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medicina
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UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ANGELES DE CHIMBOTE Guía de Práctica de FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA
FARMACIA Y BIOQUIMICA MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS
1
UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ÁNGELES DE CHIMBOTE
DEPARTAMENTO DE QUIMICA Y FARMACIA
GUÍA DE PRÁCTICAS
FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA
DOCENTE:
MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS
Telefax: 043-3
Erythoxylon coca
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PRESENTACION
El presente Manual de Prácticas, está dirigido a los estudiantes de pregrado de
Farmacia y Bioquímica que cursan la asignatura de Farmacognosia y Fitoquímica de la
Universidad Los Angeles de Chimbote.
Tiene como objetivo facilitar el aprendizaje del curso, integrando los
conocimientos teóricos con los prácticos, siendo una herramienta adecuada de trabajo,
que le permitirá desarrollar sus prácticas de laboratorio de manera adecuada y ordenada,
esta dividido en dos grandes grupos.
Espero que el presente Manual de Prácticas sea de utilidad para el estudiante de
Farmacia y Bioquímica de la ULADECH, asimismo se espera las valiosas sugerencias de
colegas y estudiantes para mejorar ediciones futuras.
Finalmente quisiera hacer un reconocimiento a mi familia por el apoyo constante
que me brindan en mi desarrollo personal y profesional.
MG. Q.F. María Isabel Palacios Palacios
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INDICE
1. PRACTICA Nº 01:
Control de calidad macroscópico y microscópico de una droga natural -
pruebas histológicas:.. ……………………………………………………….. 01
2. PRACTICA Nº 02:
Determinación de humedad y cenizas de una droga natural,
tamizaje fitoquímico de un extracto vegetal: ………………………………… 11
3. PRACTICA Nº 03:
Ensayos de solubilidad, preparación y análisis de un extracto vegetal…… 19
4. PRACTICA Nº 04:
Determinación de azúcares, polisacáridos homogéneos y
heterogéneos: Almidones, gomas, mucílagos y pectinas:. ………………. 25
5. PRACTICA Nº 05:
Determinación de glicósidos cardiotónicos y fenólicos..…………………….. 37
6. PRACTICA Nº 06:
Determinación de glicósidos antraquinónicos y cianogenéticos……………. 44
7. PRACTICA Nº 07:
Determinación de Saponinas:………………………………………………… 51
8. PRACTICA Nº 08:
Determinación de flavonoides:………………………………………………….. 57
9. PRACTICA Nº 09:
Determinación de e cumarinas iridoides y métodos de extracción:………… 64
10. PRACTICA Nº 10:
Determinación de drogas con taninos gálicos y catéquicos:……………….. 70
11. PRACTICA Nº 11:
Determinación de drogas con aceites esenciales y resinas:…………..……. 77
12. PRACTICA Nº 12:
Determinación de alcaloides y métodos de extracción:…………………….. 84
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PRÁCTICA Nº 01
CONTROL DE CALIDAD MACROSCÓPICO Y MICROSCÓPICO DE UNA DROGA
NATURAL - PRUEBAS HISTOQUIMICAS
1.1. OBJETIVOS:
Caracterizar una especie medicinal realizando observaciones
macroscópicas y microscópicas.
Determinar la presencia de impurezas y agentes contaminantes
Realizar pruebas histoquímicas para identificar principios activos.
1.2. FUNDAMENTO:
En el mundo, las drogas y preparados fitoterapéuticos obtenidos a partir de
plastas medicinales, ocupan un lugar importante en el comercio mundial de
medicamentos, y debido a ello, se ha enfatizado en la necesidad de garantizar su
control de calidad con la aplicación de técnicas modernas, uso de parámetros y
patrones adecuados.
Evaluar o valorar las drogas vegetales significa, identificar y determinar su calidad
y pureza, que se va a traducir en su valor intrínseco, es decir en su contenido de
principios activos responsable de su acción farmacológica. Las impurezas o
materias extrañas son aquellas partes de la droga que no corresponden a las
exigencias que señala la monografía en cuanto a color, tamaño, estado y grado de
pulverización, mezclas con otras partes de la planta, polvo, arena, piedras y otras
sustancias minerales.
Las drogas deben estar libres de organismos patógenos y de microorganismos
insectos y cualquier otra contaminación animal, incluyendo excretas. No deben de
presentar olores anormales, decoloraciones o algún signo de deterioro. Las
pruebas para contaminación microbiana, se desarrollan bajo condiciones
diseñadas para evitar la contaminación durante la prueba.
1.3 MUESTRAS:
Planta Medicinal o mezcla de plantas medicinales de venta en mercados o centros
naturistas, también algunos preparados o formas farmacéuticas de productos
naturales.
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1.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Placas Petri Balanza Analítica Microscopio, estereoscópico Pipetas de 5y l0 ml. Reactivos para histoquímica
Agua Destilada Pinza Laminas Posta y Cubre objetos Mortero Beaker de 250 ml.
1.5. PROCEDIMIENTO:
1.5.1 EVALUACION MACROSCOPICA Y MICROSCOPICA DE LAS DROGAS:
Como primer aspecto antes de comenzar las descripciones morfológicas, se debe
conocer las drogas a evaluar con la siguiente información:
Nombre científico
Nombre vulgar
Familia Botánica
Uso tradicional o reconocido
Planta endémica o aclimatada
Se describirá las siguientes características morfológicas:
Órgano Vegetal Características Botánicas
Órganos Subterráneos
Tamaño, color, olor, forma y consistencia. Caracteres de Superficie:
Sección transversal Fractura Otras particularidades
Corteza y leños
Forma Superficie externa Superficie interna
Hojas
Forma, textura, superficie, color, olor, dimensiones y
condición.
Flores Estado de desarrollo: Color, Olor y peculiaridades
Frutos Pericarpio, forma, dimensiones, color y olor
Semillas Caracteres Físicos: Color, olor y otros.
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1.5.2 DETERMINACION DE MATERIAS EXTRÁÑAS:
Pesar 5 gramos de muestra y colocarla sobre una lámina de vidrio de 10 x 20 cm.
ó una placa petri y con la ayuda de una pinza hacer un reconocimiento
organoléptico de la droga de acuerdo a su morfología: hojas, raíz, tallo, flores,
frutos, etc. haciendo un esquema del mismo. Se puede apoyar con un
estereoscopio para realizar una mejor observación.
Seguidamente homogenizar una porción en un mortero y añadirle unas gotas de
agua destilada y observar al microscopio, describiendo y esquematizando la
presencia de partes de la droga.
1.5.3. PRUEBAS HISTOQUIMICAS:
Tomar un poco de muestra en una lámina portaobjeto ó en un tubo de ensayo y
hacer las siguientes pruebas histoquímica:
Contenido celular Reacción histoquímica
Oxalato y Carbonato de Calcio Ácido acético ( desprende CO2)
almidón Solución de Lugol
Alcaloides Reactivo de Mayer (pp. blanco)
Flavonoides Reacción de Shinoda
Taninos Cloruro férrico ( coloración negruzca)
1.6. RESULTADOS
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1.7. DISCUSION:
1.8. CONCLUSIONES:
1.9. CUESTIONARIO:
¿Qué otras pruebas se pueden hacer para determinar las impurezas de
las drogas vegetales?
¿Cuáles son los riesgos para la salud el uso de plantas medicinales
adulteradas o en mal estado?
¿Una planta medicinal puede estar contaminada con microorganismos?
¿Cuáles son los factores de riesgo de contaminación microbiana?
¿Cómo determinaría la presencia de materia fecal en una planta medicinal?
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1.10. BIBLIOGRAFIA:
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PRÀCTICA Nº 02
DETERMINACION DE CENIZAS, HUMEDAD Y TAMIZAJE FITOQUIMICO DE UNA
PLANTA MEDICINAL
1. OBJETIVO GENERAL:
Determinar el contenido de humedad de una droga al estado fresco y seco
Establecer el contenido de cenizas de una droga
Determinar la composición química de una material vegetal
Correlacionar los parámetros físico – químico con la calidad de la droga.
2. DETERMINACION DE CENIZAS:
Se entiende por cenizas el residuo que queda después de la ignición de una
droga. Su importancia radica en que por el uso inadecuado de insecticidas, la
polución del medio ambiente por los contaminantes, que contienen sustancias
difícilmente biodegradables, como son algunos metales pesados; y también la
presencia de adulterantes como tierra y arcilla, tanto en las plantas medicinales o
alimenticias hacen que se manifieste un porcentaje elevado de cenizas respecto
de la muestra de referencia.
2.1. OBJETIVOS:
Capacitar en la técnica de determinación de cenizas
Determinar los porcentajes de cenizas de las drogas vegetales
Relacionar el grado de contaminación con el porcentaje de cenizas
2.2. FUNDAMENTO:
Las cenizas son el residuo inorgánico que queda después de la destrucción de la
materia orgánica, quedando los cationes como carbonatos, sulfatos, fosfatos
respectivamente
2.3. CENIZAS TOTALES:
Permite determinar la cantidad de material remanente después de la ignición:
“cenizas fisiológicas”, derivados de los tejidos de las plantas y “cenizas no
fisiológicas” que son el residuo que queda después de la ignición de la materia
extraña (polvo, arena, tierra, etc.) adheridos a la superficie de la droga.
2.3.1. PARTE EXPERIMENTAL.
MATERIALES Y REACTIVOS:
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Crisol de porcelana Ácido clorhídrico al 10% Agua destilada Papel de filtro libre de cenizas
Pinza Desecadora Balanza analítica Mufla
PROCEDIMIENTO:
Pesar de 2g a 3g la muestra pulverizada y tamizada con una desviación
permisible de 0.5mg en un crisol de porcelana, previamente tarada. Caliente
suavemente la porción de ensayo aumentando la temperatura hasta carbonizar y
posteriormente incinerar en un horno mufla a una temperatura de 700 a 750ºC,
sino señala otra temperatura en la norma específica durante 2 horas.
Enfriar el crisol en una desecadora y se pesa, repitiéndose el proceso hasta que
dos pesadas sucesivas no difieran en más de 0.5mg (masa constante).
RESULTADOS:
2.4. DETERMINACION DE HUMEDAD:
Un exceso de agua en una droga puede provocar el crecimiento microbiano, la
presencia de hongos o insectos y el deterioro, seguido de la hidrólisis de los
principios activos. Este ensayo es especialmente importante para drogas que
absorben humedad fácilmente o se deterioran rápidamente en presencia de
humedad.
2.4.1. OBJETIVOS:
Determinar el porcentaje de humedad de las drogas vegetales
Relacionar humedad con contaminación microbiana.
2.4.2. FUNDAMENTO:
El agua contenido en los vegetales se determina por evaporación, a una
temperatura apropiada, para que difunda por los tejidos vegetales desde los más
interiores hasta la superficie, luego por pesada simple se determina el peso seco y
por diferencia se determina la humedad.
2.4.3. METODO DE DESECACION:
x100McrisolMmuestra
McrisolMceniza%C
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El cual determina el agua y las sustancias volátiles ya que el método plantea el
calentamiento de la droga a 100 a 105ºC.
Este método no es recomendable, cuando la planta contiene aceites esenciales u
otras sustancias volátiles, para evitar el error que introducirían estas en el
resultado final.
2.4.4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
MATERIALES Y EQUIPOS:
Balanza Analítica
Cápsula de Porcelana
Estufa de Calentamiento
Desecador
PROCEDIMIENTO:
De la muestra de laboratorio, con el grado de trituración que determina la norma
específica, pesar 2g con desviación permisible de 0.5mg y se transfieren a una
cápsula de porcelana previamente tarada y secada, se calienta y se deseca a
105ºC durante 2 horas. La cápsula se coloca en una desecadora donde se enfría
a temperatura ambiental y se pesa, colocándose nuevamente en la estufa durante
1 hora, volviéndose a pesar hasta obtener una masa constante.
RESULTADOS:
100xMcápsula Mmuestra
Mcápsula - desecada Mmuestra %H
2.5. TAMIZAJE FITOQUIMICO:
FUNDAMENTO:
Se fundamenta en la extracción selectiva de los principios activos contenidos en
un material vegetal, aprovechando su solubilidad en diferentes solventes,
empezando la extracción en solventes de menor polaridad como el éter etílico, un
solvente de mediana polaridad como es el alcohol etílico y finalmente con un
solvente de alta polaridad como es el agua. Cada uno de los extractos ayudados
por la microquímica permite identificarlos mediante la formación de precipitados,
coloración, etc.
Estas reacciones se caracterizan por ser selectivas para las clases o grupos de
compuestos que se investigan, son simples y rápidas, detectan la mínima cantidad
posible y utilizan un mínimo de equipo de laboratorio.
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2.5.1. OBJETIVOS:
Determinar mediante el tamizaje fitoquímico la presencia de metabolitos
secundarios
Verificar la presencia de sustancias conocidas en especies medicinales
conocidas.
2.5.2. MATERIALES Y REACTIVOS:
Éter etílico
Alcohol etílico
Agua destilada
Tubos de ensayo
Gradillas
Papel de filtro
Espátula pequeña
Embudo
Reactivos para Tamizaje fitoquímico
2.5.3. PROCEDIMIENTO:
2.5.4. EXTRACTO ETEREO:
Ensayo de Dragendorff y Mayer ara alcaloides
Ensayo de Baljet, para lactonas y/o cumarinas
Ensayo de Lieberman-Buchard, para triterpenos y/o estereoides
2.5.5. EXTRACTO ETANOLICO:
Ensayo de Fehling para azúcares reductores
Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos
10-20g MP+ Et2O
EXTRACTO
ETEREO RESIDUO +EtOH
EXTRACTO
ETANOLICO RESIDUO + H2O
EXTRACTO
ACUOSO RESIDUO
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Ensayo de Shinoda para flavonoides
Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides
2.5.6. EXTRACTO ACUOSO:
Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides
Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos
Ensayo de Shinoda para flavonoides
Ensayo de Fehling para azúcares reductores
2.6. RESULTADOS:
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2.7. DISCUSION:
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2.8. CONCLUSIONES:
2.9. CUESTIONARIO:
¿Esquematice otra marcha fitoquímica, ventajas y desventajas con respecto a
la efectuada en práctica?
¿Qué indica la presencia elevada de cenizas en una droga vegetal?
¿Qué importancia tiene la determinación de la composición química de una
droga vegetal?
¿Qué importancia tiene la determinación de humedad en una droga vegetal?
¿Qué otros ensayos físicos se pueden hacer a una droga vegetal?
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2.10. BIBLIOGRAFIA:
PRAÁCTICA Nº 03
ENSAYOS DE SOLUBILIDAD, PREPARACION Y ANALISIS DE UN EXTRACTO
VEGETAL
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3.1. OBJETIVOS:
Obtener un extracto vegetal utilizando un percolador
Caracterizar física y químicamente el extracto
Optimizar los parámetros para obtener un mejor extracto
3.2. FUNDAMENTO:
La lixiviación o percolación es un método de extracción muy relacionado al
desarrollo de la Farmacia en cuanto a la extracción se refiere en el siglo XIX. La
importancia de éste método se evidencia pues la Farmacopea de los Estados
Unidos lo acepta como procedimiento oficial desde 1840. Se utiliza para la
preparación de uno de los extractos más difundidos en preparaciones galénicas:
los extractos fluidos. Los extractos fluidos son extractos líquidos obtenidos a partir
de un material vegetal utilizando como solventes soluciones hidroalcohólicas.
3.3. MUESTRA:
Se utilizará como muestra una planta medicinal previamente desecada y
pulverizada.
3.4. MATERIALES Y REACTIVOS:
Percolador de plástico
Alcohol etílico de 40º, 50º, 60º y 70º
Papel Indicador
Refractómetro
Picnómetro
Papel de filtro
Reactivos de Tamizaje fitoquímico
Silicagel G
Acetato de Etilo
Ácido clorhídrico
Ácido acético glacial
Lámpara ultravioleta
3.5. PROCEDIMIENTO:
3.5.1. OBTENCION DEL EXTRACTO:
Preparar 4 percoladores para cada concentración de alcohol, en cada uno de
ellos, colocar 100 a 250g de muestra previamente humedecida con alcohol
respectivo y luego cubrirlo con alcohol para cada una de las concentraciones de
40º, 50º, 60º y 70º respectivamente. Taparlo para evitar la contaminación. Obtener
el percolado, cada 24 a 48 horas, anotando el tiempo de recolección. Se debe
tomar como mínimo 3 muestras de cada percolado.
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3.5.2. ANALISIS DE LOS EXTRACTOS:
Una vez obtenido los diferentes tipos de extractos, deben establecerse los
parámetros que definan la calidad de los mismos.
Determinación de requisitos organolépticos:
Determinación de olor: Tomar una tira de papel filtro y humedecer por un
extremo y determinar las características odoríferas del extracto.
Determinación del color: Se toma un tubo de ensayo limpio y seco y se
llena hasta las tres cuartas partes con la muestra y se observa el color,
transparencia, la presencia de partículas y la separación de capas.
Determinación de la densidad relativa:
Se entiende por densidad relativa a la relación entre la masa de un volumen
de la sustancia a ensayar a 25ºC y la masa de un volumen igual de agua
destilada a la misma temperatura. Este término equivale a peso específico.
PicnómetroP
oPpicnómetrPmpD
OH
c25
OH
2
2
º
Determinación del Índice de refracción:
Es una constante característica de cada sustancia, la cual representa la
relación del seno del ángulo de incidencia de la luz y el seno del ángulo de
refracción cuando la luz pasa oblicuamente a través del medio. El
refractómetro permite la lectura de índice de refracción como de sólidos
totales presentes.
Determinación de pH:
La acidez o alcalinidad de las soluciones se caracterizan por el valor del índice
de hidrógeno o pH.
Análisis capilar:
Es un método ingenioso e interesante para la caracterización de extractos y
tinturas. Este método se basa en los fenómenos de absorción y repartición de
sustancias en materiales colorantes a través de los espacios capilares del
material inerte que constituye el papel de filtro. Para el análisis e interpretación
de la imagen se tienen en cuenta los aspectos siguientes:
Color
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Altura
Descripción de las diferentes partes
Cambios de coloración con amoníaco
Examen bajo la luz ultravioleta
Tamizaje fitoquímico:
Comprobar la composición química del extracto realizando reacciones
químicas específicas.
Identificación General:
Caracterizar mediante una cromatografía la huella digital de la muestra.
3.6. RESULTADOS:
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3.7 DISCUSION:
3.8 CONCLUSIONES:
3.9 CUESTIONARIO:
Con que tipo de concentración alcohólica se obtuvo los mejores resultados
Pueden producirse errores en la determinación de algunos de los parámetros
Qué dificultades tuvo Ud. en la realización de la presente práctica
Qué aporte significativo se obtiene con esta práctica para el mejor estudio de
nuestros recursos medicinales.
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3.10 BIBLIOGRAFIA
PRÁCTICA Nº 04
DETERMINACIÓN DE AZÚCARES, POLISACÁRIDOS HOMOGÉNEOS Y
HETEROGÉNEOS: ALMIDONES, GOMAS, MUCÍLAGOS Y PECTINAS.
4.1 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES:
4.1.1 PRUEBAS QUIMICAS:
Determinación cualitativa de azucares: Reacciones generales:
4.1.2 OBJETIVOS:
Determinar la presencia de carbohidratos o azúcares en drogas naturales
4.1.3 MUESTRA: Miel de Apis mellífera “Abeja “
4.1.4 FUNDAMENTO:
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Se fundamenta en la deshidratación de un azúcar por la acción de un ácido
mineral fuerte, formando compuestos cíclicos derivados del furfural, que
reaccionan con compuestos fenólicos (α-naftol, orcinol, antrona), dando origen a
compuestos coloreados.
4.1.5 MATERIALES Y REACTIVOS:
Tubos de ensayo
Reactivo de Antrona
Reactivo de Molish
H2SO4
Gradilla
4.1.6 PROCEDIMIENTO:
En un matraz preparar una solución al 2% de “Miel de Abeja” y tomar una alícuota
en un tubo de ensayo limpio y seco, añadir 1 ml del reactivo de Molish o de
Antrona, agitar, deslizar por las paredes del tubo II gotas de H2SO4 concentrado.
En la zona de contacto se observará la formación de un anillo coloreado que
indicará reacción positiva.
4.2 REACCIONES GENERALES PARA AZUCARES REDUCTORES
4.2.1 OBJETIVO.
Determinar el poder reductor de los azúcares contenidos en drogas naturales.
4.2.2 FUNDAMENTO:
Debido a la presencia de grupos funcionales aldehídos y cetonas en las moléculas
de los azúcares, éstos poseen un poder reductor que se manifiesta sobre ciertas
sales metálicas (Cu++, Ag+, Bi+++) y sustancias orgánicas oxidadas como el ácido
pícrico, teniendo como condición el medio alcalino y el calor.
4.2.3 MATERIALES Y REACTIVOS:
Reactivo de Fehling
Reactivo de Benedict
Reactivo de Tollens
Reactivo de Nylander
Reactivo de Brown
Tubos de Ensayo
NaOH 10%
Baño María
4.2.4 PROCEDIMIENTO:
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Tomar una batería de tubos de ensayo, adicionarle a todos 1mL de MP y 1mL de
la solución reactiva. En la prueba de Brown, primero adicionarle 1mL de NaOH
10% y calentarlo hasta obtener una coloración amarilla, luego adicionarle 1mL del
reactivo de Brown y colocarlo en BM y observar los resultados.
4.2.5 REACCIONDE DIFERENCIACION ENTRE CETOSAS Y ALDOSAS:
PRUEBA DE SELIWANOFF: En un tubo de ensayo colocar 1 ml. de la muestra
problema más 1 ml. del reactivo de Seliwanoff, llevar a Baño María hasta la
aparición de una coloración rosada, que indicará la presencia de cetosas
4.2.6 DETERMINACION DE CONSTANTES FISICAS:
DETERMINACION DEL INDICE DE REFRACCION:
El Índice de Refracción es una constante característica de cada sustancia.
MATERIALES Y REACTIVOS:
Refractómetro de Abbé
Varilla de vidrio
Muestra Problema
Solución de EtOH:Et2O (1:1) para la limpieza del equipo
PROCEDIMIENTO:
Se coloca sobre el prisma de medición una gota de agua destilada utilizando para
ello una varilla de vidrio, se ajusta el equipo seleccionando la zona del espectro
visible que aparece en la línea límite del campo visual, moviendo el compensador
cromático y colocando la intersección del retículo sobre la línea de los campos
claros y oscuros.
Después de hacer el ajuste del refractómetro, se coloca una gota de la muestra de
ensayo sobre el prisma de medición, se cierra el termoprisma y se enfoca la luz
por medio del espejo, de modo tal que la misma incida sobre la apertura de
entrada del prisma de medición y se proceda de la misma forma que con el agua.
Con el refractómetro se mide el índice de refracción y el porcentaje de solutos.
4.3 ALMIDON:
Principal sustancia de reserva de los vegetales, el almidón es una fuente
energética indispensable en la alimentación del hombre y de gran número de
animales. Presente en todos los órganos vegetales. Químicamente esta formado
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-(1----4) que forma la amilasa,
formando con el agua soluciones de elevada viscosidad. La amilopectina, principal
constituyente de la mayoría de los almidones, de estructura ramificada con
-(1----4), unidas
-(1----6).
4.3.1 OBJETIVOS:
Caracterizar el almidón por reacciones químicas y observación microscópica
Identificar la amilopectina y la amilasa
Hidrolizar en medio ácido el almidón
4.3.2 FUNDAMENTO:
El almidón se identifica con el I2 por una reacción de pseudoadición dando una
coloración característica y al microscopio, se observa el hilio y las estrías típicas
de cada tipo de almidón. La hidrólisis del almidón permite identificar la amilasa y
la amilopectina; dando coloración azul y rojo respectivamente a medida que se va
hidrolizando.
4.3.3 MUESTRA: Almidón de papa, maíz ó arroz.
4.3.4 MATERIALES Y REACTIVOS
Matraz de 250 ml
Pipetas de 2,5 y 10 ml
Reactivo de Lugol
Microscopio
Lamino portaobjeto
HCl concentrado
Reactivo de Molish
Refrigerante de reflujo
Pinzas
Soporte Universal
Tubos de ensayo
Reactivo de Azúcares reductores
4.3.5 EXTRACCION
Rallar el tubérculo sobre abundante agua, luego decantar el líquido de lavado en
recipiente apropiado. Dejar sedimentar y lavar por decantación varias veces.
Secar si es necesario.
4.3.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION:
Solubilidad: en agua fría insoluble y soluble en agua caliente, formando una
masa semitransparente (engrudo de almidón)
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Con la solución de I2 al 2.5% da azul violeta, que desaparece con el calor y
reaparece al enfriarse.
Observación directa al microscopio, colocando en una lámina portaobjeto una
muestra, añadirle agua destilada y observar la forma del hilio y de las estrías.
Reacciones de caracterización con lugol observados al microscopio, también
observar al microscopio sin reactivo y dibujar las características de los
gránulos de almidón.
Controlar las fases de la hidrólisis cada hora con S.R. de Lugol en placa de
toques y observar las siguientes coloraciones:
Violeta : Amilodextrina
Roja : Eritrodextrina
Incolora : Acrodextrina
4.4 INULINA:
La inulina, es un oligofructano, es un compuesto del almacenamiento principal en
muchas plantas de la familia de las Compositae. Sin embargo, en el yacon la
inulina parece ser el componente principal. Los Oligosacaridos del yacon han sido
-(2—1)-fructooligosaccharides con la sacarosa terminal.
4.4.1 OBJETIVOS:
Determinar la presencia de inulina en una muestra vegetal
Diferenciar la inulina del almidón
Determinar la presencia de fructosa
4.4.2 FUNDAMENTO:
La raíz de Polymnia sonchifolia “yacon” contiene inulina que es un polisacárido
formado por unidades de fructosa, además contiene fructosa libre y por
oligofructanos u oligosacárdios formados por fructosa.
4.4.3 MUESTRA: raíz de Polymnia sonchifolia “yacon”
4.4.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Vaso de precipitados
Pipetas
Fenol
Reactivo de Seliwanoff
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Cocina eléctrica
Alcohol absoluto
Fructosa
Reactivo de Lugol
Reactivo de Molish
Reactivo de Benedict
4.4.5 EXTRACCION:
Tomar una cantidad apropiada de raíz de “yacon”, lavarlo adecuadamente, retirar
la cáscara y licuarlo, trabajar con el licuado y con el jugo.
4.4.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION:
Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Molish
Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Lugol
Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Benedict
Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Seliwanoff
Tomar una alícuota en un tubo de ensayo, precipitar con alcohol absoluto y
observar al microscopio.
4.5 GOMAS
Son sustancias que exudas de los órganos vegetales, después de un traumatismo
la secreción tiende a taponar la herida, es posible también que esta secreción se
relaciona con las condiciones climáticas: sería en tal caso una manifestación de
adaptación a la sequedad. Químicamente es un polisacárido ácido, fuertemente
acetilado, por hidrólisis parcial se obtiene ramnosa, ácido D-galacturónico,
galactosa, ácidos aldobiurónicos y un trisacárido ácido que lleva glucosa.
4.5.1 OBJETIVO
Caracterizar gomas de interés farmacéutico
Diferenciar goma de un mucílago.
4.5.2 FUNDAMENTO.
Las gomas se solubilizan en agua, se bincha rápidamente y da un gel viscoso. Al
calentar la viscosidad disminuye y se obtiene una dispersión translúcida. Por
hidrólisis ácida, produce azúcares reductores.
4.5.3 MUESTRA: Polvo de Acacia senegal “Goma arábiga”
4.5.4 MATERIALES Y REACTIVOS
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Tubos de ensayo
HCl concentrado
Beaker de 100mL.
Balanza
Acetato Neutro de Plomo 5%
Reactivo de Fehling, Benedict.
4.5.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Preparar una solución de goma arábiga al 1%, suadir 0.1 ml de HCI
concentrado. Llevar al BM por 15’, neutralizar y realizar la prueba para
azúcares reductores( Fehling, Benedict)
A unos 2 ml de la solución de gomosa trátelo con la SR. Acetato Neutro de
Plomo al 5%, se verá la formación de un precipitado.
4.6 MUCILAGOS
Los mucílagos se les consideran como constituyentes celulares normales,
preexistentes en formaciones histológicas, especializadas, frecuentes en el
tegumento externo de las semillas.
4.6.1 OBJETIVOS.
Caracterizar mucílagos de interés farmacéutico
Identificar los mucílagos por sus reacciones características.
4.6.2 FUNDAMENTO.
Los mucílagos se caracterizan por extraérseles con agua caliente, a partir de
semillas de “Linaza”, y se le caracteriza mediante reacciones de identif icación
propias de los mucílagos.
4.6.3 MUESTRA: Semillas de Linum usitatissimun “Linaza’
4.6.4 MATERIALES Y REACTIVOS
Beaker de 100 ml
Tubos de ensayo
Gradilla
Acetato Neutro de Plomo 5%
Ácido Tánico 5%
Alcohol absoluto
Acetona
Ácido Oxálico 10%
4.6.5 EXTRACIÒN
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A unos g de semillas de “Linaza”, añadirle cantidad suficiente de agua destilada y
someterlo al BM hasta que exude el mucílago, que se manifiesta como un líquido
viscoso.
4.6.6 REACCIONES DE IDENTIFICACIÒN
A 3 ml de la sol. trátelos con gotas de la SR. de acetato neutro de plomo 5% y
observar la formación de un precipitado.
Tratar iguales volúmenes de mucílago con la SR. de ácido tánico y observar la
formación de un precipitado gelatinoso.
Tratar iguales volúmenes de mucílago con alcohol de 95º y observar la
formación de un precipitado.
Tratar iguales volúmenes de mucílago con acetona Q.P. y observar la
formación de un precipitado.
Tratar iguales volúmenes de mucílago con ácido oxálico al 10% y observar la
formación de un precipitado.
4.7 PECTINAS
Son macromoléculas glucídicas constituyentes de la laminilla media de la pared
de las células vegetales, las sustancias pécticas forman un cemento que une las
células unas con otras. Las pectinas son abundantes en los frutos; su naturaleza
evoluciona con la edad de los tejidos: en principio insolubles, y asegurando la
rigidez de estos tejidos, se degradan durante la maduración en azúcares y ácidos.
4.7.1 OBJETIVOS
Extraer pectinas de interés farmacéutico
Identificar mediante reacciones químicas a las pectinas.
4.7.2 FUNDAMENTO.
La extracción de pectinas se realiza, primero inactivando las enzimas por
ebullición y luego se solubilizan en caliente en soluciones acuosas ácidas. Las
pectinas al hidrolizares dejan en libertad a sus componentes
Ácido Péctico Galactosa + Arabinosa
4.7.3 MUESTRA: Corteza de Limón o Naranja previamente rallada
H+
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4.7.4 MATERIALES Y REACTIVOS.
Alcohol etílico
HCl diluido
Equipo de BM
Alcohol absoluto
NaOH 3N
Acetona Q.P.
Tubos de ensayo
Vaso de precipitado
4.7.5 EXTRACCION
Pesar algunos gramos de corteza de limón o naranja previamente rallada, desecar
en la estufa a 105ºC por 15’. Purificar esta corteza desecada con tres porciones
de alcohol etílico de 25mL., cada una, el residuo tratarlo con 10mL de HCl diluido
en BM hasta pequeño volumen.
4.7.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Un ml de la solución con gotas de NaOH 3N formación de un pp
Un ml de la solución con 5 ml de acetona, formación de un gel incoloro
Un ml de la solución con 5 ml de alcohol, formación de un gel.
4.8 RESULTADOS :
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4.9 DISCUSION:
4.10 CONCLUSIONES:
4.11 CUESTIONARIO
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¿Mediante reacciones químicas, fundamente Ud. las reacciones generales y
de azúcares reductores?
¿Qué es el Índice de Refracción?
¿Qué métodos de cuantificación de azúcares reductores conoce?
¿La miel de abeja que se utilizó en práctica, ¿es adulterada?
¿Cuales son los valores de azúcares de una miel de abeja?
¿Qué usos farmacéuticos tienen las gomas, mucilagos y pectinas?
¿Cuál es el almidón aprobado por Ia USP XXIII?
¿A que se debe la formación de pp. en las reacciones de las pectinas?
¿Cuál es la importancia de los almidones modificados?
¿Importancia medicinal y económica del yacon?
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4.12 BIBLIOGRAFIA:
PRÁCTICA Nº 5
GLICOSIDOS CARDIOTONICOS Y FENOLICOS
5.1 GLICOSIDOS CARDIOTONICOS
Los glucósidos cardiotónicos constituyen un grupo perfectamente individualizado y
de gran homogeneidad estructural y farmacológica. Todos de origen vegetal, son
medicamentos de elección en la insuficiencia cardíaca, a pesar de su reducido
margen terapéutico. La estructura de estos compuestos es muy homogénea,
consta de una genina de naturaleza esteroídica y un resto azúcarado que
generalmente es un oligosacárido formado por desoxiazúcares.
5.1.1 OBJETIVOS:
Identificar las drogas vegetales con aglicón esteroide
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Reconocer a los compuestos con glicósidos cardiotónicos
5.1.2 FUNDAMENTO:
Los glicósidos cardiotónicos, se caracterizan por tener un aglicón esteroide y un
resto azucarado, formado por tres azúcares llamados digitoxosas. Las reacciones
químicas buscan identificar el aglicón esteroide, formando acetatos con el grupo
hidroxilo que une al aglicón, con el resto azucarado, al núcleo lactónico y a las
digitoxosas mediante pruebas específicas.
5.1.3 MUESTRA: Hojas de Neríum oleander “laurel rosa” y tableta de dígoxina
5.1.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Pipeta de 10 ml.
Beaker de 250 ml
Embudo de vidrio
Tubos de ensayo
Papel de Filtro
Acetato de Plomo 5%
Cloroformo
Anhídrido acético
H2SO4 concentrado
Reactivo de Kedde
5.1.5 EXTRACCION:
A unos 2g de polvo de hojas, agregarle 10mL de alcohol de 70º y calentar
suavemente, dejándolo en contacto por 3, filtrar y a 5mL del filtrado adicionarle
10mL de agua; precipitar con V gotas de acetato de plomo 5%, agitar y filtrar. El
líquido filtrado se agita con cloroformo, decantar, separar y evaporar el solvente
con las precauciones debidas.
5.1.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Ensayo de Kedde: Una alícuota de un extracto etanólico se mezcla con 1mL
del reactivo y se deja reposar durante 5 a 10 minutos. Un ensayo positivo es
en el que se desarrolla una coloración violácea, persistente durante 1-2 horas.
Reacción de Lieberman-Bouchard: A una alícuota del extracto etanólico
evaporar a sequedad y redisolverlo en cloroformo, añadirle anhídrido acético y
por las paredes dejar caer ácido sulfúrico concentrado. Observar la formación
de un anillo o coloración.
5.2 GLICOSIDOS FENOLICOS:
Los compuestos fenólicos sencillos son bastantes raros; probablemente,
provienen de la descarboxilación oxidativa o no de los ácidos benzoicos: así el
arbutósído, podría ser el producto de la descarboxilación de un glucósido del
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ácido gentísico, o de la descarboxilación de un ácido para-hidroxi-benzoico
peroxidado.
Arbutina Populina Salicina
5.2.1 OBJETIVO:
Dar a conocer la presencia de grupos fenólicos en Plantas Medicinales
Conocerlas reacciones de identificación para grupos fenólicos.
5.2.2 FUNDAMENTO:
Los glicósidos fenólicos se solubilizan en agua por su resto azucarado, facilitando
su extracción en medio acuoso. La presencia de grupos fenólicos se pone en
evidencia con el F+3, por la formación de un complejo y previa hidrólisis se detecta
los azúcares reductores por la formación de un precipitado rojo de Cu20.
5.2.3 MUESTRA: Corteza desecada y pulverizada de Salix humboltiana “Sauce”
5.2.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Beaker de 200 ml
Tubos de ensayo
Papel Filtro
Embudo
H2S04 concentrado
FeC13 1% en agua
FeCl3 1% en EtOH para cromatografía
Reactivo de Benedict
Placas cromatográficas
5.2.5 EXTRACCION DE LA SALICINA:
A unos 2 g de corteza de “Sauce” pulverizada o picada, agregarle unos 100mL de
agua y hervir una hora, filtrar y concentrar hasta una consistencia siruposa. Al
enfriar, la salicina se separa, decantar. Al residuo agregarle el doble de su
volumen de agua hirviendo y dejar que cristalice.
5.2.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION.
Tratar mg del pp. con H2S04 concentrado y observar la formación de color.
Tratar la muestra con FeCI3, dando una coloración pardo violeta, pero después
de la hidrólisis la salicina se descompone y se libera la saligenina, la cual con
el FeCl3, da una coloración azul, por la presencia de grupo fenólico libre.
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Con el líquido acuoso hidrolizado, verificar la presencia de restos azucarados.
CCF:
o Solvente : CHCI3 : MeOH (1:3)
o Soporte : Silicagel G 60
o Standard : Acido Salicílico Q.P. ó Ácido acetil salicílico
o Revelador : FeCl3 1% en EtOH
5.3 RESULTADOS:
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5.4 DISCUSION:
5.5 CONCLUSIONES:
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5.6 CUESTIONARIO:
Importancia terapéutica de los glicósidos cardiotónicos
Esquema de la placa cromátografica de la salicina y explique el resultado
¿Por qué se utiliza como standard el ácido salícilico?
¿Por qué se determina azúcares reductores en la solución hidrolizada?
Se puede determinar por cromatografía un glicósido cardiotónico. Si es
afirmativa la respuesta. ¿Cuál sería el procedimiento y que reactivos
emplearla?
¿Qué otras especies contienen glicósidos cardiotónicos?
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5.7 BIBLIOGRAFIA:
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PRÁCTICA Nº 06
GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS Y CIANOGENETICOS
6.1. GLICOSIDOS CIANOGENETICOS
La cianogénesis es la facultad que tienen ciertos vegetales de producir ácido
cianhídrico. Las sustancias cianógenas vegetales, son siempre heterosidos de 2-
hidroxinitrilos: los heterosidos cianogenéticos.
6.1.1 OBJETIVOS:
Conocer la presencia de HCN en Plantas Medicinales
6.1.2 FUNDAMENTO:
La prunasina es el glicósido cianogénetico que se encuentra en especies del
género Prunas y que se evidencia por la reacción de Grignard o del papel
picrosodado y el resto azucarado del glicósido se identifica por la reacción de
Benedict.
6.1.3 MUESTRA: Hojas de Pranus serotina “Capulí” o Pranus cerasus “Guinda”
6.1.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Matraz con tapa esmerilada de 250 ml
Tubos de ensayo
Papel filtro
Embudo
Papel Picrosodado
Reactivo de Benedict
6.1.5 DETERMINACION CUALITATIVA
Reacción de Grignard: Colocar unos 5 g de hojas groseramente trituradas en un
matraz con tapa esmerilada y añadirle unos 30 ml. de agua y suspender en
interior del matraz una tira de papel pícrosodado y tapar sin agitar. Calentar en
BM por 15 a 20 minutos, del cual se observará que el papel se tiñe de rojo,
indicando la presencia de HCN por formación de isopurpurato de sodio.
Determinación de azúcares: Un mL del líquido de la reacción de Grignard, se
coloca en un tubo y se le agrega 1mL de la S.R. de Benedict, luego calentar en
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BM hasta observar la formación de un pp. rojo ladrillo que nos indica la presencia
de azúcares reductores.
6.1.6 DETERMINACION CUANTITATIVA
Del HCN en una especie vegetal, después de su extracción
FUNDAMENTO.
Consiste en liberar el HCN, que se fijará en medio alcalino. Después se
cuantificará con Ag+ hasta la formación de un complejo de dicianoplata y el fin de
la reacción es un precipitado opalescente de yoduro de plata.
Muestra: Hojas frescas de Prunus laurocerasus “Laurel cerezo”
Materiales y Reactivos:
Balón de 250mL
Erlenmeyer de 200mL
Refrigerante
AgNO3 0.03N
NaOH 10%
KI 10%
Bureta de 10mL
Pipetas de 1mL
Soporte Universal
Probeta graduada
Procedimiento
Pesar unos 5 g de laurel cerezo, colocarlas en un balón, añadirle 25mL de agua
caliente (50ºC). Tapar herméticamente y someterlo a BM por 10’. Destapar y unirlo
al dispositivo de destilación, con el extremo del refrigerante sumergido en un
erlenmeyer que contiene 10mL. de NaOH 10% y 1mL Kl 10%. Empezar la
destilación con cuidado sin necesidad de una ebullición fuerte, a fin de recoger
unos 20mL de destilado. Terminada la destilación, el extremo del refrigerante
lavarlo con agua destilada. Valorar con NO3Ag 0.03N hasta ligera opalescencia.
Cada ml de AgNO3 equivale a 1.62 mg de HCN.
6.2 GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS:
Las quinonas son compuestos oxigenados que corresponden a la oxidación de
compuestos aromáticos. Las diferentes drogas de este grupo, se caracterizan por
la presencia de compuestos fenólicos, más o menos oxidados (antronas,
antranoles y antraquinonas), relacionados con el antraceno. El núcleo básico,
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45
constituido en 1 y 8 por dos grupos fenólicos, generalmente, está formando parte
de una combinación heterosídica (antracenósidos).
Senosido Antraquinonas
6.2.1 OBJETIVOS:
Determinar la presencia de antraquinonas en Plantas Medicinales
Determinar la presencia de antraquinonas en la cochinilla
Cuantificar antraquinonas por espectrofotometría
6.2.2 FUNDAMENTO
Las antraquinonas se caracterizas por sublimar, dando cristales cuya coloración
varía en medio alcalino y por extraérseles por cambio de solvente, de orgánico a
un medio alcalino dando coloración roja rosada.
8.2.3 MUESTRA: Hojas y flores Coccus cacti “Cochinilla”
8.2.4. MATERIÁLES Y REACTIVOS:
Cápsula de porcelana
Luna de Reloj
Tubos de ensayo
Vaso de 250 ml
Papel de Filtro
Erlenmeyer de 250 ml
Potenciómetro
Pera de separación
NaOH diluido
HCl diluido
NH4OH diluido
Alcohol etílico
H2SO4
Acido Bórico
Acido Nítrico
KOH alcohólica
6.2.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Microsublimación.- Un poco de polvo seco de “Cochinilla” se calienta en una
cápsula de porcelana y los vapores se reciben en una luna de reloj, en el cuál se
observa un sublimado amarillo de agujas cristalinas de color amarillo, solubles en
potasa alcohólica al 5% dando coloración roja.
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Reacción de Börntrager.- Hervir con 10 ml de agua y III gotas de NaOH diluido
1 g de polvo seco. Filtrar el líquido y enfriar, agregar HCl diluido en exceso y
agitar con 10 ml de éter, el cuál se colorea de amarillo, Separar la capa etérea y
agitarla luego con 5 ml de amoniaco diluido. Debe colorearse de rojo cereza,
quedando el éter de color amarillo.
Reacción de Schönteten.- A 5 ml de sol. de reacción de Börntrager añadirle
5mL de sol. saturada do borato de sodio y observar al trasluz una fluorescencia
verde.
6.3 RESULTADOS:
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6.4 DISCUSION:
8.4 CONCLUSION:
6.5 CUESTIONARIO
¿Cuáles son las propiedades medicinales de las antraquinonas?
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¿En que se fundamenta Ia reacción de Börntrager?
Represente estructuras químicas de algunas antraquinonas, señalando la
especie vegetal que lo contiene
¿Por qué es tan importante el ácido carmínico?
¿Fundamente con una reacción química la cuantificación del HCN?
¿Justifique el uso del NaOH y el KI en la cuantificación del HCN?
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6.6 BIBLIOGRAFIA:
PRÁCTICA Nº 07
DETERMINACION DE SAPONINAS
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7.1 Drogas con saponina:
Son compuestos de naturaleza vegetal que se caracteriza por que sus
soluciones acuosas producen abundante y permanente espuma cuando son
agitadas y cuyo aglicón es un esteroide o un triterpenoide. Además se
caracterizan por que producen hemólisis a los glóbulos rojos.
Saponina Triterpenoide Saponina Esteroide
7.2 OBJETIVO:
Determinar la presencia de saponinas
Diferenciarlas saponinas esteroides y triterpenoides
Cuantificar las saponinas por sus Indices Afrosimétrico y Hemólitico
7.3 FUNDAMENTO:
Las saponinas se extraen en medio alcohólico y se precipitan por cambio de
solventes utilizando éter y se cuantifica teniendo en cuenta sus propiedades de
disminuir la tensión superficial de los líquidos y formar ésteres de colesterina con
los glóbulos rojos produciendo su rompimiento y liberación de la hemoglobina.
7.4 MUESTRA: Raíz de Colletia spinossisima Gmel “Taqsana”
7.5 MATERIALES Y REACTIVOS
Matraz de 250 ml Cocina eléctrica
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Pipetas de 1 y de 5 ml
Eter de Petróleo
Eter Etílico
Alcohol absoluto
Refrigrante
Acido tricloroacético al 10%
Estufa
Embudo
Papel de Filtro
Tubos de ensayo
H2SO4
Anhídrido acético
7.6 METODO DE EXTRACCION
Utilizar unos 100 g de droga desecada y pulverizada y hacer una lixiviación
primero con éter de petróleo, con el objeto de eliminar las materias grasas.
Después desecar el material y tratar con unos 300 ml de alcohol absoluto, calentar
a ebullición al BM en un matraz con refrigerante a reflujo por 4 horas. Filtrar el
líquido extractivo y concentrarlo hasta unos 50 ml. A estos 50 ml agregar 3
volúmenes de éter etílico (150 mL) con el objeto de precipitar las saponinas
extraídas por cambio de solvente.
7.7 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Prueba de la espuma: tomar unos mg de muestra y añadirle agua y agitar por un
minuto hasta la formación de espuma persistente.
Reacción de Lieberman: consiste en añadir sobre 1 ml de una solución
clorofórmica de la muestra I gota de anhídrido acético y I ó II gotas de ácido
sulfúrico concentrado, con lo que se consigue coloraciones rojiza, violeta, azul ó
verde
Ensayo de Rosenheim.- Una solución clorofórmica de la muestra se trata con ácido
trícloroacético al 10%, obteniéndose una coloración rosada
CCF
Soporte : Silicagel G
Sistema de solvente: n-hexano: Acetato de etilo (1:1)
Revelador : Reactivo de Lieberman (Calentar a 90º x 15’)
Standard : Colesterol Q.P.
7.8 DETERMINACION DEL INDICE DE ESPUMA O AFROSIMETRICO
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Definición: Se le define como el número de ml. en el que se halla disuelto un
gramo de saponinas capaz de producir 1 cm de espuma estable por 30’ en tubos
que contiene 10 ml de la solución.
Reactivos: Sol. de saponinas al 1%
Materiales: tubos de ensayo, Pipetas de 1 y 10 mL, gradillas.
Procedimiento: Colocar en cada tubo de 1 a 10 ml de la solución de saponinas y
completar la diferencia con agua destilada hasta 10 ml. Agitar fuertemente por 1’ y
dejar en reposo. A los 30’ hacer la lectura y anotar cuál de ellos tiene 1 cm de
espuma y hacer los cálculos.
7.9 RESULTADOS:
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7.10 DISCUSION
7.11 CONCLUSION:
7.12 CUESTIONARIO
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Con los resultados obtenidos calcular el Indice de Espuma de la “Taqsana’
¿Qué otras drogas vegetales contienen saponinas triterpenoides?
Importancia terapéutica de las saponinas triterpenoides y esteroidales
¿Qué coloraciones debe dar la reacción de Lieberman con saponinas esteroides
y tríterpenoides?
¿Qué cuidados se deben tener cuando se hace la reacción de Lieberman?
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7.13 BLIOGRAFIA
PRACTICA Nº 08
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DETERMINACION DE FLAVONOIDES
8.1 FLAVONOIDES:
Los flavonoides, son compuesto fenólicos y son en su mayoría pigmentos
responsables de la coloración de numerosas flores y de algunos frutos. El
elemento común de estos compuestos se han descrito varios millares de los
mismos, esta relacionado con un núcleo básico: el 2-fenil cromano. Los
flavonoides se encuentras ampliamente distribuidos en el reino vegetal,
generalmente en la forma soluble de glicósidos. Sus propiedades farmacológicas
estén asociadas con la reducción de la permeabilidad capilar. Entre estos
tenemos a la rutina, la hesperidina y la quercetina.
OBJETIVOS:
Determinar la presencia del flavonoide rutina y hesperidína
Conocer las reacciones químicas de identificación para flavonoides
8.2 DETERMINACION DE LA RUTINA:
8.2.1 FUNDAMENTO:
La rutina es un flavonoide que tiene una mejor solubilidad en medio alcohólico,
que se caracteriza por dar positiva la prueba de Shinoda con una variación de
color que depende del tipo de estructura, asimismo se determina sus grupos
fenólicos con el F+3 y por dar fluorescencia frente a la luz UV.
8.2.2 MUESTRA: Hojas de Ruta graveolans “Ruda”
8.2.3 MATERIALES Y REACTIVOS:
Éter etílico Equipo soxhlet
HCl concentrado FeCI3 1% y EtOH
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Beaker de 100 y 250mL Mg metálico Tubos de ensayo Alcohol etílico H2SO4 concentrado
Lámpara de Luz UV Alcohol amílico Placas cromatográficas Acetato de Plomo 5%
8.2.4 EXTRACCION
Fraccionar las hojas y proceder a un desengrasado en soxhlet con éter, con el fin
de eliminar las grasas, resinas y otros constituyentes. Al residuo tratarlo
posteriormente con agua caliente y decantar el líquido sobrenadante. Concentrar
el extracto acuoso y dejar en reposo por 5 días, tiempo en el cual cristalizará la
rutina. Si se desea purificar, efectuar cristalizaciones empleando alcohol y por
último desecar.
8.2.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Reacción de Shinoda o Cianidina: Caracteriza compuestos de estructura
benzopirona Si la alícuota del extracto se encuentra en alcohol, se diluye con 1mL
de HCI concentrado y un pedacito de cinta de Mgº. Después de la reacción se
espera 5 minutos, se añade 1mL de alcohol amílico, se mezclan fases y se deja
reposar hasta que se separen.
o Si la alícuota del extracto os encuentra en agua, se procede de la misma
manera, a partir de la adición del HCI concentrado.
o El Ensayo se considera positivo, cuando el alcohol amílico se colorea de
amarillo, naranja, carmelita o rojo. Intensos en todos los casos.
Reacción con el FeCl3 1%: Utilizar una solución acuosa de rutina, añadirle gotas
del reactivo de FeCl3 1%.
Observar a la Luz UV con y sin vapores amoníaco en un cromatograma
8.3 DETERMINACION DE LA HESPERIDINA:
La hesperidina es un complejo cítroflavonoIde que se encuentra en la porción
blanca y coloreada de la cáscara de naranja.
8.3.1 OBJETIVOS:
Determinar la presencia de hesperidina
8.3.2 FUNDAMENTO:
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La Hesperidina, se caracteriza por ser soluble en alcohol diluido y como todo
flavonoide tiene fluorescencia frente a la Luz UV que se acentúa en medio
alcalino.
8.3.3 MUESTRA: Cáscara de Citrus sinensis “Naranja”
8.3.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Alcohol diluido NaOH 1º% Beaker de 100 y 250Ml HCI 10% Pipetas de 5Ml Tubos de Ensayo Lámpara UV
ClFe3
Embudo H2SO4 concentrado Papel Filtro HNO3 concentrado HCl concentrado NaOH 30% NH3 QP Placas Cromatográficas
8.3.4 EXTRACCION:
Tratar 5 g de la parte blanca de la cáscara de naranja con una mezcla de 20 mL
de alcohol diluido y 5mL de una solución de NaOH 10%, dejar en reposo 24 h y
añadirle HCl al 10% hasta pH 5, con lo que se consigue precipitar la hesperidina.
Dejar en reposo y filtrar, el líquido filtrado se vuelve a dejar en reposo, filtrar
nuevamente sobre el anterior y lavar el pp. hasta reacción neutra. Posteriormente
secar el residuo, con lo que se consigue que cristalice la hesperidina.
8.3.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION:
Tratar mg del pp. más gotas de H.2S04 concentrado, inicialmente da coloración
amarillo rojizo, que por calentamiento pasa a rojo.
Tratar mg del pp. más gotas de HCI concentrado, da coloración amarillo intenso.
Tratar mg del pp. más gotas de NaOH 30 %, da coloración amarillo naranja.
Reacción de Shinoda similar a la Rutina
Observar la Fluorescencia a la lámpara UV con y sin vapores de NH3 en un
cromatograma
8.4 RESULTADOS:
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8.5 DISCUSION:
8.6 CONCLUSIONES:
8.7 CUESTIONARIO:
Color de la fluorescencia de la rutina y la hesperidina
Qué color se observa con la rutina y la hesperidina después de hacer la reacción
de Shinoda.
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Mencione otros tipos de flavonoides que existan y esquematice su estructura
química.
De las reacciones de identificación del (1) al (4) explique por se producen los
cambios y/o aparición de las coloraciones.
A que cree que se deba que los flavonoides presenten fluorescencia.
Propiedades farmacológicas de los flavonoides.
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8.8 BIBLIOGRAFIA:
PRÁCTICA Nº 9
DROGAS CON CUMARINAS E IRIDOIDES
9.1 DROGAS CON CUMARINAS
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-benzopirona, es una láctona cíclica que se
caracteriza por que dan fluorescencia frente a la Luz UV y que se acentúa en
medio alcalino. El nombre de cumarina proviene de “coumarou’ nombre vernácula
del “haba tonka” (Dipteryx odorata willd.), del que se aisló en 1820. Casi todas las
cumarinas se encuentran sustituidas en 7 por un hidroxilo.
Cumarina Fraxino
9.1.1 OBJETIVO:
Determinar la presencia de cumarinas en Plantas Medicinales
Observar la Fluorescencia a la Luz UV
9.1.1 FUNDAMENTO:
Las cumarinas se extraen con acetona ó también en medio alcohólico dando
soluciones coloreadas. La Reacción de Baljet es para detectar grupos lactónicos y
la reacción del hidroxamato es por el grupo carbonilo y la amina formándose un
compuesto condensado.
9.1.2 MUESTRA: Cichorium intybus “Achicoria” y Taraxacum offinacinale “Diente de León”
9.1.3 MATERIALES Y REACTIVOS:
Matraz de 250 ml Refrigerante Embudo Tubos de ensayo NaOH 5% NO3Ag 1N en acetona
FeCl3
Acido Pícrico 1% en EtOH
NaOH 5% HCl 0.5 mol/L NaOH 2N Ácido acético glacial
NH3
Clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10% KOH 10%
9.1.4 OBTENCION:
Se toman 5 g de raíz, fresca o desecada, triturada y pulverizada y se le adiciona
50 mL de acetona ó éter de petróleo, se le somete a una extracción por reflujo por
30 minutos, obteniéndose una solución de color amarillo. Filtrar.
9.1.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION:
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Reacción de Baljet: Si la alícuota no se encuentra en alcohol, debe evaporaras el
solvente en un baño de agua y redisolverse en la menor cantidad de alcohol (1 ml)
se le adiciona 1 ml del reactivo de Baijet, formado por cantidades iguales de
NaOH 10% y de Acido pícrico 1% en EtOH que se deben mezclar en el momento
del ensayo y llevar a BM hasta la aparición de una coloración 6 precipitado rojo
(++ y ++++) respectivamente.
Ensayo de Hidroxamato férrico: Una alícuota se coloca en un tubo y se añade 1
gota de clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10%. Se añaden gotas de KOH
10% en etanol y se calienta hasta burbujeo, se añaden unas gotas de ácido
clorhídrico 0.5 mol/L y una gota de FeC13 1%. El desarrollo de una coloración
violeta (+), claro (++), intenso(+-H-) indica presencia de cumarinas.
Del extracto tomar unos 5 ml y añadirle 2 ml de una solución de NaOH 5%, se
acentúa la coloración amarilla y se ve un tenue precipitado.
CCF.
o Sistema de solvente : CHCI3: AcOH:H20 (4:1:1)
o Soporte : Silicagel G
o Revelador : Luz UV, Sol. de NO3Ag 1N en Acetona,
NaOH 2N y EtOH(5:15) y AcOH glacial.
9.2 DROGAS CON IRIDOIDES:
Son monoterpenos que se caracterizan por un esqueleto biciclico
ciclopentapiránico, los iridoides toman su nombre de unas hormigas australianas:
el iridodial, es el compuesto más sencillo del grupo, se aisló a partir de
Iridomirmex y en estos insectos desempeña un papel de defensa.
Iridoide Valepotriato Loganina
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9.2.1 OBJETIVO
Determinar la presencia de iridoides en Plantas Medicinales
Detectar por cromatografía la presencia de iridoides
9.2.2 FUNDAMENTO:
Se fundamenta en una extracción del iridoide en una especie vegetal fresca y su
posterior determinación con vainillina en medio ácido.
9.2.3 MUESTRA: Plantago major “Llantén” - Valeriana officinalis “Valeriana”
9.2.4 MATERIALES Y REACTIVOS
Matraz de 250 ml
Capilar de vidrio
Papel de filtro
Alcohol de 70º
H2SO4 concentrado
Ácido acético glacial
Metanol ó etanol Q.P.
Vainillina
HCl
Placas cromatográficas
Anís aldehído
Lámpara UV
9.2.5 EXTRACCION
Macerar algunos gramos de hojas de Plantago major « llantén” o raíz de Valeriana
0ff valeriana”, recién recolectados y finamente triturados en cantidad suficiente de
alcohol de 70’ para cubrir y dejar en reposo por espacio de 48 horas a
temperatura ambiente. Filtrar.
9.2.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION
Tomar del extracto con un capilar y puntear en un papel de filtro unas 5 a 10
veces, dejando secar después de cada adición. Colocar en la mancha 1 ó II gotas
de la solución reactivo de vainillina clorhídrica, calentar suavemente por 5 minutos
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y observar la coloración persistente que oscila entre la gama del rosado al rojo en
caso positivo.
CCF
o Sistema de solvente: BuOH:AcOH:H20 (63:10:27)
o Soporte: Silicagel G
o Revelador: Vainillina Clorhídrica al 2%
Anisaldehído en medio clorhídrico
AcOH:HCl (2:8)
Lámpara UV
9.3 RESULTADOS:
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9.4 DISCUSION:
9.5 CONCLUSION:
9.6 CUESTIONARIO:
Qué color de fluorescencia tiene la cumarina y cuando se añade vapores de
amoníaco que cambios se observa.
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Qué otras especies vegetales contienen glicósidos cumarinicos e iridoides.
Importancia terapéutica de las cumarinas y los iridoides
9.7 BIBLIOGRAFIA:
PRÁCTICA Nº 10
DROGAS CON TANINOS GALICOS Y CATEQUICOS
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OH
OH
COOH
OH
Ácido gálico
OG
OOG
OG
OG
G
O
G
Tanino gálico
O
OH
OH
OH
OH
OH
B
A C
Catequina
10.1 OBJETIVOS:
Extraer los taninos de una droga vegetal
Caracterizar a los taninos mediante reacciones químicas de identificación y
diferenciación
Cuantificar espectrofotometricamente los taninos en plantas medicinales
10.2 FUNDAMENTO:
Los taninos son sustancias de composición química compleja, que al degradarse
o hidrolizarse se obtienen polifenoles relativamente simples. En general son
polímeros de alto peso molecular que forman soluciones coloidales en medio
acuoso. Por su naturaleza fenólica reaccionan con las sales de fierro dando
coloraciones azules o verdes, tienen capacidad de reducir al permanganato,
forman complejos con cationes divalentes como el Pb+2 , Hg+2.
10.3 MUESTRAS:
Vainas de Caesalpinea spinosa “tara”
Raíz de Krameria triandra “ratania del Perú”
Hojas de Piper elongatum “matico”
10.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Tubos de Prueba
Matraz de 250 mL
Refrigerante
Cocina eléctrica
FeCl3 1%
KMnO4 1%
Acetato de Pb 5%
Acetato de Hg 5%
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Papel de Filtro
Embudo
Solución de gelatina
Solución de alcaloides
10.5 EXTRACCION:
Preparar extractos etanólicos al 50 % de las muestras con 48 horas de
anticipación, con agitación permanente con la finalidad de extraer los taninos de
las muestras y puedan ser utilizadas en las determinaciones cualitativas, de
diferenciación y de cuantificación.
REACIONES CUALITATIVAS DE IDENTIFICACIÓN:
Filtrar los extractos y concentrar para reducir el volumen y preparar una batería de
tubos de prueba y realizar las siguientes reacciones:
REACCION DE COLORACION CON EL CLORURO FERRICO:
Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de FeCl3 1%;
observar el color que se forman:
Color azul-negruzco: Taninos gálicos
Color verde-azulado: Taninos catéquicos
REACCION DE OXIDO REDUCCION:
Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de KMno4 1%. La
reacción es positiva si desaparece el color violeta del permanganato
REACCION DE PRECIPITACION:
Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas de los reactivos de Acetato
de Plomo 5%, Acetato de Mercurio 5%, Acetato de Cu 5%. Observar la formación
de precipitados por la formación de complejos metálicos o tanatos de Pb, Hg y Cu;
respectivamente.
REACCION DE DIFERENCIACION: REACCION DEL FORMOL CLORHIDRICO
O REACCION DE STIASNY
Los taninos gálicos o catéquicos se hidrolizan en medio ácido y de formol. Los
taninos gálicos permanecen en solución, mientras que los taninos catéquicos se
polimerizan formando una sustancia insoluble de color rojo llamado flobafeno o
tanino rojo.
10.6 MATERIALES Y REACTIVOS:
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Matraz de 250 mL
Beaker
Refrigerante
Cocina eléctrica
Papel de Filtro
Embudo
HCl concentrado
Formol al 38-40%
Pipetas de 5, 10 mL
FeCl3
10.7 PROCEDIMIENTO:
Tomar unos 50 mL de la muestra problema al 40%, añadir unos 5 mL de HCl
concentrado y 10 mL de Formol al 38-40% y llevar a ebullición por unos 30
minutos en un sistema de reflujo. Los taninos gálicos no forman precipitados. Los
taninos catéquicos forman precipitados insolubles de color rojo. Enfriar y filtrar la
solución, tomar una alícuota del filtrado y añadirle gotas del reactivo de FeCl3 en
presencia de acetato de sodio al 5%. Si se forma una coloración azul oscura,
indica la presencia de taninos gálicos o elágicos.
10.8 CUANTIFICACION DE TANINOS POR ESPECTROFOTOMETRIA: METODO
DEL ACIDO FOSFOMOLIBDICO
Se fundamenta en la capacidad reductora del tanino sobre el ácido fosfomolíbdico
que en medio alcalino da una coloración azul que puede ser leído al
espectrofotometro a 700 nm.
10.8.1 MATERIALES Y REACTIVOS:
Etanol
Balanza Analítica
Erlenmeyer
Na2CO3
Ácido tánico
Pipeta de 5mL, 1 mL y 2 mL
Equipo de reflujo
Tungstato de sodio
Acido fosfomolíbidico
Embudo
Papel de Filtro
Fiola de 50 mL
10.8.2 PROCEDIMIENTO
Pesar 10g de la droga en polvo, se lleva a un frasco cónico de 1000 mL con 500
mL de alcohol al 50%. Mantener en agitación durante 6 horas en un agitador
magnético, dejar en reposo por 8 horas, luego volver a agitar por 30 minutos y
filtrar. Se transfieren 3 mL del filtrado a un matraz aforado y se diluye con agua
destilada hasta enrase (SOLUCION MUESTRA).
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Se prepara un juego de 4 matraces aforados de 50 mL cada uno y se rotula como
B (blanco), S (referencia), M1 y M2 (muestra problema) y se procede de la
siguiente manera:
REACTIVOS B P M1 y M2
Solución Muestra - - 1.0 mL
Solución de Referencia - 3.0 mL -
Agua destilada 5.0 mL 2.0 mL 4.0 mL
Reactivo para taninos 2.0 mL 2.0 mL 2.0 mL
Se agita, se deja en reposo por 5 minutos
Solución de Na2CO3 20% 1.0 mL 1.0 mL 1.0 mL
Se completa con agua destilada hasta enrase y se mezcla bien.
Leer la absorbancia de la solución de referencia y las muestras a 700 nm en un
término no mayor de 2 minutos.
10.8.3 CALCULOS:
100xH100AstxMpx
1000AmpxStxTaninos
)%(%
Amp = absorbancia de la muestra problema
Ast = Absorbancia del estándar
St = masa del estándar (g)
Mp = masa de la muestra problema (g)
%H = porcentaje de humedad de la droga
10.9 RESULTADOS:
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10.10 DISCUSION:
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74
10.11 CONCLUSIONES:
10.12 CUESTIONARIO:
Reacciones químicas de las pruebas de identificación para los taninos.
Mencione otros métodos de cuantificación de los taninos
¿Cuáles son las propiedades medicinales de los taninos?
¿Cuáles son las especies medicinales que poseen taninos?
¿Propiedades medicinales del Piper angustifolium “matico”?
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10.13 BIBLIOGRAFIA:
PRACTICA Nº 11
DROGAS CON ACEITES ESENCIALES Y RESINAS
11.1 OBJETIVO GENERAL:
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Identificar drogas que contienen resinas de interés farmacéutico
Caracterizar el material vegetal de especies que contienen aceites esenciales
Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor
Caracterizar las propiedades físico – químicas de los aceites esenciales.
11.2 DROGAS CON RESINAS
Las resinas son sustancias amorfas o semisólidas, de composición química
compleja y generalmente obtenido de exudados vegetales. Están localizados en
casi todos los órganos de la planta. Abundan especialmente en las familias de las
Pináceas, Umbeliferas, Leguminosas, Euforbiáceas, Convolvuláceas.
11.2.1 OBJETIVOS:
Extraer resinas de un material vegetal
Caracterizar las resinas mediante reacciones químicas
11.2.2 FUNDAMENTO:
Siendo las resinas compuestos complejos formados por resenos, alcoholes
resínicos, ácidos resínicos, resinotanoles, se aprovecha su solubilidad en
solventes orgánicos como el alcohol etílico para su extracción y posterior
identificación de sus componentes mediante reacciones químicas de
identificación.
11.2.3 DROGA : Resinas de Schinus molle “molle”
11.2.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Etanol 70%
Erlenmeyer
Acetato de Cu 5%
Ácido sulfúrico Q.P.
Cápsula de porcelana
Equipo de reflujo
Éter
Anhídrido acético
Placas cromatográficas
11.2.5 EXTRACCION:
Tomar unos gramos de Schinus molle “Molle” y hacer una extracción alcohólica
utilizando un sistema de reflujo por unos 30 minutos, luego filtrar el extracto y
dividirlo en tubos de ensayo para las reacciones de identificación características y
cromatografía en capa fina.
11.2.6 REACCIONES GENERALES DE IDENTIFICACION
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Reacción del Acetato de Cobre 5%: A unos 2 mL de la solución alcohólica
de la resina, adicionarle 1 ml de la solución reactivo de acetato de cobre,
dando una coloración verde esmeralda correspondiente a las sales resinosas
de cobre.
Reacción de Lieberman : A unos 2 ml de la solución alcohólica de la resinas,
adicionarle anhídrido acético y por las paredes del tubo de ensayo dejar caer
gotas de ácido sulfúrico concentrado y observar la formación del anillo
correspondientes
Reacción de Morawsky: Disolver unos gramos de resina pulverizada en 5
mL de éter etílico, colocar 1 mL de esta solución etérea en una cápsula de
porcelana y agregar 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La solución debe
de tomar una coloración parda.
Cromatografía en Capa fina:
Muestra : extracto alcohólico de la resina
Soporte : Silicagel G
Solvente: Acetona : Metanol (3:1)
Revelador: Reactivo de Lieberman y Luz Ultravioleta
11.3 DROGAS CON ACEITES ESENCIALES:
Los aceites esenciales son compuestos volátiles y aromáticos, de composición
química compleja y son considerados como productos metabólicos de los
monoterpenso, sesquiterpenos y fenilpropanos. Las esencias son volátiles por eso
son aromáticas, susceptibles de ser arrastrados por el vapor de agua, por su
elevada tensión de vapor. Son insolubles en agua y solubles en solventes
orgánicos.
CH3
OH
CH3
CH3
(-)-Mentol
CH3
OH
CH3
CH3
(+)-Isomentol
CH3
OH
CH3
CH3
(+)-Neoisomentol
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11.3.1 OBJETIVOS:
Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor
Caracterizar física – químicamente a los aceites
Realizar cromatografías con el material vegetal que contiene aceite esencial
11.3.2 FUNDAMENTO:
Los aceites esenciales son sustancias que pueden ser extraídos por arrastre del
vapor de agua, aprovechando su volatilidad al calor y ser separados por su
densidad y solubilidad en medio oleoso, ser identificados por su olor característico
y porque impregnan de sustancia oleosa el papel de filtro.
11.3.3 DROGAS:
Hojas de Mentha piperita “menta”
Hojas de Schinus molle “molle”
11.3.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Equipo de arrastre de vapor
Alcohol
Cloroformo
Vainillina clorhídrica
Tolueno
Mentol
Lámina portaobjeto
Agua destilada
Luz UV
Diclorometano
Acetato de etilo
11.3.5 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Armar el equipo de destilación por arrastre de vapor y colocar la muestra
respectiva dentro del balón y comenzar a destilar la esencia recibiéndolo dentro
de un matracito, y observar las características de la esencia mediante el olor.
Pesar 100 g de la droga seca y molida, se transfieren a un balón de destilación de
1 L, se añaden 400 mL de una solución de cloruro de sodio 1% m/v y se conecta
el equipo de destilación de aceite esencial. Se calienta el balón a ebullición y se
ajusta la destilación a 2-3 mL./min. Mantener la destilación por 2 horas o más.
Finalizada la destilación, dejar enfriar y añadir por el condensador pequeñas
porciones de éter dietílico. Transferir el contenido a un embudo separador, añadir
de 2 – 3 mL más de éter, agite y decante la fase acuosa. Al extracto etéreo, añadir
0.5 g de sulfato de sodio anhidro y lavar el residuo con varias porciones de éter
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dietílico, eliminar el solvente cuidadosamente en baño de agua a temperatura no
mayor de 40 ºC y determine la masa del aceite volátil por la diferencia de pesada
del pesafiltro vacío y con el aceite esencia.
El aceite esencial obtenido se reserva para su análisis correspondiente, dentro de
los que se encuentran:
Solubilidad en alcohol
Poder rotatorio
Índice de refracción
Densidad relativa
CROMATOGRAFIA EN CAPA FINA:
Sistema de solventes: Benceno-Acetato de Etilo (95:5)
Soporte: Silicagel G
Revelador : Anisaldehído clorhídrico
Vainillina sulfúrica
Reactivo fosfomolíbdico
11.4 RESULTADOS:
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11.5 DISCUSION:
11.6 CONCLUSIONES:
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11.7 CUESTIONARIO:
Cómo se extraen los aceites esenciales por compresión y utilizando solventes
volátiles
Especies vegetales que contienen aceites esenciales. Señalar su principal
componente.
Uso de los aceites esenciales en la práctica farmacéutica
Los aceites esenciales pueden ser sustancias tóxicas
Qué especies medicinales de la región pueden ser materia prima potencial para
la extracción de aceites esenciales de interés económico y farmacéutico.
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11.8 BIBLIOGRAFIA:
PRÀCTICA Nº 12
METODOS DE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES
12.1 FUNDAMENTODE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES:
Al enfrentar el trabajo extractivo con alcaloides, debe tenerse en consideración
que los mismo aparecen en la especie a investigar, juntos a otros compuestos
(terpenos, flavonoides, esteroides, lípidos, pigmentos, etc.) por ello cualquier
estrategia particular debe ir dirigida a obtener una mezcla cruda de alcaloides,
enriquecida en aquel o aquellos componentes que sean de interés ( y
eventualmente a todos los alcaloides presentes en el material vegetal ) y de la que
estén ausentes los demás metabolitos indeseables.
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CH3
OHOH O
N
Morfina
N
CH3
N
H
CH3
O
OCH
3
N
Cafeina
12.2 OBJETIVOS:
Obtener alcaloides a partir de las especies vegetales
Verificar la validez del proceso de extracción, haciendo reacciones de
identificación de los alcaloides.
Cuantificar el contenido de alcaloides en un material vegetal
12.3 FUNDAMENTO:
Se aprovecha la capacidad de los alcaloides para modificar sustancialmente su
solubilidad en agua o solventes inmiscibles, al variar la naturaleza ácido – base
del medio.
12.4 MUESTRA:
Hojas de Uncaria tomentosa “Uña de Gato”
12.4.1 MATERIALES Y REACTIVOS:
Matraz de 250 mL
Cloroformo
Solución de HCl o H2SO4
Reactivos para alcaloides
Pera de
decantación
Amoniaco
Oxido de calcio
12.4.2 PROCEDIMIENTO:
12.4.3 Extracción ácida:
A Unos 2 g de polvo de una droga que contiene alcaloides, tratarla con 4 mL de
una solución de HCl 10% o H2SO4; luego filtrar. El líquido filtrado tratarlo con
NH4OH hasta pH 10; adicionarle un solvente orgánico como éter o cloroformo y
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evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo se disuelve en una solución
de HCl 10%, verificar la presencia de alcaloides con los reactivos de identificación
Solución reactivo de Dragendorff
Solución reactivo de Mayer
Solución reactivo de Hager
Solución reactivo de Wagner
12.4.4 Extracción alcalina:
En un mortero colocar unos 2 g de droga en polvo, adicionar igual cantidad de
CaO, mezclar bien y adicionar gotas de amoníaco concentrado hasta formar una
papilla, desecar sobre un papel, colocar dentro de un erlenmeyer y adicionarle 4
mL de cloroformo y agitar evitando la emulsificación. Decantar la capa
clorofórmica y evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo obtenido se
disuelve en agua acidulada y en esta se verifica la presencia de alcaloides con los
reactivos generales de precipitación.
12.5 CUANTIFICACIÓN DE ALCALOIDES:
12.5.1 Fundamento:
Los alcaloides se extraen cuantitativamente mediante una extracción alcalina. Se
recuperan como sulfatos y se cuantifica con NaOH 0.1N por retroceso el exceso
de ácido sulfúrico.
12.5.2 Materiales y Reactivos:
Equipo de Soxhlet
H2SO4 0.1 N
Éter de Petróleo
H2SO4 2 N
Sulfato de Sodio anhidro
Embudo de separación
NaOH 0.1N
Éter etílico
Hexano
Indicador Rojo de metilo
12.5.3 Procedimiento:
Se pesa 10 g de muestra seca y pulverizada, se humedece con una solución
saturada de Na2CO3 y se extrae en un soxhlet con una mezcla de EP:Et2O (1:1),
durante 8 horas. El extracto resultante se extrae con H2SO4 2 N (1 x 40 mL; 1 x 30
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mL; 1 x 20 mL). Los extractos ácidos se reúnen y se alcalinizan con una solución
saturada de Na2CO3 y se extraen con Hexano (1 x 40; 1 x 30; 1 x 25 mL).
Los extractos hexánicos que contienen los alcaloides, se reúnen y se secan con
sulfato de sodio anhidro y se concentran a sequedad.
La mezcla sólida de alcaloides se disuelve en 30 mL de H2SO4 0.1 N, se agrega
indicador rojo de metilo y se titula con NaOH 0.1N.
12.5.4 Cálculo
Donde:
meq- ácido = 30 mL de H2SO4 0.1N
meq-base = gasto de NaOH 0.1N
PM = del estándar
g = gramos de muestra
12.6 ALCALOIDES DE NUCLEO TROPANICO
Los alcaloides de este grupo tienen como base el sistema bicíclico con puente de
tropano que en ocasiones se considera originado por la hipotética condensación
de un anillo N-metil pirrolídinico y N-metil piperídinico.
1000xPMg
meqBasemeqAcidoAT /
)(%
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N
O
CH3
O
O
CH3
OCocaína
CH3
O
O
N
CH3
O
O
H CH2OH
(-)-Hiosciamina
CH3
O
O
N
CH3
O
O
H CH2OH
O
Escopolamina
12.6.1 OBJETIVOS:
Extraer alcaloides de núcleo tropánico
Caracterizar los alcaloides de núcleo tropánico mediante reacciones químicas
12.6.2 FUNDAMENTO:
Se extraen los alcaloides tropánicos por medio de una extracción ácida y se
caracterizan mediante reacciones químicas generales, reacciones características
y por cromatografía en capa fina
12.6.3 MUESTRA:
Hojas de Erythroxylum coca “coca”
Hojas desecadas de Datura stramonium “chamico”
12.6.4 MATERIALES Y REACTIVOS:
Matraz de 250 mL.
Solución de HCl 10%
Amoníaco
Reactivos generales para alcaloides
HNO3 concentrado
Solución de Tiocianato de cobalto
Pulverizador
Tubos de Prueba
Pera de decantación
Cloroformo
Estándar de Cocaína
Estándar de Atropina
Placas de cromatografías
Capilares
12.6.5 EXTRACCION:
Pesar aproximadamente 10 g de droga seca y pulverizada, colocarla en un matraz
de 250 mL., añadir 100 mL. de HCl 10% y someter al calor en BM por 30 minutos,
agitando con frecuencia, enfriar y filtrar. Trasvasarlo a una pera de decantación,
alcalinizar hasta pH 10 con amoníaco y extraer con 5 mL. de cloroformo por 3
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veces. Los extractos clorofórmicos obtenidos se concentran a un tercio de su
volumen total. Con este extracto realizar las reacciones generales de
identificación.
12.6.6 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR ATROPINA
Reacción de Vitaly: Tratar mg. de muestra problema con HNO3 concentrado,
calentar en Baño María hasta residuo amarillo, enfriar y agregar gotas de KOH
alcohólica, dando una coloración violeta.
Reacción de Arnold: Colocar en una cápsula de porcelana mg. de la muestra
problema más gotas de H2SO4 concentrado, más cristales de NaNO2 de color
amarillo, más KOH alcohólica al 10%, pasa a un color violeta rojizo (fugaz)
12.6.7 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR COCAINA
Reacción de Young: Tratar mg de la muestra problema con una solución de
tiocianato de cobalto, dando una coloración azul turquesa.
12.6.8 IDENTIFICACION CROMATOGRAFICA DE ALCALOIDES DE NUCLEO
TROPANICO
Muestra : extractos concentrados de “coca” y “chamico”
Estándar : Solución de cocaína y atropina
Solvente : Cloroformo: Metanol: Amoníaco (63:36:1)
Revelador : S.R. de Dragendorff y S.R. de Young
Soporte : Silicagel G
12.7 RESULTADOS
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12.8 DISCUSION:
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12.9 CONCLUSIONES:
12.10 CUESTIONARIO
¿Qué otros métodos existen para extraer alcaloides?
Fundamento de la extracción ácida y alcalina de los alcaloides
Fundamento de las reacciones generales de identificación
Clasificación de los alcaloides. Ejemplos.
Rol fisiológico de los alcaloides en los vegetales
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Esquematice las estructuras tropánicas conocidas
Propiedades terapéuticas de los alcaloides tropánicos
Especies vegetales que contienen alcaloides tropánicos
Fundamento de las reacciones de identificación de los alcaloides tropánicos.
Las pruebas cualitativas son suficientes para identificar a este tipo de alcaloides
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13.13 BIBLIOGRAFIA:
BIBLIOGRAFIA
1. BRUNETON, J. “Elementos de Fitoquímica y Farmacognosia”. Edit. Acribia
SA. Zaragoza-Espafta. 1991.
2. CACERES, A. “Plantas medicinales de Guatemala”. Editorial Universitaria.
Universidad San Carlos. Guatemala. 1996.
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3. CARRASCO, E. “Determinación de Sapogeninas de Colletia spinosissirna
Gmel “taqsana”. Trabajo de Aptitud Profesional para Optar el Título de Químico
Farmacéutico. FFB-UNMSM.1985. Lima-Perú.
4. FONT QUER, P. “Plantas Medicinales: El Dioscórides Renovado” 7ª edición.
Edil. Labor. Barcelona-España.1981.
5. GIBAJA, S. “Pigmentos Naturales Quinónicos”. Fondo Editorial de la UNMSM.
1ª Edición. 1998.
6. LOCK DE UGAZ, O. “Investigación Fitoquímica: Métodos de Estudio de los
Productos Naturales” Fondo Editorial de la PUC: 1994.
7. MIRANDA, M. “Métodos de Análisis de Drogas y extractos“. Instituto de
Farmacia y Alimentos. Universidad de La Habana. Ciudad La Habana— Cuba.
1996.
8. SHARAPIN, N. “Fundamentos de Tecnología de productos
Fitoterapéuticos”. Programa Iberoamericano de Ciencia y Tecnología para el
Desarrollo. CYTED. Santa fe de Bogotá. Colombia. 2000.
9. VALENCIA, C. “Fundamentos de Fitoquímica”. Edil. Trillas. México. 1995.
1ª edición.
10. WAGNER Y BLADT “Plant Drug Analysis: A thin Layer Chromatography Atlas”.
Second Edition. Springer-Verlag. 1996.
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