias estadísticas con relación a las
María Elisa Quispe Callisaya 75
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
variables, para lo que se presenta las siguientes conclusiones a partir de los
resultados obtenidos.
Los sustratos de igual manera tuvieron una influencia significativa para el
porcentaje de sobrevivencia, donde el S2 (2turba:2Arena) obtuvo una mayor
sobrevivencia de 52,67%, y luego el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) un
45,33% y el S3 (2Turba:2Cascarilla) el 40,33%.
Para el efecto de los sustratos en el incremento de la altura se tiene 3,12 cm
con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y
10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).
Respecto los sustratos entre S1 y S2 no se presentaron diferencias
significativas entre sí, obteniéndose 8,31 y 8,39 hojas respectivamente, pero
con relación sustrato S3 si hubo diferencias ya que con este solo se obtuvo
7,52 hojas.
En relación al número de brotes, Para los sustratos S2 y S1 no hubo
diferencias entre si ya que se llego a obtener 2,46 y 2,36 respectivamente, en
cambio para el sustrato S3 se obtuvo 2,11 brotes.
Respecto a los sustratos se obtuvo 10,06 cm con el S2 (2Turba:2Arena), 9,06
cm para el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 8,22 cm con el S3
(2Turba:2Cascarilla)
Conforme a la investigación realizada se concluye en base a las evaluaciones
realizadas con las variables de estudio el enraizador que tuvo mejores efectos en
cada uno fue el extracto de sauce.
En base a los costos de producción parciales se tiene que con E.S. + S3 ( Extracto
de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)) se tiene un costo 2,96 Bs por
platin siendo el costo más bajo y con A. C + S1 (Agua de Coco + Sustrato (Turba +
Arena + cascarilla) se obtuvo un costo de 3,29 Bs por plantin siendo el mayor costo.
Conforme a lo q se alude que con el uso de extracto de sauce con el sustrato S3 se
tiene menores costos para así obtener mayor ingreso.
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Pero haciendo la relación con el porcentaje de prendimiento en la investigación es
mejor utilizar el E.S. + S2 extracto de sauce con el S2 (sustrato turba y arena).
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Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
6. RECOMENDACIONES
Para una corroboración de los resultados obtenidos de esta investigación se
recomienda realizar más estudios de propagación de la especie Polylepis
besseri con el uso de los enraizadores mencionados.
Se recomienda seguir en la busca de otros enraizadores naturales para
incrementar el porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces.
Se recomienda también el utilizar diferentes sustratos y los que se uso en esta
investigación, para una corroboración y así tener una tentativa de sustrato
adecuado para el enraizamiento de la especie Polylepis besseri.
Para la propagación de queñua en las diferentes especies se recomienda
realizarlo en una época húmeda y con muy buenas temperaturas, debido a
que requieren una temperatura promedio de 30 a 35ºC y las temperaturas muy
bajas llegarían a influir en el prendimiento, lo cual debe considerarse conforme
a las características climáticas del lugar en donde se quiere propagar, ya que
respecto a esto la época de propagación varia, además que no existe definido
la época de propagación de esta especie.
Realizar más estudios que sean de respaldo a esta investigación con
sustratos que fueron utilizados, además de buscar diferentes opciones de
combinación de sustratos y con diferentes insumos que ayuden a la obtención
de un mayor porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces en
la especies Polylepis.
Se recomienda no utilizar la cascarilla de arroz en una mayor proporción en el
sustrato debido a que esta se descompone y puede llegar a quemar las raíces
adventicias.
Buscar métodos o técnicas adecuadas que puedan facilitar o ayudar a la
propagación de esta especie, debido a que no existe una técnica determinada
de su propagación vegetativa.
María Elisa Quispe Callisaya 78
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
7. REVISIÓN DE LITERATURA
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María Elisa Quispe Callisaya 83
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de queñua
(Polylepis besseri)
PLANILLA TOMA DE DATOS
TESIS: PROPAGACION DE QUEÑUAS
BLOQUE:……………………….TRATAMIENTO………….………….FECHA……………………
MUESTRA ALTURA Nº DE HOJAS Nº DE BROTES OBSERVACIONES
María Elisa Quispe Callisaya 84
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 2. Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la propagación
de queñua (Polylepis besseri).
Fuente: elaboración propia
ANEXO 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500 esquejes.
Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua
Activos Fijos Costo Total Vida Útil Depreciación Mensual (3
meses)
Pala 75 3 25,0 2,08
Carretilla 500 5 100,0 8,33
Picota 80 3 26,7 2,22
Rastrillo 50 3 16,7 1,39
Total 705 14 168,33 14,03
Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua Polylepis
besseri
Costos totales Agua de Coco + S1
Agua de Coco + S2
Agua de Coco + S3
Extracto de Sauce + S1
Extracto de Sauce + S2
Extracto de Sauce + S3
Pala 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25
Carretilla 25 25 25 25 25 25
Picota 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67
Rastrillo 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17
TOTAL 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08
1 3,3 4,2
5,8
2,4 3,8
1,8 3,5
1,3 2,9
4,5 5,2
30,5 28,9
32,1 30,6
34,3
29,6 30,2 31,4
28,2 29,3
33,3 33,7
0
5
10
15
20
25
30
35
40
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Te
mp
era
tura
°C
tº min ºC Tº max ºC
María Elisa Quispe Callisaya 85
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la investigación.
TRATAMIENTO a1b1
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES
Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28
Agua de coco Lt 12 4,44 53,28
Materiales para la desinfección del sustrato 12
Formol Lt 48 0,25 12
SUSTRATOS 0
Sustrato 1 156
Turba Carretillas 15 6 90
Arena Carretillas 12 3 36
Cascarilla de arroz Carretillas 10 3 30
MATERIAL VEGETAL 230
Esquejes Unidad 0,5 150 75
Yutes Unidad 5 2 10
Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5
Mano de obra Día 70 2 140
TOTAL 451,28
Cuadro 15. Costos de producción para el tratamiento a1b2 empleado en la investigación.
TRATAMIENTO a1b2
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES
Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28
Agua de coco Lt 12 4,44 53,28
Materiales para la desinfección del sustrato 12
Formol Lt 48 0,25 12
SUSTRATOS
Sustrato 2 162
Turba Carretillas 15 6 90
Arena Carretillas 12 6 72
MATERIAL VEGETAL 230
Esquejes Unidad 0,5 150 75
Yutes Unidad 5 2 10
Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5
Mano de obra Día 70 2 140
TOTAL 445,28
María Elisa Quispe Callisaya 86
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Cuadro 16. Costos de producción para el tratamiento a1b3 empleado en la investigación.
TRATAMIENTO a1b3
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES
Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28
Agua de coco Lt. 12 4,44 53,28
Materiales para la desinfección del sustrato 12
Formol Lt 48 0,25 12
SUSTRATOS
Sustrato 3 150
Turba Carretillas 15 6 90
Cascarilla de arroz
Carretillas 10 6 60
MATERIAL VEGETAL 230
Esquejes Unidad 0,5 150 75
Yutes Unidad 5 2 10
Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5
Mano de obra Día 70 2 140
TOTAL 433,28
Cuadro 17. Costos de producción para el tratamiento a2b1 empleado en la investigación.
TRATAMIENTO a2b1
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24
Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24 Materiales para la desinfección del sustrato
12
Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 1 156
Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 3 36 Cascarilla de arroz
Carretillas 10 3 30
MATERIAL VEGETAL
230
Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra día 70 2 140 TOTAL 420,24
María Elisa Quispe Callisaya 87
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Cuadro 18. Costos de producción para el tratamiento a2b2 empleado en la
investigación.
TRATAMIENTO a2b2
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES
Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24
Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24
Materiales para la desinfección del sustrato 12
Formol Lt 48 0,25 12
SUSTRATOS
Sustrato 2 162
Turba Carretillas 15 6 90
Arena Carretillas 12 6 72
MATERIAL VEGETAL
230
Esquejes Unidad 0,5 150 75
Yutes Unidad 5 2 10
Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5
Mano de obra Día 70 2 140
TOTAL 414,24
Cuadro 19. Costos de producción para el tratamiento a2b3 empleado en la
investigación.
TRATAMIENTO a2b3
Concepto Unidad Precio Cantidad Total
ENRAIZADORES
Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24
Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24
Materiales para la desinfección del sustrato 12
Formol Lt 48 0,25 12
SUSTRATOS
Sustrato 3 150
Turba Carretillas 15 6 90
Cascarilla de arroz Carretillas 10 6 60
MATERIAL VEGETAL
230
Esquejes Unidad 0,5 150 75
Yutes Unidad 5 2 10
Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5
Mano de obra Día 70 2 140
TOTAL 402,24
María Elisa Quispe Callisaya 88
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500
esquejes
Ingresos Agua de Coco
Extracto de Sauce
Producción 500,0 500,0
Pérdida del 10% 50,0 50,0
Rendimiento ajustado 450,0 450,0
Precio 6,0 6,0
Ingreso Bruto 2.700,00
2.700,00
Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento
Tratamientos Costos Fijos
Costos Variables
Agua de Coco + S1 42,08 451,28
Agua de Coco + S2 42,08 445,28
Agua de Coco + S3 42,08 433,28
Extracto de Sauce + S1 42,08 420,24
Extracto de Sauce + S2 42,08 414,24
Extracto de Sauce + S3 42,08 402,24
María Elisa Quispe Callisaya 89
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa de esquejes de
queñua Polylepis besseri.
Picot
a
Pala Tijera de podar Balde
s
Regla Regadera Sernidor
Sernidor
Formol Yutes Flexo Carretilla
HERRAMIENTAS Y MATERIALES UTILIZADOS
María Elisa Quispe Callisaya 90
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua Polylepis
besseri.
SELECCIÓN DE ARBOLES MADRE Y RECOLECCIÓN
CORTE DE LOS ESQUEJES
Esquejes puestos en agua
Selección de
árboles madre
Selección de árboles con chichones
Esquejes con
“chichones”
María Elisa Quispe Callisaya 91
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua Polylepis
besseri.
Esquejes con chichones
más pronunciados a los 15
días de estratificación
Esquejes listos para
ser puestos en arena
Amarros de 20 esquejes
para el tratamiento.
Apertura de hoyos
para la estratificación
Rie
go
de
los e
sq
ue
jes a
40
% d
e h
um
ed
ad
TRATAMIENTO DE ESTRATIFICACIÓN DE ESQUEJES
María Elisa Quispe Callisaya 92
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de arroz, para la
propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri. ………………………………………..
Turba lista para desinfección.
Turba tapado con agrofilm durante 72 hrs
Preparación de Formol al 20% para
la desinfección de turba
Desmenuzado y
cernido de turba
PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-TURBA
Aplicación de la solución
de formol con agua a la
María Elisa Quispe Callisaya 93
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa de esquejes de queñua. …………………………………………..
Desinfección de la
cascarilla de arroz
por acción térmica.
PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-CASCARILLA DE ARROZ
Mezcla de insumos
para el sustrato S1
PREPARACIÓN DE SUSTRATO S1
Arena, turba y
cascarilla de
arroz.
Sustrato S1 listo
para la platabanda
María Elisa Quispe Callisaya 94
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
PREPARACIÓN DE SUSTRATO S3
PREPARACIÓN DE SUSTRATO S2
Mezcla de
insumos para
el sustrato S1
Turba y cascarilla de arroz,
utilizados para el sustrato S3.
Arena y turba, utilizados
para el sustrato S2
Sustrato S3 listo
para la platabanda
Sustrato S2 listo
para la platabanda
Introducción de sustratos
a las platabandas
María Elisa Quispe Callisaya 95
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de queñua para la propagación vegetativa.
Maceración de extracto
de sauce por 48 hrs
Corte de ramas de sauce
PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE EXTRACTO DE SAUCE
Esquejes de queñua en
agua de coco por 24
Esquejes puestos en el
extracto de sauce
Molido de sauce
PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE AGUA DE COCO
Agua de coco para esquejes
María Elisa Quispe Callisaya 96
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base a cada
tratamiento establecido.………………………………………………………………………………..
TRANSPLANTE DE ESQUEJES A CADA SUSTRATO
Riego en las platabandas Esquejes ya plantados en
los sustratos evaluados
Apertura de hoyos
Trasplante de
esquejes de queñua
María Elisa Quispe Callisaya 97
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de queñua Polylepis
besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el
Vivero de la Comunidad de Huancané. ………………..
Riego en las platabandas
Muestreo en las unidades
experimentales al azar
Toma de datos de
las U.E.
SEGUIMIENTO A LA PROPAGACIÓN DE QUEÑUA
María Elisa Quispe Callisaya 98
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a 30 días, en
base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el Vivero de la
Comunidad Huancané.………………………………………………………………………………
DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 30 Y 60 DIAS
Brotes de hojas a los 60
días.
Brotes de los esquejes de
queñua.
Formación de hojas y
brotes a los 30 días.
María Elisa Quispe Callisaya 99
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
ANEXO 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los esquejes de
queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos
de sustratos en el Vivero de la Comunidad de Huancané. ………………..
………………..
Desarrollo radicular y
medición del mismo
a los 90 días.
Desarrollo de hojas y tallo
de la queñua a los 90 días
de la investigación
DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 90 DIAS
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